Dieses Protokoll bietet einen Doppler-basierten transthorakalen Echokardiographieansatz bei Mäusen zur reproduzierbaren Beurteilung der systolischen Funktion und konventioneller diastolischer Indizes.
Methodenartikel
Doppler-Echokardiographie zur Beurteilung der diastolischen Funktion bei Mäusen
In diesem Artikel
Zusammenfassung
Zusammenfassung
Herzinsuffizienz (HF) ist eine große globale Gesundheitsbelastung, die durch eine beeinträchtigte Herzfunktion gekennzeichnet ist. Sie kann durch eine verminderte systolische Funktion oder eine abnormale diastolische Entspannung entstehen, wie sie bei Herzinsuffizienz mit erhaltener Ejektionsfraktion (HFpEF) beobachtet wird. Zuverlässige präklinische Modelle und quantitative Werkzeuge sind unerlässlich, um Krankheitsmechanismen und therapeutische Interventionen zu untersuchen. Die transthorakale Echokardiographie ist eine nicht-invasive bildgebende Methode, die weit verbreitet zur Messung der Herzstruktur und -funktion in Mausmodellen verwendet wird. Dieses Protokoll beschreibt eine standardisierte Methode zur Durchführung hochauflösender Doppler-basierter Echokardiographie bei Mäusen mit Hochfrequenz-Transducern (30–40 MHz) unter Inhalationsanästhesie. Die Tiere werden auf einer temperaturkontrollierten Plattform positioniert, die kontinuierlich Herzfrequenz, Atmung und Körpertemperatur überwacht, um die physiologische Stabilität sicherzustellen. Der Arbeitsablauf umfasst die Aufnahme von B-Mode, M-Mode, Pulswellen-Doppler, Farb-Doppler und Gewebe-Doppler-Bildgebung zur Bewertung der linken ventrikulären Struktur, der systolischen Leistung und konventioneller diastolischer Indzes. Die Offline-Analyse erfolgt mit blinden Messungen, die über mehrere Herzzyklen gemittelt werden. Diese Methode ermöglicht eine reproduzierbare Beurteilung der Herzfunktion und eignet sich für Längsschnittstudien in Mausmodellen kardiovaskulärer Erkrankungen.
Einleitung
Herzinsuffizienz (HF) betrifft weltweit mehr als 64 Millionen Menschen und bleibt eine der Hauptursachen für Morbidität und Mortalität 1,2. Er wird klinisch in Herzinsuffizienz mit reduzierter Auswurffraktion (HFrEF), leicht reduzierter Auswurffraktion (HFmrEF) und erhaltener Auswurffraktion (HFpEF)3,4 eingeteilt. Die zunehmende Prävalenz von HFpEF und das Fehlen gezielter Therapien unterstreichen die Notwendigkeit robuster präklinischer Modelle und quantitativer Methoden für die kardiale Phänotypisierung5. Ein zentrales Merkmal von HFpEF ist eine beeinträchtigte diastolische Funktion, was die Bedeutung zuverlässiger Werkzeuge zur Bewertung der ventrikulären Relaxation und Fülldynamik in experimentellen Systemen unterstreicht.
Murine Modelle werden weit verbreitet zur Untersuchung von Herz-Kreislauf-Erkrankungen verwendet, einschließlich Drucküberlastung, ischämischer Verletzung und pharmakologischen Modellen, und sind für genetischeModifikationen geeignet 6,7. Eine genaue und reproduzierbare Bewertung der Herzfunktion ist in diesen Modellen 8,9 entscheidend. Die transthorakale Echokardiographie bietet eine nicht-invasive, schnelle und reproduzierbare Methode, die wiederholt werden kann, um den Krankheitsverlauf und seine Reaktion auf potenziell therapeutische Interventionen zu dokumentieren, mit der Möglichkeit, die Herzstruktur und -funktion in vivozu bewerten. Sie hat den zusätzlichen Vorteil, dass Strahlenbelastung für Forscher oder Tiere verhindert wird, was die experimentellen Ergebnisse erschweren könnte.
Das Hauptziel dieses Manuskripts ist es, einen standardisierten und reproduzierbaren Ansatz zur Bewertung der diastolischen Funktion des linken Ventrikels bei Mäusen mittels Doppler-Echokardiographie bereitzustellen. Dieses Protokoll integriert konventionelle transmitrale Zuflussmessungen und Gewebe-Doppler-Bildgeräte, um Parameter wie E/A- und E/e′-Verhältnisse zu quantifizieren, die als Marker für ventrikuläre Relaxation und Fülldrücke dienen. Durch die Ermöglichung einer longitudinalen Beurteilung desselben Tieres erleichtert diese Technik das Studium des Krankheitsverlaufs und der therapeutischen Reaktionen in präklinischen Herzinsuffizienzmodellen.
Die Begründung für die Entwicklung und den weitverbreiteten Einsatz der Doppler-Echokardiographie in Mausstudien liegt in ihrer Fähigkeit, translationale Lücken zwischen präklinischen Modellen und klinischer Kardiologie zu überbrücken. Obwohl invasive hämodynamische Messungen weiterhin der Goldstandard sind, schließt ihre terminale Natur die Verwendung in Serienstudien aus. Die Doppler-Echokardiographie, adaptiert aus der klinischen Praxis, ermöglicht es Forschern, physiologisch relevante Indizes der diastolischen Funktion auf minimalinvasive Weise zu erhalten. Fortschritte in Hochfrequenzultraschallsystemen haben die räumliche und zeitliche Auflösung weiter verbessert und ermöglichen eine genaue Erfassung schneller Herzzyklen der Maus für quantitative Analysen11.
Alternative Techniken wie die kardiale Magnetresonanztomographie sind teuer, zeitaufwendig und haben nur begrenzte Verfügbarkeit, was Wiederholungsstudien unpraktisch macht. Die Druck-Volumen-Schleifenanalyse gilt zwar als Goldstandard zur Beurteilung der diastolischen Funktion, ist aber invasiv, technisch anspruchsvoll und typischerweise ein terminales Verfahren. Im Gegensatz dazu bietet die Echokardiographie ein praktisches Gleichgewicht zwischen Genauigkeit und Machbarkeit und ist damit die zugänglichste Methode für die longitudinale Phänotypisierung bei Kleintieren. Im Vergleich zu aufkommenden Ansätzen wie der Speckle-Tracking-Dehnungsbildgebung oder der funktionalen Analyse der linken Atrialität erfordern konventionelle Doppler-basierte Methoden weniger spezialisierte Fachkenntnisse und lassen sich leichter in Laboren umsetzen, was die Reproduzierbarkeit und Vergleichbarkeit der Ergebnisse verbessert. Daher bietet diese Methode einen robusten, zugänglichen und übertragbaren Ansatz zur Beurteilung der diastolischen Funktion in Mausmodellen, insbesondere bei HFpEF oder frühstufiger Herzfunktionsstörung12,13.
Protokoll
Alle Tierverfahren wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC: Genehmigungsnr. A00007272-23-R26) genehmigt und gemäß institutionellen und nationalen Richtlinien durchgeführt. Insgesamt wurden in dieser Studie 8 C57BL/6NJ-Kontrollmäuse verwendet. Die Isofluran-Anästhesie wurde mit einem kalibrierten Verdampfer mit entsprechender Säuberung verabreicht, um die Personenbelastung zu minimieren. Die Tiere wurden kontinuierlich auf Herzfrequenz und Atmung überwacht, um die physiologische Stabilität zu erhalten und eine Anästhesieüberdosis zu verhindern. Eine Erwärmungsplattform wurde verwendet, um Unterkühlung zu verhindern. Forscher können sich entscheiden, die Tiefenkörpertemperatur mit einem Analthermometer zu überwachen. Ein Augenschmiermittel wurde aufgetragen, um das Hornhauttrocknen zu verhindern. Die Tiere wurden unter Narkose nicht unbeaufsichtigt gelassen und bis zum vollständigen Wachzustand überwacht, was sich durch die Wiederherstellung der aufrechten Haltung und normale Bewegungen im Käfig zeigt (Materialtabelle).
1. Tiervorbereitung
- Entfernen Sie die Brusthaare 24–48 Stunden vor der Bildgebende mit Enthaarungscreme und reinigen Sie gründlich mit feuchter Mullbinde.
- Stellen Sie sicher, dass der Brustbereich vollständig entfernt wird und Hautreizungen und Rötungen vollständig verschwinden können, bevor Sie bildgeblich behandelt werden.
- Bereiten Sie das Bildgebungssystem, die Anästhesieeinrichtung und die Überwachungsausrüstung vor der Einleitung vor.
- Wählen Sie die kardiologische Bildvoreinstellung aus, stellen Sie die Bildtiefe auf 2–2,5 cm, Bildrate ≥200 Bilder/s ein und passen Sie die Verstärkung an, um die Myokardvisualisierung zu optimieren.
2. Anästhesie und physiologische Überwachung
- Narkose wird mit 2–3 % Isofluran in Sauerstoff induziert und 1–1,5 % über den Nasenkegel gehalten.
- Stellen Sie die Maus auf Rücken auf eine temperaturkontrollierte Plattform und befestigen Sie die Gliedmaßen an EKG-Elektroden.
- Tragen Sie ein Augenschmiermittel auf, um das Austrocknen der Hornhaut zu verhindern.
- Überwachen Sie kontinuierlich Herz- und Atemfrequenz.
- Halten Sie die Herzfrequenz bei etwa 450–500 Schlägen/min, um die Trennung von Doppler-E- und A-Wellen sicherzustellen.
HINWEIS: Zu niedrige Herzfrequenzen (<400 Schläge/min) können auf eine tiefere Anästhesie und veränderte Belastungsbedingungen hinweisen, während höhere Herzfrequenzen (>500 Schläge/min) zu einer E/A-Fusion führen können. Physiologische Parameter innerhalb von Bereichen zu halten, die sowohl die normale Physiologie als auch die optimale Doppler-Signalinterpretation erhalten. Eine Herzfrequenz von etwa 400–500 Schlägen pro Minute wird empfohlen, um eine klare Trennung der transmitralen E- und A-Wellen zu ermöglichen und die Genauigkeit der diastolischen Messungen zu verbessern. Dieser Zielbereich wird in erster Linie durch Messüberlegungen bestimmt und nicht durch eine strenge physiologische Anforderung. Herzfrequenzen unter 400 bpm können tiefere Narkosewerte und veränderte Belastungsbedingungen widerspiegeln und möglicherweise die diastolischen Indizes beeinflussen. Umgekehrt können Herzfrequenzen über 550 Schläge pro Minute zu einer Verschmelzung von E- und A-Wellen führen, was die Interpretierbarkeit einschränkt. Die Atemfrequenz sollte bei 80–120 Atemzügen pro Minute gehalten werden, die Körpertemperatur bei 37 ± 0,5 °C. Die Isoflurankonzentration sollte schrittweise angepasst werden (±0,1–0,2 %), um die Stabilität zu erhalten.
3. Bildablauf
- B-Mode-Bildgebung
- Positioniere den Wandler entlang des Brustbeins, um eine parasternale Langachsenansicht zu erhalten.
- Erfassen Sie Cine-Loops (kontinuierliche Videoaufnahmen), die Herzkammern und Wandbewegungen über mehrere Herzzyklen zeigen.
- M-Mode-Bildgebung
- Positionieren Sie den Transducer so, dass eine parasternale Kurzachsenansicht auf Höhe der papillären Muskeln erscheint, wobei der linke Ventrikel wie ein Donut erscheint, wobei die Basis zweier papillarer Muskeln in den Positionen 4 Uhr und 8 Uhr sichtbar ist.
- Richten Sie den M-Modus-Cursor senkrecht zum Interventrikularseptum und der hinteren Wand aus.
- Zeichnen Sie 3–5 Herzzyklen auf und sparen Sie für die Analyse.
- LVOT Doppler
- Aktiviere den Farb-Doppler, um den Fluss auf Aortenebene zu visualisieren.
- Richten Sie den Dopplerstrahl parallel zum Fluss im linken ventrikulären Ausflusstrakt aus.
- Zeichnen gepulste Dopplersignale über 3–5 Herzzyklen auf.
- Mitral-Einfluss-Doppler
- Erhalten Sie eine apikale Vierkammeransicht.
- Platzieren Sie das Volumen der Puls-Dopplerprobe an die Spitzen der Mitralklappenblätter.
- Nehmen Sie E- und A-Wellen mit einer Geschwindigkeit von 200–300 mm/s auf.
- Gewebe-Doppler-Bildgebung
- Positioniere das Probevolumen am septalen Mitralannulus.
- Frühe (e′) und späte (a′) Gewebediastolische Geschwindigkeiten über mehrere Herzzyklen werden erfasst.
4. Genesung
- Setzen Sie die Anästhesie ab und entfernen Sie Ultraschallgel.
- Setze die Maus in einen warmen Erholungskäfig.
- Überwachen Sie, bis Sie vollständig gemohfähig sind, bevor Sie in die Unterkunft zurückkehren.
5. Bildanalyse
- Öffne die Analysesoftware und lade die Cine-Schleife.
- Messen Sie die ventrikulären Abmessungen an Enddiastole und Endsystole.
- Messen Sie die Wellengeschwindigkeiten von E und A und berechnen Sie das E/A-Verhältnis.
- Messen Sie die Geschwindigkeit e′ und berechnen Sie das E/e′-Verhältnis.
- Durchschnittliche Messungen über 3–5 Herzzyklen.
Ergebnisse
Dieses Protokoll ermöglicht die Aufnahme hochwertiger echokardiographischer Bilder zur zuverlässigen Beurteilung der Herzstruktur und -funktion bei Mäusen. Eine richtige Anästhesie, Positionierung und physiologische Überwachung sind für eine konsistente Bildgebung unerlässlich (Abbildung 1). Die B-Mode-Bildgebung bietet eine klare Visualisierung der Herzanatomie. Die apikale Vierkammeransicht ermöglicht die Bewertung aller Herzkammern (Abbildung 2A–B), während die parasternale Langachsenansicht die linke ventrikuläre Struktur definiert und als Referenz für Messungen dient (Abbildung 3A–B). Die M-Mode-Bildgebung auf Papillarmuskelebene ermöglicht eine genaue Messung der Abmessungen und Wanddicke des linken Ventrikels, einschließlich LVID, LVAW und LVPW (Abbildung 4A–B), was die Bewertung der Herzgröße und systolischen Funktion unterstützt. Dopplerbildgebung zeigt unterschiedliche Mitralzufluss-E- und A-Wellen zur Berechnung des E/A-Verhältnisses (Abbildung 5), während Gewebe-Doppler messbare E′- und A′-Geschwindigkeiten für die E/e′-Bewertung liefert (Abbildung 6). Eine optimale Herzfrequenz und die Ausrichtung der Sonde sind entscheidend, um eine Wellenformfusion zu vermeiden und genaue Messungen zu gewährleisten.
Abbildung 1: Mausanästhesie und Positionierung für transthorakale Echokardiographie. (A) Bildaufbau mit der temperaturkontrollierten Plattform, dem Anästhesieabgabesystem, den EKG-Elektrodenanschlüssen und dem Ultraschall-Sondenpositionierungsapparat. Das System ist so angelegt, dass es eine stabile physiologische Überwachung und präzise Sondenmanipulation während der Bildgebung ermöglicht. (B) Nahaufnahme der Bildgebungsplattform mit integrierten EKG-Elektroden und Nasenkegel zur Isofluranabgabe, die darauf ausgelegt ist, die Maus in einer standardisierten Rückenposition zu sichern und dabei die Anästhesie aufrechtzuerhalten. (C) Betäubte Maus, die auf dem Rücken auf der Bildgebungsplattform liegt, wobei alle vier Pfoten mit OP-Tape an EKG-Elektroden befestigt sind. Der Nasenkegel liefert eingeatmetes Isofluran (1,0–1,5 % Erhaltung), und der Brustkorb ist flach ausgerichtet, um eine optimale Bildaufnahme und eine konsequente Herzüberwachung zu gewährleisten. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.
Abbildung 2: Apikales Vierkammer-B-Mode echokardiographische Ansicht. (A) Repräsentatives Bild im Graustufen-B-Modus, das alle vier Herzkammern zeigt: linkes Vorhof, linkes Ventrikel, rechtes Vorhof und rechtes Ventrikel in einer einzigen Bildebene. (B) Annotiertes Bild, das wichtige anatomische Strukturen hervorhebt. Die Ultraschallsonde wird an der linken seitlichen Brustwand positioniert und ist kranial zum Herzapex ausgerichtet, um eine optimale Sichtbarkeit zu erzielen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.
Abbildung 3: Parasternale Langachsen-B-Mode-Bildgebung. (A) Repräsentatives Parasternales Langachsen-B-Mode-Bild, das die Herzanatomie zeigt, einschließlich der linken Ventrikelkammer, des Interventrikularseptums und der hinteren Wand. (B) Hochauflösendes Bild, exportiert zur quantitativen Analyse kardialer Dimensionen. Diese Sichtweise wird verwendet, um die globale Herzstruktur zu beurteilen und nachfolgende Bildvorme zu steuern. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.
Abbildung 4: M-Mode-Bildgebung auf Höhe des papillaren Muskels. (A) Parasternale Kurzachsenansicht auf mittlerer ventrikulärer Ebene mit sichtbaren papillaren Muskeln. (B) Entsprechende M-Mode-Spur, wobei der Cursor senkrecht zum Interventrikularseptum und der hinteren Wand ausgerichtet ist. (C) Das M-Mode-Bild mit softwareunterstützter Analyse, bei der das System automatisch Linien entlang der Herzwände erkennt und zeichnet. Anschließend berechnet er Werte wie LVID, LVPW und LVAW über Herzzyklen hinweg. Abkürzungen; LVID = Innendurchmesser des linken Ventrikels (Abstand zwischen dem Interventrikularseptum und der hinteren Wand); LVPW = linke ventrikuläre hintere Wanddicke; LVAW = Dicke der vorderen Wand des linken Ventrikels; EKG = Elektrokardiogramm. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.
Abbildung 5: Versuchsaufbau und Überblick über das Dopplersignal. (A) Experimentelle Vorbereitung, die ein Kleintiermodell zeigt, das auf einer Plattform positioniert ist, mit einer Ultraschallsonde über dem Thoraxbereich für die kardiale Bildgebung. (B) Repräsentative Farb-Dopplerkarte, die die Intensität und Richtung des lokalen Blutflusssignals veranschaulicht. (C) Pulswellen-Doppler-Verfolgung, die die Platzierung des Probenvolumens demonstriert, zusammen mit einer repräsentativen Dopplerwellenwelle, die frühe (E) und atriale (A) Füllgeschwindigkeiten zeigt. IVRT und IVCT sind angezeigt, mit gleichzeitiger EKG-Verfolgung zur Zusammenhängung des Herzzyklus. Abkürzungen; IVRT = Isovolumetrische Relaxationszeit; IVCT = isovolumetrische Kontraktionszeit Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.
Abbildung 6: Gewebe-Doppler-Bildgebung der Myokardinbewegung. Gewebe-Doppler-Aufzeichnung, die Myokardgeschwindigkeitsmuster mit identifizierbaren frühen (E′) und atrialen (A′) Komponenten zeigt, die von der Myokardwand übernommen wurden. Die Wellenform wird mit einer synchronisierten EKG-Spur dargestellt, um elektrische und mechanische Aktivitäten zu korrelieren. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.
Diskussion
Dieses Protokoll bietet einen standardisierten und reproduzierbaren Ansatz für die Doppler-basierte transthorakale Echokardiographie bei Mäusen, der eine umfassende Bewertung der Herzstruktur, der systolischen Funktion und der konventionellen diastolischen Indizes ermöglicht. Die kombinierte Anwendung von B-Mode, M-Mode und Doppler-Bildgebung ermöglicht eine zuverlässige Quantifizierung der ventrikulären Dimensionen, der kontraktilen Funktion und der Fülldynamik in präklinischen Modellen kardiovaskulärer Erkrankungen14.
Ein entscheidender Aspekt bei der Maus-Echokardiographie ist der Einfluss der Inhalationsanästhesie auf die kardiovaskuläre Physiologie. Isofluran ist dafür bekannt, die Herzfrequenz zu senken, Preload und Afterload zu verändern und die myokardiale Kontraktilität zu modulieren, was alle Doppler-abgeleitete Indics der diastolischen Funktion15 beeinflussen kann. Dementsprechend sind eine sorgfältige Verwendung der Anästhesie und die Aufrechterhaltung stabiler physiologischer Bedingungen unerlässlich, um reproduzierbare und interpretierbare Messungen zu gewährleisten. Die Standardisierung von Herzfrequenz, Körpertemperatur und Atemfrequenz minimiert die Variabilität und verbessert die Vergleichbarkeit zwischen den Versuchsgruppen16.
Konventionelle Doppler-abgeleitete Indzes, darunter transmitraler Zufluss (E/A) und Gewebe-Doppler-abgeleitetes E/e′, werden häufig zur Beurteilung der diastolischen Funktion verwendet und sind im Allgemeinen reproduzierbar, wenn standardisierte Aufnahmeprotokolle befolgt werden17. Die Reproduzierbarkeit kann weiter verbessert werden, indem Messungen über mehrere Herzzyklen gemittelt und Analysen verblindet durchgeführt werden, um die Inter- und Intra-Beobachter-Variabilität zu verringern. Konsistente Sondenpositionierung und Bildabbildungsebenen sind ebenfalls unerlässlich, um die Zuverlässigkeit von Test-Nachtests-Tests in Längsschnittstudienzu verbessern 18.
Die Aufrechterhaltung einer angemessenen Herzfrequenz während der Bildgebung ist bei Mäusen besonders wichtig, da sie eine hohe intrinsische Herzfrequenz haben. Bei niedrigeren Herzfrequenzen, die oft mit tieferer Anästhesie einhergehen, können veränderte Belastungsbedingungen die ventrikulären Füllmuster beeinflussen. Umgekehrt können übermäßig hohe Herzfrequenzen zur Verschmelzung von E- und A-Wellen führen, was die genaue Interpretation der diastolischen Indizes einschränkt. Daher ist es für eine genaue Beurteilung unerlässlich, die Herzfrequenz innerhalb eines Bereichs aufrechtzuerhalten, der sowohl die physiologische Relevanz als auch die Doppler-Signaltrennung bewahrt.
Obwohl sich dieses Protokoll auf konventionelle, dopplerbasierte Funktionsindizes konzentriert, enthält es keine fortschrittlicheren echokardiographischen Techniken, die in der jüngeren Literatur an Bedeutung gewonnen haben. Die Abbildung von Myokarddehnungs- und Dehnungsratenbildgebung der funktionellen Beurteilung des linken Vorhofs (einschließlich Phasen des Reservoirs, Leitungsleiters und Boosterpumpen) sowie die Bewertung des linkventrikulären Entdrehens liefern zusätzliche mechanistische Einblicke in die myokardiale Entspannung und Compliance19. Diese Techniken erfordern jedoch spezialisierte Erwerbsprotokolle, eine höhere temporale Auflösung und spezielle Nachbearbeitungswerkzeuge und liegen daher außerhalb des aktuellen Arbeitsablaufs. Diese Modalitäten sollten als komplementäre Ansätze betrachtet werden, wenn eine detailliertere diastolische Phänotypisierung erforderlich ist16.
Neben der Echokardiographie bieten alternative Techniken wie kardiale Magnetresonanztomographie (MRT) und invasive Druck-Volumen-Schleifenanalyse komplementäre Bewertungen der Herzfunktion. Die MRT bietet eine hohe räumliche Auflösung und präzise volumetrische Messungen, während die Druck-Volumen-Analyse die hämodynamischen Daten auf Goldstandard liefert. Diese Methoden sind jedoch durch Kosten, Invasivität und geringere Eignung für Längsschnittstudien begrenzt. Im Gegensatz dazu bleibt die transthorakale Echokardiographie eine schnelle, nicht-invasive und weit verbreitete Technik zur seriellen Beurteilung der Herzfunktion in Mausmodellen20.
Insgesamt ermöglicht dieses Protokoll die Erfassung hochwertiger, reproduzierbarer echokardiographischer Daten bei Mäusen, wenn sorgfältig auf physiologische Überwachung und standardisierte Bildgebungstechniken geachtet wird. Die Integration von strukturellen, systolischen und konventionellen diastolischen Messungen macht diesen Ansatz gut geeignet für longitudinale Studien zur Untersuchung der Herzphysiologie, des Krankheitsverlaufs und therapeutischer Interventionen in der präklinischen kardiovaskulären Forschung.
Offenlegungen
Die Autoren erklären keine konkurrierenden finanziellen Interessen.
Danksagungen
Diese Arbeit wurde durch einen NIH/NHLBI-Zuschuss HL153407 unterstützt.
Materialien
| Name | Unternehmen | Katalognummer | Kommentare |
|---|---|---|---|
| Enthaarungscreme | Nair® | N/A | Haarentfernung vor der Bildgebenden |
| Heizpolster | VetEquip (oder gleichwertig) | N/A | Hält die Körpertemperatur (~37 °C; C) |
| Hochfrequenz-Ultraschallsystem | FUJIFILM VisualSonics | Vevo F2 (oder äquivalent) | Bildgebungssystem für Kleintiere mit kardialen Voreinstellungen |
| Bildverarbeitungsplattform | VisualSonics | Integrierte Plattform | EKG und Atmungsüberwachung |
| Induktionskammer & Nasenkegel | VetEquip (oder gleichwertig) | N/A | Gasanästhesie-Gabe |
| Isofluran-Verdampfer | VetEquip (oder gleichwertig) | Klassisches Anästhesiesystem (oder äquivalent) | Anästhesie-Verabreichungssystem |
| Linearer Array-Transducer (30-40 MHz) | VisualSonics | MS550D | Hochfrequenzsonde für die Herzbildgebung der Maus |
| Ophthalmisches Schmiermittel | Generisch (z. B. Refresh PM/äquivalent) | N/A | Verhindert das Austrocknen der Hornhaut |
| Operationsband | 3M (oder gleichwertig) | Mikroporen-Operationsband | Sichert die Gliedmaßen für das EKG |
| Ultraschallgel | Parker Labs | Aquasonic 100 (oder äquivalent) | Akustische Kopplung |
| Vevo-LAB-Software | VisualSonics | Versionsabhängig | Bildaufnahme und -analyse |
Referenzen
- Heidenreich, P. A., Albert, N. M., Allen, L. A., Bluemke, D. A., Butler, J., et al. Forecasting the impact of heart failure in the United States: A policy statement from the American Heart Association. Circ Hear Fail. 6 (3), 606-619 (2013).
- Bhatnagar, R., Fonarow, G. C., Heidenreich, P. A., Ziaeian, B. Expenditure on Heart Failure in the United States: The Medical Expenditure Panel Survey 2009-2018. JACC Hear Fail. 10 (8), 571-580 (2022).
- Omote, K., Verbrugge, F. H., Borlaug, B. A. Heart Failure with Preserved Ejection Fraction: Mechanisms and Treatment Strategies. Annu Rev Med. 73, 321-337 (2022).
- Pfeffer, M. A., Shah, A. M., Borlaug, B. A. HFpEF: In Perspective. Physiol Behav. 176 (1), 100-106 (2016).
- Urbich, M., Globe, G., Pantiri, K., Heisen, M., Bennison, C., et al. A Systematic Review of Medical Costs Associated with Heart Failure in the USA (2014–2020). Pharmacoeconomics. 38 (11), 1219-1236 (2020).
- Regan, J. A., Gabriele Mauro, A., Carbone, S., Marchetti, C., Gill, R., et al. A mouse model of heart failure with preserved ejection fraction due to chronic infusion of a low subpressor dose of angiotensin II. Am J Physiol - Hear Circ Physiol. 309 (5), H771-H778 (2015).
- Paulus, W. J., Tschöpe, C. A novel paradigm for heart failure with preserved ejection fraction: Comorbidities drive myocardial dysfunction and remodeling through coronary microvascular endothelial inflammation. J Am Coll Cardiol. 62 (4), 263-271 (2013).
- Wang, M. Animal Models of Heart Failure. Encycl Surg Vol 1 (22 Vol Set). 1, 2839-2863 (2020).
- Hoit, B. D. New approaches to phenotypic analysis in adult mice. J Mol Cell Cardiol. 33 (1), 27-35 (2001).
- Scherrer-Crosbie, M., Thibault, H. B. Echocardiography in Translational Research: Of Mice and Men. J Am Soc Echocardiogr. 21 (10), 1083-1092 (2008).
- Nagueh, S. F., Appleton, C. P., Gillebert, T. C., Marino, P. N., Oh, J. K., et al. Recommendations for the Evaluation of Left Ventricular Diastolic Function by Echocardiography. J Am Soc Echocardiogr. 22 (2), 107-133 (2009).
- Tschöpe, C., Paulus, W. J. Response to Little and Oh. Circulation. 120 (9), 809 (2009).
- Nagueh, S. F., Smiseth, O. A., Appleton, C. P., Byrd, B. F., Dokainish, H., et al. Recommendations for the Evaluation of Left Ventricular Diastolic Function by Echocardiography: An Update from the American Society of Echocardiography and the European Association of Cardiovascular Imaging. J Am Soc Echocardiogr. 29 (4), 277-314 (2016).
- Villalba-Orero, M., Garcia-Pavia, P., Lara-Pezzi, E. Non-invasive assessment of HFpEF in mouse models: current gaps and future directions. BMC Med. 20 (1), 1-15 (2022).
- Salerno, N., Di Costanzo, A., Marino, F., Scalise, M., Leo, I., et al. Echocardiographic Assessment of Cardiac Function in Mouse Models of Heart Disease. Int J Mol Sci. 26 (13), 1-36 (2025).
- Voigt, J. U., Pedrizzetti, G., Lysyansky, P., Marwick, T. H., Houle, H., et al. Definitions for a common standard for 2D speckle tracking echocardiography: consensus document of the EACVI/ASE/Industry Task Force to standardize deformation imaging. Eur Heart J Cardiovasc Imaging. 16 (1), 1-11 (2015).
- Martinod, K., Witsch, T., Erpenbeck, L., Savchenko, A., Hayashi, H., et al. Peptidylarginine deiminase 4 promotes age-related organ fibrosis. J Exp Med. 214 (2), 439-458 (2017).
- Schiattarella, G. G., Altamirano, F., Tong, D., et al. Nitrosative stress drives heart failure with preserved ejection fraction. Nature. 568 (7752), 351-356 (2025).
- Withaar, C., Lam, C. S. P., Schiattarella, G. G., De Boer, R. A., Meems, L. M. G. Heart failure with preserved ejection fraction in humans and mice: Embracing clinical complexity in mouse models. Eur Heart J. 42 (43), 4420-4430 (2021).
- Kramer, C. M., Barkhausen, J., Bucciarelli-Ducci, C., Flamm, S. D., Kim, R. J., et al. Standardized cardiovascular magnetic resonance imaging (CMR) protocols: 2020 update. J Cardiovasc Magn Reson. 22 (1), 1-18 (2020).
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