Nicht-destruktive 3D-quantitative Analyse des restlichen parodontalen Bandes an extrahierten menschlichen Prämolaren mittels intraoraler Untersuchung

Zusammenfassung

Dieses Protokoll beschreibt eine zerstörungsfreie, quantitative 3D-digitale Methode zur Bewertung des restlichen parodontalen Bandes an gezogenen Zähnen. Mit intraoraler Scanning- und Reverseengineering-Software haben wir einen ex-vivo-Workflow für die parodontale Beurteilung etabliert und so eine methodische Grundlage für den Vergleich von Extraktionstechniken in der präklinischen Forschung geschaffen.

Zusammenfassung

Die gezielte Zahnreplantation ist eine wertvolle Behandlung zur Erhaltung natürlicher Zähne mit endodontischen Läsionen. Sein Erfolg hängt entscheidend von der Lebensfähigkeit und strukturellen Integrität des restlichen Parodontalbandes (PDL) ab. Traditionelle Bewertungsmethoden, wie histologische Schnitte oder zweidimensionale Fotografie, sind entweder destruktiv oder durch Projektionsfehler begrenzt. Um diese Einschränkungen zu beheben, bietet dieses Protokoll eine nicht-destruktive, quantitative Methode zur Bewertung des Rest-PDL mittels hochpräziser intraoraler Scans. Die gezogenen Zähne wurden gefärbt, um das PDL-Gewebe sichtbar zu machen, und dreidimensional gescannt, um hochpräzise digitale Modelle zu erzeugen. Die Daten wurden mit Reverse-Engineering-Software analysiert, bei der ein Interessengebiet definiert und die restliche PDL-Abdeckung mittels Farbschwellenwert quantifiziert wurde. Dieser Ansatz berechnete die tatsächliche 3D-Abdeckungsfläche des PDL, ohne die biologische Probe zu beeinträchtigen. Um die Empfindlichkeit und Nützlichkeit dieses Protokolls zu bewerten, wurde es angewandt, um minimalinvasive (MI) Extraktionen mit Periotomen mit herkömmlichen Pinzettenextraktionen zu vergleichen. Die digitale Analyse zeigte, dass die MI-Methode signifikant mehr PDL-Gewebe (61,99 %) erhalten konnte als die herkömmliche Methode (50,46 %). Darüber hinaus bestätigte ein anschließender Zellviabilitätstest die digitalen Ergebnisse und zeigte eine signifikant höhere Stoffwechselaktivität in der MI-Gruppe. Letztlich etabliert diese Arbeit einen Proof-of-Concept-Workflow für die ex-vivo quantitative PDL-Bewertung und bietet eine solide methodische Grundlage für den Vergleich von Extraktionstechniken in präklinischer Forschung.

Einleitung

Die absichtliche Zahnrepflanzung wird zunehmend als praktikable, letzte Behandlungsmethode zur Erhaltung natürlicher Zähne anerkannt, die sonst als hoffnungslos gelten würden. Sie ist zur Behandlung anhaltender periapikaler Läsionen, unzugänglicher Kanalperforationen oder umfangreicher resorptiver Läsionen geeignet, die nicht nicht-chirurgisch behandelt werden können ^1,2. Das Standardverfahren beinhaltet die gezielte Extraktion des betroffenen Zahns, gefolgt von einer extraoralen visuellen Inspektion, therapeutischer Intervention (einschließlich Wurzelend-Resektion, Vorbereitung und Wurzelenfüllung) und anschließender Wiederpflanzung in die ursprüngliche Höhle ^1,2.

Das Vorhandensein und die Integrität lebensfähigen Restgewebes des parodontalen Bandes (PDL) auf der Wurzeloberfläche sind die wichtigsten prognostischen Faktoren für das Heilungsmuster nach der Zahntransplantation ^3,4. Eine gesunde, intakte PDL-Barriere ist unerlässlich, um die physiologische Mobilität wiederherzustellen und Komplikationen wie Ersatzresorption (Ankylose) oder entzündliche Wurzelresorption zu verhindern. Das Ablösen eines Zahns aus der Alveolarhöhle, ob traumatisch oder absichtlich, stört jedoch von Natur aus die PDL-Faseranhaftung und unterbricht die neurovaskuläre Versorgung⁵. Daher ist die biologische Rekonstruktion des PDL entscheidend für die parodontale Heilung der neu eingepflanzten Zähne³. Umfangreiche Forschungen haben gezeigt, dass die Maximierung der Vitalität und des Volumens des verbleibenden PDL-Gewebes während extraoraler klinischer Eingriffe ein entscheidender prognostischer Faktor darstellt, und ihre Bedeutung für das langfristige funktionelle Überleben neu eingepflanzter Zähne ist in der Literatur ^6,7 gut dokumentiert.

Da die Extraktion die PDL-Anhaftung von Natur aus stört, beeinflusst die Wahl der Extraktionstechnik direkt das Volumen und die Lebensfähigkeit des verbliebenen PDL-Gewebes auf der Wurzeloberfläche. Konventionelle Extraktion mit der Zange übt Rotations- und Zugkräfte aus, die das PDL gegen den Alveolarknochen drücken oder durch Reibung abreißen können. Um dieses Trauma zu minimieren, wurden minimalinvasive (MI) Extraktionsmethoden entwickelt. Frühere Studien haben berichtet, dass MI-Methoden chirurgische Traumata am Parodontium der betroffenen Zähne signifikant reduzieren^können. Es wurden Techniken entwickelt, bei denen Periotome verwendet werden, um die PDL-Befestigung zu durchtrennen, oder vertikale Extraktionssysteme, die Hebelwirkungen vermeiden, um das verbleibende PDL auf der Wurzeloberfläche zu erhalten. So haben Fallberichte beispielsweise verbesserte klinische Ergebnisse bei gezielter Zahnreplantation und chirurgischer Extrudierung dokumentiert, wenn MI-Systeme eingesetzt wurden ^9,10. Diese Ergebnisse deuten darauf hin, dass die Minimierung von Extraktionstraumata die Retention von verbleibendem PDL-Gewebe an der Wurzeloberfläche verbessern kann.

Trotz klinischer Konsens über die Vorteile der atraumatischen Extraktion gibt es jedoch nur begrenzte direkte Belege für das Ausmaß des erhaltenen PDL-Restgewebes bei MI-Methoden im Vergleich zu herkömmlichen Techniken. Diese Wissenslücke resultiert größtenteils aus den Einschränkungen der verfügbaren Bewertungsmethoden. Bestehende Forschung verwendet überwiegend subjektive oder destruktive Bewertungsmethoden, um das verbleibende PDL auf der Wurzeloberfläche zu beurteilen. Die histologische Schnittteilung bleibt der Standard für die zelluläre Analyse¹¹, ist jedoch von Natur aus zerstörerisch, sodass die Probe für weitere Untersuchungen unbrauchbar ist. Alternativ wurde Färbung in Kombination mit zweidimensionaler (2D) Fotografie verwendet, um Rest-PDL¹² zu charakterisieren. Diese Methoden sind jedoch unzureichend, um das verbleibende PDL-Gewebe der gesamten Wurzeloberfläche zu quantifizieren. Ein 2D-Foto kann die Oberfläche einer komplexen, gekrümmten dreidimensionalen Wurzel nicht genau abbilden; Sie führt zwangsläufig zu Projektionsfehlern und Verzerrungen, was zu ungenauen Quantifizierungen führt.

In den letzten Jahren hat sich die intraorale digitale Scantechnologie erheblich weiterentwickelt und bietet eine hohe Präzision sowie schnelle Datenerfassung. Die digitale Methode wurde in früheren Studien verwendet, um Abdrücke und Veränderungen im Weichgewebe zu messen oder den Zahnverschleiß bei jungen^{Personen zu} beurteilen. Anwendungen haben sich sogar auf komplexe volumetrische Analysen ausgeweitet, wie etwa die Bewertung von Gesichtsschwellungen in der Mundchirurgie¹⁴. Diese Technologien ermöglichen die Erstellung hochauflösender dreidimensionaler (3D-)Modelle, die in Reverse-Engineering-Software manipuliert und gemessen werden können, was eine potenzielle Lösung für zerstörungsfreie, quantitative Analysen bietet. Bis heute wurde jedoch die mögliche Anwendung der intraoralen Scans zur Beurteilung des Rest-PDL entfernter Zähne noch nicht untersucht.

Das übergeordnete Ziel dieses Protokolls ist es, einen standardisierten, zerstörungsfreien Arbeitsablauf zu etablieren, der biologische Färbung mit hochpräzisem intraoralem Scannen und 3D-Reverse Engineering kombiniert. Durch die Erstellung hochpräziser digitaler Modelle mit farbtexturierten Oberflächenkarten ermöglicht diese Methode eine objektivere, reproduzierbare Messung des restlichen PDL über die gesamte Wurzeloberfläche. Diese Studie wendet den vorgeschlagenen Arbeitsablauf an, um die verbleibende PDL-Abdeckung zweier Extraktionstechniken, der periotomunterstützten MI-Extraktion versus der konventionellen Pinzetteextraktion, bei menschlichen Prämolaren zu vergleichen. Es wird vermutet, dass die MI-Methode einen größeren Anteil an der verbleibenden PDL-Abdeckung erhält als die herkömmliche Methode.

Wichtig ist, dass dieses Protokoll ausschließlich als ex-vivo-Forschungsinstrument für Labor- oder präklinische Einrichtungen konzipiert ist. Das Verfahren umfasst Färbung, Lufttrocknen, digitales Scannen und softwarebasierte Segmentierung, wobei eine Gesamtanalysezeit mit der intraoperativen Nutzung während der gezielten Wiederpflanzung unvereinbar ist, bei der die extraorale Zeit minimiert werden muss. Daher ist diese Methode geeignet, um (i) die PDL-erhaltende Wirksamkeit verschiedener Extraktionstechniken unter kontrollierten Bedingungen zu vergleichen; (ii) Ausbildung und Kalibrierung in Bildungseinrichtungen; und (iii) Validierungsstudien, die digitale PDL-Abdeckungsmetriken mit biologischen Ergebnissen verknüpfen. Seine Anwendbarkeit auf mehrwurzelige Zähne mit komplexer Anatomie erfordert weitere Untersuchungen.

Protokoll

Das Forschungsprotokoll wurde gemäß den Richtlinien des Ethikausschusses der Peking-Universität School of Stomatology (PKUSSIRB-202054022) durchgeführt.

1. Patientenauswahl und Gruppenzuweisung

1. Wählen Sie Patienten aus, die für kieferorthopädische Zwecke die Prämolaren entfernen müssen. Stellen Sie sicher, dass Prämolaren die Einschlusskriterien ohne Karies oder Parodontalerkrankung erfüllen.
2. Schließen Sie Patienten mit Bluthochdruck, Diabetes, Rauchvorgeschichte oder Personen unter 16 Jahren oder älter als 45 Jahren aus.
3. Die Prämolaren werden zufällig in zwei experimentelle Gruppen eingeteilt: die Kontrollgruppe (konventionelle Extraktion) und die minimalinvasive (MI) Gruppe (periotomunterstützte Extraktion).
4. Weisen Sie die Zähne jeder Gruppe zufällig entweder dem 3D-Scanning-Analysepfad oder dem biologischen Validierungsweg (CCK-8) zu, wobei für jede Bewertungsmethode unabhängige Proben verwendet werden.

2. Zahnextraktionsverfahren

1. Führen Sie alle Extraktionen unter Standard-Lokalanästhesie durch.
2. Methode A: Konventionelle Extraktion (Kontrollgruppe)
   1. Führen Sie eine Zahnfleischtrennung rund um den Zahnhals durch.
   2. Positionieren Sie Zahnzangen am Halsbereich der Zahnkrone.
   3. Wenden Sie Rotationskräfte an, bis der Zahn gelockert ist. Entfernen Sie den Zahn aus der Alveolarhöhle mit der Pinzette.
3. Methode B: Minimalinvasive Extraktion (MI-Gruppe)
   1. Führen Sie eine Zahnfleischtrennung durch.
      VORSICHT: Führen Sie das Periotom vorsichtig, um Weichteilverletzungen oder Instrumentenbrüche zu vermeiden.
   2. Führe ein Periotom so tief wie möglich in den PDL-Raum ein und erreicht mindestens zwei Drittel der Wurzellänge.
   3. Schneiden Sie die PDL-Fasern um die Wurzel mit dem Periotom umkreisend durch. Lockere den Zahn.
   4. Ziehen Sie den Zahn vertikal aus der Alveolarhöhle mit einer zahnärztlichen Pinge.

3. Probenvorbereitung und Färbung

1. Unmittelbar nach der Extraktion spülen Sie die Zähne mit steriler Kochsalzlösung für 10 Minuten, um Blut und Ablagerungen zu entfernen.
   VORSICHT: Toluidinblau ist eine gefährliche Chemikalie. Tragen Sie beim Umgang geeignete persönliche Schutzausrüstung (Handschuhe, Schutzbrille).
2. Färben Sie die Wurzeloberfläche, indem Sie den Zahn für 40 Minuten in eine 0,1%ige toluidinblaue Lösung (hergestellt in phosphatgepufferter Kochsalzlösung, PBS) eintauchen, um das PDL-Gewebe sichtbar zu machen.
3. Spülen Sie 10 Minuten mit Kochsalzlösung, um die Farblösung zu entfernen, und föhnen Sie die Oberfläche vorsichtig mit einer Dreifachspritze, um überschüssige Feuchtigkeit zu entfernen.
   HINWEIS: Die Wurzeloberfläche soll eine gleichmäßige blau-violette Färbung aufweisen, während der freiliegende Zement unverfärbt bleiben und hellbeige erscheinen sollte.

4. 3D digitales Scannen

1. Kalibrieren Sie den intraoralen digitalen Scanner gemäß den Anweisungen des Herstellers, um eine Genauigkeit von 0,02 mm zu gewährleisten.
2. Sichern Sie die Zahnkrone mit einer hämostatischen Pinzette, um die Sicht auf die Wurzeloberfläche nicht zu behindern.
3. Scannen Sie die gesamte Wurzeloberfläche unter Standard-Scan-Bedingungen. Führen Sie einen komplementären Scan der Krone durch, um das 3D-Modell zu vervollständigen.
4. Verwenden Sie die proprietäre Software des Scanners, um die digitalen Scandaten als hochauflösende 3D-Objektdatei (OBJ) und zugehöriges Datenpaket zu exportieren; das Texturbild wird im JPG-Format gespeichert.
   HINWEIS: Die Live-Scan-Vorschau muss ein kontinuierliches, hochdichtes Netz anzeigen, das frei von Löchern oder Artefakten auf der Wurzeloberfläche ist. Das Texturbild sollte die blau gefärbten Bereiche klar von der unbefleckten Wurzeloberfläche unterscheiden.

5. 3D Modellrekonstruktion und quantitative Analyse

1. Bildvorbearbeitung
   1. Schwellenwertkalibrierung
      1. Importiere die JPG-Texturkarte in eine Bildbearbeitungssoftware. Konvertiere das Bild in 8-Bit-Graustufen.
      2. Öffnen Sie das Schwellenwert-Werkzeug (Bild > > Schwellenwert anpassen) und überprüfen Sie das Histogramm, um den minimalen Graustufenwert aufzuzeichnen, der alle blau verfärbten PDL-Pixel erfasst. Bestimmen Sie die minimale Graustufenschwelle mit drei unabhängigen Beobachtern.
   2. Importiere die originale JPG-Texturkarte in eine Bildbearbeitungssoftware. Navigiere zur Auswahl > Farbbereich. Wähle den Schattenmodus und setze den Bereich auf 65 und die Toleranz auf 20 % (kalibriert aus den 5.1.1-Schwellenwerten).
      HINWEIS: Überprüfen Sie, dass alle blau gefärbten PDL-Regionen vollständig ausgewählt sind und keine unverfärbte Wurzeloberfläche enthalten ist.
   3. Kopiere die ausgewählten, blau gefärbten Bereiche und füge sie auf eine neue weiße Schicht ein, um eine binäre Maske zu erzeugen (blau für PDL, weiß für nackte Wurzel). Speichere das bearbeitete Texturbild, um die ursprüngliche JPG-Datei zu überschreiben.
2. Quantitative Messung
   1. Importiere das verarbeitete 3D-Modell in eine Reverse-Engineering-Software.
   2. Verwenden Sie Polygone > Trim, um die Region of Interest (ROI) zu definieren, um gingivale und periapikale Gewebe auszuschließen. Setzen Sie die obere Begrenzung des ROI 2 mm unterhalb der Zementschmelzverbindung (CEJ). Schließen Sie die apikalen 3 mm aus der Analyse aus.
   3. Wählen Sie die "verbesserten blauen Regionen" im ROI aus. Nach der Selektion wird das verbleibende PDL-Gewebe rot betont.
   4. Navigieren Sie zu Analyse > Berechnen > Fläche berechnen, um die Gesamtfläche des ROI und die Oberfläche der blauen Regionen (Residual-PDL) zu berechnen.
   5. Berechnen Sie den Prozentsatz der PDL-Abdeckung mit Gleichung 1:
      PDL-Abdeckung (%) = (Fläche des verbleibenden PDL/Gesamtfläche der ROI) x 100
3. Visualisierung
   1. Nehmen Sie Bilder der vier Wurzeloberflächen (buckal, lingual, mesial und distal) senkrecht zur Zahnachse auf, um eine detaillierte visuelle Beurteilung zu gewährleisten.

6. Biologische Validierung (Zellviabilitätstest)

HINWEIS: Dieser Abschnitt beschreibt die Validierungsschritte, die an einer Teilmenge von Stichproben (n = 8 pro Gruppe) durchgeführt wurden, um die digitale Analyse zu bestätigen.

1. Unmittelbar nach der Extraktion werden die Zähne in ein steriles Zentrifugenrohr mit vorgewärmtem (37 °C) Kulturmedium gelegt.
2. Transportieren Sie Proben innerhalb von 1 Stunde in einem Eisschrank in ein Labor mit 4 °C. Verwenden Sie Dulbeccos Modified Eagle Medium, ergänzt mit 10 % fetalem Rinderserum, 100 U/mL Penicillin und 100 μg/mL Streptomycin für den Probentransport und die Zelllebensfähigkeit getestet.
3. Spülen Sie die Zähne sofort nach Ankunft mit steriler phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) in einem Biosicherheitsschrank.
4. Schaben Sie vorsichtig das PDL-Gewebe vom mittleren Drittel der Wurzel ab (ROI wird durch eine graduierte Parodontalprobe definiert) mit einer sterilen Skalpellklinge bei Raumtemperatur innerhalb von 10 Minuten nach Ankunft ab, um die Zelllebensfähigkeit zu maximieren.
5. Verdaue das gesammelte Gewebe mit 0,25 % Trypsin-EDTA für 30 Minuten. Zentrifugieren Sie die Zellsuspension bei 120 × g für 5 Minuten bei Raumtemperatur (22–25 °C), um den zellhaltigen Niederschlag zu erhalten.
   HINWEIS: Nach der Zentrifugation sollte sich am Boden des Röhrchens ein erkennbares weißes Pellet bilden. Wenn kein Pellet beobachtet wird, sollte die Probe für weitere 1 Minute bei 120 × g neu zentrifugiert werden.
6. Setzen Sie den Niederschlag erneut in einer Mischung aus 600 μL Cell Counting Kit-8 (CCK-8)-Lösung und Medium im Verhältnis 1:10 (v/v), die gemäß den Anweisungen des Herstellers zubereitet wird.
7. Aliquot diese Suspension mit 200 μL pro Bohrloch in eine 96-Well-Platte (3 technische Replikationen pro Probe). Inkubieren Sie die Platte bei 37 °C in einem befeuchteten Inkubator mit 5 % CO2_{für 3} Stunden.
8. Übertragen Sie 50 μL des Supernatanten aus jedem Bohrloch auf eine neue 96-Well-Platte.
9. Messen Sie die Absorption (optische Dichte, OD) bei 450 nm mit einem Mikroplattenleser. Notieren Sie die mittleren OD-Werte für den statistischen Vergleich.
   VORSICHT: (i) Sammeln Sie die Toluidinblau-Flecklösung und spülen Sie Abfälle als gefährliche chemische Abfälle und entsorgen Sie sie gemäß institutionellen Richtlinien zur Chemikaliensicherheit; (ii) PDL-Gewebe, verwendete Skalpelle und Zellkulturabfälle als biologisch gefährliche Abfälle (Biosicherheitsstufe 1) zu behandeln und gemäß institutionellen Biosicherheitsprotokollen zu autoklavieren oder zu verbrennen; (iii) Entsorgen Sie PSA (Handschuhe, Pipettenspitzen, Papiertücher) in ausgewiesenen Biohazard-Behältern.

7. Statistische Analyse und methodische Validierung

1. Datenerhebung: Sammeln Sie die quantitativen Daten, einschließlich der gesamten Wurzeloberfläche (mm²), der gesamten gefärbten Fläche (mm²) aus der 3D-Analyse, dem PDL-Abdeckungsprozentsatz (%) und den OD-Werten aus dem biologischen Assay.
2. Normalitätstest: Bewerten Sie die Datenverteilung auf Normalität mit dem Shapiro-Wilk-Test.
3. Gruppenvergleich:
   1. Vergleichen Sie die PDL-Abdeckung und die OD-Werte zwischen MI- und Kontrollgruppen.
   2. Verwenden Sie einen ungepaarten Studenten-t-Test für normal verteilte Daten oder einen Mann-Whitney-U-Test für nicht-normal verteilte Daten.
   3. Berechnen Sie die Effektgröße (Cohens d), um die Größe der Differenz zu bestimmen.
4. Methodologische Robustheitsanalyse:
   1. Führen Sie eine lineare Regressionsanalyse mit "Root Surface Area" als unabhängiger Variable und "PDL Coverage" als abhängigen Variablen durch.
   2. Berechnen Sie den Pearson-Korrelationskoeffizienten (r), um zu beurteilen, ob die Messmethode durch die Zahngröße verzerrt ist. Eine nicht-signifikante Korrelation (P > 0,05) weist auf Robustheit hin.
5. Zuverlässigkeitsanalyse:
   1. Generiere Geigendiagramme kombiniert mit Boxplots, um die Wahrscheinlichkeitsdichte und die Verteilungsmerkmale der Daten zu visualisieren.
   2. Vergleichen Sie die Form und Konzentration der Datenverteilung zwischen den Gruppen.
6. Intra-Observer- und Inter-Observer-Zuverlässigkeitstests:
   1. Wählen Sie zufällig 16 Stichproben aus dem Gesamtdatensatz (8 pro Gruppe) zur Zuverlässigkeitsbewertung aus.
   2. Für die intra-Beobachter-Wiederholbarkeit wiederholen Sie das vollständige Segmentierungs- und Messverfahren an denselben 16 Proben alle eine Woche – insgesamt zwei Studien.
   3. Für eine Vereinbarung zwischen den Beobachtern sollten zwei weitere unabhängige Beobachter standardisierte Schulungen im Segmentierungsprotokoll bereitgestellt werden.
   4. Lassen Sie alle drei Beobachter unabhängig voneinander ROI-Definition, Farbgrenzwerte und Flächenberechnung an denselben 16 Stichproben durchführen.
   5. Berechnen Sie den Intraclass-Korrelationskoeffizienten ICC(A,1) mit 95%-Konfidenzintervallen, um die absolute Übereinstimmung sowohl für intra-Observer- als auch inter-Observer-Vergleiche zu quantifizieren. Berichte ICC-Werte >0,90 als ausgezeichnet, 0,75–0,90 als gut, 0,50–0,75 als moderat und <0,50 als schlecht.
   6. Führen Sie eine Bland-Altman-Analyse für alle paarweisen Vergleiche durch. Berechnen Sie die mittlere Differenz (Verzerrung) und die 95%igen Übereinstimmungsgrenzen (mittlere Differenz +/- 1,96 SD). Ein nicht signifikantes gepaartes t-Testergebnis (P > 0,05) weist auf eine vernachlässigbare systematische Verzerrung hin.
7. Software: Führen Sie alle statistischen Analysen mit geeigneter Software durch. Betrachten Sie P < 0,05 als statistisch signifikant.

Ergebnisse

Der in dieser Studie etablierte experimentelle Arbeitsablauf demonstrierte erfolgreich ein zerstörungsfreies Protokoll zur quantitativen Beurteilung von Rest-PDL an gezogenen Zähnen. Wie im Versuchsdesign (Abbildung 1) dargestellt, integrierte das Protokoll klinische Extraktionsverfahren mit digitaler Erfassung und biologischer Validierung. Die Anwendung intraoraler digitaler Scans, gefolgt von 3D-Reverse Engineering, ermöglichte eine präzise Rekonstruktion ...

Diskussion

Der Erfolg der gezielten Wiederbepflanzung hängt entscheidend von der Erhaltung lebensfähiger PDL-Zellen an der Wurzeloberfläche ab. Während Methoden der MI-Extraktion klinisch zur Reduzierung von^{Trauma 8,9,10} empfohlen werden, bleibt die Quantifizierung ihres biologischen Nutzens auf dem verbleibenden PDL-Gewebe aufgrund des Mangels objektiver Bewertungsinstrumente eine Herausforderung. Diese S...

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
96-Well-Platte	Servicbio	CCP-96H	Multi-Well-Platte für Zellkultur und Absorptionsmessung
Biosicherheitsschrank	Thermo Fisher Scientific	1300 Series4 A2	Biologischer Sicherheitsschrank Klasse II für sterile Verfahren
Zellvitalitätstest-Kit-8 (CCK-8) Lösung	MedChemExpress	HY-K0301	Reagenz für Zellvitalitätstests
Zentrifuge	Ustc Zonkia Zcientific Instruments	SC-3610	Laborzentrifuge zur Zellfällung
Kulturmedium	Gibco	DMEM 11965	Basismedium für Zelltransport und Inkubation
Zahnärztliche Zange	Jinzhong Surgical instruments	K0F130/K0F100	Standard-Zahnextraktionsinstrument
Fetal bovine serum	Anhui Kangyuan Biotechnology Co., Ltd	KY-01003S	Fetal bovine serumsupplement für Kulturmedium
Graduierte Parodontal-Sonde	Jinzhong Surgical instruments	K6F040	Hilfsmittel zum Abkratzen des PDL aus dem mittleren Drittel der Wurzel
Hämostatische Zange	Jinzhong Surgical instruments	J31130	Chirurgisches Instrument zum Fixieren des Zahns während der Abtastung
Befeuchteter Inkubator	Thermo Fisher Scientific	Forma	Zellkulturinkubator, der bei 37°C mit 5% CO2 gehalten wird
Bildbearbeitungssoftware	Adobe Systems Inc.	Adobe Photoshop CC 2018	Software für Farbauswahl
Bildbearbeitungssoftware	Wayne Rasband, National Institutes of Health	ImageJ2 v2.14.0	Software für Farbschwellenwert
Intraoraler digitaler Scanner	Aidite (Qinhuangdao) Technology Co., Ltd.	Aidite Cameo	Optischer Scanner für die 3D-Erfassung digitaler Modelle
Lokalanästhetikum	Produits Dentaires Pierre Rolland	Primacaine Articaine	Zahnärztliches Anästhetikum (z. B. Articain oder Lidocain)
Mikroplatten-Reader	Biotek	Elx808	Spektrophotometer zur Messung der OD bei 450 nm
Penicillin/Streptomycin	Gibco	15070063	Antibiotisches Ergänzungsmittel für Kulturmedium
Periotome	Carl Martin	LS529PT	Minimal-invasives Extraktionsinstrument
Reverse Engineering-Software	Geomagic Inc.	Geomagic Studio 2013	3D-Modellierungssoftware zur Berechnung der Oberflächenfläche
Sterile Zentrifugenröhrchen	Servicbio	EP-1500-J	Kunststoffröhrchen für Probensammlung und -verarbeitung
Sterile phosphatgepufferte Kochsalzlösung (PBS)	Gibco	10010	Spülpuffer für biologische Proben
Sterile Skalpellklinge	Jiayuan Medical Devices	Sterile Skalpellklinge	Klinge zum Abkratzen von PDL-Gewebe
Sterile Kochsalzlösung	Servicbio	G4702-500ML	Kochsalzlösung zum Spülen extrahierter Zähne
Toluidinblau	Allgemeiner Laborlieferant	Toluidinblau (0,1%ige Lösung)	Biologischer Farbstoff zur Visualisierung des Parodontalligaments
Trypsin	Gibco	25200056	Enzymatisches Reagenz zur Gewebeverdauung