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Methodenartikel

Integriertes Protokoll zur Beurteilung der meningealen Lymphatik: Cisterna-Magna-Injektion, Lymphknotenbildgebung, meningeale Dissektion und Ganz-Mount-Färbung

381 Ansichten

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DOI:

10.3791/71140

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29. Mai 2026

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1School of Medicine, School of Life Sciences, Shanghai University, 2Institute for Translational Brain Research, State Key Laboratory of Medical Neurobiology, MOE Frontiers Center for Brain Science, Fudan University, 3Children's Hospital of Fudan University, National Children's Medical Center, 4First Clinical College, Fujian Medical University; Department of Laboratory Medicine, The First Affiliated Hospital of Fujian Medical University, Fujian Key Laboratory of Laboratory Medicine

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Hier wird ein Protokoll zur Bewertung der meningealen lymphatischen Gefäße (MLVs) der Maus vorgestellt, die eine wichtige Rolle bei mehreren neurologischen Erkrankungen spielen. Ziel dieses Protokolls ist es, eine integrierte Methode bereitzustellen, die sowohl die funktionale Bewertung der Tracerdrainage als auch eine detaillierte morphologische Charakterisierung des dorsalen MLVs-Netzwerks ermöglicht.

Zusammenfassung

Meningeale Lymphgefäße (MLVs) haben sich als kritische Regulatoren der Homöostase des zentralen Nervensystems (ZNS) etabliert, und die Funktionsstörung von MLVs wurde mit verschiedenen neurologischen Erkrankungen in Verbindung gebracht. Eine umfassende Bewertung der Morphologie und Funktion von MLVs ist daher unerlässlich, um ihre Rolle in der Physiologie und Krankheit des ZNS zu verstehen. Dieses Protokoll beschreibt eine integrierte Methode zur Bewertung von MLVs bei Mäusen unter Verwendung von vier Haupttechniken: Intracisterna-magna (i.c.m.) Injektion von fluoreszierenden Tracern, Live-Bildgebung der zervikalen Lymphknoten (CLNs), meningeale Dissektion und Whole-Mount-Färbung. Zuerst ist die 30-G-Nadel über ein Polyethylen- (PE)-Rohr mit der Spritze und der Infusionspumpe verbunden. Nachdem die Maus betäubt wurde, wird die Dura mater durch eine stumpfe Dissektion der Halsmuskeln freigelegt, und die Injektionsnadel wird in die Cisterna magna (CM) eingeführt, um den Tracer mit präziser Kontrolle in die Rückenmarksflüssigkeit (CSF) einzuführen. Die Tracer-Drainage zu den CLNs kann in Echtzeit visualisiert werden, während anschließende meningeale Dissektion und Ganz-Mount-Färbung eine detaillierte morphologische Analyse der dorsalen MLVs ermöglichen. Der gesamte Eingriff kann innerhalb von 3 Stunden durchgeführt werden und umfasst eine ICM-Injektion, Gewebeperfusion, Schädelisolierung und das Einsetzen in die Fixationslösung. Dieses Protokoll kann auch für die intrakranielle Arzneimittelgabe angepasst oder mit molekularen Analysen kombiniert werden, da das meningeale Dissektionsverfahren mit frischen, nicht fixierten Geweben kompatibel ist, die für RNA- und Proteinextraktion geeignet sind.

Einleitung

MLVs befinden sich in den Durusnebenhöhlen und können Liquorbestandteile und Immunzellen vom ZNS zu den CLNs 1,2 transportieren. Die Entdeckung von MLVs hat das traditionelle Konzept des zentralen Nervensystems "Immunprivileg" herausgefordert und sich in denletzten Jahren als Forschungshotspot etabliert. Studien haben gezeigt, dass eine beeinträchtigte MLV-Funktion eng mit verschiedenen Krankheiten verbunden ist, darunter Alzheimer, altersbedingter kognitiver Abbau, Hirntumore und ZNS-Infektionen 4,5,6,7. Mit dem Fortschreiten der Forschung in diesem Bereich wächst der Bedarf an integrierten, reproduzierbaren und gut standardisierten experimentellen Methoden.

Die meisten bestehenden Protokolle für die Forschung an lymphatischen Gefäßen konzentrieren sich auf periphere Lymphgefäße 8,9,10. In Studien zu MLVs beschrieb eine Studie ein einfaches CM-Kanulierungsverfahren, das direkten Zugang zum Liquor ermöglicht, ohne den Schädel oder das Hirnparenchym11 zu beschädigen. In Kombination mit bildgebenden Techniken kann diese Methode die Funktion des Glymphatiksystems und die Liquordynamik effektiv bewerten. Detaillierte experimentelle Protokolle zur Untersuchung der Funktion und Morphologie von MLVs sind jedoch nicht gut dokumentiert.

Das vorliegende Protokoll integriert funktionelle Bildgebung mit morphologischer Analyse und ermöglicht so die gleichzeitige Erfassung von Entwässerungsfunktions- und strukturellen Morphologiedaten desselben Tieres, wodurch die Anzahl der verwendeten Tiere reduziert und die Vergleichbarkeit und Konsistenz der Daten verbessert werden. Insgesamt kann dieses Protokoll verwendet werden, um strukturelle und funktionelle Veränderungen bei MLVs in verschiedenen Krankheitsmodellen zu untersuchen sowie die Auswirkungen pharmakologischer oder genetischer Interventionen auf MLVs zu bewerten. Das Protokoll bietet detaillierte Beschreibungen der operativen Schritte, wichtige Vorsichtsmaßnahmen und Hinweise zur Fehlerbehebung. Darüber hinaus kann die in diesem Protokoll beschriebene I.C.M.-Injektionstechnik unabhängig für die intrakranielle Arzneimittelabgabe angewendet werden, und das meningeale Dissektionsverfahren ist mit frischem Gewebe für die anschließende RNA- oder Proteinextraktion kompatibel, was erhebliche Flexibilität und Skalierbarkeit bietet.

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Protokoll

Die in diesem Protokoll beschriebenen Mausverfahren wurden in Übereinstimmung mit dem vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) der Universität Shanghai genehmigten Protokoll durchgeführt (Genehmigungsnummer ECSHU 2023-099).

1. Vorbereitung von chirurgischen Instrumenten und Puffern

VORSICHT: Arbeiten Sie mit einer chemischen Abzugshaube und tragen Sie Handschuhe, um potenzielle Risiken bei der Arbeit mit PFA, einer mäßig giftigen und krebserregenden Substanz, zu minimieren. Alle Operationen mit Isoamylalkohol müssen in einer chemischen Abzughaube fernab der Zündquellen durchgeführt werden, wobei Handschuhe und Maske getragen werden, um das Expositionsrisiko zu verringern.

  1. Bereiten Sie chirurgische Instrumente vor, wie ein Paar gerader Schere, zwei Paar gebogene, feinspitzige Zangen, zwei Paare stumpfspitzige Zangen, ein Paar Mikroschere und ein Paar gerade Mikrozangen mit glatten (nicht gezackten) Spitzen.
    HINWEIS: Wischen Sie die chirurgischen Instrumente mit 75 % Ethanol ab und halten Sie sie sowohl vor als auch nach dem Experiment trocken.
  2. Bereite Puffer vor.
    1. 1x PBS.
    2. 4 % Paraformaldehyd-Fixlösung (4 % PFA).
    3. Blocklösung (1x PBS mit 3 % rinderserumalem Albumin (BSA), 0,5 % Triton X-100 und 2 % fetalem Rinderserum).
    4. Antikörper-Verdünnungspuffer (1x PBS mit 3 % BSA und 0,5 % Triton X-100).
    5. Antifade-Montagemedium.
      HINWEIS: Das vorbereitete Reagenz kann einen Monat bei 4 °C gelagert werden.
  3. Bereite 2,2,2-Tribromoethanol-Anästhetikumlösung (Avertin, 1,25 %, 50 mL) her.
    1. Wägen Sie 0,625 g Tribromoethanol in ein 2-mL-Rohr, fügen Sie 1,25 mL Isoamylalkohol hinzu und lösen Sie sich gründlich auf (37 °C-Shaker).
    2. Die vollständig gelöste Tribromoethanol-Isoamylalkohollösung in ein 50-mL konisches Rohr geben, 1x PBS hinzufügen, um das Gesamtvolumen auf 50 mL zu bringen, und gründlich mischen.
    3. Filtern Sie die Lösung durch einen 0,22-μm-Filter in einem biologischen Sicherheitsschrank.
  4. Bereite Ovalbumin, Alexa Fluor 647 Konjugat (OVA-647) Lösung (2 mg/mL) vor. Lösen Sie 2 mg OVA-647 in 1 ml künstliche Rückenmarksflüssigkeit (aCSF) auf.

2. Montage der Einspritznadel und Anschluss an die Mikroinjektionspumpe

  1. Verwenden Sie eine stumpfe Pinzette, um die 30-G-Nadel abzubrechen und dieSpitze 11 zu behalten (Außendurchmesser 0,30 mm, Innendurchmesser 0,15 mm, Länge 8 mm).
  2. Verwenden Sie einen 30 cm langen PE-10-Schlauch (Außendurchmesser 0,64 mm, Innendurchmesser 0,28 mm), um die gebrochene 30-G-Nadel mit der Mikroinjektionsnadel zu verbinden, die eine 30-G-Nadel enthält (Abbildung 1).
  3. Befestigen Sie die Mikroinjektionsnadel mit dem Schlauch und der 30-G-Nadel an der Mikroinjektionspumpe.

3. I.C.M.-Injektion und Live-Imaging

VORSICHT: Wenn die Nadel zu tief eingeführt wird und das Hirnparenchym durchdringt, wird die Injektion ins Hirngewebe statt ins Liquorkompartiment abgegeben, was die Genauigkeit des Ergebnisses beeinträchtigt und möglicherweise zur Maussterblichkeit führt. Während des chirurgischen Eingriffs ist eine kontinuierliche physiologische Überwachung der Maus erforderlich. Die Anästhesietiefe sollte alle 15 Minuten mittels des Zehenknurfreflexs überprüft werden, um sicherzustellen, dass das Tier schmerzfrei bleibt. Die Körpertemperatur sollte bei 37 °C ± 0,5 °C mit einer Heizmatte gehalten werden, um Unterkühlung und deren Auswirkungen auf die physiologische Funktion zu verhindern. Zusätzlich sollten Atmung und Herzfrequenz alle 30 Minuten erfasst werden, indem man Thoraxbewegungen beobachtet und den Herzapex abtastet. Während der I.C.M.-Injektion, wenn die Nadel zu tief eingeführt wird und eine Blutung verursacht, deutet dies auf eine fehlgeschlagene Injektion hin. Das Experiment beenden und das Tier einschläfern.

  1. Wiegen Sie die Maus und verabreichen Sie 200 mg/kg Avertin per peritonealer Injektion, um die Maus zu betäuben.
    HINWEIS: Alternative Anästhetika (z. B. Ketamin/Xylazin) können verwendet werden.
  2. Tragen Sie Enthaarungscreme auf den Halsbereich auf, um Haare über den Lymphknoten zu entfernen, wenn der Zehenkneifreflex aufhört und die Atmung langsam und gleichmäßig wird.
  3. Rasieren Sie den Rückenhalsbereich.
  4. Platzieren Sie die Maus in einem stereotaxischen Rahmen auf einem Heizkissen, wobei der Kopf in einem 120° Winkel zum Stamm geneigt ist (Abbildung 2A).
  5. Reinigen Sie die Stelle nacheinander mit Povidon-Jod und 75 % Ethanol.
  6. Tragen Sie eine Erythromycin-Ophthalmsalbe auf.
  7. Mach einen Mittellinienschnitt in der Haut des Halses und trenne die Muskelschichten stumpf.
    HINWEIS: Trennen Sie mit zwei Paar stumpf gespitzter Zange die Muskelschichten, um die Blutung zu minimieren.
  8. Schneiden Sie den Muskel mit einer fein spitzen Pinzette durch, bis die durchscheinende Dura Mater über dem CM sichtbar  wird (Abbildung 2B, C).
    HINWEIS: Verwenden Sie eine fein gebogene Pinzette, um die Muskeln zurückzuziehen und die konstante Freisetzung des CM aufrechtzuerhalten.
  9. Unter einem Stereomikroskop verwenden Sie eine stumpfe Pinzette, um die Nadel zu halten und sie in einem 45°-Winkel zur Ebene der Dura Mater in einer Tiefe von etwa 1–2 mm einzuführen. Positioniere die Nadelschrägung parallel zur Dura Mater so, dass sie vollständig unter der Dura Mater liegt (Abbildung 2D).
    HINWEIS: Wenden Sie mit der Nadel sanfte Kraft an, um die Dura Mater zu durchbohren. Ein erfolgreicher Punktion zeigt sich an einem spürbaren Widerstandsverlust sowie an der Sichtbarkeit der Nadelspitze unter der Dura Mater und dem Austritt von Liquor.
  10. Verwenden Sie saugfähiges Papier, um undichtes CSF zu trocknen.
  11. Stellen Sie die Mikroinjektionspumpe auf 1 μL/min ein. Injizieren Sie 5 μL OVA-647-Lösung (2 mg/mL) in den CM4 (Abbildung 2E).
  12. Lass die Nadel 2 Minuten an Ort und Stelle, um Rückfluss zu verhindern.
  13. Trage einen Tropfen biologischen Kleber auf die Meningen auf.
  14. Schließe den chirurgischen Schnitt.
  15. Führen Sie eine in-vivo-Bildgebung der Maus durch, um die Farbintensität in den CLNs zu verschiedenen Zeitpunkten (30 Min, 60 Min) zu überwachen. Verwenden Sie folgende Bildparameter: Belichtungszeit: 0,5 s; Anregungsfilter: 640 nm; Emissionsfilter: 680 nm.

4. Isolierung des dorsalen Teils des Mausschädels

HINWEIS: Bestätigen Sie vor Beginn der thorakalen Dissektion das Fehlen des Zehenklemmreflexes und das Ende der spontanen Atmung.

  1. Euthanasiere die Maus mit einer Überdosis Avertin (600 mg/kg) und führe eine Herzperfusion mit 20 ml 1x PBS oder Kochsalzlösung durch.
  2. Köpfe die Maus, um den Kopf zu isolieren.
  3. Mache einen Schnitt entlang der Kopfmitte, um die Kopfhaut zu öffnen.
  4. Verwenden Sie zwei gebogene Hämostaten, um die Kopfhaut beidseitig durch sanfte Zurückziehung zu trennen. Anschließend werden die gebogenen Hämostaten in die Höhlenhöhle eingeführt und vorsichtig die verbleibende Kopfhaut von den Nasen- und Mundregionen abgetrennt (Abbildung 3A–C).
    HINWEIS: Diese Methode ermöglicht eine schnelle und vollständige Trennung der Kopfhaut.
  5. Entfernen Sie den Unterkiefer, während der Schädel intakt bleibt (Abbildung 3D).
  6. Entfernen Sie den Knochen an der Schädelbasis, um den ventralen Teil des Gehirns freizulegen (Abbildung 3E).
  7. Entfernen Sie das Gehirn vorsichtig mit einer stumpfen Zange und vermeiden Sie den Kontakt mit der Dura Mater der Parietalknochen (Abbildung 3F).
  8. Vollständig den dorsalen Schädel in 5 ml (4 % PFA) eintauchen und für 24 Stunden bei 4 °C fixieren (Abbildung 3G).
    PAUSENPUNKTE: Lagern fixierte Schädel nicht länger als eine Woche bei 4 °C. Entnehmen Sie die Probe bei 4 °C und lassen Sie sie vor der Meningealdissektion wieder auf Raumtemperatur zurückkehren.

5. Dissektion der Meningen aus dem Mausschädel

  1. Waschen Sie den fixierten Schädel mit 5 ml 1x PBS und wiederholen Sie das Wash dreimal (jeweils 10 Minuten).
  2. Legen Sie den Schädel mit der Rückseite nach unten in eine 10 cm lange Schale mit 1x PBS  gefüllt (Abbildung 4A).
  3. Verwenden Sie die Spitze einer fein gespitzten Pinzette, um die Trommelfellbulle zu greifen oder darauf zu drücken und sie aus dem Schädel zu entfernen (Abbildung 4B).
    HINWEIS: Das Entfernen der tympanischen Bulla ist ein entscheidender Schritt, um einen meningealen Riss durch Verwachsung während der Trennung vom Schädel zu vermeiden.
  4. Schneiden Sie die Bauchseite des Schädels über einen Abstand von etwa 2 mm mit einer Schere ab, um sie zu glätten (Abbildung 4C).
  5. Verwenden Sie feine Pinzetten, entfernen Sie sorgfältig das Restgewebe aus dem Zusammenflussbereich der Nebenhöhlen (COS) der Meningen (Abbildung 4D).
    HINWEIS: Unvollständige Entfernung von Restgewebe ist eine Hauptursache für unspezifische Färbungen bei der Immunkennzeichnung.
  6. Verwenden Sie feine Mikrozangen, um vorsichtig eine Kante der Meningen vom Schädelrand anzuheben, dann die gegenüberliegende Kante (Abbildung 4E, F).
  7. Greifen Sie den schalenförmigen Rand der Meningen und ziehen Sie daran, um sie vom Schädel im COS-Bereich zu trennen (Abbildung 4G).
  8. Entfernen Sie den Oberkiefer mit einer Schere (Abbildung 4H).
  9. Greifen Sie erneut den schalenförmigen Rand der Meningen und ziehen, um die Meningen am Stirnbein vom Schädel zu trennen (Abbildung 4I).
  10. Setzen Sie die intakten Meninge in eine 24-Well-Platte mit 1 ml 1x PBS, bereit zur Färbung.
    HINWEIS: Wenn die Meningen während der Autopsie, insbesondere an der Verbindung der oberen sagittalen und transversalen Sinus, reißen, ist die Probe möglicherweise nicht für eine weitere Analyse geeignet. Wenn eine hohe unspezifische Hintergrundfärbung festgestellt wird, wird nach der PFA-Fixierung ein Abschreckungsschritt hinzugefügt (z. B. mit 0,1 m Glycinlösung für 40 Minuten12 inkubiert), um das Hintergrundsignal weiter zu reduzieren.

6. Blockierung, primärer Antikörper und sekundäre Antikörperfärbung

  1. Verwenden Sie eine 1-ml-Pipette, um das 1x-PBS abzusaugen, sodass die Meningen am Boden der Bohrlochplatte haften.
  2. Blockieren Sie die ganzmontierten Meningen mit einer 200 μL Blocklösung in einer 24-Well-Platte für 1 Stunde bei Raumtemperatur.
    HINWEIS: Verteilen Sie die Meningen vorsichtig vollständig in der Blockierungslösung mit einer Pinzette, um eine gleichmäßige Belichtung zu gewährleisten.
  3. Verwenden Sie eine Pipette, um die Blocklösung zu entfernen.
  4. Inkubieren Sie die gesamten Meningen mit 200 μL verdünntem Anti-LYVE-1 (lymphatischer gefäßspezifischer Marker13) Antikörper bei einer Verdünnung von 1:200 (Endkonzentration 1 μg/mL) über Nacht bei 4 °C.
  5. Verwenden Sie eine Pipette, um die Antikörperlösung zu entfernen.
  6. Waschen Sie dreimal mit 1x PBS (jeweils 10 Minuten).
  7. Inkubieren Sie ganzmontierte Meningen mit dem DAPI (Endkonzentration 1 μg/mL) und Alexa Fluor 488 Donkey Anti-Rat IgG (Endkonzentration 2 μg/mL) für 1 Stunde bei Raumtemperatur in 1x PBS.
    HINWEIS: Schutz vor Licht während der Antikörperinkubation.
  8. Verwenden Sie eine Pipette, um die Antikörperlösung zu entfernen.
  9. Waschen Sie dreimal mit 1x PBS (jeweils 10 Minuten).

7. Montage und Bildgebung

  1. Pipette 100 μL 1x PBS in die Mitte eines Objektträgers.
  2. Schwimmen Sie und verteilen Sie die Meninge der gesamten Montur innerhalb des Tröpfchens (Abbildung 5A).
  3. Aspirieren Sie das 1x PBS, damit das Gewebe flach am Objektträger haftet (Abbildung 5B).
  4. Trage 20 μL Montagemedium auf die Ganzmontage-Meninge auf.
  5. Legen Sie einen Deckdeckel über das Gewebe (Abbildung 5C).
  6. Lassen Sie die Objektträger bei Zimmertemperatur an der Luft trocknen und bei 4 °C lagern.
    PAUSENPUNKTE: Die Objektträger können bis zu einem Monat bei 4 °C gelagert werden. Entferne den Schlitten von 4 °C und lasse ihn wieder auf Zimmertemperatur zurückkehren. Entfernen Sie jegliches Kondenswasser von der Objektträgeroberfläche mit saugfähigem Papier.
  7. Verwenden Sie ein 20-faches Objektivobjektiv, um Bilder von MLVs zu machen. Stellen Sie den Kanal auf FL Green ein, mit einer Emissionswellenlänge von 518 nm und einer Belichtungszeit von 100 ms.

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Ergebnisse

Nach der I.C.M.-Injektion von OVA-647 zeigte die in vivo Bildgebung kleiner Tiere deutliche, oval geformte fluoreszierende Signale, die beidseitig im Gebärmutterhalsbereich verteilt sind (Abbildung 6A). Bei erfolgreichen Injektionen war der Tracer nach der Injektion in den CLNs deutlich sichtbar, wobei die Fluoreszenzintensität bei etwa 60 Minuten ihren Höhepunkt erreichte (Abbildung 6B). Zusätzlich wurden fluoreszieren...

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Diskussion

Dieses Protokoll bietet eine umfassende Methode zur Bewertung der Funktion und Morphologie von MLVs, indem es die I.C.M.-Injektion, die In-vivo-Bildgebung von CLNs, die meningeale Dissektion und die Ganz-Mount-Färbung integriert. Ein wesentlicher Vorteil dieses integrierten Ansatzes gegenüber herkömmlichen Methoden besteht darin, dass er eine gleichzeitige Bewertung der lymphatischen Drainagefunktion und Gefäßmorphologie desselben Tieres ermöglicht, wodurch getrennte Kohorten üb...

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Offenlegungen

Die Autoren erklären keine konkurrierenden Interessen.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde durch Fördermittel des National Key R&D Program Chinas (2023YFC2306500), der National Natural Science Foundation of China (82502108) und der China Postdoctoral Science Foundation (2024M760542) unterstützt.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
ACSF (Artificial Cerebrospinal Fluid)Tocris  Cat# 3525
Alexa Fluor 488 Esel anti-Ratte IgG (1:1000 Verdünnung)InvitrogenCat# A-21208
Antifade-MontagemediumBeyotimeCat# P0126
GummetaktzangeRWD Life ScienceCat# F12011-10
BSABeyotimeCat# ST023
DeckgläserCITOTESTCat# 80312-3161
Gebogene scharfe ZangeRWD Life ScienceCat# F11003-11
DAPISigma-AldrichCat# D9542
EnthaarungscremeVeetN/A
Petrischale-10 cmThermo Fisher ScientificCat# 150464
Einmal-Intravenöse (IV) InfusionsnadelZhejiang Kindly Medical Devices N/A
Ethanol-75%Sinopharm Chemical Reagent Cat# 80176961
Fetales RinderserumExcellCat# FSD500
Filter-0,22 µmMerck Millipore Cat# SLGPR33RB
GlasobjektträgerCITOTESTCat# 80340-3610
IsoamylalkoholSinopharm Chemical Reagent Cat# 10003218
IVIS SpectrumPerkinElmerN/A
MikrozangeShinva Medical Instrument Cat# ZD372RB 
MikroschereShinva Medical Instrument Cat# ZO13056R
Mikroinjektionsnadel (25 µL)Shanghai Gaoge Industry & Trade N/A
MikroinjektionspumpeVoyage PowerCat# QHZS-001A
Maus: C57BL/6 Wildtyp, 8 Wochen alt, männlich CavensN/A
Nadel-30GZhejiang Kindly Medical Devices N/A
Normale KochsalzlösungBeyotimeCat# ST341
Ovalbumin, Alexa Fluor™ 647 KonjugatThermo Fisher ScientificCat# O34784
Paraformaldehyd-Fixierlösung-4%BeyotimeCat# P0099
PE-10 SchlauchShanghai Qiujing Biochemical Reagent and InstrumentN/A
Phosphat-gepufferte Salzlösung (1x PBS)BeyotimeCat# ST447
Ratte anti-LYVE-1 (1:200 Verdünnung)Santa CruzCat# sc-65647
StereomikroskopJonecCat# JSZ6
Stereotaktischer RahmenRWD Life ScienceCat# 68030
Gerade SchereRWD Life ScienceCat# S12007-10
Spritze-1-mL Zhejiang Kindly Medical Devices N/A
Gewebekleber I3M VetbondCat# 1469SB
TribromoethanolSigma-AldrichCat# T48402
Triton X-100 Sigma-Aldrich Cat# T8787
VS120 Hochdurchsatz-Fluoreszenz-Imaging-SystemOlympusN/A

Referenzen

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Nachdrucke und Genehmigungen

Schlagwörter

Meningeale Lymphgef eInjektion fluoreszierender Tracerzervikale LymphknotenDura materZentralnervensystemGewebeperfusion
Integriertes Protokoll zur Beurteilung der meningealen Lymphatik: Cisterna-Magna-Injektion, Lymphknotenbildgebung, meningeale Dissektion und Ganz-Mount-Färbung
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