Diese Studie bewertet die Auswirkungen der Phasen des Menstruationszyklus auf die Freisetzung von Wachstumsfaktoren aus plättchenreichem Fibrin (PRF).
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Forschungsartikel
Diese Studie bewertet die Auswirkungen der Phasen des Menstruationszyklus auf die Freisetzung von Wachstumsfaktoren aus plättchenreichem Fibrin (PRF).
Thrombozytenreiches Fibrin (PRF) wird in der Zahnchirurgie häufig für regenerative Eingriffe eingesetzt; Dennoch bleibt die Variabilität ihres biologischen Inhalts eine zentrale Einschränkung für die Standardisierung. Diese Studie zielte darauf ab, einen streng kontrollierten experimentellen Arbeitsablauf zu implementieren, um zu bewerten, wie die Phasen des Menstruationszyklus die Freisetzung von Wachstumsfaktoren aus PRF beeinflussen. Venöse Blutproben wurden von 21 gesunden weiblichen Freiwilligen in drei vordefinierten Menstruationsphasen entnommen (Menstruation: Tage 1–5; follikel: Tage 6–14; Luteal: Tage 15–28), wobei alle Abnahmen innerhalb eines festen Zeitfensters (11:00–11:30 Uhr) durchgeführt wurden, um zirkadiane Schwankungen zu minimieren. Für jede Phase wurden separate Röhrchen für vollständige Blutbild, Hormonanalyse (Östrogen, Progesteron, follikelstimulierendes Hormon [FSH] und luteinisierendes Hormon [LH]) und PRF-Präparation zugewiesen. PRF wurde durch sofortige Zentrifugation unter standardisierten Bedingungen hergestellt (708 × g für 12 Minuten; Rotor mit festem Winkel, 40 °; Radius 88 mm; kein Antikoagulans). Gerinnsel wurden makroskopisch überprüft (homogene, elastische Struktur), sorgfältig von der roten Blutkörperchenschicht getrennt und einzeln gewogen. Um die Freisetzung des Wachstumsfaktors zu standardisieren, wurde jedes Gerinnsel in RPMI-1640-Medium mit einem gewichtsbasierten Verhältnis (1 g PRF: 1 mL Medium) inkubiert, gefolgt von kontrollierter Inkubation bei 37 °C mit Orbitalbewegung (100 U/min). Supernatanten wurden vor der Analyse gesammelt und bei -80 °C gelagert. Wachstumsfaktoren (IGF-1, PDGF, FGF-2, VEGF und TGF-β1) wurden mittels enzymgebundener Immunsorbent-Assay (ELISA) unter einheitlichen Testbedingungen quantifiziert. Innerhalb dieses standardisierten Protokolls waren die FGF-2-Spiegel während der Follikelphase signifikant höher als in den Menstruations- und Lutealphasen. In dieser Phase wurde eine moderate positive Korrelation zwischen FGF-2 und Östrogenspiegeln beobachtet, während bei anderen Wachstumsfaktoren keine statistisch signifikanten Unterschiede festgestellt wurden. Diese Ergebnisse deuten darauf hin, dass die Phase des Menstruationszyklus zur Variabilität der von PRF abgeleiteten Wachstumsfaktorprofile beitragen kann. Das dargelegte Protokoll bietet einen reproduzierbaren Rahmen zur Minimierung der präanalytischen und analytischen Variabilität in PRF-Studien. Die klinischen Implikationen phasenbedingter Unterschiede erfordern weitere Untersuchungen in Studien mit größeren Kohorten und Behandlungsergebnissen.
Historisch begann die Verwendung von Thrombozytenkonzentrat mit der Entwicklung von Fibrinadhäxizen und entwickelte sich zu verschiedenen Formulierungen und Vorbereitungsprotokollen. Thrombozytenreiches Fibrin (PRF), erstmals 2001 von Choukroun et al. eingeführt, ist ein Thrombozytenkonzentrat der zweiten Generation, das in der Zahnmedizinweit verbreitet ist. Dieses autologe Biomaterial wird durch Zentrifugation ohne Antikoagulantien gewonnen und bildet eine Fibrinmatrix, die mit Thrombozyten, Leukozyten und zirkulierenden Immunkomponenten angereichertist 2. Das Fibrinnetzwerk fungiert als Gerüst, das die allmähliche Freisetzung von Wachstumsfaktoren ermöglicht, die für Gewebereparatur undRegeneration essentiell sind.
Thrombozyten spielen eine zentrale Rolle bei der Wundheilung und Hämostase, indem sie bei der Aktivierung Zytokine und Wachstumsfaktoren freisetzen4. Im PRF führt dieser Prozess zur anhaltenden Freisetzung wichtiger Mediatoren, darunter der vaskuläre endotheliale Wachstumsfaktor (VEGF), Fibroblastenwachstumsfaktor-2 (FGF-2), plättchenabgeleiteten Wachstumsfaktor (PDGF), insulinähnlicher Wachstumsfaktor (IGF) und transformierender Wachstumsfaktor-beta1 (TGF-β1)5. Trotz seiner weit verbreiteten klinischen Anwendung bleiben die Ergebnisse zur regenerativen Wirksamkeit von PRF in den Studien 3,6 uneinheitlich. Eine Hauptquelle der Variabilität ist die Heterogenität von PRF-Präparaten, die sowohl von technischen als auch biologischen Faktoren beeinflusst wird.
Aus methodischer Sicht können Unterschiede in Zentrifugationsprotokollen (z. B. relative Zentrifugalkraft, Dauer, Rotortyp), Röhrenmaterialien und Post-Collection-Handhabung die PRF-Architektur und zelluläre Verteilung erheblich verändern7. Darüber hinaus kann analytische Variabilität – wie fehlende Standardisierung bei der Gerinnungsverarbeitung, inkonsistente Normalisierungsstrategien und Unterschiede in den Inkubationsbedingungen vor ELISA – zu erheblichen Abweichungen bei den gemeldeten Wachstumsfaktor-Stufen8 führen. Diese Inkonsistenzen schränken die Vergleichbarkeit zwischen den Studien ein und verringern die translationale Zuverlässigkeit der PRF-Forschung.
Biologische Variabilität erschwert die Interpretation zusätzlich. Mehrere patientenbezogene Faktoren, darunter Alter, Geschlecht, Thrombozytenzahl, Thrombozytenverteilungsbreite (PDW) und mittleres Thrombozytenvolumen (MPV), sind bekannt, die PRF-Zusammensetzung9 zu beeinflussen. Darüber hinaus können hormonelle, genetische und Umwelteinflüsse das Verhalten der Blutplättchen und die Freisetzung von Zytokinenbeeinflussen. Es gibt sowohl direkte als auch indirekte Belege dafür, dass Sexualhormone die Blutplättchenbiologiebeeinflussen. Östrogen hat insbesondere gezeigt, dass es die Thrombozytenreaktion auf physiologische Agonisten verbessert und die thrombininduzierte Aggregation über rezeptorvermittelte Signalwege erhöht12. Da die Östrogenspiegel im Verlauf des Menstruationszyklus schwanken, können auch die Thrombozytenfunktion und die damit verbundenen biologischen Outputs entsprechendvariieren. Die Literatur bleibt jedoch inkonsistent: Einige Studien berichten über eine verstärkte Thrombozytenaktivierung, andere über neutrale oder hemmende Effekte14.
Angesichts dieser kombinierten technischen und biologischen Variabilität besteht ein klarer Bedarf an methodisch gesteuerten Arbeitsabläufen, die die voranalytische und analytische Verspannung bei der Bewertung von PRF-abgeleiteten Wachstumsfaktoren minimieren. Im Gegensatz zu vielen früheren Studien, die auf Einzelzeitpunkt-Stichproben, unstandardisierter Gerinnselbehandlung oder nicht-normalisierter Wachstumsfaktorquantifizierung basieren, verwendet die vorliegende Studie ein phasenspezifisches, zeitgesteuertes Blutentnahmeprotokoll, feste Zentrifugationsparameter sowie gewichtsbasierte Normalisierung von PRF-Gerinnseln vor der Inkubation und ELISA-Analyse8. Dieser Ansatz ist darauf ausgelegt, die Reproduzierbarkeit zu verbessern und einen zuverlässigeren Vergleich der Wachstumsfaktorfreisetzung zwischen physiologischen Zuständen zu ermöglichen.
Alternative Ansätze zur PRF-Forschung umfassen den Einsatz fortschrittlicher Formulierungen wie fortgeschrittenes PRF7 und Injektions-PRF15, horizontale Zentrifugationssysteme7 oder direkte Membranimplantation ohne Ex-vivo-Analyse. Obwohl diese Methoden die zelluläre Ausbeute oder die klinische Anwendbarkeit verbessern können, führen sie oft zu zusätzlicher Variabilität bei der Quantifizierung von Wachstumsfaktoren oder schränken die Fähigkeit ein, spezifische biologische Effekte zu isolieren. Im Gegensatz dazu priorisiert der aktuelle Arbeitsablauf analytische Standardisierung und kontrollierte Vergleiche, was ihn besonders geeignet macht, physiologische Modifikatoren wie hormonelle Schwankungen zu untersuchen.
Das vorgeschlagene Protokoll eignet sich am besten für kontrollierte experimentelle oder translationale Studien, die darauf abzielen, die Freisetzung von Wachstumsfaktoren unter standardisierten Bedingungen zu quantifizieren. Sie ist möglicherweise weniger anwendbar in Umgebungen, die sich ausschließlich auf klinische Ergebnisse konzentrieren, vereinfachte Vorbereitung am Stuhl oder in Studien, in denen sofortige Anwendung von PRF ohne Verarbeitung erforderlich ist. Forscher sollten diesen Workflow in Betracht ziehen, wenn das Hauptziel darin besteht, Variabilität zu verringern und die Reproduzierbarkeit PRF-bezogener Messungen zu verbessern.
Daher war das Ziel der vorliegenden Studie, die Korrelation zwischen Hormonspiegeln über verschiedene Phasen des Menstruationszyklus und der Freisetzung von Wachstumsfaktoren aus PRF anhand eines standardisierten und reproduzierbaren methodischen Rahmens zu bewerten.
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Diese Studie wurde am Institut für Parodontologie der Zahnmedizinischen Fakultät der Çukurova-Universität in Adana, Türkei, mit der Teilnahme von 21 weiblichen Freiwilligen durchgeführt. Alle Teilnehmer wurden ausführlich über den Zweck, das Design und die Verfahren der Studie informiert, und vor der Aufnahme wurde eine schriftliche informierte Zustimmung eingeholt. Das Studienprotokoll wurde vom Ethikausschuss der Medizinischen Fakultät der Universität Cukurova überprüft und genehmigt (Genehmigungsnummer: 125/56, vom 16.09.2022). Alle Verfahren wurden gemäß den Grundsätzen der Helsinkier Erklärung für Forschung mit menschlichen Probanden durchgeführt.
Alle Verfahren, die menschliches Blut betreffen, einschließlich Biosicherheitsvorkehrungen sowie des Umgangs und der Entsorgung biologischer und chemischer Abfälle, wurden gemäß den festgelegten Biosicherheitsrichtlinien durchgeführt, wie sie von den Centers for Disease Control and Prevention und den National Institutes of Health16 festgelegt sind. Das Personal trug geeignete persönliche Schutzausrüstung (PSA), z. B. Handschuhe, Laborkittel und Schutzbrillen. Die gesamte Probenbehandlung erfolgte in ausgewiesenen Laborbereichen, um Kontamination und Exposition zu verhindern. Biologische Abfälle (Blutrückstände, PRF-Reste, Verbrauchsmaterialien) wurden gemäß dem Protokoll der Cukurova-Universität zur medizinischen Abfallwirtschaft und den nationalen Vorschriften für biomedizinische Abfälle entsorgt. Die scharfen Gegenstände wurden in stichresistente Behälter gelegt; Die flüssigen Abfälle wurden vor der Entsorgung chemisch desinfiziert und die festen Biohazard-Abfälle vor der lizenzierten Entsorgung autoklaviert.
Teilnehmerauswahl
Personen, die folgende Kriterien erfüllten, wurden in die Studie eingeschlossen: Fehlen jeglicher systemischer Erkrankung, regelmäßiger Menstruationszyklus von 27–30 Tagen und Alter zwischen 18–25 Jahren
Personen, die folgende Kriterien erfüllten, wurden aus der Studie ausgeschlossen: Vorliegen einer systemischen Erkrankung, unregelmäßiger Menstruationszyklus, Einnahme jeglicher Medikamente oder hormoneller Präparat, Vorkommen endokriner oder Blutungsstörungen sowie Vorgeschichte von übermäßigen Blutungen während der Menstruation
Blutentnahme und Gruppenzuweisung
Die ersten Tage des Menstruationszyklus jedes Teilnehmers wurden genutzt, um ein Terminplanungsprotokoll zu erstellen. Basierend auf allgemein akzeptierten physiologischen Klassifikationen wurde der Zyklus in drei Phasen unterteilt: Tage 1–5 als Menstruationsphase (assoziiert mit Endometriumausscheidung), Tage 6–14 als Follikelphase (gekennzeichnet durch steigende Östrogenspiegel und follikelare Entwicklung) und Tage 15–28 als Lutealphase (gekennzeichnet durch erhöhte Progesteronsekretion nach dem Eisprung)12,13. Während der entsprechenden Phasen wurden von jedem Teilnehmer Blutproben entnommen. In einem einzigen Zyklus wurden pro Proband insgesamt neun Blutröhrchen entnommen: drei für die vollständige Blutzählung (eines pro Phase), drei für die Sexualhormonanalyse (Östrogen, Progesteron, luteinisierendes Hormon (LH), follikelstimulierendes Hormon (FSH)) und drei für PRF-Präparation und ELISA-basierte Wachstumsfaktoranalyse. Alle Blutproben wurden jeden Tag zwischen 11:00 und 11:30 Uhr zur gleichen Zeit entnommen, um die biologische Variabilität zu minimieren. Venöse Blutproben wurden aus der antecubitalen Vene mittels eines sterilen, vakuumbasierten Blutentnahmesystems und 21G-Schmetterlingsnadeln entnommen, um eine atraumatische Probenahme zu gewährleisten. Das Blut wurde direkt in sterile 10-ml-Glasröhren ohne Antikoagulans (PRF-Tuben) entnommen, gemäß den Standardprotokollen der PRF-Zubereitung. Um die präanalytische Variabilität zu minimieren, wurden alle Proben von derselben ausgebildeten Pflegekraft unter standardisierten Bedingungen entnommen.
Unmittelbar nach der Entnahme wurden die Röhren vorsichtig und ohne Rührung behandelt und innerhalb von 60–90 Sekunden in die Zentrifuge überführt, um eine vorzeitige Gerinnung zu verhindern und eine gleichmäßige Fibrinpolymerisation sicherzustellen. Die Röhren wurden symmetrisch im Rotor positioniert, um das Gleichgewicht zu halten und vibrationsbedingte Schwankungen während der Zentrifugation zu vermeiden. In keiner Phase des Eingriffs wurden Zusatzstoffe oder Antikoagulanzien verwendet.
Infolgedessen wurden drei Studiengruppen eingerichtet: Gruppe 1: Proben der Menstruationsphase, Gruppe 2: Proben der Follikelphase und Gruppe 3: Proben der Lutealphase
PRF-Vorbereitungsschritte:
Die Blutproben wurden sofort ohne Antikoagulantien mit einer Werkstischzentrifuge mit einem festen Rotor (40 °; Radius: 88 mm) zentrifugiert. Die Zentrifugation erfolgte unter standardisierten Bedingungen bei 708 × g für 12 Minuten bei Raumtemperatur (22°C–24 °C). Die Werte der relativen Zentrifugalkraft (RCF) wurden nach der Standardformel berechnet (RCF = 1,118 × 10⁻5 × r × g2), wobei der Rotorradius (88 mm) berücksichtigt wurde, gemäß den etablierten PRF-Protokollen von Choukroun et al.17 und den nachfolgenden Standardisierungsstudien 1,3,18. Nach der Zentrifugation wurden die drei unterschiedlichen Schichten identifiziert: eine untere rote Blutkörperchenschicht, eine obere plättchenarme Plasmaschicht und ein intermediäres PRF-Gerinnsel. Das PRF-Gerinnsel wurde vorsichtig mit steriler Pinzette entfernt, um eine Störung der Erythrozytenschnittstelle zu vermeiden. Restbestandteile der roten Blutkörperchen wurden sorgfältig mit einer sterilen Schere geschnitten.
PRF-Gerinnsel wurden makroskopisch auf eine glatte und homogene Oberfläche, elastische zylindrische Struktur und dichte, feste Konsistenz gemäß vordefinierten Kriterien19,20 bewertet. Gerinnsel, die diese Kriterien nicht erfüllten, wurden entsorgt und bei Bedarf neue Blutproben entnommen. Alle Proben wurden unter standardisierten Bedingungen verarbeitet und innerhalb von 30 Minuten nach der Entnahme bei -80 °C eingefroren, um den proteolytischen Abbau zu minimieren. Die Proben wurden vor der Chargenanalyse kontrolliert und gleichmäßig (bis zu 4 Wochen) gelagert, um die Variabilität zwischen den Analysen zu verringern und die Vergleichbarkeit der Wachstumsfaktormessungen sicherzustellen.
Schritte der ELISA-Analyse des Wachstumsfaktors:
PRF-Gerinnsel wurden unter aseptischen Bedingungen mit steriler chirurgischer Schere sorgfältig von der Fraktion der roten Blutkörperchen getrennt und einzeln mit einer kalibrierten analytischen Waage gewogen. Das RPMI-1640-Kulturmedium wurde jeder Probe in einem festen Verhältnis basierend auf dem Gerinnselgewicht (1 g PRF: 1 mL Medium) hinzugefügt, um die Wachstumsfaktor-Extraktion zu standardisieren und die mit Unterschieden in der Gerinnselmasse verbundene Variabilität zu minimieren. Die Proben wurden bei 37 °C auf einem Orbitalshaker bei 100 × g inkubiert, um eine homogene Diffusion löslicher Wachstumsfaktoren aus der PRF-Matrix in das Kulturmedium zu ermöglichen. Nach der Inkubation wurden die Supernatanten gesammelt und bis zur Analyse bei -80 °C gelagert.
Wachstumsfaktorkonzentrationen, darunter insulinähnlicher Wachstumsfaktor-1 (IGF-1), plättchenabgeleiteter Wachstumsfaktor (PDGF), Fibroblast-Wachstumsfaktor 2 (FGF-2), vaskulärer endothelialer Wachstumsfaktor (VEGF) und transformierender Wachstumsfaktor-β1 (TGF-β1), wurden mit kommerziell erhältlichen enzymgebundenen Immunsorbent-Assay-Kits (ELISA) gemäß den Anweisungen des Herstellers quantifiziert. Folgende Kits wurden verwendet: Human IGF-1 ELISA Kit, Human PDGF ELISA Kit, Human FGF-2 ELISA Kit, Human VEGF ELISA Kit und Human TGF-β1 ELISA Kit. Alle Proben und Standards wurden doppelt analysiert, und die Absorption wurde mit einem Mikroplattenleser bei 450 nm gemessen. Kalibrierungskurven wurden mittels vierparametriger logistischer (4-PL) Regression erzeugt, um die Analytenkonzentrationenzu bestimmen 5.
ELISA-Schritte
Die Probenverdünnung wurde gemäß dem erwarteten Konzentrationsbereich und den Herstelleranweisungen für jedes ELISA-Set bestimmt. Proben, die voraussichtlich im Standardkurvenbereich liegen, wurden ohne Verdünnung analysiert. Wenn vorläufige Messwerte oder erwartete Analytkonzentrationen die obere Grenze der Standardkurve überschritten, wurden die Proben mit dem im Kit enthaltenen Probenverdünner verdünnt und erneut analysiert. Die Endkonzentrationen wurden berechnet, indem die gemessenen Werte mit dem entsprechenden Verdünnungsfaktor multipliziert wurden.
Standards (100 μL), die durch serielle Verdünnung gemäß den Anweisungen des FineTest-Kits hergestellt wurden, sowie unverdünnte oder entsprechend verdünnte Proben wurden jedem Brunnen einer vorbeschichteten 96-Well-Mikroplatte hinzugefügt. Die Platte wurde bei 37 °C 90 Minuten inkubiert, um eine Antigenbindung zu ermöglichen. Alle Proben und Standards wurden doppelt analysiert. Nach der Inkubation wurde die Flüssigkeit ohne Waschen entfernt und 100 μL biotin-markierte Nachweisantikörper-Arbeitslösung zu jedem Bohrloch hinzugefügt. Die Platte wurde 60 Minuten lang bei 37 °C inkubiert. Nach der Inkubation wurden die Brunnen dreimal aspiriert und mit 350 μL 1× Waschpuffer pro Brunnen gewaschen. Der Waschpuffer wurde während jedes Waschzyklus etwa 1 Minute in den Brunnen gelassen, um eine angemessene Entfernung ungebundener Komponenten sicherzustellen. Anschließend wurden 100 μL Meerrettichperoxidase (HRP)–Streptavidin-konjugierte Arbeitslösung zu jedem Brunnen gegeben, und die Platte wurde 30 Minuten lang bei 37 °C inkubiert. Die Bohrungen wurden fünfmal gereinigt, wobei pro Bohrloch 350 μL Waschpuffer verwendet wurden, um das Hintergrundsignal zu minimieren. Anschließend wurden 90 μL Tetramethylbenzidin (TMB)-Substratlösung zu jedem Brunnen hinzugefügt, und die Platte wurde bei 37 °C 10–20 Minuten im Dunkeln inkubiert, um die Farbentwicklung zu ermöglichen, während die Reaktion visuell überwacht wurde. Die enzymatische Reaktion wurde beendet, indem 50 μL der mit dem Kit gelieferten Stoplösung in jede Welle gegeben wurde, was zu einer Farbänderung von Blau zu Gelb führte.
Die Absorption wurde bei 450 nm mit einem Mikroplatten-Leser innerhalb von 5 Minuten nach der Zugabe der Stoplösung gemessen. Eine Standardkurve wurde unter Verwendung der im Kit bereitgestellten bekannten Konzentrationen erzeugt und mit einem logistischen (4-PL) Regressionsmodell mit vier Parametern angepasst. Die Probenkonzentrationen wurden entsprechend berechnet und auf etwaige Verdünnungsfaktoren korrigiert.
Statistische Analyse
Numerische Variablen wurden als Mittelwert ± Standardabweichung für normalverteilte Daten zusammengefasst und als Median mit Minimum-Maximum-Werten, wenn Normalitätsannahmen nicht erfüllt waren. Kategoriale Variablen wurden als Häufigkeiten und Prozentsätze angegeben. Die Normalität numerischer Daten wurde mit dem Shapiro–Wilk-Test bewertet. Für Vergleiche wiederholter numerischer Messungen, die von denselben Individuen zu unterschiedlichen Zeitpunkten erhalten wurden, wurde die Varianzanalyse von wiederholten Messgrößen (ANOVA) angewendet, wenn parametrische Annahmen erfüllt waren; ansonsten wurde der Friedman-Test verwendet. Korrelationen zwischen nicht-normalverteilten numerischen Variablen wurden mit dem Spearman-Rangkorrelationskoeffizienten ausgewertet. Statistische Analysen wurden mit statistischer Software (IBM SPSS Statistics Version 26.0) durchgeführt, und ein zweiseitiger p-Wert < 0,05 wurde als statistisch signifikant angesehen.
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Es wurden keine fehlenden Daten festgestellt, da alle Teilnehmer in allen drei Menstruationsphasen die Stichproben absolvierten. Die vollständigen Blutbildwerte lagen innerhalb physiologischer Referenzbereiche für alle Proben, was die Konsistenz der Probenqualität und die Zuverlässigkeit der PRF-Vorbereitung unterstützte.
Bewertung der Blutparameter über die Menstruationsphasen hinweg
Ein Vergleich hämatologischer P...
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Der Menstruationszyklus ist ein komplexer physiologischer Prozess, der von hormonellen Schwankungen orchestriert wird und Veränderungen in verschiedenen Systemen des weiblichen Körpers vorantreiben. In dieser Studie untersuchten wir den Gehalt an PRF, der aus Blutproben aus verschiedenen Phasen des Menstruationszyklus gewonnen wurde, und analysierten die Wachstumsfaktoren innerhalb dieses PRF.
Der Menstruationszyklus wurde in drei Phasen unterteilt, basierend ...
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Die Autoren haben nichts offenzulegen. Das ChatGPT-KI-Programm wurde für die Sprachbearbeitung verwendet.
Die Autoren möchten dem Fachbereich Biochemie der Medizinischen Fakultät der Universität Cukurova für ihre Unterstützung bei der Durchführung der ELISA-Analyse danken.
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| Name | Unternehmen | Katalognummer | Kommentare |
|---|---|---|---|
| Analytisches Gleichgewicht | Präzisionsbalance (0,001 g Lesbarkeit) | Sartorius | Entris |
| Blutabnahmeröhrchen | Glasröhren, kein Antikoagulans (10 ml) | BD | Vakuumsystem |
| Zentrifuge | Werkbankzentrifuge | Hettich | Universal 320R |
| ELISA-Kit – FGF | Menschliches FGF-ELISA-Set | FineTest | EH0541 |
| ELISA-Kit – IGF-1 | Menschliches IGF-1 ELISA-Kit | FineTest | ER0030 |
| ELISA-Kit – PDGF | Menschliches PDGF ELISA-Set | FineTest | ER1240 |
| ELISA-Kit – TGF-β 1 | Menschlicher TGF-Β 1 ELISA-Bausatz | FineTest | EH0287 |
| ELISA-Kit – VEGF | Menschliches VEGF ELISA-Set | FineTest | EH0327 |
| HRP– Streptavidin-Konjugat | ELISA-Reagenz (im Kit enthalten) | FineTest | Im Kit enthalten |
| Inkubator | Temperaturkontrollierter Inkubator (37 & °C; C) | Memmert | — |
| Mikrozentrifugenröhren | Sterile Röhren (1,5 Zoll; 2 mL) | Eppendorf | — |
| Mikroplatten-Leser | 450-nm-Absorptionsmesser | BioTek | ELx800 |
| Nadel | 21G sterile Einwegnadel | BD | — |
| Orbitalshaker | Verstellbarer Shaker (100 U/min) | IKA | KS 3000 i Steuerung |
| Persönliche Schutzausrüstung | Handschuhe, Laborkittel, Schutzbrille | Verschiedene | — |
| RPMI-1640 Medium | Zellkulturmedium | Gibco (Thermo Fisher Scientific) | 11875-093 |
| Statistische Analysesoftware | Datenanalyse-Software (Version 26.0) | IBM | SPSS-Statistiken |
| Stop-Lösung | ELISA, Stopp-Reagenz | FineTest | Im Kit enthalten |
| TMB-Substrat | Chromogenes Substrat für ELISA | FineTest | Im Kit enthalten |
| Waschpuffer | ELISA Waschpuffer (1×) | FineTest | Im Kit enthalten |