Standardisierte Präparation der isolierten glatten Kaninchen-Duodenalmuskulatur für die in vitro pharmakologische Beurteilung der kontraktilen Aktivität

Zusammenfassung

Hier stellen wir ein Protokoll zur Standardisierung der Vorbereitung isolierter Duodenal-Glattmuskulatur von Kaninchen für die in vitro pharmakologische Begutachtung vor, wobei ein Horizontal Constant-Temperature Smooth Muscle Experiment System zur Echtzeit-Datenerfassung der kontraktilen Aktivität verwendet wird.

Zusammenfassung

Die koordinierte kontraktile Aktivität der gastrointestinalen glatten Muskulatur bildet die physiologische Grundlage für die Aufrechterhaltung normaler Verdauungs-, Aufnahme- und Transportfunktionen, wobei ihre Funktionsstörung eng mit Motilitätsstörungen verbunden ist. Die Technik der isolierten Organperfusion eliminiert komplexe in vivo Interferenzen – wie neuronale, endokrine und hämodynamische Faktoren – und dient als klassisches Modell für pharmakologische Studien. Zu diesem Zweck beschreibt diese Studie ein schrittweises Protokoll zur standardisierten Präparation von Kaninchen-isolierter Duodenalglattmuskulatur. Der prozedurale Arbeitsablauf hebt die entscheidenden Schritte hervor, wie die Vorbereitung von Lösungen, die Euthanasierung des Kaninchens, die Durchführung einer präzisen aseptischen mittleren Bauchlaparotomie für eine schnelle Gewebeexzision, das Aufhängen der glatten Muskelstreifen und die Kalibrierung von Transducern für die Echtzeit-Spannungsmessung. Basierend auf dieser technischen Plattform validierten wir die Methode weiter, indem wir die Wirkung von Huoxiang Zhengqi Oral Liquid (HXZQ-OL) auf spontane Kontraktionen und durch Acetylcholin/Bariumchlorid induzierte tetanische Kontraktionen bewerteten. Abschließend liefert dieses Protokoll einen robusten und hochgradig reproduzierbaren methodischen Rahmen und bietet eine breit anwendbare In-vitro-Screening-Plattform für die pharmakologische Bewertung von therapeutischen Wirkstoffen, die auf die gastrointestinale Motilität abzielen.

Einleitung

Die koordinierte kontraktile Aktivität des gastrointestinalen glatten Muskels bildet die physiologische Grundlage für die Aufrechterhaltung normaler Verdauungs-, Absorptions- und Transportfunktionen¹. Ihre Funktionsstörung steht in engem Zusammenhang mit verschiedenen häufigen klinischen Erkrankungen, darunter Reizdarmsyndrom², funktionelle Dyspepsie³ und postoperative gastrointestinale Motilitätsstörungen⁴. Die Aufklärung der molekularen und pharmakologischen Mechanismen, die die glatte Muskulatur regulieren, ist entscheidend für die Entwicklung neuartiger prokinetischer oder antispasmodischer Therapien. In diesem Forschungsfeld dient die Methode der isolierten Organperfusion als klassisches Modell. Es bietet praktischen Nutzen, indem es komplexe in vivo Interferenzen wie neuronale, endokrine und hämodynamische Faktoren eliminiert und so eine direkte und präzise Bewertung der Wirkung von Medikamenten oder Wirkstoffen auf den glatten Muskeltonus^ermöglicht.

Die Etablierung stabiler und zuverlässiger Protokolle für die In-vitro-Gewebepräparation und Datenerfassung ist unerlässlich, um reproduzierbare, hochwertige Ergebnisse zu erzielen. Bestehende experimentelle Methoden für in vitro-Darmmuskeln erfordern weitere Optimierung und Standardisierung in mehreren Bereichen: standardisiertes Management von Versuchstieren, sorgfältige chirurgische Techniken zur Gewebeentnahme, konsequente Umweltkontrolle von Perfusionssystemen sowie automatisierte Datenerfassung in Verbindung mit standardisierter Analyse. So können beispielsweise die Temperatur und pH-Werte der Perfusionsflüssigkeit, mechanische Schäden während der Gewebeentnahme sowie die Einstellungen der Gewebevorbelastung erheblich die Fruchtbarkeit des Gewebes beeinflussen und experimentelle Fehler verursachen. Diese Faktoren beeinträchtigen die Zuverlässigkeit der Ergebnisse und behindern die Vergleichbarkeit zwischen verschiedenen Studien ^7,8.

Daher zielt diese Studie darauf ab, ein standardisiertes Protokoll zur Herstellung isolierter glatter Zwölffingerdarmproben aus Kaninchen zu etablieren und auszuarbeiten, sowie zur Durchführung von Echtzeit-Spannungsmessungen. Dieses Protokoll beschreibt systematisch den gesamten Prozess, von experimenteller Tierethik und -wohlfahrt, aseptischer Laparotomie und präziser Isolation von Darmsegmenten bis hin zur Erreichung der Umweltkontrolle, standardisierten Spannungsvorspannungseinstellungen und hochpräziser Datenerfassung mittels eines integrierten horizontalen Konstant-Temperatur-Perfusionssystems und eines mehrkanaligen physiologischen Signalerfassungssystems. Auf Grundlage dieser standardisierten technischen Plattform haben wir zudem kumulative Dosierungsmethoden angewandt, um die Wirkung der Huoxiang Zhengqi Oral Liquid (HXZQ-OL), die die Qualitätsstandards der Chinese Pharmacopoeia (Ausgabe 2025^{) erfüllt}, quantitativ zu bewerten, auf spontane Kontraktionen sowie durch Acetylcholin und Bariumchlorid induzierte tetanische Kontraktionen in isolierten Duodenalmuskeln. Huoxiang Zhengqi Oral Liquid (HXZQ-OL), eine orale Vergiftungsform der klassischen traditionellen chinesischen Medizinformel Huoxiang Zhengqi, wird in China häufig bei Magen-Darm-Erkrankungen verwendet und dient als Begründung für die Bewertung ihrer direkten Auswirkungen auf den isolierten glatten Darmmuskel. Diese Studie liefert nicht nur direkte experimentelle pharmakologische Belege zur Aufklärung der regulatorischen Effekte der gastrointestinalen glatten Muskulatur von HXZQ-OL, sondern dient auch als standardisiertes, reproduzierbares methodisches Modell für pharmakologische Screenings und in-vitro-Gewebestudien der gastrointestinalen glatten Muskulatur.

Protokoll

Gesunde, erwachsene neuseeländische Weißkaninchen beiderlei Geschlechts (mit einem Gewicht von 2,0–2,5 kg) wurden in dieser Arbeit verwendet. Alle Tierversuchsverfahren wurden gemäß den Richtlinien für die Pflege und Verwendung von Labortieren durchgeführt und vom Ethikkomitee für Labortiere der Chengdu-Universität für Traditionelle Chinesische Medizin genehmigt (Genehmigungsnummer: [2026070]). Alle Anstrengungen wurden unternommen, um Tierleiden zu minimieren und die Anzahl der eingesetzten Tiere zu reduzieren. Das Workflow-Diagramm ist in Abbildung 1 dargestellt.

1. Lösungsvorbereitung

HINWEIS: Alle funktionierenden Lösungen, einschließlich Tyrod-Lösung, Acetylcholin (ACh), Bariumchlorid, Atropin und Verapamil, müssen unmittelbar vor dem Experiment frisch hergestellt werden.

1. Bereiten Sie 1 L Tyrod-Lösung vor, indem Sie 137 mM NaCl, 5,4 mM KCl, 1,8 mM CaCl₂, 0,4 mM NaH₂PO₄, 1,0 mM MgCl₂, 12 mM NaHCO₃ und 5,6 mM D-Glukose auflösen. Vor der Anwendung mit einer 95 % O₂ / 5 % CO₂-Mischung für 15–30 Minuten sättigen und den pH-Wert auf 7,3–7,4 anpassen (siehe Materialtabelle).
2. Bereiten Sie eine 1 mM ACh-Schaft vor. Nimm 20 μL und gib 20 mL der Tyrod-Lösung hinzu. Gründlich mischen, um eine 1 μM ACh-Lösung zu erhalten.
3. Bereiten Sie eine 1 M Bariumchlorid (BaCl₂)-Brühlösung vor. Nimm 20 μL und gib 20 ml Tyrod-Lösung hinzu. Gründlich mischen, um eine 1 mM BaCl₂-Lösung zu erhalten.
   HINWEIS: BaCl₂ ist hochgiftig und reizend. Tragen Sie beim Umgang persönliche Schutzausrüstung in einer Abzugshaube und entsorgen Sie Abfallflüssigkeit gemäß den Vorschriften.
4. Bereite eine 10 mM Atropinsulfat-Fondlösung vor. Nimm 20 μL und gib 20 ml Tyrod-Lösung hinzu. Gründlich mischen, um eine 10 μM Atropinsulfatlösung zu erhalten.
5. Bereiten Sie eine 1 mM Verapamil-Hydrochlorid-Lösung vor. Nimm 2 μL und gib 20 mL der Tyrod-Lösung hinzu. Gründlich mischen, um eine 0,1 μM Verapamil-Hydrochloridlösung zu erhalten.
   HINWEIS: Die Konzentrationen der vorbereiteten Lösungen wurden durch Referenz auf frühere Studien^{6, 10, 11} bestimmt und durch unsere Voruntersuchungen weiter optimiert, um optimale experimentelle Bedingungen zu gewährleisten.

2. Vorbereitung von in vitro glatten Muskelproben von Kaninchen im Duodenal

1. Kaninchen-Euthanasie
   1. Sichern Sie das Kaninchen im Kaninchenfixiergerät (Abbildung 2A, B und Abbildung 3A). Führen Sie eine Euthanasie durch Verabreichung einer Überdosis von Natriumpentobarbital (120 mg/kg) über die Ohrvene bei Kaninchen durch (Abbildung 2C und Abbildung 3B).
      HINWEIS: Der vollständige Tod muss anhand folgender Kriterien bestätigt werden: erweiterte Pupillen, Fehlen des pupillaren Lichtreflexes, Stillstand der Atmung und des Herzschlags sowie Verlust des Plantarreflexes.
2. Vorbereitung und Desinfektion der Operationsstelle
   1. Sichern Sie das Kaninchen in der Rückenlage auf dem Operationstisch (Abbildung 2D und Abbildung 3C). Mit chirurgischer Schere (Abbildung 2E) oder einem Elektrorasierer werden alle Bauchhaare gründlich entfernt, um die Haut im vorgesehenen Operationsbereich freizulegen (Abbildung 3D).
   2. Mit einer Schwammzangelei (Abbildung 2E) greifen Sie einen mit Jod getränkten Wattebausch (Abbildung 2F, G). Beginnend im Zentrum des geplanten chirurgischen Schnitts wird die antiseptische Lösung in einem konzentrischen, kreisförmigen Muster von innen nach außen aufgetragen (Abbildung 3E).
      HINWEIS: Der Desinfektionsbereich sollte über die Schnittkante hinaus reichen, um eine vollständige Bedeckung der gesamten Haut des Operationsfeldes sicherzustellen. Nach der Desinfektion warten Sie mindestens 3 Minuten, damit das Antiseptikum natürlich auf der Hautoberfläche trocknen kann.
   3. Lege einen sterilen Vorhang (Abbildung 2H) über den desinfizierten Bauchbereich, um das Operationsfeld freizulegen (Abbildung 3F).
3. Positionierung und Schnitt des Bauchschnitts
   1. Mit einem Skalpell (Klinge #23) (Abbildung 2E) wird ein 8 cm langer Schnitt entlang der Mittellinie des Abdomens von unterhalb des Xiphoideus-Prozesses bis oberhalb der Symphyse pubis gemacht.
   2. Seziere Haut und subkutanes Gewebe Schicht für Schicht. Nach der Linea alba wird die vordere Scheide des Musculus rectus abdominis, der Muskelfasern und des Peritoneums Schicht für Schicht zerlegt, um in die Bauchhöhle einzutreten (Abbildung 3G).
   3. HINWEIS: Während des Eingriffs sollten Bauchorgane nicht beschädigt werden und gleichzeitig eine Hämostase gewährleistet werden, um eine Blutkontamination des Operationsfeldes und der Bauchorgane zu verhindern.
4. Duodenaltrennung
   1. Öffnen Sie die Bauchhöhle entlang des Schnitts (Abbildung 3H). Ziehen Sie die Leberlappen mit feuchtem Kochsalzgaze vorsichtig zurück (Abbildung 2I), um Magen und Duodenum vollständig freizulegen (Abbildung 3I).
   2. Wählen Sie das Anfangssegment des Duodenums (bulbarer oder oberer absteigender Teil), das 2–3 cm vom Pylorus entfernt liegt, als Gewebeentnahmeort.
   3. HINWEIS: Vermeiden Sie möglichst direkte Traktion oder Klemmen des Zieldarmsegments, um mechanische Verletzungen zu minimieren. Stattdessen verwenden Sie eine stumpfe Pinzette, um das angrenzende Mesenterium sanft zu greifen, oder verwenden Sie mit salzhaltig befeuchtete Wattestäbchen, um das Gewebe vorsichtig zu manipulieren und zu positionieren.
   4. Mit steriler Augenschere (Abbildung 2E) wird ein 1–2 cm großes (Abbildung 2J) Segment des Zwölffingerdarms schnell und genau entfernt (Abbildung 3J, K).
   5. Übertragen Sie das entfernte Darmsegment sofort in eine Kulturschale (Abbildung 2K), die eine vorgekühlte (4 °C) Tyrodlösung enthält, die kontinuierlich mit einem gemischten Gas (95 % O₂ / 5 % CO₂) perfundiert wird.
5. Kürzen, reinigen und vorübergehende Lagerung von Darmsegmenten
   1. Mit einer Augenzange (Abbildung 2E) wird das Mesenterium und das umliegende Fettgewebe, das an der Darmwand haftet, vorsichtig zerlegt.
   2. Mit einer Spritze, die mit kalter Tyrod-Lösung gefüllt ist (ausgestattet mit einer stumpfen Nadel) (Abbildung 2L), injiziert man die Einlauflösung vorsichtig in die Darmhöhle. Spülen Sie das Innere der Darmhöhle langsam 2–3 Mal, um den Inhalt gründlich zu entfernen.
   3. Lege die gereinigten Darmsegmente in frische, sauerstoffreiche, kalte Tyrode-Lösung zur vorübergehenden Lagerung bis zu weiteren Experimenten.

3. Start und Lösungsinfusion des experimentellen Systems mit horizontaler Konstanttemperatur glatter Muskulatur

1. Fügen Sie Tyrodes Lösung der Vorwärmschale des DSQG-1 Horizontal Constant-Temperature Smooth Muscle Experiment Systems hinzu (Abbildung 4B; siehe Materialtabelle).
2. Schalten Sie die Systemstromversorgung ein, berühren Sie das Bedienfeld, um die Badewannentemperatur auf 37 °C einzustellen, und beginnen Sie mit dem Vorheizen (Abbildung 4C).
3. Drücken Sie den Infusionsknopf , und das System gibt automatisch 20 ml Tyrode-Lösung in das Badebecken aus.
4. Drücken Sie den Entwässerungsknopf , um die Flüssigkeit vollständig in den Abfallbehälter abzulassen.
5. Drücken Sie die Spültaste , und das System schließt automatisch den Vorgang ab, zunächst den Inhalt abzulassen und dann mit Flüssigkeit nachzufüllen.
6. Drücken Sie die Stopp-Taste , um alle laufenden Infusions-, Entwässerungs- und Spülprozesse sofort zu beenden.
7. Drücken Sie die Inflationstaste , um das gemischte Gas (95 % O₂ / 5 % CO₂) kontinuierlich in das Bad einzuführen. Passen Sie die Gasflussrate auf Skala 5 an, um eine anschließende experimentelle Gewebeoxygenierung sicherzustellen.
   HINWEIS: Skala 5 gibt eine Gasdurchflussrate von 100 mL/min an. Übermäßig hohe Gasdurchflussraten können zu erhöhter Lösungsturbulenz führen, was die Stabilität der Spannungsmessungen beeinträchtigt.

4. Koppelung eines mehrkanaligen physiologischen Aufzeichnungs- und Verarbeitungssystems mit dem Softwarebetrieb

1. Verbinden Sie das Datenkabel des Horizontal Constant-Temperature Smooth Muscle Experiment System Transducers mit Kanal 1 des Multi-Channel Physiological Recording and Processing System (Abbildung 4D).
2. Schalten Sie das externe Netzteil für das Multi-Channel Physiological Recording and Processing System ein und starten Sie den Computer. Doppelklicken Sie auf das Symbol RM6240XC Multi-Channel Physiological Recording and Processing System auf dem Desktop, um das experimentelle Softwaresystem zu starten (siehe Materialtabelle).
3. Wählen Sie in der Menüleiste Experiment | Verdauung | Physiologische Eigenschaften der glatten Darmmuskulatur , um das entsprechende experimentelle Modul zu laden.
4. Setzen Sie folgende Parameter: Kanalmodus auf Spannung, Abtastfrequenz auf 400 Hz, Empfindlichkeit auf 1,5 g, Zeitkonstante auf DC und Filterfrequenz auf 30Hz.
5. Klicken Sie auf die Start-Schaltfläche oben rechts in der Softwareoberfläche, um mit der Echtzeit-Signalerfassung und -anzeige zu beginnen. Klicken Sie auf die Schaltfläche Aufzeichnen , um gleichzeitig das Oszilloskop anzuzeigen und das aufgenommene Signal in Echtzeit auf der Festplatte zu speichern.
6. Wählen Sie in der Menüleiste Experiment | Schnelles Nullstellen, um das Spannungssignal auf das Grundniveau anzupassen.
   HINWEIS: Wenn das Signal um mehr als eine vertikale Koordinateneinheit von der Basislinie abweicht, stellen Sie den Nullpunkt des Spannungswandlers manuell mit einem Schraubendreher ein.
7. Wählen Sie in der Menüleiste Experiment | Echtzeit-Datenanzeigemethode | Schwimmende Platte. Im erschienenen Dialogfeld wählen Sie Normale Echtzeitmessung-Fast, umEchtzeit-Spannungsdaten des Darmmuskels im schwebenden Fenster anzuzeigen.

5. Aufhängungs- und Spannungsvorspannung des Duodenalmuskelstreifens

1. Stellen Sie den Abstand der Gewebehaken von vorne nach hinten an, indem Sie den horizontalen Schraubknopf entsprechend der Länge des Duodenalmuskelstreifens drehen, sodass dieser zur Länge des Streifens passt.
2. Halten Sie das Darmsegment in seiner natürlichen zylindrischen Konfiguration und richten Sie die Sichtlinie auf die kreisförmige Querschnittsöffnung des Darmlumens aus.
3. Mit einer ophthalmischen Pinzette zieht man die Darmöffnung vorsichtig zurück, um die Öffnung aufrechtzuerhalten.
4. Führe vorsichtig die Spitze des Gewebehakens in das Darmlumen ein.
5. In einem Abstand von 2–3 mm vom Darmrand wird die obere einschichtige Darmwand von innen nach außen mit der Spitze des Gewebehakens durchbohrt.
   HINWEIS: Der Gewebehaken muss die Muskelschicht durchdringen, um eine sichere Verankerung zu gewährleisten, wobei eine oberflächliche Anhaftung nur an der serosalen Schicht vermieden wird, um so mechanisches Schneiden und Reißen der Darmwand durch den Haken beim Vorspannen zu verhindern.
6. Die andere Seite der Darmwand ist identisch mit der ersten Seite. Nach der Identifizierung des parallelen entsprechenden Punktes wird nur die einschichtige Darmwand an diesem Punkt (Abbildung 3L) durchdrungen.
7. Drehen Sie den horizontalen Schraubenknopf erneut, um den Hakenabstand anzupassen und sicherzustellen, dass der Duodenalmuskelstreifen natürlich entspannt bleibt.
8. Ziehen Sie allmählich die Spannung an, indem Sie den eindimensionalen Feinversteller anpassen, bis die durchschnittliche Spannung des Duodenalmuskelstreifens bei 0,8 ± 0,1 g stabilisiert ist (Abbildung 4A).
   HINWEIS: Untersuchen Sie die gesamte Länge des Darms visuell, um sicherzustellen, dass er gerade und zylindrisch bleibt, frei von Verdrehungen, Drehungen oder Spiralfalten. Wenn dies nicht der Fall ist, reduzieren Sie sofort die Spannung und stellen Sie den Befestigungspunkt an einem Ende neu ein.
9. Vor Beginn des Experiments gleichen Sie den Duodenalmuskelstreifen in der Perfusionskammer für 60 Minuten aus. Während dieser Gleichgewichtsphase wird die Lösung der Tyrode alle 15–20 Minuten durch einen frischen Puffer ersetzt, bis sich ihr spontaner kontraktiler Rhythmus stabilisiert.
   HINWEIS: Die 60-minütige Equilibrierungsphase galt nur dann als abgeschlossen, wenn die isolierten Darmsegmente mindestens 15 aufeinanderfolgende Minuten eine stabile spontane kontraktile Aktivität zeigten. Die objektiven Stabilisierungskriterien wurden quantitativ wie folgt definiert: (1) Basis-Ruhespannungsdrift von < ±5 %, (2) Varianz der mittleren kontraktilen Amplitude von < ±10 % über aufeinanderfolgende 5-Minuten-Intervalle und (3) Frequenzschwankungen von < ± 1 Zyklus/min.
10. Zeichnen Sie die spontane Kontraktionsaktivitätskurve des Duodenalmuskelstreifens als Basisreferenzdaten für nachfolgende Experimente auf.

6. Erfassung experimenteller Daten

1. Für laufende Experimente wählen Sie in der Menüleiste Werkzeuge | Split-View, um eine Echtzeit-statistische Analyse erfasster Wellenformdaten durchzuführen.
2. Für gespeicherte Datendateien klicken Sie auf die Schaltfläche Öffnen in der Symbolleiste, wählen Sie eine gespeicherte Datei mit der .lsd-Erweiterung aus und laden Sie historische Experimentdatensätze.
3. Klicken Sie auf das Messsymbol in der Werkzeugleiste und wählen Sie den Regionsmodus . Bewegen Sie den Mauszeiger über den Bereich der Wellenform, halten Sie die linke Maustaste gedrückt, um zwei beliebige Punkte auszuwählen, und das System zeigt ein Datenfeld an, das den durchschnittlichen Spannungswert innerhalb dieses Segments anzeigt.
4. Klicken Sie auf das Messsymbol in der Werkzeugleiste und wählen Sie den Periodenmodus . Mit der linken Maustaste klickt man auf fünf aufeinanderfolgende, unterschiedliche Wellenspitzen (Spitzenpunkte) entlang der Wellenform. Rechtsklick mit der Maus, und das Datenpanel berechnet und zeigt die Kontraktionsfrequenz (bpm) an (Ergänzende Abbildung S1).

Ergebnisse

Dieses experimentelle Protokoll beschreibt die standardisierte Präparationsmethode für isolierte Embryodenalmuskelstreifen von Kaninchen und den Prozess, deren dynamische Spannungs- und Frequenzänderungen in Echtzeit mit einem isolierten Organperfusionssystem erfasst werden. Nach diesem Protokoll wurde HXZQ-OL sequentiell durch kumulative Dosierung in ein 20-mL-Terod-Lösungsbad gegeben, wodurch die Endvolumenkonzentrationen von 10, 20, 30, 40 und 50 μL/mL im Bad erreicht wurden. Unter Anlehnung an die Standards der Chine...

Diskussion

Isolierte Organperfusions- und Spannungserfassungstechniken stellen klassische Methoden zur Untersuchung glatter Muskulaturphysiologie und Pharmakologie dar. Ihre Ergebnisse sind von großer Bedeutung für die Aufklärung der pathophysiologischen Mechanismen, die gastrointestinalen Motilitätsstörungen, Gefäßerkrankungen und Gebärmutterdysfunktion zugrunde liegen 12,13,14,15.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
0,5-10 µL Pipette	Dalong Laboratory Instruments Co., Ltd.	7010101004
10 µL Pipettenspitzen	LABSELECT	T-001-10
10 mL Volumetrische Flasche	Sichuan Shuniu Glass Instrument Co., Ltd.	B-043804
100 mL Volumetrische Flasche	Sichuan Shuniu Glass Instrument Co., Ltd.	B-043807
100-1000 µL Pipette	Dalong Laboratory Instruments Co., Ltd.	7010101014
1250 µL Pipettenspitzen	LABSELECT	T-001-1250
20 mL Volumetrische Flasche	Sichuan Shuniu Glass Instrument Co., Ltd.	B-010105
200 µL Pipettenspitzen	LABSELECT	T-001-200
50 mL Konischer Zentrifugenbehälter	LABSELECT	CT-002-50A
5-50 µL Pipette	Dalong Laboratory Instruments Co., Ltd.	7010101006
Acetylcholinchlorid	Supelco	PHR1546
All-in-One Laborcomputer	Lenovo	R5-3500U
Atropinsulfat	Macklin	A822893
Bariumchlorid	Sigma-Aldrich	342920
Calciumchlorid	Sigma-Aldrich	499609
D-Glucose	Sigma-Aldrich	G5767
Gefrierpunkt-Osmometer	Shanghai Precision Instruments Co., Ltd.	BS100
Horizontales Konstanttemperatur-Experimentsystem für glatte Muskulatur	Chengdu Instrument Factory	DSQG-1
Huoxiang Zhengqi-Oralflüssigkeit	Taiji Group Co., Ltd.	Z50020409
Magnesiumchlorid	Sigma-Aldrich	M8266
Mehrkanaliges physiologisches Aufzeichnungs- und Verarbeitungssystem	Chengdu Instrument Factory	RM6240XC
Neuseeland-Weißkaninchen	Pizhou Dongfang Breeding Co., Ltd. (Lizenz-Nr.: SCXK[Su]2022-0004)	beides Geschlecht (Gewicht 2,0–2,5 kg)
pH-Meter	Shanghai Leici	PHS-25
Kaliumchlorid	Sigma-Aldrich	P5405
Povidon-Iod	H&H Medical Co., Ltd.	3180132
Präzisionswaage (0,1 mg)	Sartorius	BCE64i
Salzlösung	H&H Medical Co., Ltd.	100014438029
Natriumbicarbonat	Sigma-Aldrich	S6014
Natriumchlorid	Sigma-Aldrich	S9888
Natriumdihydrogenphosphat	Supelco	1063700250
Natrium-Pentobarbital	Sigma-Aldrich	P3761
Verapamilhydrochlorid	Macklin	V820460
Vortexmixer	Kylin-Bell	XW-80A