Beurteilung der intrinsischen Steifheit der Mausaorta mittels Pin-Myographie: Ein translationaler Rahmen zur Untersuchung des Einflusses des zirkulierenden Milieus

Zusammenfassung

Hier stellen wir ein Protokoll zur Beurteilung der intrinsischen Wandsteifigkeit der Aorten (elastischer Modul) mittels Pinmyographie vor und Ansätze, um die potenzielle Rolle des zirkulierenden Milieus bei der Modulation der intrinsischen Wandsteifigkeit der Aorta zu untersuchen.

Zusammenfassung

Die Aortenversteifung ist ein eigenständiger Risikofaktor für Herz-Kreislauf-Erkrankungen und andere chronische Erkrankungen, darunter kognitiven Abbau, Nierenfunktionsstörungen, Sehbeeinträchtigungen und verminderte Glukose-Insulin-Funktion. In vivo wird die Aortensteifigkeit häufig mit tonometrischen oder ultraschallbasierten Techniken beurteilt, die arterielle Wellenformen bzw. longitudinale arterielle Segmente visualisieren. In-vivo-Messungen werden jedoch von mehreren Faktoren beeinflusst – wie arteriellem Druck und autonomem Input –, die mechanistische Einblicke darin einschränken, wie und warum sich die Aortensteifigkeit verändert. Präklinische Mausmodelle, die den direkten Erwerb von Aortengewebe ermöglichen, bieten einen einzigartigen experimentellen Rahmen, um sowohl die in-vivo Aortensteifigkeit als auch die intrinsischen mechanischen Eigenschaften der Aorta zu beurteilen, frei von störenden physiologischen Variablen. Diese Modelle ermöglichen auch eine direkte Abfrage des zirkulierenden Milieus (d. h. der Sammlung zirkulierender bioaktiver Moleküle im Blutkreislauf) und dessen Rolle bei der Modulation der Aortensteifigkeit im präklinischen zum klinischen translationalen Spektrum. Veränderungen im zirkulierenden Milieu haben sich als zentrale mechanistische Grundlage der Aortenversteifung in zahlreichen Zuständen herausgestellt – einschließlich primärer Alterung und vorzeitiger Alterung im Zusammenhang mit Krebs und Krebstherapien – sowohl in präklinischen als auch klinischen Studien sowie bei der Vermittlung der Wirkungen von Interventionen. Dieser Artikel bietet einen Schritt-für-Schritt-Leitfaden zur Beurteilung: (1) intrinsischer Aortensteifigkeit (elastischer Modul) in präklinischen Mausmodellen und (2) den Beitrag des zirkulierenden Milieus (und seiner Bestandteile) zur Aortenversteifung sowohl mit präklinischen als auch klinischen Bioproben.

Einleitung

Die Aortenversteifung ist ein eigenständiger Risikofaktor für Herz-Kreislauf-Erkrankungen und andere chronische Erkrankungen ^1,2. Die Beurteilung der Aortensteifigkeit in vivo kann aufgrund der integrativen physiologischen Prozesse, die die Steifheit der Aorta in vivo regulieren, keine mechanistische Auflösung zeigen. Daher ermöglicht die Ex-vivo-Beurteilung der intrinsischen Steifigkeit der Aortenwand (d. h. Aortenwandsteifigkeit/Elastizitätsmodul) mittels Pinmyographie die Möglichkeit einer direkten Beurteilung der Aortensteifigkeit unabhängig von störenden physiologischen Variablen². Darüber hinaus ermöglicht der Einsatz eines ex-vivo-experimentellen Ansatzes die Untersuchung potenzieller molekularer Mechanismen, die die Versteifung der Aortenwand vermitteln könnten. Im Gegensatz zu anderen etablierten Methoden zur Beurteilung der arteriellen Steifigkeit ex vivo, wie Druckmyographie, biaxiale planare Tests und zyklische/pulsatile Myographensysteme, die auf physiologischer Systemmodellierung (z. B. intraluminaler Druck und pulsatile Hämodynamik) basieren, ermöglicht die Pinmyographie die direkte Beurteilung der Aortenwandsteifigkeit mittels isometrischer Kraft unter hoch kontrollierten Umgebungen, die keine In-vivo-Modellierung erfordern.

Das zirkulierende Milieu (d. h. die Ansammlung bioaktiver Moleküle im Blutkreislauf), das in direktem und häufigem Kontakt mit der Aorta steht, verändert sich häufig in Situationen der Aortenversteifung (z. B. chronologische/primäre Alterung und vorzeitiges Altern, wie bei Krebspatienten oder Modellen von Krebsüberlebenden)^3,4. Wir haben sowohl mit präklinischen (murinen) als auch klinischen (humanen) Bioproben (Plasma und Serum) festgestellt, dass das zirkulierende Milieu direkt zur Aortenversteifung beiträgt, sowohl bei primären⁴ als auch bei vorzeitigem^{Alter von 3}. Darüber hinaus haben wir einen experimentellen Rahmen zur Bestimmung des direkten Beitrags ausgewählter Bestandteile innerhalb des zirkulierenden Milieus zur Vermittlung ihrer Wirkung auf die Aortenversteifung ^{3,5,6 geschaffen}. Hier skizzieren und beschreiben wir die schrittweise experimentellen Ansätze zur Beurteilung der intrinsischen Steifigkeit der Aorta und des Beitrags des zirkulierenden Milieus (und seiner Bestandteile) zur Aortenversteifung mittels Pin-Myographie und liefern repräsentative Ergebnisse (mit Abbildungen und Zitaten).

Protokoll

Männliche Wildtyp-C57BL/6J junge erwachsene (4 Monate alt) Mäuse wurden während dieser gesamten Studie verwendet. Unterbringung und Verfahren mit experimentellen Mäusen wurden vom University of Colorado Anschutz Medical Campus Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) genehmigt.

1. Herstellung einer kaltphysiologischen Kochsalzlösung (CPSS)

1. Bereiten Sie Ca²⁺ Ringer's Stock Lösung in 1 L DiH₂O vor und lagern Sie sie bei 4 °C (Tabelle 1).
2. Fügen Sie 13,9 g MOPS in 100 ml diH_2Ohinzu, um die MOPS-Pufferlösung herzustellen und bei 4 °C zu lagern.
3. Gib 0,186 g EDTA in 100 mL DiH_2O, um die EDTA-Brühlösung herzustellen, pH-Wert auf 8,0, und lagere bei Raumtemperatur.
4. Bereiten Sie CPSS vor, die oben hergestellte Lagerlösungen und die unten aufgeführten Chemikalien enthalten (Tabelle 2). Bringen Sie das Gesamtvolumen auf 2 L mit_{DiH 2}O, den pH-Wert auf 7,4 bei 34 °C und filtern Sie CPSS durch einen ≤ 0,45 μm-Filter. Verteilt in 50 mL konische Röhren und lagert bei -20 °C.

2. Dissektion der Mausaorta (Abbildung 1, Abbildung 2 und Abbildung 3)

1. Betäuben Sie die Maus mit inhaliertem Isofluran (2,5 %) und setzen Sie die Maus in eine dorsale liegende Position (Abbildung 1A-C).
2. Sobald sich die Maus unter der chirurgischen Ebene der Anästhesie befindet, wird Blut durch eine Herzpunktion entnommen und die sekundäre Euthanasie durch bilaterale Thorakotomie abgeschlossen (Abbildung 1B–C).
3. Anschließend wird die Aorta vorsichtig vom Aortenbogen zur Bauchaorta entfernt (Abbildung 1D–F).
4. Setzen Sie die Aorta in CPSS und entfernen Sie sämtliches binde- und perivaskuläres Fettgewebe mit Fine Science Tools Vannas Spring Scissors (2,5 mm) (Abbildung 2A–E).
5. Schneiden Sie vorsichtig drei 1 mm breite Aortensegmente im Thoraxbereich direkt unterhalb des Aortenbogens (Abbildung 3).
6. Setzen Sie die beiden 1-mm-Aortensegmente in ein 1,5-ml-Rohr, das mit CPSS gefüllt ist, und lagern Sie bei -80 °C bis zu Stress-Dehnungs-Pin-Myographie-Experimenten. Lagern Sie das^{dritte Segment entsprechend} für nachfolgende histologische Messungen wie unten beschrieben.

3. Stress-Dehnungs-Pin-Myographie-Experimente

HINWEIS: Das Pin-Myographiesystem wird für In-vitro-Tests der Aortensteifigkeit verwendet (Abbildung 4 und Abbildung 5).

1. Zuerst werden die Kammern auf 37 °C vorgeheizt, die etwa 6 ml phosphatgepufferte Kochsalzlösung (PBS) enthalten, und 1 mm gefrorene Aortensegmente aufgetaut.
   HINWEIS: Alternative physiologische Salzlösungen, die angemessen sauerstoffreich und pH-kontrolliert sind, können ebenfalls wie zuvor beschrieben^verwendet werden. 7.
2. Sobald 37 °C erreicht ist, folgen Sie dem Kalibrierungsprotokoll des Herstellers.
   1. Platzieren Sie die Kalibrierungsbrücke auf den Myographen so, dass die T-Balance-Stange den Stift nicht berührt, der mit dem Krafttransducer der Pin-Myographiekammer verbunden ist.
   2. Stellen Sie sicher, dass der Kraftwandlerstift keiner Kraft ausgesetzt ist. Wenn die relative Kraft stabil ist, legt man ein 2 g Gewicht auf die T-Brücke, sodass die T-Balance-Stange nun ~2 g Kraft auf den Kraftwandlerstift ausübt.
   3. Bestätigen Sie, dass die Kraftanzeige innerhalb von 9,71–9,91 mN liegt. Falls ja, ist die Kalibrierung abgeschlossen.
3. Bestimmen Sie den Baseline-Mikrometerwert und den Aufzeichnungswert (d. h. Anfangsmessung).
   1. Bei einem Sektionsmikroskop bestimmen Sie den Basismikrometerabstand, bei dem sich die beiden parallelen Pins fast berühren (Abbildung 4).
      HINWEIS: Lassen Sie nicht zu, dass sich die beiden Pins berühren, da dies Schäden verursachen oder den Krafttransducer in der Myographenkammer stören könnte.
4. Unter einem Sektionsmikroskop wird ein 1 mm großes Aortensegment über die beiden Stifte gelegt und die Breite des Segments mit Mikroschiebern erfasst (Abbildung 6A). Dann verbinden Sie die Kammereinheit mit der Schnittstelle des Pin-Myographiesystems.
   HINWEIS: Erhöhen Sie die Stiftbreite, um Spannung auf das Aortasegment auszuüben, während Sie die Aorta montieren, um sie an den beiden Stiften zu befestigen, was verhindert, dass das Aortasegment verrutscht.
5. Wenn Spannung auf die Aorta ausgeübt wird und die Kammer angeschlossen und am Pin-Myographiesystem montiert wurde, kehren Sie den Mikropositionierer in die "Anfangsposition" zurück, wie in Schritt 3.3 oben festgelegt.
6. Vollständige Vordehnung der Aorta.
   1. Dehnen Sie die Aorta, indem Sie den Abstand zwischen den beiden Pins um 1 mm von der ursprünglichen Mikropositionierung erhöhen (Abbildung 6B).
   2. Anschließend entspannst du die Aorta, indem du die Pins wieder auf die anfängliche Mikropositionier-Anzeige zurückbringst. Führen Sie diese Dehn-Entspannungs-Sequenz dreimal durch (Abbildung 6A).
      HINWEIS: Nach der letzten Dehn-Entspannungs-Sequenz sollte der Mikro-Positionierer wieder zur ursprünglichen Messung zurückgekehrt sein.
7. An der Schnittstelle des Pin-Myographiesystems gibt es für jede verwendete Kammer keine Kraftmessung (Abbildung 7).
8. Beginne das Stress-Dehnungsexperiment.
   1. Erhöhen Sie die Kraftmessung auf etwa 1 mN, indem Sie den Mikro-Positionierer anpassen (Abbildung 7).
   2. Nach einer Kraftausgleichung von ~1 mN (3–5 s) wird die neue Mikropositionier-Messung bei der ~1 mN Kraft aufgezeichnet und die erste Kraftmessung aufgenommen.
   3. Erhöhen Sie den Mikropositionierer um 50 μm (also 5 Klicks/Hashes) und lassen Sie das Aortasegment für 3 Minuten gedehnt werden. Nach 3 Minuten, Rekordkraft.
   4. Erhöhen Sie weiterhin den Mikropositionierer alle 3 Minuten um 50 μm und messen Sie die Kraft, bis der "Streckpunkt" erreicht ist.
      HINWEIS: Der Streckpunkt ist die höchste Kraftmenge, die vor dem irreversiblen strukturellen Schaden an der Aorta entsteht (d. h. ein Riss oder Bruch in der Aorta, ein signifikanter Kraftabfall).
   5. Bestätigen Sie den Ertragspunkt, indem Sie die Aorta nach dem Anfangsfließpunkt um weitere 50 μm dehnen. Stellen Sie sicher, dass der Kraftwert verringert bleibt oder leicht über dem Streckpunkt liegt. Wenn der Streckpunkt nicht bestätigt ist, werden Sie mit 3-minütigen Erhöhungen fortgesetzt, bis der Streckpunkt erreicht ist.
   6. Nach Bestätigung des Fließpunkts sind die Experimente abgeschlossen. Beginnen Sie jetzt mit der Analyse.

4. Analyse von Spannungs-Dehnungs-Pin-Myographie-Experimenten zur Bestimmung des elastischen Moduls von Kollagen und Elastinregion

1. Anhand der vom Myographen gewonnenen Kraftwerte erzeugt man eine Spannungs-Dehnungskurve mit den folgenden Gleichungen:
   Stämmung (λ)=∆d/[d(i)]
   Hier ist d der Durchmesser und d_i der Anfangsdurchmesser und;
   Spannung (t)=λL/[2(HD)]
   wobei L die eindimensionale Last ist, H die Dicke des Intima-Mediums und D die Gefäßlänge. Sobald die Spannungs-Dehnungskurven erzeugt sind, verwenden Sie sie, um die zuvor beschriebenen^Hochkraft- und Niederkraftregionen zu berechnen (Abbildung 8).
2. Berechnen Sie den Hochkraftbereich (Kollagenregion) (Abbildung 8B).
   1. Bestimmen Sie den elastischen Modul der Spannung-Dehnungskurve als Steigung der linearen Regressionsanpassung an die letzten vier Punkte der Spannung-Dehnungskurve. Um die Hochkraftmessung aus dem Spannungs-Dehnungsdiagramm zu erhalten, folgen Sie den folgenden Schritten:
      1. Klicken Sie mit der rechten Maustaste auf einen Datenpunkt im Graphen und wählen Sie Daten auswählen > Hinzufügen > Reihennamen eingeben: Elastizitätsmodul.
      2. Serien-X-Werte: Wählen Sie 4 Datenpunkte aus den Dehnungswerten aus. Diese sollten die drei Punkte sein, wenn die Kraft sich dem "Weichpunkt" nähert. Stellen Sie sicher, dass der Weiche-Punkt als vierter Punkt angegeben wird.
      3. Werte der Serie Y: Wählen Sie 4 Datenpunkte aus den Spannungswerten aus. Diese sollten die drei Punkte sein, wenn die Kraft sich dem "Weichpunkt" nähert. Stellen Sie sicher, dass der Weiche-Punkt als vierter Punkt angegeben wird.
      4. Klicken Sie auf OK und fügen Sie Trendlinie > lineare > Gleichung im Diagramm anzeigen > R-Quadratwert im Diagramm anzeigen.
   2. Die Steigung der Gleichung ist das Hochkraftelastizitätsmodul. Stellen Sie sicher, dass der R-Quadrat-Wert ≥ 0,99 ist, damit der elastische Modul genau ist.
3. Berechnen Sie den Bereich mit niedriger Kraft (Elastinregion) (Abbildung 8C)
   1. Bestimmen Sie die Grenzen des elastin-dominanten Bereichs (niedriger Kraftbereich, bei dem die Krümmung ~0 beträgt) der Spannungs-Dehnungskurve, indem Sie eine Polynomgleichung siebter Ordnung an die Daten anpassen (r² > 0,99) und dann die Wurzeln der Gleichung berechnen. Betrachten wir die erste Wurzel, die Grenze zwischen dem sehr niedrigen Kraftbereich und dem Elastinbereich, und die zweite Wurzel, die Grenze zwischen dem Elastinbereich und dem Beginn der Kollagenfaser-Aktivierung.
   2. Dann bestimmen Sie den Elastizitätsmodul des niedrigen Kraftbereichs als Steigung einer linearen Gleichung, die auf die Spannungs-Dehnungsdaten zwischen den beiden Nullstellen ^8,9 passt. Um dies zu erhalten:
      1. Erstellen Sie eine Tabelle mit Spalten, wie in ergänzender Tabelle 1 dargestellt.
      2. Mach daraus ein "txt"-Dokument und öffne es im R-Code-Softwareskript "Modulus of Elasticity" R.
      3. Um die Daten zu verwenden, prüfen Sie die normalen Steigungen – der 3. Ableitungsgraph am^R-Ausgang sollte wie "M" geformt sein.
      4. Im Ergebnis-Tab ist der numerische Wert unter der Steigungsspalte der Elastizitätsmodul. Stellen Sie sicher, dass der R-Quadrat-Wert größer als oder gleich 0,99 ist, damit der Elastizitätsmodul genau ist.
      5. Um diesen Wert in der Tabelle zu erhalten, wählen Sie die Dehnungswerte (und deren entsprechende Spannungswerte) zwischen der ersten und der zweiten Ableitung aus dem R-Code-Ergebnistab aus.
      6. Befolgen Sie die in Schritt 4.2 beschriebenen Schritte, um die Gleichung und den^R2-Wert im Tabellenkalkulationsdiagramm zu erhalten.

5. Beurteilung des Aortendurchmessers und der Wanddicke

1. Platziere das letzte 1 mm Aortensegment in ein Kryomold, das mit optimaler Schneidetemperatur (OCT) gefüllt ist. Orientieren Sie den Ring mit dem Lumen flach und zentriert am Boden der Form, wobei die Luminalachse senkrecht zur Schneidfläche steht, um Querschnitte zu erhalten.
2. Bereiten Sie einen Behälter mit 2-Methylbutan vor, der in flüssigem Stickstoff gekühlt ist, und tauchen Sie das Kryomold dann in kaltes 2-Methylbutan, bis das OCT undurchsichtig weiß wird.
3. Lagere das Kryomold bei -80 °C bis zur Sektionierung. Stellen Sie die Kryostattemperatur auf die entsprechende OCT-Schneidetemperatur (≈–20 °C) ein und montieren Sie dann den gefrorenen Block auf den Probenhalter.
4. Sobald er am Halterung befestigt ist, schneide den Block vorsichtig ab und halte die Dicke bei 7 μm, bis Gewebe erscheint.
5. Beschriften Sie einen Objektträger mit der Maus-ID und schneiden Sie 4–5 Querschnitte des Aortengewebes mit einer Dicke von 7 μm durch.
6. Um das geschnittene Gewebe auf die Objektträger zu übertragen, legen Sie alle geschnittenen Abschnitte auf die Kryostatstufe (auch Messerstufe genannt), bevor Sie den beschrifteten Objektträger direkt darauf legen.
7. Nach Abschluss des Transfers wird an der Luft getrocknet.
8. Bildschnitte mit 10-facher Vergrößerung an einem Hellfeldmikroskop. Speichere Bilder im JPG/TIFF-Format mit einer Skalenleiste am unteren Rand des Bildes.
9. Zur Analyse öffnen Sie ImageJ, gehen Sie zu File > Open und wählen Sie das Aortenbild aus.
10. Sobald das Aortenbild online ist, zoome mit dem Kontroll-++-Symbol in die Skalaleiste und verwende dann das Linienwerkzeug, um die Länge der Skalaleiste zu messen. Um das Ergebnis auszufüllen, drücken Sie Control + M. Die unter der Länge berechnete Messung ist die Messung der Skala.
11. Um die Software zu kalibrieren, gehe zu Analyze > Set Scale. Für die Entfernung in Pixeln geben Sie die Länge der von ImageJ in Schritt 8 berechneten Linie ein. Für die bekannte Entfernung geben Sie die tatsächliche Länge der Skalenleiste ein und schreiben unter Einheiten die Messeinheit (μm, mm, cm usw.).
12. Kreuze das globale Kästchen an, um alle nachfolgenden Bilder automatisch zu kalibrieren. Beachten Sie, ob die Skalenleiste in den anderen Bildern abweicht oder ob ImageJ geschlossen ist; Falls ja, ist eine Neukalibrierung erforderlich.
13. Für die Wanddicke verwenden Sie das Geradelinienwerkzeug und zeichnen Sie eine senkrechte Linie von der Luminalkante zur äußeren Adventitialkante. Drücken Sie Control + M , um die Länge im Ergebnis-Tab automatisch auszufüllen.
14. Wiederholen Sie Schritt 5.13, um Messungen an 6 gleichmäßig verteilten Positionen rund um den Umfang der Aorta durchzuführen und jeden Wert zu notieren.
15. Um die mittlere Dicke pro Mausaorta zu berechnen, mittelt man alle Dicken, die aus 4–5 Proben derselben Maus erhalten wurden.
16. Um den luminalen Durchmesser zu messen, wählen Sie das Polygonwerkzeug und zeichnen Sie den inneren luminalen Rand im Uhrzeigersinn. Zeichnen Sie den Umfang (μm) auf, indem Sie Control + M drücken.
17. Wiederhole die Verfolgung gegen den Uhrzeigersinn, beginnend an einem anderen Punkt. Stelle sicher, dass die beiden Umfangswerte nahe beieinander liegen, und mittele sie für diesen Aortenring.
18. Wiederholen Sie Schritt 5.16 für die 4–5 Aortenproben derselben Maus und ermitteln Sie den Durchschnitt aller Umfangswerte.
19. Um den Durchmesser zu berechnen, verwenden Sie die Gleichung: Durchmesser (μm) = Umfang/3,14.

6. Zirkulierendes Milieu-vermittelter aortenelastischer Modul

HINWEIS: Um festzustellen, ob zirkulierende Faktoren oder spezifische Verbindungen die intrinsische Aortensteifigkeit verändern, können thorakale Aortenringe von interventionsnaiven Mäusen ex vivo unter definierten Standardkulturbedingungen (37 °C, 5 % CO2_, 20_{% O2}, befeuchtet) inkubiert werden (Abbildung 9).

1. Schneiden Sie die thorakale Aorta auf und schneiden Sie pro Bedingung zwei 1-mm-Ringsegmente ab. Entfernen Sie sämtliches perivaskuläres Fettgewebe.
2. In einer 96-Well-Platte werden die Aortenringe in Standardmedien inkubiert, die aus DMEM + 1 % Penicillin-Streptomycin bestehen.
3. Fügen Sie dem Medium eine experimentelle Behandlung hinzu. Für Plasma oder Serum (unbehandeltes Plasma/Serum kann dafür verwendet werden) verwenden Sie 10 % des gesamten Medienvolumens. Verwenden Sie präklinisches und klinisches (humanes) Plasma oder Serum ^3,4,6 (Abbildung 9).
4. Zur Feststellung der kausalen Rolle eines zirkulierenden Faktors, der zwischen den Studiengruppen unterschiedlich ist, wiederholen Sie die Plasma-/Serumexposition und korrigieren gleichzeitig den beobachteten Unterschied in der Konzentration zwischen den Gruppen (d. h. normalisieren Sie die Konzentration des interessierten Faktors), bestimmen Sie den direkten Effekt des Interessenfaktors bei einer Konzentration, die den durchschnittlichen Gruppenunterschied darstellt, oder blockiert die Signalübertragung des Faktors, von dem angenommen wird, dass er die Wirkung des zirkulierenden Milieus vermittelt.
   HINWEIS: Die beiden letztgenannten Ansätze wurden zuvor jeweils mit Trimethylamin-N-Oxid (TMAO)⁵ und mit Blockade des Rezeptors für fortgeschrittene Glykationsendprodukte³ durchgeführt.
5. Zur Aufklärung der Rolle von überschüssigem superoxidbedingtem oxidativem Stress oder Mitochondrien –
   spezifische superoxidbezogene oxidative Belastung in diesem Modellsystem verwenden Sie bei der Inkubation von Aortaringen folgende Konzentrationen: TEMPOL: 1 μM ^5,10 und MitoQ: 1 μM⁶.
6. Nach 48–72 Stunden Inkubation werden die Aortenringe in den Pin-Myographen geladen und die oben beschriebenen Schritte befolgt.

Ergebnisse

Altersbedingte Aortenversteifung

Für die intrinsische mechanische Steifigkeit wird die Kraft jedes Dehnungsintervalls erfasst und für die Berechnungen verwendet. In den zuvor besprochenen Berechnungen erzeugt man Spannungs-Dehnungskurven und berechnet den elastischen Modul für den 1) Kollagenbereich und/oder 2) den Elastinbereich dieser Kurven, wie oben beschrieben und ursprünglich von Gioscia-Ryan et al.⁹ gezeigt. Der...

Diskussion

Der Einsatz der Pinmyographie zur Beurteilung der intrinsischen Aortensteifheit ex vivo bietet die Möglichkeit, die intrinsische Aortensteifheit unabhängig von potenziell störenden physiologischen Variablen wie Blutdruck und autonomem Input in vivo ^zu beurteilen. Darüber hinaus bietet dieser ex-vivo-experimentelle Ansatz die Möglichkeit, potenzielle molekulare Mechanismen zu untersuchen, die Unterschiede in der intrinsischen Steifigkeit ...

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
2-Methylbutan	Fisher Scientific	AA19387AP
BSA	Fisher Bioreagents	BP1600
Calciumchlorid-Dihydrat	Sigma-Aldrich	C7902
Cryomold	Fisher Scientific	NC9511236
D-(+)-Glucose (Dextrose)	Sigma-Aldrich	G7021
DMEM	Fisher Scientific	MT10017CV
EDTA (A.C.S.)	Fisher Chemical	E478
KCl	Sigma-Aldrich	P4504
Magnesiumsulfat-Heptahydrat	Sigma-Aldrich	M2773
MitoQ	Cayman Chemical	845959-50-4
Mononatriumphosphat	Sigma-Aldrich	S5011
MOPS (Na-Salz)	Sigma-Aldrich	M9024
Multi Pin Myographie System	Danish Myo Technology (DMT)	620M
NaCl	Fisher Chemical	S271
Penicillin-Streptomycin	Fisher Scientific	15-140-148
RAGE-Antikörper	R&D System	AF1145
Natriumpyruvat	Sigma-Aldrich	P2256
TEMPOL	Sigma-Aldrich	2226-96-2
Tissue-tek OCT Compound	Sakura	4583
Trimethylamin-N-oxid (TMAO)	Sigma Aldrich	317594