Ein Abonnement von JoVE ist erforderlich, um diesen Inhalt anzuzeigen. Melden Sie sich an oder beginnen Sie noch heute mit einer kostenlosen Testphase.

Methodenartikel

Quantitative Mikro-CT-Analyse der Lungenparenchym- und Atemwegsremodellierung in einem Frettchenmodell der Lungenfibrose

160 Aufrufe

⸱

DOI:

10.3791/71220

⸱

31. Juli 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Pediatrics and Human Development, College of Human Medicine, Michigan State University, 2Division of Pulmonary and Critical Care Medicine, Corewell Health, 3Department of Electrical and Computer Engineering, University of Iowa, 4Department of Radiology, College of Human Medicine, Michigan State University, 5Department of Medicine, College of Human Medicine, Michigan State University, 6Department of Radiology, University of Iowa

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Hier präsentieren wir ein Protokoll zur Verwendung von Mikro-CT, um die Merkmale der durch Bleomycin induzierten Lungenfibrose in einem Frettchenmodell quantitativ zu bewerten. Dieses Frettchenmodell zeigt ein starkes translationelles Potenzial zum Verständnis der Lungenfibrose und zur Erprobung neuer Therapien.

Zusammenfassung

Lungenfibrose (PF) ist eine chronische und fortschreitende Lungenerkrankung, die durch wiederholte Alveolarverletzungen gekennzeichnet ist, die zu Parenchymalverdickung, Narbenbildung und Atemwegsstörungen führt. Aktuelle Nagetiermodelle, insbesondere solche, die Bleomycin (BLEO) verwenden, haben aufgrund anatomischer Unterschiede wie dem Fehlen von respiratorischen Bronchiolen nur begrenzte translationale Relevanz für die humane idiopathische Lungenfibrose (IPF). Um diese Einschränkung zu beheben, entwickelten wir ein Großtiermodell der Lungenfibrose bei Frettchen, die respiratorische Bronchiolen besitzen, die denen des Menschen ähneln. Drei Monate alte Wildtyp-Frettchen erhielten eine intratracheale Instillation von BLEO. Die Lungen wurden 8 Wochen nach der Behandlung für Mikro-Computertomographie (Mikro-CT) und histologische Begutachtung entnommen. Aufgrund der begrenzten räumlichen Auflösung der Multidetektor-CT (MDCT) bei der Visualisierung der kleinen Atemwege des Frettchens wurden entfernte Lungen ex vivo mit einem Mikro-CT-Scanner bei kontrollierten Atemwegsdrücken (0 cmH2O und 25 cmH2O) abgebildet, um ausatmende und inspiratorische Bedingungen zu simulieren.

Die Mikro-CT-Bildgebung zeigte deutliche strukturelle Unterschiede zwischen normalen und BLEO-behandelten Frettchenlungen. Normale Lungen zeigten eine geringe Abschwächung und erhaltene Architektur, während BLEO-behandelte Lungen eine deutlich erhöhte Abschwächung zeigten, die mit Fibrose übereinstimmt. Merkmale, die für eine fibrotische Lungenerkrankung beim Menschen charakteristisch sind, darunter Wabenbildung mit zystischen Räumen, verdickte Interlobularsepta und Glasopazitäten, die auf frühe fibrotische oder entzündliche Veränderungen hindeuten, waren erkennbar. Mit quantitativer Mikro-CT-Analyse wurde beobachtet, dass die Atemwege in BLEO-behandelten Frettchenlungen bei beiden angelegten Luftdrücken signifikant reduzierte radiale Expansion, longitudinale Dehnung und Volumenänderung aufwiesen. Darüber hinaus zeigte die generationsangepasste Analyse eine signifikante Verdickung der Atemwegswände in Bereichen mit sichtbarer Fibrose. Histologische Untersuchungen, einschließlich der Masson-Trichrom-Färbung, bestätigten umfangreiche Kollagenablagerungen und Fibrose.

Diese Studie zeigt, dass mit BLEO behandelte Frettchen radiologische, mechanische und histopathologische Merkmale entwickeln, die der menschlichen Lungenfibrose ähneln. Darüber hinaus ermöglicht Micro-CT eine hochauflösende Beurteilung der fibrotischen Verteilung, der Atemwegsdynamik und der Veränderungen des Lungenvolumens. Diese Ergebnisse unterstreichen das Potenzial des Frettchens als translationales Modell zur Untersuchung der PF-Pathogenese und zur Bewertung neuartiger therapeutischer Strategien.

Einleitung

Lungenfibrose (PF) ist eine chronische und fortschreitende interstitielle Lungenerkrankung, bei der wiederholte alveoläre Verletzungen eine Parenchymverdickung, Fibrose und fortschreitende Atemwegsstörungenverursachen 1. Lungenfibrose kann durch verschiedene Expositionen ausgelöst werden, darunter Medikamente, Umweltgifte, Infektionen, zugrunde liegende Autoimmunerkrankungen oder sie kann idiopathischsein. Obwohl Medikamente entwickelt wurden, um das Fortschreiten der Krankheit zu verlangsamen, insbesondere bei Patienten mit idiopathischer Lungenfibrose (IPF), bleibt die Lungenfibrose unheilbar, mit einer Überlebensrate von 3–5 Jahren nachder Diagnose 1,2. In den meisten Fällen ist die einzige endgültige Behandlung eine Lungentransplantation; Daher besteht ein dringender Bedarf, neue und wirksamere therapeutische Optionen zu entwickeln.

Bleomycin ist ein Medikament, das häufig beim Menschen zur Behandlung von Bösartigkeit verwendet wird; seine Anwendung ist jedoch durch pulmonale Toxizität begrenzt, die sich schnell zu Lungenfibrose3 entwickeln kann. Nach der Entdeckung dieser Nebenwirkung wurde Bleomycin in der Forschung zur Entwicklung von Tiermodellen der Lungenfibrose eingesetzt. Mäuse wurden häufig für diesen Zweck verwendet 4,5,6 mit verschiedenen Methoden der Bleomycin-Verabreichung, darunter IV und intratracheale Instillation 7,8. Obwohl sich in diesen Modellen Fibrose entwickelt, umfasst keines von ihnen alle kardinalen Merkmale der Lungenfibrose, wie sie beim Menschen beobachtetwerden. Nagetiermodelle der Lungenfibrose spiegeln keine wesentlichen Merkmale fortgeschrittener Erkrankungen wider, darunter die Bildung von Wabenzysten und die Bronchiolisierung der distalen Alveolen9. Darüber hinaus haben Studien gezeigt, dass eine durch Bleomycin induzierte Lungenschädigung bei Nagetieren etwa 28 Tage nach der Bleomycin-Behandlung10 Tage spontan abklingt. Außerdem hatte keiner der in diesen Modellen gezeigten Hemmung der Fibrose eine vergleichbare Wirkung beim Menschen, was unsere therapeutischen Optionen11 einschränkt.

Hausfrettchen (Mustela putorius furo) werden zunehmend in der respiratorischen biomedizinischen Forschung eingesetzt, da sie anatomisch ähnlich dem menschlichen Atemsystem12 sind. Außerdem sind sie anfällig für ähnliche Atemwegskrankheitserreger, die Menschen infizieren, darunter das respiratorische Synzytialvirus (RSV) und die Influenza, was ihre physiologischen Ähnlichkeiten zeigt12. Frettchenmodelle von Bleomycin zeigen Bronchiolisierung, die Bildung fibrotischer Foci und das Vorhandensein abweichender, basaloidartiger (KRT7+/KRT17+/KRT5–/TP63+) Zellen9. Eine Einzeldosis Bleomycin verursachte anhaltende Lungenfibrose bei Frettchen, wobei restriktive Physiologie und fibrotische Lungenauffälligkeiten mindestens 22Wochen anhielten. Dieser Befund unterscheidet sich erheblich vom weit verbreiteten Maus-Bleomycin-Modell, bei dem die Fibrose im Allgemeinen selbstlimitierend ist und sich nach etwa 28 Tagen zu bessern beginnt, mit einer erheblichen Regression nach 6–8 Wochen, was darauf hindeutet, dass das Frettchenmodell die chronische und fortschreitende Natur der menschlichen Lungenfibrose besser wiederholen kann. Darüber hinaus wurden Frettchen kürzlich in der Mukoviszidose-Forschung eingesetzt, einer systemischen Erkrankung, die am häufigsten das Atmungssystem betrifft, aufgrund ihrer Ähnlichkeit mit dem Menschen14. Daher könnten diese Tiere als bessere Modelle für PF dienen als frühere Nagetiermodelle.

Diese aktuelle Studie zielte darauf ab, ein Tiermodell der Lungenfibrose zu entwickeln, das dem menschlichen Zustand näher kommt. Wir haben Hausfrettchen intratracheales Bleomycin verabreicht. Nach 8 Wochen zeigten diese Frettchen radiografische und histologische Veränderungen, die denen beim Menschen mit Lungenfibrose ähneln.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Protokoll

Alle Tierverfahren wurden gemäß den Richtlinien und Vorschriften des Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) an der Michigan State University durchgeführt (Genehmigung für Tierprotokolle Nr. PROTO202300066). Tierpflege- und experimentelle Protokolle wurden von der Michigan State University genehmigt und in Übereinstimmung mit institutionellen Standards für den ethischen Umgang mit Tieren in der Forschung durchgeführt.

1. Bronchoskopische Instillation von Bleomycin bei Frettchen

  1. Erwerben Sie männliche Frettchen im Alter von 3–4 Monaten. Das durchschnittliche Gewicht eines männlichen Frettchens in diesem Alter sollte etwa 0,9–1,6 kg betragen. Halten Sie die Tiere bei 21 °C bei 40–50% Luftfeuchtigkeit.
  2. Geben Sie dem Frettchen mit einer Präzisionsverdampfer-Anästhesiemaschine 3–5 % Isoflurangas.
  3. Halten Sie die Anästhesie aufrecht, indem Sie die Nase des Frettchens mit einem Nasenkegel abdecken und weiterhin Isoflurangas in einer Konzentration von 3%–5 % verabreichen.
  4. Wenn das Frettchen ausreichend sediert und liegend ist, beginnt die Bronchoskopie mit einem 2,7 mm breiten Bronchoskop.
  5. Geben Sie eine Mischung aus Bleomycin (2 U/kg Körpergewicht) und Kochsalzlösung über den Arbeitskanal in die distale Luftröhre, um eine diffuse Dispersion des Bleomycins zu ermöglichen. Stellen Sie sicher, dass das gesamte zugeführte Volumen 1 ml nicht überschreitet. Bringen Sie die Frettchen in ihre jeweiligen Unterkünfte zurück und überwachen Sie sie 8 Wochen lang.
    HINWEIS: Die Installation sollte nicht länger als zwei Minuten dauern.
  6. Geben Sie Isofluran mit einer Präzisions-Verdampfer-Gas-Anästhesiemaschine. Decken Sie die Nase des Frettchens mit einem Nasenkegel ab und geben Sie 1–5 % Isofluran, bis das Frettchen liegt. Setzen Sie die Gasexposition fort, bis ein scheinbarer klinischer Tod bestätigt werden kann. Geben Sie eine intravenöse Euthanasielösung in einer Dosis von 90 mg/kg und überwachen Sie die Vitalwerte, bis der Tod bestätigt ist.
  7. Entnahme der Lunge acht Wochen nach der Behandlung für Mikro-Computertomographie (Mikro-CT) und histologische Untersuchung.

2. Hochauflösende Mikro-CT-Bildgebung der Frettchenlungen

  1. Bereiten Sie entferntes Lungengewebe für die Bildgebung vor, indem Sie überflüssiges Gewebe und Blut über den Inzision der unteren Vena cava entfernen, um den Blutabfluss zu ermöglichen. Führen Sie die CT sofort nach der Lungenvorbereitung durch.
  2. Erhalten Sie tomographische Mikro-CT-Bilder mit einem Mikro-CT-System mit folgenden Bildaufnahmeeinstellungen: 90 keV, 88 μA, Leistungseinstellung mit einem 60 μm Kupfer- und 500 μm Aluminium-Röntgenkollimatorfilter, unter Verwendung eines 72 mm Sichtfelds (FOV) bei 144 μm isotroper Bildauflösung.
  3. Insgesamt 5 Bilder bei 18 Sekunden Standard-Gantry-Zeiten mit einem automatisierten Stitching-Protokoll zu erfassen, um doppelte Schnitte zu überlappen, zu nähen und abzulehnen, um ein endgültiges zusammengesticktes Bild für die Analyse der Atemwegspipeline zu erstellen; dies führt zu einem zylindrischen Sichtfeld mit 68 mm Durchmesser und 186 mm Gesamt-Nahtbildtiefe (Z-Ebene) bei einer Voxel-Auflösung von 144 μm, was die vollständige Erfassung des gesamten ex-vivo-Frettchen-Lungenblocks ermöglicht.
    1. Wiederholen Sie dieses Bildgebungsprotokoll für jede Gruppe von ex vivo Frettchenlungen bei Lungendrücken von 0 cmH2O und 25 cmH2O.
    2. Verwenden Sie ein Drucküberwachungssystem, das direkt mit der Lunge verbunden ist, um den Atemwegsdruck während der Bildgebung präzise zu steuern und aufrechtzuerhalten.
    3. Koppeln Sie das Druckmessgerät an eine geregelte Luftstromquelle, um eine kontinuierliche Anpassung des intrapulmonalen Drucks zu ermöglichen.
    4. Vor der Bildgebung stellen Sie das System auf den gewünschten Druckwert ein (entweder 0 cmH₂O oder 25 cmH₂O) und pumpen Sie die Lunge mit einem gleichmäßigen Luftstrom auf.
    5. Während der Bildgebung verwenden Sie das Druckmessgerät, um in Echtzeit Rückmeldungen zum Luftstromdruck zu liefern und kleinere Druckschwankungen mit Hilfe der Luftstromquelle auszugleichen.

3. Bildverarbeitung und Segmentierung

  1. Laden Sie die rekonstruierten Mikro-CT-Bildvolumina im DICOM-Format, die in ein Format der Neuroimaging Informatics Technology Initiative (NIfTI) konvertiert werden, in die Atemwegsegmentierungspipeline.
  2. Definieren Sie die Interessenregion (ROI) im Mikro-CT-Bild, indem Sie axiale Schnitte am oberen Ende manuell beschneiden, um den Röhrchen und andere Trachealeinsätze auszuschließen (siehe Abbildung 1A).
  3. Führen Sie die Atemwegsegmentierung mit dem automatisierten Freeze-and-Grow-Algorithmus15,16 durch, der in den folgenden Hauptschritten beschrieben wird.
    1. Setzen Sie einen Samen in die Luftröhre auf die oberste axiale Bildscheibe innerhalb der ROI; ein leeres Bildarray mit Eingabebildgröße zu erstellen, um das anfängliche sichere Luftwegvolumen (CAV) darzustellen, wobei alle Voxel auf '0' abgewiesen sind; und den Seed-Voxel zu CAV hinzufügen, indem man seinen Wert auf '1' setzt.
    2. Setzen Sie eine anfängliche konservative Mikro-CT-Intensitätsschwelle t = -1000 HU für die Segmentierung des Atemwegslumens.
    3. Erstelle ein leeres Bildarray mit Eingabebildgröße, um das verbotene Volumen (FV) darzustellen, wobei alle Voxel auf '0' initialisiert sind.
    4. Wiederholen Sie die iterative Segmentierung, bis die Konvergenz der Luftwege-Lumensegmentierung, definiert durch eine der beiden Flaggen: 1) der gesamte Schwellenwert (-1000 bis -600 HU) überprüft ist, oder 2) alle '0'-Voxel, die an die '1'-Voxel im CAV-Bild angrenzen, sind im FV-Bild als '1' markiert.
      1. Berechnen Sie CAV-Mittellinienbaum17 und identifizieren Sie Endpunkte18 der Endpunkte.
      2. Wende binäre Schwellenwerte auf das Mikro-CT-Bild beim aktuellen Wert von t an und berechnen Sie das neue lumenverbundene Volumen18 mit CAV als Seed über dem Schwellenwert (Voxelwert ≤ t), wobei FV ausgeschlossen wird.
      3. Für jeden CAV-Endpunkt werden die zugehörigen Voxel innerhalb des neuen Lumenvolumens berechnet, wobei CAV ausgeschlossen wird, die näher an diesem Endpunkt liegen als an anderen CAV-Endpunkten.
      4. Detektieren Sie den CAV-Endpunkt mit einem großen Volumen zugehöriger Voxel (>150 Voxel, entsprechend 0,5 mm3) als potenzielle Leckstellen im neuen Lumenvolumen.
      5. Bestätigen Sie ein mögliches Lumen-Leck anhand der automatisierten Kriterien, die in Nadeem et al.15 definiert sind.
      6. Entfernen Sie etwaige Lecks im Lumenvolumen, indem Sie das Subbaumvolumen distal zu den Leckwurzeln entfernen und Voxel um die Leckwurzeln hinzufügen, um die FV mit den zuvor beschriebenenAlgorithmen zu ergänzen (15).
      7. Weisen Sie das undicht entfernte Lumenvolumen zu, um das CAV mit den zuvor beschriebenenAlgorithmen 15 zu aktualisieren.
      8. Erhöhen Sie die Schwelle t um '1'.
      9. Gehe zu Schritt 3.3.4.
  4. Führen Sie die Berechnung eines einvoxeldicken Luftwegmittellinienbaums unter Verwendung eines zuvor validierten automatisierten Algorithmus17 durch, der in den folgenden Hauptschritten beschrieben ist.
    1. Geben Sie den segmentierten Atemwegbaum als binäres NIfTI-Bild ein.
    2. Berechnen Sie den initialen Atemweg-Mittellinienbaum mit einem mittelweit bevorzugten Mindestkostenpfadansatz17 , der in den folgenden Hauptschritten beschrieben ist.
      1. Erstellen Sie ein leeres Skelettbild-Array mit Eingabebildgröße, bei dem alle Voxel auf '0' abgewiesen sind; Fügen Sie den automatisierten Seed von Schritt 3.3.1 als initiales Skelett-Voxel mit dem Wert '1' hinzu.
      2. Erstelle ein leeres Bildarray mit Eingabebildgröße, wobei alle Voxel auf '0' versehen sind, um das markierte Atemwegvolumenbild darzustellen.
      3. Identifizieren Sie den Voxel im unmarkierten Atemwegsvolumen, der am weitesten zum aktuellen Skelett liegt, und berechnen Sie den medial bevorzugten Mindestkostenpfad, der diesen Punkt mit dem aktuellen Skelett verbindet, mit dem zuvor beschriebenenAlgorithmus 17.
      4. Fügen Sie den resultierenden Pfad als neuen skelettartigen Ast zum Skelettbildarray hinzu und aktualisieren Sie das von Atemwegen markierte Volumen durch Anwendung lokaler skalenadaptiver Dilatation entlang des Zweigs, wie zuvor beschrieben17.
      5. Wiederholen Sie die Schritte 3.4.2.3–3.4.2.4, bis das markierte Atemwegvolumen gefüllt ist.
    3. Schneiden Sie unscheinbare topologische Zweige und erhalten Sie die wahren Mittellinien der Atemwege unter Verwendung einer lokalen skalbasierten Selektionsstrategie zur Astlänge, wie zuvor beschrieben17.
    4. Eliminieren Sie einfache Punkte19 in der Mittellinie der Atemwege, die keine Verzweigungsendpunkte sind (d. h. solche, die an mehr als einem Mittellinienvoxel angrenzen), um topologische Konsistenz zu gewährleisten und eine Mittellinie mit nur einem Voxel zu erhalten.
  5. Durchführung der Segmentierung des Lungenparenchyms in Mikroaufnahmen der Frettchenlungen bei 0 cmH2O.
    1. Manuelle Abgrenzung des Lungenparenchyms auf jedem fünften koronalen Bildschnitt mithilfe von Rechenalgorithmen und grafischen Schnittstellen, die in ITK-SNAP20 eingebettet sind.
      HINWEIS: Der Mikro-CT-Intensitätskontrast zwischen dem Lungenparenchym und dem umgebenden Hintergrund bei 25 cmH2O Inflationszustand war unzureichend, was eine zuverlässige Segmentierung des Lungenvolumens verhinderte.
    2. Wenden Sie Bildinterpolation an, um eine Segmentierung des Lungenparenchyms an Zwischenbildschnitten zu erzeugen.
    3. Führen Sie eine sekundäre Qualitätskontrolle durch, um die strukturelle Kontinuität der parenchymalen Segmentierung sowohl in axialer als auch sagittaler Richtung sicherzustellen.
    4. Schließen Sie das Atemwegslumen und die Wandregionen aus dem Lungenparenchym aus, indem Sie eine lokale skalenbasierte Dilatation des Lumenvolumens verwenden und anschließend das erweiterte Volumen vom Lungenparenchym abziehen.
  6. Quantifizieren Sie mechanische Messungen der Atemwege21.
    1. Quantifizieren Sie die atmungsbedingte radiale Expansion einzelner Atemwege durch Messung von Veränderungen der räumlich angepassten Lumen-Querschnittsfläche (CSA) zwischen den inspiratorischen (25 cmH2O Inflation) und dem exspiratorischen (0 cmH2O Inflation) Lungenvolumen. Berechnen Sie die radiale Expansion an einem Atemwegzweig b, bezeichnet mit Δair-R(b), als:
      figure-protocol-1(1)
      wobei CSAins(b) und CSAexp(b) das Atemwegslumen CSA an den Lungenvolumen der Atem- und Atmungslunge bezeichnen. CSA bei b wird mittels radialer Linienverfolgung und lokal adaptiver Halbmax-Methode über die mittlere Hälfte des Zweigs b22 berechnet.
    2. Quantifizieren Sie die atembedingte längsgående Dehnung einzelner Atemwege wie folgt:
      figure-protocol-2(2)
      wobei Lins(b) und Lexp(b) die geodätischen Weglängen des Atemwegzweigs b an den Lungenvolumen der Atmung bzw. Atmung bezeichnen. Die geodätische Pfadlänge eines Zweigs wird berechnet, indem der Mittellinienweg von der Carina bis zum distalen Endpunkt des Zweigs21 verfolgt wird.
  7. Quantifizieren Sie intensivitätsbasierte Messgrößen des Lungenparenchyms.
    1. Räumlich visualisieren Sie die Mikro-CT-Intensitätsverteilung des Lungenparenchyms bei gesunden und fibrotischen Frettchen, indem eine "Look-through 3D-Volumenwiedergabe" des Lungenparenchymvolumens im Kontext des Atemwegsbaums erzeugt wird. Erreichen Sie den Look-through-Effekt mit mikro-CT-intensitätsdefinierter Transparenzkartierung und Farbcodierung. Wenden Sie dieselben Transparenzkartierungen und Farbkodierungsskalen sowohl auf gesunde als auch auf fibrotische Frettchenlungen an. Die folgenden Schritte werden angewendet, um die durchsichtige 3D-Volume-Darstellung zu erzeugen.
      1. Verwenden Sie 3D Slicer23 , um das dreidimensionale (3D) NIfTI-Bild der Atemwegsegmentierung bei 0 cmH2O Inflation als "Segmentierung" zu öffnen.
      2. Erzeugen Sie eine 3D-Atemwegsrepräsentation mit dem Segmentationsmodul. Wählen Sie das Atemwegvolumen als Eingang aus und klicken Sie im Tab Darstellungen unter der Option Geschlossene Fläche erstellen.
      3. Importiere das Mikro-CT-Intensitätsbild mit getrenntem Lungenparenchym als Volumen in den 3D-Slicer. In diesem Bild sind die ursprünglichen Mikro-CT-Intensitätswerte für Lungenvoxel erhalten, während allen nicht-lungenvoxeln ein Wert von -2000 HU zugewiesen wird.
      4. Konfigurieren Sie Farb- und Transparenzzuordnung für Lungenparenchymalintensitäten mit dem Volume Rendering-Modul . Kartenintensitätswerte von -1500 HU, -600 HU, 0 HU und 1500 HU bis hin zu Schwarz, Grün, Gelb und Rot, mit Opazitäten von 0, 0,15, 0,3 bzw. 1.
    2. Verwenden Sie den in dieser Studie entwickelten Algorithmus, um den Anteil des kranken Gewebes im Lungenparenchym zu schätzen, indem die beobachtete Intensitätsverteilung aus Mikro-CT-Bildgebung analysiert wird. Die Methode geht davon aus, dass die Intensitätswerte gesunder Parenchymalregionen einer Gaußschen Verteilung folgen. Im Gegensatz dazu verzerren fibrotische Regionen mit charakteristisch höheren Intensitäten die Gaußianität der rechten Seite des beobachteten Histogramms. Erfüllen Sie diese Aufgabe in den folgenden Schritten.
      1. Berechnen Sie das Histogramm für isolierte Lungenparenchymalbilder in Schritt 3.7.1.3 mit 50 Bins im Intensitätsbereich von -1500 HU bis 500 HU.
      2. Berechnen Sie den Mittelwert der Ziel-Gaußschen Verteilung als Modus des Histogramms und leiten Sie den Standardabweichungsparameter anhand der Intensitätswerte links vom Histogramm ab.
      3. Quantifizieren Sie das fibrotische Gewebevolumen als die überschüssige Fläche auf der rechten Seite des beobachteten Histogramms, die oberhalb der erwarteten Gaußschen Verteilungskurve liegt, definiert durch den Mittelwert und die Standardabweichungsparameter aus Schritt 3.7.2.2.
      4. Berechnen Sie den Anteil des erkrankten Gewebes als Verhältnis des fibrotischen Gewebevolumens zur Gesamtzahl des Histogramms, das das Volumen der Parenchymalregion darstellt.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Ergebnisse

Von den fünf Frettchen wurden die entfernten Lungen von einem gesunden Frettchen und einem fibrotischen Frettchen mit einem Mikro-CT-Scanner bei kontrollierten Atemwegsdrücken von 0 cmH2O und 25 cmH2O abgebildet, um exspiratorische bzw. inspiratorische Lungeninflationen zu simulieren.

Abbildung 1 illustriert die Zwischenergebnisse der Bildverarbeitungspipeline für das Mikro-CT-Bild (

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Diskussion

Diese Studie beschreibt ein Protokoll, das intratracheale Bleomycin-Verabreichung bei Frettchen mit hochauflösender ex vivo Mikro-Computertomographie (Mikro-CT) kombiniert, um strukturelle und mechanische Merkmale der Lungenfibrose zu charakterisieren. Micro-CT kann kleine Atemwege von nur 0,2 mm erkennen und Volumen, Atemwegsdicke, Dichte und Morphologie messen. Erhöhte Gewebedichte, Volumenverlust und regionale Heterogenität entsprechen eng der Histopathologie. Das Hauptziel w...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Offenlegungen

MATK erhielt ein Honorar als Berater von InflaRx für die Teilnahme am IMV/ECMO Advisory Board für hospitalisierte COVID-19-Patienten im Jahr 5/2024. Diese Gebühren wurden an die Corewell Health Foundation gespendet.

Danksagungen

Die Autoren geben an, dass finanzielle Unterstützung für die Forschung, das Autorenamt und/oder die Veröffentlichung dieses Artikels erhalten wurde. Die Finanzierung dieser Studie wurde teilweise durch einen Zuschuss des R01 HL153165-01A1 (an X.P.L.) und des Helen DeVos Children's Hospital Pediatric Research Fund bereitgestellt.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
1 mL Luer-Lock-SpritzeBD309628
10 mL Luer-Lock-SpritzeBD303134
24 G ½; 3/4" Exel safelet KatheterEXELINT INTERNATIONAL CO.26751
3 mL Luer-Lock-SpritzeBD309657
30 mL Luer-Lock-SpritzeBD302832
5 mL Luer-Lock-SpritzeBD309647
BD Precision glide Nadel 18 G ½; 1 1/1"BD305196
BD Precision glide Nadel 20 G ½; 1"BD305175
BD Precision glide Nadel 23 G ½; 1"BD305145
Dulbecco's phosphat-pufferter Saline (DPBS +/-)Gibco14190250
Endotracheale Intubationsschläuche mit Cuff Sauerstoff-KatheterCaphstion2.0MM
ET-Schlauch, uncuffed, 2.0Teleflex5-10404
Ethicon Permahand Seidenfaden, Größe 2-0, keine Nadel, 18", 36/Box, A185HFisher Scientific50-209-2809
Invitrogen RNAlater StabilisierungslösungFisher ScientificAM7021
IsofluranCovetrus11695-6777-2
Lubricant PM SalbeAACE Pharmaceuticals71406-124-35Augensalbe
MADgic 700 ZerstäuberTeleflexMAD700
Manometer, professionelles LuftdruckmessgerätLeatonT168
Rodent ventilator Modell 683Harvard Apparatus, Inc.55-3438
Sterile Kochsalzlösung, 0,9%CellProDS0329
Veterinär-PulsoximeteruPM60VUVMI

Referenzen

  1. Jiang M, et al. Pulmonary fibrosis: from mechanisms to therapies. J Transl Med. 2025;23(1):515.
  2. Glass DS, et al. Idiopathic pulmonary fibrosis: Current and future treatment. Clin Respir J. 2022;16(2):84-96.
  3. Mohammed SM, et al. Mechanisms of bleomycin-induced lung fibrosis: a review of therapeutic targets and approaches. Cell Biochem Biophys. 2024;82(3):1845-70.
  4. Izbicki G, Segel M, Christensen T, Conner M, Breuer R. Time course of bleomycin-induced lung fibrosis. Int J Exp Pathol. 2002;83(3):111-9.
  5. Ayilya BL, et al. Insights on the mechanism of bleomycin to induce lung injury and associated in vivo models: a review. Int Immunopharmacol. 2023;121:110493.
  6. Moore BB, et al. Animal models of fibrotic lung disease. Am J Respir Cell Mol Biol. 2013;49(2):167-79.
  7. Gul A, et al. Pulmonary fibrosis model of mice induced by different administration methods of bleomycin. BMC Pulm Med. 2023;23(1):91.
  8. Moore BB, Hogaboam CM. Murine models of pulmonary fibrosis. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 2008;294(2):L152-L160.
  9. Wu S, et al. Ferret model of bleomycin-induced lung injury shares features of human idiopathic pulmonary fibrosis. NPJ Regen Med. 2025;10(1):53.
  10. Ishida Y, Kuninaka Y, Mukaida N, Kondo T. Immune mechanisms of pulmonary fibrosis with bleomycin. Int J Mol Sci. 2023;24(4):3149.
  11. Moeller A, Ask K, Warburton D, Gauldie J, Kolb M. The bleomycin animal model: a useful tool to investigate treatment options for idiopathic pulmonary fibrosis? Int J Biochem Cell Biol. 2008;40(3):362-82.
  12. Smith RE, Choudhary S, Ramirez JA. Ferrets as models for viral respiratory disease. Comp Med. 2023;73(3):187-93.
  13. Peabody Lever JE, et al. A ferret model demonstrates sustained fibrosis, restrictive physiology, and airway proximalization. NPJ Regen Med. 2025;10(1):55.
  14. Sun X, et al. Disease phenotype of a ferret CFTR-knockout model of cystic fibrosis. J Clin Invest. 2010;120(9):3149-60.
  15. Nadeem SA, et al. A CT-based automated algorithm for airway segmentation using freeze-and-grow propagation and deep learning. IEEE Trans Med Imaging. 2021;40(1):405-18.
  16. Nadeem SA, Comellas AP, Hoffman EA, Saha PK. Airway detection in COPD at low-dose CT using deep learning and multiparametric freeze and grow. Radiol Cardiothorac Imaging. 2022;4(6):e210311.
  17. Jin D, Iyer KS, Chen C, Hoffman EA, Saha PK. A robust and efficient curve skeletonization algorithm for tree-like objects using minimum cost paths. Pattern Recogn Lett. 2016;76:32-40.
  18. Saha PK, Strand R, Borgefors G. Digital topology and geometry in medical imaging: a survey. IEEE Trans Med Imaging. 2015;34(9):1940-64.
  19. Saha PK, Chaudhuri BB. Detection of 3-D simple points for topology preserving transformations with application to thinning. IEEE Trans Pattern Anal Mach Intell. 1994;16(10):1028-32.
  20. Yushkevich PA, et al. User-guided 3D active contour segmentation of anatomical structures: significantly improved efficiency and reliability. Neuroimage. 2006;31(3):1116-28.
  21. Nadeem SA, et al. Automated CT-based measurements of radial and longitudinal expansion of airways due to breathing-related lung volume change. Med Phys. 2025;52(4):2316-29.
  22. Nadeem SA, et al. Locally adaptive half-max methods for airway lumen-area and wall-thickness and their repeat CT scan reproducibility. 2020 IEEE 17th International Symposium on Biomedical Imaging; Iowa City, IA, USA. 2020: 10.1109/ISBI45749.2020.9098558.
  23. Fedorov A, et al. 3D Slicer as an image computing platform for the quantitative imaging network. Magn Reson Imaging. 2012;30(9):1323-41.
  24. Nathani A, Dincer HE. Advancements in imaging technologies for the diagnosis of lung cancer and other pulmonary diseases. Diagnostics (Basel). 2025;15(7):826.
  25. Sverzellati N. Highlights of HRCT imaging in IPF. Respir Res. 2013;14 Suppl 1:S3.
  26. Nandy S, et al. Diagnostic accuracy of endobronchial optical coherence tomography for the microscopic diagnosis of usual interstitial pneumonia. Am J Respir Crit Care Med. 2021;204(10):1164-79.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Nachdrucke und Genehmigungen

Tags

MedizinAusgabe 233Ausgabe 233Leerer WertAusgabeLungenfibroseBleomycinGro tiermodell
Kontaktieren Sie uns
Der Bibliothek empfehlen

Datenschutz

Nutzungsbedingungen

Richtlinien

Urheberrecht © 2026 MyJoVE Corporation. Alle Rechte vorbehalten.