Standardisierte Ilealblasenaugmentation zur Enterozystoplastik bei Ratten mittels Mittellinienlaparotomie

Zusammenfassung

Dieses Protokoll beschreibt ein standardisiertes Rattenenterozystoplastiemodell mit einem pedicled, vaskularisierten und detubularisierten Ilealpatch mit vorübergehend externalisierter Harnableitung über eine Kanüle, um eine reproduzierbare Blasenvergrößerung zu erreichen.

Zusammenfassung

Die Blasenvergrößerung mit Darmsegmenten bleibt ein grundlegendes rekonstruktives Verfahren für Patienten mit niedriger oder schlecht nachgiebiger Blase, wenn konservative Therapien scheitern. Trotz ihrer klinischen Relevanz sind experimentelle Fortschritte und tiefgehende Studien durch das Fehlen standardisierter, reproduzierbarer Protokolle begrenzt, die chirurgische Prinzipien zuverlässig in einer kontrollierten präklinischen Umgebung modellieren. Hier präsentieren wir ein schrittweises Ratten-Enterozystoplastie-Protokoll, das einen vaskularisierten, detubularisierten Ilealpatch als pediklierten Lappen verwendet, um die native Blase zu verstärken. Der Eingriff umfasst eine Mittellinien-Laparotomie, kontrollierte Exposition und Stabilisierung der Blase mit Haltennähte, Harnwegsleitung mittels einer exteriorisierten Kanüle-Foley, Isolierung eines kurzen Ilealsegments mit intaktem mesenterialem Pedikel, Detubularisation und spannungsfreie Anastomose mit der Blasenwand. Der Schwerpunkt liegt auf der Aufrechterhaltung der mesenterischen Perfusion, der Vermeidung von Pedikeltorsion, der Sicherstellung wasserdichter Nähte und der Sicherung der Katheterdurchlässigkeit – was entscheidend für den Verfahrenserfolg und die Reproduzierbarkeit ist. Die repräsentative intraoperative Validierung mittels hyperspektraler Bildgebung (HSI) bei acht nicht-überlebenden Ratten zeigte eine erhaltene Gewebe-Sauerstoffversorgung und -perfusion des Darmsegments nach wichtigen operativen Schritten, was die Gewebelebensfähigkeit am Ende dieses Verfahrens unterstützte. Dieses Protokoll bietet somit einen standardisierten experimentellen Ansatz für die reproduzierbare chirurgische Durchführung der Enterozystoplastik bei Ratten. Mögliche nachgelagerte Anwendungen des Modells umfassen die Untersuchung von Stoffwechsel- und Elektrolytveränderungen, Infektionsanfälligkeit, Schleimproduktion und Induktion von Dysplasie oder Malignität und werden in zukünftigen Überlebensstudien noch untersucht.

Einleitung

Eine physiologische Harnblasenfunktion ist grundlegend für die Aufrechterhaltung einer hohen Lebensqualität, da eine effektive Urinspeicherung und -entleerung für Kontinenz, soziales Wohlbefinden und allgemeine Gesundheit entscheidend sind. Störungen, die die Blasenfunktion beeinträchtigen, können zu erheblichen Morbiditäten führen, darunter Harninkontinenz, wiederkehrende Infektionen, Nierenschädigungen und einen tiefgreifenden negativen Einfluss auf das tägliche Leben.

Sowohl angeborene als auch erworbene Blasenerkrankungen können erhebliche funktionelle Beeinträchtigungen verursachen, was oft chirurgische Maßnahmen erforderlich macht, wenn konservative und pharmakologische Behandlungen unzureichend sind. Angeborene Anomalien wie hintere Harnröhrenklappen¹, Blasen- und Kloakenexstrophie sowie Epispadien ^2,3 sind häufig mit niedrigkapazitätsfähigen, schlecht kooperativen Blasen verbunden, was das Risiko einer Verschlechterung der oberen Harnwege erhöht. Ebenso führen neurologische Erkrankungen wie Myelodysplasie⁴, Multiple Sklerose⁵ und Rückenmarksverletzung⁶ häufig zu neurogenen Blasenfunktionsstörungen, die sowohl Speicher- als auch Entleerungsmechanismen beeinträchtigen. Zusätzlich können infektiöse Ätiologien wie Tuberkulose⁷ und Schistosomiasis⁸ eine Blasenwandfibrose auslösen, was die Compliance verringert und zu sekundären Komplikationen anfällig macht. In refraktären Fällen dient die Blasenaugmentation als effektive Strategie, um die Speicherkapazität zu verbessern, den intravesicalen Druck zu senken und die Nierenfunktion zu erhalten, was letztlich die Lebensqualität steigert und langfristige Komplikationen lindert.

Laut den Richtlinien der American Urological Association (AUA) zu überaktiver Blase ist eine Blasenaugmentation (Enterozystoplastik) für Patienten mit verminderter Blasenkapazität, schlechter Compliance oder Detrusorüberaktivität, die bei konservativer Behandlung refraktär ist,^{angezeigt 9}. Ursprünglich 1888 von Tizzoni und Foggi mit einem Hundemodell¹⁰ beschrieben und später 1899 von von Mikulicz für den menschlichen Einsatz^{angepasst, bleibt} die Enterozystoplastie der Standard-Chirurgenansatz zur Reduzierung des Harnspeicherdrucks und zur Minderung der Risiken von Nierenschäden und Inkontinenz, die mit verschiedenen Blasenfunktionsstörungen verbunden sind, darunter neurogene Blasen-, Blasenexstrophie und hintere Harnröhrenklappen^{. 13}.

Die konventionelle Enterozystoplastik-Technik beinhaltet das Bivalven der Blase entweder in der koronalen oder sagittalen Ebene bis zum Trigon, gefolgt von der Einbeziehung eines detubularisierten Darmsegments¹². Das Ileum ist das am häufigsten genutzte Darmsegment, das typischerweise 25–40 cm proximal zur Ileozekalklappe¹² entnommen wird. Wenn das Ileum ungeeignet ist, dient der Dickdarm Sigma als bevorzugte^{Alternative 12}.

Obwohl dieses Verfahren eine langfristige Haltbarkeit und hohe Patientenzufriedenheitsraten^{bietet 14}, bringt die Einführung von Magen-Darm-Gewebe in den Harntrakt erhebliche Nachteile mit sich, darunter Stoffwechselstörungen, Blasensteinbildung und ein erhöhtes Risiko für Krebserkrankungen 15,16,17.

Angesichts dieser möglichen Komplikationen besteht ein dringender Bedarf an kontrollierten Studien, um die zugrunde liegenden Mechanismen zu erforschen, chirurgische Techniken zu verfeinern und alternative Augmentationsmaterialien zu bewerten. Ein Nagetiermodell bietet eine strukturierte und reproduzierbare Umgebung zur Untersuchung dieser Aspekte, sodass Forscher metabolische Anpassungen nach der Augmentation analysieren können, einschließlich Säure-Basen-Balance und Elektrolytstörungen. Darüber hinaus ermöglicht es die Untersuchung der Blasengewebe-Remodellierung im Laufe der Zeit, was Einblicke in Fibrose, urotheliale Regeneration und die Integration augmentierter Segmente liefert. Angesichts des erhöhten Malignitätsrisikos im Zusammenhang mit der Enterozystoplastik bietet ein Nagetiermodell die Möglichkeit, histopathologische Veränderungen im Zeitverlauf zu untersuchen und frühe Karzinogenese zu identifizieren. Wichtig ist, dass ein solches Modell auch die Forschung zu Biomaterial- und Gewebetechnikanwendungen erleichtert und so den Weg für alternative Augmentationsmaterialien mit geringeren krebserregenden und immunogenen Risiken ebnet¹².

Obwohl experimentelle Blasenaugmentationsmodelle bei Nagetieren und anderen Arten berichtet wurden, fehlt ein direkt vergleichbares, standardisiertes Schritt-für-Schritt-Protokoll für ileale Enterozystoplastik bei Ratten mittels Mittellinienlaparotomie. Frühere Rattenstudien etablierten die klassische Augmentationszystoplastik als experimentelles Modell und beschrieben Varianten wie die seromuskuläre und laserunterstützte Enterozystoplastik 18,19,20. Weitere Arbeiten befassten sich mit langfristigen histopathologischen und bakteriologischen Veränderungen, Tumorentwicklung, Transportphysiologie und funktionellen Ergebnissen, während weitere rekonstruktive Modifikationen wie eine partielle Blasentransplantation und photodynamischer Ersatz der intestinalen Schleimhaut durch Urothel untersucht wurden.. Zusammengenommen zeigen diese Studien, dass Rattenaugmentationsmodelle existieren, aber heterogen im Umfang sind und sich hauptsächlich auf Machbarkeit, biologische Folgen, Physiologie oder spezifische rekonstruktive Modifikationen konzentrieren 18,19,20,21,22,23,24,25,26,27. Daher ist das Ziel dieser Arbeit, einen detaillierten prozeduralen Leitfaden für die Durchführung standardisierter Enterozystoplastik mittels Mittellinien-Laparotomie bei Ratten zu präsentieren. Das Protokoll wurde in einem Nicht-Überlebens-Umfeld etabliert. Anwendungen, die eine langfristige Beobachtung erfordern, sind plausibel, könnten jedoch eine Anpassung dieses Protokolls an eine Überlebensstudienumgebung mit postoperativer Erholung und longitudineller Nachbeobachtung erfordern. Dazu können die Bewertung funktioneller Ergebnisse, postoperative Versagensmechanismen, Geweberegeneration über die Zeit oder die Integration von Gewebetechnik gehören.

Das vorliegende Modell wurde entwickelt, um zentrale technische Prinzipien der klinischen Enterozystoplastik in einer kontrollierten Rattenumgebung zu reproduzieren und gleichzeitig für eine standardisierte experimentelle Umsetzung umsetzbar zu bleiben. Ein detubularisierter Ilealpatch wurde ausgewählt, da Detubularisierung die intrinsische Darmkontraktilität reduziert und besser das rekonstruktive Prinzip widerspiegelt, das häufig in der klinischen Augmentation verwendet wird. Der Einsatz eines pediklenförmigen, vaskularisierten Segments ermöglicht die Erhaltung der mesenterischen Perfusion und ermöglicht eine direkte Beurteilung der Gewebelebensfähigkeit während und nach der Transplantationsvorbereitung. Eine externalisierte Harnableitung über ein Kanülenrohr wurde integriert, um während des Eingriffs eine kontrollierte Blasenentwässerung zu gewährleisten und eine standardisierte intraoperative Begutachtung des rekonstruierten Segments zu erleichtern.

Protokoll

Alle in diesem Dokument beschriebenen Tierverfahren wurden in akkreditierten Einrichtungen durchgeführt und wurden vom institutionellen Ausschuss für Tierpflege (IACUC) des Landrats Baden-Württemberg in Karlsruhe, Deutschland, genehmigt (35-9185.81/G-62/23). Versuchstiere wurden gemäß institutionellen Protokollen und im Einklang mit den deutschen Gesetzen zum Tierschutz behandelt, ebenso wie unter Einhaltung der vom Europäischen Gemeinschaftsrat (2010/63/EU) festgelegten Richtlinien und den ARRIVE-Leitlinien. Männliche Sprague-Dawley-Ratten (n = 8), 8–12 Wochen alt und 400 g schwer, bezogen von Janvier Labs, wurden nach einer einwöchigen Akklimatisierungsphase eingesetzt.

1. Anästhesie und Analgesie

1. Anästhesie wird induziert, indem das Tier in eine Induktionskammer gelegt und 4 Vol-% Isofluran, verdünnt in 100 % Sauerstoff bei einer Durchflussrate von 5 L/min, verwendet wird.
2. Für dissoziative Anästhesie, Analgesie und Sedierung verabreichen Sie eine subkutane Injektion von 100 mg/kg Ketamin (10 % Lösung; entspricht 0,35 ml für 400 g Körpergewicht) und 4 mg/kg Xylazin (1:10 Verdünnung von 2 % Lösung; entspricht 0,75 ml für 400 g) ^bei Verlust des Aufrichtreflexes. Verabreichen Sie alle Anæsthete- und Schmerzmittel nach mg/kg Körpergewicht.
   HINWEIS: Alle angegebenen Injektionsmengen sind ungefähre Beispiele für Ratten mit einem Körpergewicht von 400 g und müssen für jedes Tier einzeln berechnet werden.
3. Bestätigen Sie die Schmerztiefe durch das Fehlen einer festen Zehen-Klemmreaktion mit einer Pinzette und tragen Sie eine Hornhautsalbe auf, um eine Hornhautaustrocknung zu verhindern.
4. Erreichen Sie zusätzliche Analgesie durch eine subkutane Injektion von 5 mg/kg Carprofen (1:10 Verdünnung der 5%-Lösung; entspricht 0,35 mL für 400 g).
5. Halten Sie die Narkose während der gesamten Operation mit zusätzlichem Isofluran über eine neonatale Gesichtsmaske aufrecht.
6. Führen Sie eine intraoperative Temperaturkontrolle durch, indem Sie das Tier auf ein auf 40°C eingestelltes Heizkissen legen. Setzen Sie zusätzlich eine rektale Temperaturmesser ein, aber diese ist nicht verpflichtend.
7. Perioperative und postoperative Flüssigkeitsunterstützung durch subkutane Injektion von 37 °C isotoner Kochsalzlösung von 25 mL/kg pro Stunde (entspricht 10 mL für 400 g), aufgeteilt in Injektionen alle 20 Minuten. Dazu gehört eine letzte Injektion nach dem Bauchverschluss, berechnet für die erwartete verbleibende Narkose von in der Regel 30 Minuten.

2. Betriebsstandort und Instrumentenvorbereitung

1. Bereiten Sie den Schrubbtisch mit Instrumenten und Materialien vor, darunter:
   Atraumatische Vorbereitungszangen
   Stumpfe Overholt-Klemmen
   Vorbereitungsschere
   Doppelarmige, nicht resorbierbare Monofilament-6-0-Naht
   Einarmige, schnell resorbierbare Polyfilament-4-0-Naht
   Ein 20-Gauge-Katheter als improvisierter Foley-Katheter
   Befeuchtete Wattestäbchen
   Mullabströcher
   Isotonische Natriumchloridlösung
2. Bringen Sie das Tier auf das Nagetier-Operationsgerät auf, wie in früheren Veröffentlichungen^{beschrieben 30,31}. Rasieren Sie den Bauchzugangsbereich ab und sterilisieren Sie ihn, indem Sie abwechselnd dreifache Abstriche mit 70 % Ethanol und Povidon-Jod oder Chlorhexidin-basierten Antiseptikabstupfern durchführen, wobei Sie in konzentrischen Kreisen von der Schnittstelle nach außen arbeiten. Dreimal wiederholen.
3. Decken Sie das Tier mit sterilen Vorhängen ab und lassen Sie nur das Operationsfeld frei.

3. Chirurgischer Zugang mittels Mittellinien-Laparotomie

1. Führen Sie eine mediane Bauchlaparotomie von etwa 5 cm mit feiner Schere durch und schneiden Sie die Linea alba längs in der Mittellinie ein, um Zugang zur Peritonealhöhle zu erhalten.
2. Verwenden Sie Aufbereitungshaken und feuchte Kompressen, um die Bauchwand zurückzuziehen und die Bauchhöhle freizulegen.

4. Identifikation und Vorbereitung des Dünndarms und der Harnblase (Abbildung 1)

1. Identifizieren Sie den Dünndarm und mobilisieren Sie vorsichtig eine Schleife mit atraumatischen Vorbereitungszangen und befeuchteten Wattestäbchen (Abbildung 1A.1).
2. Approximieren Sie die Dünndarmschlaufe zur Blase, um eine passend platzierte Blase zu identifizieren
3. Dünndarmsegment von etwa 12 mm Länge für die Vergrößerung (Abbildung 1A.2). Dies sollte die erste mechanisch geeignete Darmschleife mindestens 2 cm proximal zum ileozekalen Übergang sein.
4. Mobilisiere die Harnblase, indem das umliegende Bindegewebe mit einer Präparationsschere zerlegt wird (Abbildung 1B).
5. Setzen Sie die Stay-Nähte an den 3-, 6-, 9- und 12-Uhr-Positionen an der Blasenwand mit einarmigen, nicht resorbierbaren 4-0-Nähten (Abbildung 1C.1–1C.5).
6. Greifen Sie die Blasenkuppel mit einer atraumatischen Zange und erzeugen Sie einen etwa 4 mm breiten Querdefekt zwischen den Stay-Nahten mit einer Sezierungsschere (Abbildung 1D.1–1D.2).
7. Ersetzen Sie die 4 Stagnähte, um die Schnittkante einzubeziehen: Ziehen Sie jede Naht nacheinander durch. Eine Naht nach der anderen führen Sie die Nadel um den Schnittrand, nehmen Sie einen Biss direkt von der Luminalseite am Rand und treten Sie dann durch die benachbarte seromuskuläre Schicht aus, um den Rand zu schleifen, zurückzuziehen und freizulegen (Abbildung 1E.1–1E.6).

5. Platzierung und Fixierung des Kanülenrohr-Foley zur externen Harnableitung (Abbildung 1)

1. Führen Sie die intravenöse Kanüle (G20) durch das Blasenlumen ein und führen Sie sie von der intraluminalen Seite durch die Bauchwand nach außen (Abbildung 1F.1–1F.3).
2. Entfernen Sie die Metallkanüle aus dem Schlauch, während die Kanüle mit einer Zange als improvisierter Weichkatheter stabilisiert wird (Abbildung 1F.4–1F.5).
3. Um das Kanülrohr-Foley an der Haut zu befestigen, führen Sie eine nicht resorbible Monofilament-4-0-Naht durch das Rohrlumen und verankern sie mit ausreichender Sicherheitsmarge von der äußeren Öffnung, um das Risiko eines späteren Lösens zu minimieren (Abbildung 1G.1–1G.6).
4. Spülen Sie das Kanülenrohr-Foley mit Kochsalzlösung, um die Öffnung zu bestätigen, wobei Sie das Rohr einer zweiten intravenösen Kanüle verwenden, die eine Nummer größer ist (z. B. G18) als die ursprüngliche Kanüle (Abbildung 1G.1–1G.9).
5. Nähen Sie das Kanülenrohr Foley intravesal mit einer schnell resorbierbaren 4-0-Polyfilamentnaht an die Blasenwand und halten Sie dabei einen Sicherheitsmarsch zur Nabe der Kanülenröhre aufrecht, um das Risiko eines versehentlichen Verrutschens zu verringern (Abbildung 1H.1–1H.4).
6. Greifen Sie die Nabe des Kanülenrohrs mit einer Pinzette und lösen Sie sie mit einer Schere vom Schlauch (Abbildung 1H.5–1H.7).
7. Setzen Sie das Kanülenrohr Foley in die Blase (Abbildung 1H.8–1H.9).

Abbildung 1: Vorbereitung von Dünndarm und Blase mit Platzierung einer externalisierten Urin-Diversionskanüle Foley. (A) Identifikation und Annäherung von Dünndarm und Blase (A.1–A.2). (B) Mobilisation der Blase durch Dissektion des Peritoneums (B.1–B.4). (C) Platzierung der Stay-Nähte an der Blasenkuppel (C.1–C.5). (D) Dissektion der Blasenwand (Zystotomie) (D.1–D.2). (E) Ersatz der Stay-Nähte (E.1–E.6). (F) Einsetzen der Kanüle zur externen Harnwegsableitung durch die Zystotomie (F.1–F.5). (G) Fixierung des äußeren Kanülenrohrsegments an der Bauchwand (G.1–G.9). (H) Fixierung und endgültige intravesicale Platzierung der Kanülerohrspitze (H.1–H.9). (I) Schematische Illustration, die die beschriebene Vorbereitung und die Platzierung der Kanülröhre als Foley zusammenfasst. Die dicke gestrichelte Linie zeigt den Dünndarm. Die dünne gestrichelte Linie zeigt die Blase. Schwarze Quadrate zeigen den Bildabschnitt, der auf dem folgenden Foto vergrößert wurde. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

6. Isolation des Dünndarmsegments (Abbildung 2)

1. Setzen Sie die Dünndarmschlaufe auf einen sterilen Mullabstrich, prüfen Sie ihre Beweglichkeit zur Harnblase und wählen Sie ein geeignetes Segment von etwa 12 mm Länge aus (Abbildung 2A.1–2A.4).
2. Schneiden Sie das ausgewählte Darmsegment vom verbleibenden Darm durch und erhalten Sie dessen mesenterische Blutversorgung und halten Sie die korrekte Ausrichtung, um ein anschließendes Verdrehen des vaskulären Pedikels zu verhindern (Abbildung 2B.1–1B.4).
3. Lösen Sie vorsichtig den restlichen Luminalinhalt von beiden durchgeschnittenen Darmenden mit einem Wattestäbchen ab (Abbildung 2C.1–2C.6).
4. Reflektiere beide benachbarten Gliedmaßen der Dünndarmschleife nach oben, sodass nur das ausgewählte Segment auf dem Mullabstrich verbleibt (Abbildung 2D–2E).

Abbildung 2: Identifikation und Isolierung eines Dünndarmsegments für die Blasenvergrößerung. (A) Mobilisierung und Identifikation eines geeigneten Dünndarmsegments für die Blasenvergrößerung (A.1–A.4). (B) Durchschnitt des ausgewählten Dünndarmsegments aus der verbleibenden Darmschleife (B.1–B.4). (C) Evakuierung von Restluminalen Inhalten (C.1–C.4). (D) Trennung und Positionierung der oralen und aboralen Enden der verbleibenden Dünndarmschleife. (E) Isoliertes Dünndarmsegment, vorbereitet für die spätere Augmentation. (F) Schematische Darstellung, die die Segmentauswahl und -isolierung zusammenfasst. Die dicke gestrichelte Linie zeigt das isolierte Dünndarmsegment. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

7. Vorbereitung des Darmsegments und Blasenvergrößerung (Abbildung 3)

1. Öffnen Sie das isolierte Darmsegment entlang des antimesenterischen Randes mit einer Schere und schaffen so einen dedubularisierten Fleck von etwa 12 mm × 8 mm (Abbildung 3A.1–3A.3).
2. Entfernen Sie die neu gebildeten Eckkanten des Transplantats (Abbildung 3B.1–3B.3).
3. Beginnen Sie mit der Anastomose des Dünndarmsegments mit einer doppelarmigen 6-0-Monofilamentnaht. An der 12-Uhr-Position führt man die Nadel durch die Blasenwand von der extraluminalen zur intraluminalen Seite (Abbildung 3C.1–3C.2).
4. Führen Sie die Nadel durch die untere rechte Ecke des Dünndarmsegments von der intraluminalen zur extraluminalen Seite. Stellen Sie sicher, dass die doppelarmige Naht ungefähr bis zur Mitte gezogen wird, da dies den oberen Verankerungspunkt definiert (Abbildung 3C.3–3C.4).
5. Ziehen Sie die Naht fest, um das Darmtransplantat an der Blase zu approximieren, was zu einer etwa 45° gegen den Uhrzeigersinn gedrehten Segment führt. Binden Sie den Knoten auf der extraluminalen Seite (Abbildung 3D.1–3D.2) und führen Sie die zweite Nadel um das Mesenterium des Darmsegments, um eine umlaufende Naht des Transplantats von beiden Seiten zu ermöglichen (Abbildung 3E.1).
6. Beginnen Sie mit der umlaufenden Anastomose des Blasenaugen-Patches: Nähen Sie das Darmsegment nacheinander in den Blasendefekt ein, indem Sie einen Biss von außen nach innen am Blasenrand verwenden, anschließend einen Innen-zu-Außen-Biss durch das Darmsegment, und fahren Sie dann mit der nächsten Naht fort.
7. Lösen Sie die Nähte der Reihe nach (Abbildung 3E.1–3E.15). Verwenden Sie etwas größere Bisse für den Dünndarmpatch als für die Blase; Es ist jedoch vorgesehen, dass die Fläche deutlich mehr Länge bedeckt, damit ungenähte überschüssige Dünndarmlänge erhalten bleibt.
8. Nach Abschluss des umlaufenden Verschlusses des Blasendefekts binden Sie ein Nahtende ab. Mit der verbleibenden Naht schließen Sie den restlichen freien Teil des Darmsegments in einer konischen ("spitz-kappenartigen") Weise und schließen Sie die Naht ab (Abbildung 3F.1–3F.6).
9. Bringen Sie die Blase wieder in ihre anatomische Position zurück und positionieren Sie den Darm um, wobei sichergestellt wird, dass der Darm nicht verdreht ist (Abbildung 3G.1–3G.2).

Abbildung 3: Aufbau des Dünndarmpatches und Anastomose der umlaufenden Blasenvergrößerung. (A) Dissektion und Vorbereitung des Dünndarmsegments (Graftvorbereitung) (A.1–A.3). (B) Exzision der Eckkanten des Transplantats (B.1–B.3). (C) Initiierung der Anastomose durch das Setzen des Ankerstichs zwischen dem Transplantat und der Blasenöffnung (C.1–C.4). (D) Fixierung des Verankerungspunktes zur Ausrichtung der Ränder von Transplantat und Zystotomie (D.1–D.2). (E) Circumferentielle Anastomose der Blasenerweiterungsfläche an der Blasenwand (E.1–E.15). (F) Verschluss des verbleibenden Dünndarmsegmentgewebes in einer konischen, spitzen Kappenkonfiguration (F.1–F.6). (G) Umpositionierung der Organe in ihre anatomische Position (G.1–G.2). (H) Schematische Illustration, die die Graftvorbereitung und die Blasenaugmentationsanastomose zusammenfasst. Die dicke gestrichelte Linie zeigt das Dünndarmsegment. Die dünne gestrichelte Linie zeigt die Öffnung der Blasenwand. Der weiße Pfeil zeigt die Nadel. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

8. End-to-End-Dünndarmanastomose (Abbildung 4)

1. Verwenden Sie für die Anastomose die doppelt armelige, nicht resorbible Monofilament-6-0-Naht, die in zwei Hälften geschnitten wurde. Führe die Nadel durch den antimesenterischen Rand beider Darmenden. Ziehen Sie den Knoten noch nicht fest, sondern verwenden Sie eine Fallschirmtechnik, indem Sie eine Klemme auf das Nahtsegment zwischen den Darmenden setzen, um die Sichtbarkeit zu bewahren (Abbildung 4A.3–4A.6).
2. Führe eine Naht durch den mesenterischen Rand beider Darmenden und klemme auf ähnliche Weise (Abbildung 4A.7–4A.10).
3. Führen Sie zwei Nähte durch die Vorderwand beider Dünndarmenden, um den späteren Verschluss zu erleichtern, und sichern Sie die Nähte mit Klemmen (Abbildung 4B.1–4B.4).
4. Beide Darmenden werden nach oben gespiegelt, um die hintere Dünndarmwand freizulegen. Analog zur vorderen Wand werden zwei Nähte durch die hintere Wand gesetzt und die Nähte mit Klemmen gesichert (Abbildung 4C.1–4C.4).
5. Sobald alle Nähte gesetzt sind, werden alle sechs Nähte nacheinander verknüpft (Abbildung 4D.1–4D.6).
6. Schließen Sie den mesenterischen Defekt mit 2–3 unterbrochenen, schnell resorbierbaren Polyfilament-4-0-Nähten, um einen späteren Herniation zu verhindern (Abbildung 4F.1–4F.8).

Abbildung 4: End-to-End-Dünndarmanastomose und Verschluss des mesenterialen Defekts. (A) Anbringen von Ausrichtungsnähten an den antimesenterischen und mesenterischen Rändern (A.1–A.10). (B) Platzierung von zwei vorderwandigen Näherungsnähten (B.1–B.4). (C) Belichtung der hinteren Wand und Platzierung von zwei Näherungsnähten an der hinteren Wand (C.1–C.4). (D) Sequentielles Zusammenbinden aller sechs Nähte, um die Anastomose zu vervollständigen (D.1–D.6). (E) Vergrößerte End-to-End-Anastomose (E.1–E.2). (F) Verschluss des mesenterisen Defekts mit unterbrochenen Nähten zur Verhinderung eines inneren Vorfalls (F.1–F.8). (G) Schematische Darstellung der End-to-End-Dünndarmanastomose. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

9. Terminale Schritte und Überlegungen

1. Schließen Sie die Bauchwand unter sterilen Bedingungen mehrschichtig gemäß den zuvor veröffentlichten Protokollen^{29, 30, 31}.
2. Bei Nicht-Überlebensverfahren oder geplantem Abbruch nach der Nachsorge wird Tiere unter Tiefnarkose durch eine scharfe Herz-Entfernung, Zervixluxation oder Guillotine-Enthauptung eingeschläfert.
3. Bei Bedarf entnehmen Sie die Blase für eine anschließende anatomische Untersuchung (z. B. Beurteilung der Blasenvergrößerungsstelle und Darm-Blasen-Anastomose), biomolekulare Analysen oder histopathologische Bildgebung.
4. Zu diesem Zweck wird die vergrößerte Blase en bloc durch sorgfältige schrittweise Dissektion unter direkter Visualisierung entfernt, mit sanfter Öffnung der umgebenden Verwachsungen, Identifikation der natürlichen Blase, des augmentierten Darmpatches und der anastomotischen Grenzen, gefolgt von Durchtrennung des distalen Blasenauslasses und benachbarten mesenterischen oder Darmansatzes bei Bedarf, wobei Kompression oder Verzerrung der Probe vermieden wird, um die Gewebearchitektur für die spätere Analyse zu erhalten.

Ergebnisse

Um die Gewebelebensfähigkeit nach diesem Protokoll zu bestätigen, wurden während des Eingriffs bei acht Ratten die Sauerstoffversorgung und Perfusion des Gewebes bewertet (Tabelle 1). Vor der Enterozystoplastik wurde eine hyperspektrale Bildgebung (HSI) des Dünndarms durchgeführt, um die Sauerstoffsättigung des Gewebes (StO₂) und die Perfusion (NIR) zu visualisieren (Abbildung 5A.1). Als negative Kontrolle wurde die maximale Hypoperfusion durch Abklemmen der...

Diskussion

Diese Arbeit liefert ein reproduzierbares chirurgisches Protokoll für die Enterozystoplastik bei Ratten mittels Laparotomie, extrakorporaler Kanulation und Einbindung eines detubularisierten Ilealsegments. Die Technik folgt den von Tizzoni und Foggi beschriebenen Prinzipien zur Blasenvergrößerung und passt sie an ein Nagetiermodell an, indem sie präzise Anästhesie, aseptische Präparation, äußere Kanüle zur Urinableitung und die Entnahme eines vaskularisierten Dünndarmpatches kombiniert.<...

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
Atraumatische Präparationszangen	Aesculap	FB395R	DE BAKEY ATRAUMATA atraumatische Zangen, gerade
Gepolsterte Overholt-Klammern	Aesculap	BJ012R	BABY-MIXTER Präparations- und Ligaturklammer, gebogen, 180 mm
Kanülenrohr Foley für Spülung und Umleitung	Mdk Mart	23-CA-CD-UL-CD	Kanüle G18 (nur der Schlauch wird zum Spülen der Umleitungskanüle verwendet)
Carprofen	cp pharma	115	Carprofen 0,5% (5% mit 50 mg/mL verdünnt 1:10) (Carprosol)
Wattestäbchen	Amazon	ASIN: B0FPDB8ZGS	Nicht-sterile Wattestäbchen (zur Autoklavierung für Überlebensexperimente)
Schnellresorbierbare Polyfilament 4-0 Nähte	COVIDIEN	SV-494	Einarmige chirurgische Polyfilament-Naht aus resorbierbarem Polyglactin mit einer P-13 Nadel
Fixierungsstäbe	legefirm	‎500343896	Stimmgabeln, die als Y-förmige Metallfixierungsstäbe verwendet werden
Foley-Katheter	B. Braun	4242010-02	20 Gauge 50 mm Introcan Safety 2 Katheter als Umleitungskanüle
Gauze-Tupfer	Medrull	ASIN: B09164D1JG	Sterile Gazetupfer
Wärmekissen	Royal Gardineer	IP67	Royal Gardineer Wärmekissen Größe S, 20 Watt
Hyperspektrales Bildgebungskamerasystem	Diaspective Vision	TIVITA Tissue Halogen	HSI-System zur Validierung
Isofluran	Piramal Critical Care	PZN / EAN 09714675 / 4150097146757	100% Isofluran 250 mL
Isofluran-Verdampfer	UNO ROESTVASTSTAAL BV	180000002	Isofluran-Verdampfer
Isotone Natriumchloridlösung	B. Braun	ASIN: B007PZJOQ4	0,9% Natriumchloridlösung
Ketamine	cp pharma	1202	Ketamine 10% (100 mg/mL)
Metallkanüle	BD (Beckton, Dickinson)	301300	BD Microlance 3 Kanüle 20 Gauge als Präparationshaken
Neonatale Gesichtsmaske	asia connection	ME03016-0	Neonatale Gesichtsmaske Größe #0 für Neugeborene
Nichtresorbierbare Monofilament 4-0 Nähte	COVIDIEN	SP-670	Einarmige chirurgische Monofilament-Naht aus nicht resorbierbarem Polypropylen mit einer C-16 Nadel
Nichtresorbierbare Monofilament 6-0 Nähte	COVIDIEN	VP-733-X	Zweiarmige chirurgische Monofilament-Naht aus nicht resorbierbarem Polypropylen mit zwei CV-22 Nadeln
Ophthalmische Salbe	Bayer Vital GmbH	1578681	5% Dexpanthenol
Plastischer Perfusorschlauch	M. Schilling GmbH	S702NC150	Verbindungsschlauch COEX 150 cm
Präparationsschere	Aesculap	BC177R	JAMESON Präparationsschere, gebogen, feines Modell, stumpf/stumpf, 150 mm (6")
Ratteninduktionskammer	wpiinc	EZ-1785	Induktionskammer für Narkose
Stahlplatte	Maschinenbau Feld GmbH	C010206	Verzinkte Blechplatte, 40 x 50 cm, Dicke 4,0 mm
Xylazin	cp pharma	1206	Xylazin 0,2% (2% mit 20 mg/mL verdünnt 1:10) (Xylavet)