Ein Rattenhaut-Wundmodell wird beschrieben, das die Bewertung verschiedener therapeutischer Wirkstoffe unter physiologischen oder pathologischen Bedingungen über die verschiedenen Heilungsphasen hinweg ermöglicht. Darüber hinaus wird ein Protokoll zur manuellen Planimetrie zur Überwachung der Wundkontraktionsrate während der gesamten Gewebereparatur detailliert beschrieben.
Ein Abonnement von JoVE ist erforderlich, um diesen Inhalt anzuzeigen. Melden Sie sich an oder beginnen Sie noch heute mit einer kostenlosen Testphase.
Methodenartikel
Ein chirurgisches Ratten-Hautwundmodell: Ein Ansatz für Wundheilungsstudien und Biomaterialbewertung
In diesem Artikel
Zusammenfassung
Zusammenfassung
Die Heilung von Hautwunden ist ein komplexer biologischer Prozess, der koordinierte Phasen von Entzündung, Vermehrung und Remodellierung umfasst. Angesichts des Bedarfs, die zugrunde liegenden Mechanismen der Wundheilung besser zu verstehen, werden exzisionale Tierwundmodelle weit verbreitet eingesetzt, um das Wissen über diesen Prozess zu vertiefen und die Entwicklung neuartiger therapeutischer Ansätze zu erleichtern. In solchen Modellen wird häufig die Induktion von Hautwunden mittels Punch-Biopsien eingesetzt, da sie standardisierte Läsionen ergibt. Diese Technik beschränkt die Läsion jedoch auf eine kreisförmige Form, die für einige experimentelle Ziele möglicherweise nicht geeignet ist. In diesem Zusammenhang wird ein einfaches, reproduzierbares chirurgisches Protokoll zur Induktion von vollständigen Exzisionswunden bei Ratten präsentiert, wobei ein standardisiertes quadratisches Modell an der Flanke verwendet wird. Diese Methodik ermöglicht die Erzeugung von Läsionen unterschiedlicher Größe und Geometrie, bietet eine größere experimentelle Flexibilität, die auf die spezifischen Ziele jeder Studie zugeschnitten ist, und ermöglicht die Überwachung des Heilungsprozesses unter physiologischen oder pathologischen Bedingungen. Zusätzlich wird eine Methode zur Überwachung der Wundkontraktionsrate mittels manueller Planimetrie beschrieben. Obwohl die Ausführung dieses Protokolls Detailgenauigkeit und technische Kompetenz erfordert, sind keine fortgeschrittenen chirurgischen Fähigkeiten erforderlich.
Einleitung
Die kutane Wundheilung ist ein komplexer und orchestrierter biologischer Prozess, der aus mehreren koordinierten Ereignissen besteht, die darauf abzielen, die Gewebeintegrität wiederherzustellen. Dieses Phänomen schreitet durch unterschiedliche, aber sich überlappende Phasen fort, zu denen Hämostase und Entzündung, Proliferation und Remodellierunggehören. Die entzündliche Phase beginnt wenige Minuten nach der Wundbildung, erreicht ihren Höhepunkt zwischen 24 und 48 Stunden nach der Verletzung und beinhaltet die Rekrutierung von Immunzellen sowie die Freisetzung entzündlicher Mediatoren. Die proliferative Phase ist gekennzeichnet durch Re-Epithelialisierung und Granulationsgewebebildung, die 4 bis 5 Tage nach der Verletzung beginnt und möglicherweise Wochen andauert. Abschließend tritt die Wunde in die Remodellierungsphase ein, die in der dritten Woche nach der Verletzung beginnt und sich über Monate oder Jahre erstrecken kann, wobei sie durch Gewebereorganisationgekennzeichnet ist 2. Wenn die Heilung nicht normal voranschreitet, kann dies zu einer chronischen Wunde führen, die sowohl für den Patienten als auch für dasGesundheitssystem eine erhebliche Belastung darstellt und die Notwendigkeit unterstreicht, neuartige therapeutische Ansätze zu entwickeln.
Die Entstehung einer Exzisionswunde durch chirurgische Entfernung aller Hautschichten (Epidermis, Dermis und subkutanes Gewebe) vom Tier ermöglicht die Untersuchung von Entzündungen, Granulationsgewebebildung, Reepithelialisierung, Angiogenese und dem Remodellierungsprozess4. In den letzten Jahrzehnten hat die Einführung von Wundheilungsmodellen zahlreiche Entdeckungen ermöglicht und das Wissen und Verständnis der molekularen und zellulären Ereignisse erweitert, diediesen Prozess ermöglichen. In-vivo-Modelle bleiben die vorausschauendsten Werkzeuge zur Untersuchung menschlicher Wundreparatur, da sie aufgrund des Vorhandenseins mehrerer Zelltypen, Umwelthinweise und parakrinen Interaktionen die vollständige heilende Mikroumgebung genauer abbilden6. In diesem Zusammenhang werden Ratten und Mäuse aufgrund ihrer einfachen Handhabung und Pflegeweit verbreitet eingesetzt.
In diesen Modellen werden Punch-Biopsien häufig verwendet, um chirurgische Wunden zu induzieren, da sie standardisierte Exzisionen ermöglichen. Folglich basieren die meisten in der Literatur beschriebenen experimentellen Modelle auf der Feststellung zirkulärer Läsionen7–12. Obwohl dieser Ansatz weithin akzeptiert ist, kann der Einsatz alternativer Geometrien die methodischen Ansätze für Wundheilungsstudien diversifizieren. In diesem Zusammenhang ermöglicht das Erzeugen von Wunden mit einem Skalpell die Erzeugung von Läsionen unterschiedlicher Größe und in definierten Formen, die außerhalb des üblichen kreisförmigen Musters der Punch-Biopsien 13,14,15,16,17,18 liegen. Darüber hinaus haben vergleichende Studien in Tiermodellen gezeigt, dass Skalpellschnitte im Vergleich zu anderen Techniken weniger anfängliche Gewebeschäden verursachen19.
Dieses Protokoll beschreibt eine alternative chirurgische Methodik zur Induktion von vollwertigen exzisionellen Hautwunden bei Ratten, wobei ein quadratisches Läsionsmodell an der Flanke verwendet wird. Der vorgestellte Ansatz erleichtert die Standardisierung des Läsionsbereichs und die Überwachung des Gewebereparaturprozesses. Darüber hinaus ist es auf Studien anwendbar, die darauf abzielen, die Wirkungen verschiedener therapeutischer Strategien und Biomaterialien während der unterschiedlichen Stadien der kutanen Heilung unter physiologischen oder pathologischen Bedingungen zu bewerten.
Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.
Protokoll
Alle experimentellen Verfahren wurden vom Ethikausschuss für Tiergebrauch (CEUA) der Universidade Estadual de Santa Cruz (UESC) genehmigt. Wistar-Ratten (Rattus norvegicus) wurden aus dem Animal Breeding Laboratory, Maintenance, and Experimentation Laboratory (LaBIO)/Animal Facility der UESC unter dem CEUA/UESC-Protokoll Nr. 010/25 gewonnen. Alle Tierverfahren wurden gemäß dem NIH-Leitfaden für die Pflege und Nutzung von Labortieren durchgeführt und entsprachen den institutionellen Richtlinien für Tierschutz und ethische Nutzung. Das Gesamtdesign des experimentellen Protokolls ist in Abbildung 1 dargestellt, und die in diesem Protokoll verwendeten Materialien und Ausrüstungen sind in der Tabelle der als ergänzenden Materialien verfügbaren Materialien aufgeführt.
Abbildung 1: Experimentelles Design des kutanen Wundinduktionsprotokolls bei Rattenmodellen. (A) Nach der Tiersedierung wird der experimentelle Bereich rasiert; (B) Anästhesie in einer Kammer mit Isofluran induzieren und bei Reflexverlust eine angemessene anästhetische Ebene über eine Gesichtsmaske aufrechterhalten; (C) Durchführung einer Antisepsis am rasierten Bereich, Abgrenzung der Läsionsmaße mit einem Schieber und Erschaffung der Operationswunde mit einem sterilen Skalpell; (D) die Läsion mit einem transparenten Filmverband zu schützen und manuelle Planimetrie mit dem Klebepapier durchzuführen; (E) postoperative Analgesie mit Tramadolhydrochlorid alle 12 Stunden für 3 Tage verabreichen; (F) Anwendung der experimentellen Behandlung 24 Stunden nach der Wundinduktion; (G) Euthanasie am zuvor festgelegten experimentellen Zeitpunkt durchzuführen und mit der Entnahme von Proben sowie Planimetrie-Verfolgungen für weitere Analysen fortzufahren. Diese Figur wurde von den Autoren mit BioRender erstellt. Galvão, M. (2026) https://BioRender.com/jsiygmf. Eine Veröffentlichungslizenz ist beigefügt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.
1. Tiere und Umgang
- Verwenden Sie erwachsene männliche Wistar-Ratten im Alter von 2 bis 3 Monaten.
- Am Tag vor dem chirurgischen Eingriff stellen Sie sicher, dass die Tierkäfige sauber und desinfiziert sind, und beschriften Sie sie entsprechend den Versuchsgruppen.
- Am Tag der Operation wiegen Sie jedes Tier mit einer digitalen Waage und notieren Sie die Werte.
- Verteilt die Tiere zufällig in die zuvor desinfizierten und beschrifteten Käfige, wobei die Unterbringungskapazitäten respektiert werden, um die Tierschutzbedingungen zu gewährleisten.
- Mit einem feinen permanenten Marker identifizieren Sie jedes Tier am Schwanz entsprechend seiner Versuchsgruppe und Nummer, um die Rückverfolgbarkeit während des gesamten Experiments sicherzustellen.
HINWEIS: Weibliche Tiere können in diesem Protokoll ebenfalls eingesetzt werden, abhängig von der Verfügbarkeit der Tiere in der institutionellen Tiereinrichtung und den spezifischen Zielen der Studie. Eine alphanumerische Identifikation der Tiere wird empfohlen, wobei der Buchstabe die Versuchsgruppe und die Zahl das Tier angibt. z. B. bezieht sich A1 auf Gruppe A, Tier 1.
2. Präoperativer Eingriff
- Sedierung
- Bereiten Sie im Voraus vor: Baumwolle, 70 % Ethanol, pro Tier eine 1-mL Spritze mit einer Nadel, Morphinsulfat (10 mg/mL) und bereiten Sie die CO₂-Kammer vor.
- Führen Sie eine Antisepsis am Bauchbereich des Tieres mit 70 % Ethanol und Baumwolle durch. Als präanästhetisches Medikament verabreichen Sie Morphinsulfat in einer Dosis von 5 mg/kg (10 mg/mL) intraperitoneal im unteren rechten Bauchquadranten.
- Zehn Minuten nach der Verabreichung des präanästischen Medikaments wird das Tier in die CO₂-Kammer gelegt.
VORSICHT: Morphinsulfat, Nadeln, CO₂-Expositionssysteme und 70 % Ethanol müssen ausschließlich von geschultem Personal mit geeigneter persönlicher Schutzausrüstung (PSA) wie Handschuhen, Laborkittel und Schutzbrillen behandelt werden. Nadeln und Spritzen müssen in zugelassenen Behältern für scharfe Stoffe entsorgt werden, während chemische und biologische Abfälle gemäß den institutionellen Vorschriften zur Biosicherheit und gefährlichen Abfällen entsorgt werden müssen.
HINWEIS: Während der 10-minütigen Wartezeit führen Sie das Anästhesieverfahren in der CO₂-Kammer durch und bereiten Sie den Wundbereich vor.
- Anästhesieverfahren
- Bereiten Sie im Voraus vor: Isofluran-Inhalationsanästhetikum 4 V% (Volumenprozent), CO₂-Kammer und 1 Wärmedecke.
- Anästhesie mit Isofluran bei einer Konzentration von 4 V% in einer CO₂-Kammer induzieren.
- Nach dem Verlust der Reflexe des Tieres wird das Tier von der CO₂-Kammer in die Gesichtsmaske übertragen.
- Führen Sie die Tieranästhesie mit Isofluran auf 2 V% oder der erforderlichen Konzentration aufrecht, um sie in einer ausreichenden chirurgischen Anästhesieebene zu halten, mit einem frischen Gasstrom von 50 mL/min.
- Während des gesamten Eingriffs werden die Körpertemperatur des Tieres mit einer Wärmedecke gehalten.
HINWEIS: Eine angemessene chirurgische Anästhesieebene gilt als erreicht, wenn das Tier keine Reflexreaktionen zeigt, einschließlich keiner Rückzugsreaktion auf interdigitale mechanische Stimulation, zusammen mit regelmäßigen Atembewegungen und dem Ausbleiben freiwilliger Körperbewegungen während des gesamten Eingriffs.
VORSICHT: Isofluran ist ein flüchtiges Anästhetikum, das ein Risiko einer Injektionsexposition darstellt. Daher wird die Verabreichung mit einem Anästhesiesystem mit ausreichender Abluftbelüftung dringend empfohlen. Zusätzlich müssen die Bediener PSA tragen, einschließlich Kitteln, Handschuhen, Masken und Mützen. Während des gesamten Eingriffs ist eine kontinuierliche Überwachung der Anästhesieebene und Körpertemperatur notwendig. Restanästhetische Materialien und kontaminierte Einwegmaterialien müssen gemäß den institutionellen Vorschriften für chemische und biologische Abfälle entsorgt werden.
- Vorbereitung der Wundstelle
- Bereiten Sie im Voraus vor: Mullschwämme, Edelstahlklinge, 70 % Ethanol und 10 % Povidon-Jod oder 0,2 % wässriges Chlorhexidin.
- Tragen Sie einen Mullschwamm und Seife auf die linke Flankenregion des Tieres auf.
- Auf dem Operationstisch wird das Tier im rechten lateralen Dekubitus positioniert.
- Rasieren Sie die linke Flanke mit einer Edelstahlklinge oder einem elektrischen Rasierer.
- Führen Sie eine präoperative Antisepsis des rasierten Bereichs mit einem Mullschwamm und 70 % Ethanol (dreimal) durch, gefolgt von einem Mullschwamm und 10 % Povidon-Jod oder 0,2 % wässrigem Chlorhexidin (dreimal).
VORSICHT: Scharfe Gegenstände sollten vorsichtig gehandhabt und nach Gebrauch in geeigneten starren Behältern entsorgt werden. Darüber hinaus sollten die beschriebenen Chemikalien mit empfohlener Personenschutzausrüstung behandelt werden und Kontakt mit Augen und Schleimhäuten vermeiden. Gebrauchte Klingen müssen in zugelassenen Behältern für scharfe Gegenstände entsorgt werden, während kontaminierte Mullbinde, antiseptische Rückstände und biologische Materialien gemäß institutionellen Vorschriften zur Biosicherheit und gefährlichen Abfälle entsorgt werden müssen.
3. Kutane Wundinduktion
- Bereiten Sie im Voraus vor: 1 Bremssattel, 1 permanenter Marker mit feiner Spitze, Gaze und sterile chirurgische Instrumente (Skalpell Nr. 23, Mayo-Schere und anatomische Pinzette)
- Mit dem Bremssattel und dem permanenten Marker markieren Sie vier gleich weit entfernte Punkte auf der Haut, die ein 1 x 1 cm großes Quadrat markieren.
- Erschaffen Sie die Operationswunde, indem Sie die Haut im abgegrenzten Bereich vollständig mit einer sterilen No. 23-Skalpellklinge, einer Mayo-Schere und einer sterilen anatomischen Pinzette entfernen, wodurch das subkutane Gewebe und die darunterliegende Muskulatur freigelegt werden.
- Führen Sie eine Hämostase an der Stelle mit sterilem Gaze durch und üben Sie sanften Druck direkt auf die Wunde aus, bis die Blutung aufhört.
VORSICHT: Blut und Gewebe müssen als potenziell infektiöser biologischer Abfall betrachtet werden. Nach dem Verfahren stellen Sie eine ordnungsgemäße Entsorgung in Übereinstimmung mit institutionellen Biosicherheitsstandards sicher.
HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass während des gesamten Wundeinleitungsverfahrens geeignete aseptische Techniken angewendet werden. Für das Personal sind persönliche Schutzausrüstung (PSA) verpflichtend, darunter ein Haarnetz, Handschuhe, eine Maske und ein Laborkittel sowie der Einsatz steriler chirurgischer Instrumente.
4. Manuelle Planimetrie des Wundbereichs
- Bereiten Sie sich im Voraus vor: transparente Filmbeschichtung, weißes Papierblatt (8,5 × 11 Zoll), permanenter Marker mit feiner Spitze und transparentes Klebeband.
- Schneide Rechtecke des transparenten Filmverbands mit den Maßen 5 x 3,5 cm aus und decke die gesamte Wunde ab.
- Auf einem weißen Blatt identifizieren Sie die Gruppe (z. B. Gruppe A), das Tier (z. B. A1, A2, A3, A4) und den Tag der Wundplanimetrie. Weisen Sie D0 der am Tag der Wundinduktion erhaltenen Planimetrie zu und DX den am entsprechenden Euthanasietag gesammelten Planimetrien (z. B. D3, D7, D14, D21).
- Verwenden Sie den transparenten Filmverband, um den Wundbereich aufzuzeichnen und auf das Briefpapier zu übertragen. Dazu positioniert man den Film über der Wunde und führt mit einem feinen permanenten Marker manuelle Planimetrie durch, indem man die gesamte Wundkontur nachzeichnet.
- Mit transparentem Klebeband wird die erhaltene Planimetrie entsprechend der jeweiligen Identifikation (Gruppe/Tier/Tag) an einem Buchstabenpapier befestigt. Die Planimetrien werden verwendet, um den Wundbereich zu überwachen und die Kontraktionsrate während des gesamten Experiments zu bestimmen.
HINWEIS: Die Verwendung von Verbänden wird empfohlen, um Kämpfe zwischen Tieren, übermäßiges Lecken der verletzten Stelle und Kannibalismus zu verhindern, da diese Wunden verschlimmern oder die Heilung behindern könnten. D0 entspricht dem Tag der Wundeinleitung (Ausgangspunkt). Die Zeitpunkte D3, D7, D14 und D21 geben die Tage nach der Einleitung an (3., 7., 14. und 21.), an denen Tiereuthanasie und Planimetrie-Entnahme durchgeführt werden, was die Überwachung der Heilungsphasen während der Entzündungs-, Proliferations- und Remodellierungsphasen ermöglicht.
5. Sofortige postoperative Betreuung
- Bereiten Sie Tramadolhydrochlorid im Voraus vor und legen Sie für jedes Tier eine sterile 1-ml-Spritze mit einer Nadel beiseite, wobei strenge aseptische Bedingungen gewährleistet sind. Bereiten Sie außerdem Kreppverbände und medizinisches Klebeband zum Wundschutz vor.
- Beginnen Sie mit einer Analgesie mit 5 mg/kg Tramadolhydrochlorid (50 mg/ml) subkutan alle 12 Stunden und halten Sie sie 3 Tage lang.
- Wickeln Sie die chirurgische Wundstelle mit einem Kreppverband um und sichern Sie sie mit medizinischem Klebeband, um die Wundstelle zu schützen.
- Setzen Sie die Ratte in einen individuellen Käfig und überwachen Sie sie, um die Genesung von der Narkose und der Operation sicherzustellen.
- Nach der Genesung bringen Sie das Tier zurück in den jeweiligen Käfig.
6. Behandlung
- Nach 24 Stunden Wundinduktion werden die gewünschten experimentellen Behandlungen eingeleitet und die Verbände täglich gewechselt.
HINWEIS: Die Behandlungsdauer hängt von jedem einzelnen experimentellen Protokoll ab.
7. Euthanasie
- Führen Sie die Euthanasie an der vorgesehenen Probe jeder Gruppe gemäß dem vom Tierethikkomitee genehmigten Protokoll durch.
- Nach der Bestätigung des Todes führen Sie eine manuelle Planimetrie der Wunde wie in Schritt 4 beschrieben durch.
HINWEIS: In dieser Studie wurde die Euthanasie durch Enthauptung mit einem für Nagetiere geeigneten Guillotine-Gerät ausgelöst, durchgeführt von geschultem Personal in strikter Übereinstimmung mit institutionellen ethischen und Tierschutzrichtlinien. Der Tod wurde durch das Fehlen von Atembewegungen, Herzschlag und Reflexreaktionen nach dem Eingriff bestätigt.
8. Messung der Läsionsfläche
- Bildanalyse-Software ist erforderlich, um den Bereich der Läsion zu beurteilen. Zusätzlich sind für die Wundmessung und Überwachung auch manuelle Wundplanimetrie und ein Millimeterlineal erforderlich.
- Laden Sie die gewählte Bildanalyse-Software herunter und erstellen Sie gegebenenfalls ein Konto, um auf die Plattform zuzugreifen.
- Vor Beginn der Analyse wählen Sie zwei Fixpunkte (z. B. A und B) auf dem Planimetriebild aus und messen Sie mit dem Millimeterlineal den Abstand zwischen diesen Punkten und zeichnen Sie den erhaltenen Wert separat auf (Abbildung 2, Schritt A).
- Fotografieren Sie die zuvor abgegrenzten Planimetrien mit den genannten Punkten. Speichere die Dateien mit ihrer jeweiligen experimentellen Gruppenidentifikation (Abbildung 2, Schritt B).
- Öffnen Sie die Bildanalyseplattform und starten Sie eine Wundbereichsbewertung.
- Wenn das Bild in der Software geöffnet ist, verwenden Sie den Cursor oder den Smartphone-Touchscreen, um neue Punkte zu markieren, diese über die zuvor erstellten zu legen und sie als Regionen A und B zu identifizieren (Abbildung 2, Schritt B).
- Das Programm stellt automatisch eine Linie zwischen den Punkten A und B fest und fordert die mit dem Lineal erhaltene Messung in Millimetern oder Zentimetern an. Gib diese Messung in die Software ein und klicke dann auf "Messen".
- Das Programm erkennt automatisch den Wundbereich und liefert Daten zur Wundlänge, -breite, zum Umfang, zur Fläche und zur Tiefe. In der Planimetrie sind die "Tiefen"-Informationen nicht verfügbar (Abbildung 2, Schritt C).
- Speichere die Bilder mit den generierten Analysen und exportiere sie an den gewünschten Ort.
HINWEIS: Die in diesem Protokoll beschriebene Wundbereichsbewertung wurde mit der kommerziell erhältlichen Bildanalysesoftware durchgeführt , die in der Materialtabelle aufgeführt ist. Allerdings können auch gleichwertige Bildanalyseplattformen, die Wundmessung und digitale Planimetrie ermöglichen, je nach Nutzerpräferenz und institutioneller Verfügbarkeit genutzt werden. Wenn die Software das planimetrische Bild nicht automatisch erkennt oder die Umrisse von dem visuell beobachteten in der Planimetrie abweicht, wird empfohlen, die Umrisse zu verstärken, um die Erkennung des Bereichs durch die Software zu erleichtern. Dies kann erreicht werden, indem eine kontrastierende Farbe (z. B. Rot) verwendet und Textur auf den äußeren Bereich über eine ungefähre Fläche von 4 cm² aufgetragen wird. Fotografien der Planimetrie-Zeichnungen können direkt aus der Galerie des Geräts hochgeladen oder mit einer Kamera für eine anschließende Softwareanalyse aufgenommen werden.
Abbildung 2: Messung der Läsionsfläche mit ImitoWound. (A) Auf der manuellen Planimetrie markieren Sie zwei Punkte (A und B) und messen Sie den Abstand (x) zwischen ihnen mit einem Millimeterlineal; (B) das Läsionsbild in die Software hochzuladen und dieselben zuvor definierten Punkte (A und B) abzugrenzen, indem sie auf die Originale gelegt werden; Eingabe der zuvor gesammelten Messung (X) zur Kalibrierung der Skala; (C) die Software auffordern, mit der Messung der Läsionsfläche fortzufahren; Warte, während der Flächenwert automatisch berechnet und vom System bereitgestellt wird. Diese Figur wurde von den Autoren mit BioRender erstellt. Lessa da Silva, M. (2026) https://BioRender.com/dzko62t. Eine Veröffentlichungslizenz ist beigefügt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.
9. Bestimmung der Wundkontraktionsrate
- Nachdem die Wundfläche zu den bewerteten Zeitpunkten bestimmt wurde, verwenden Sie die Daten, um die Wundkontraktionsrate20 mit folgender Gleichung zu berechnen:
FF (%) = [(A0 - Ax) ÷ A0 ] × 100 (1)
Wobei A₀ = Wundbereich am Tag 0 ; Ax = Wundbereich am Tag der Euthanasie; FF = Wundverschlussfraktion
Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.
Ergebnisse
In diesem Experiment wurde Silbersulfadiazin als Referenzbehandlung verwendet. Das Produkt wurde 24 Stunden nach der Läsionseinleitung topisch auf das Wundbett aufgetragen. Die Wahl von Silbersulfadiazin basierte auf seiner gut etablierten klinischen Anwendung als antimikrobielles Mittel und bei der Behandlung kutaner Wunden. Die Daten werden als Median- und Interquartilbereich dargestellt, wobei n = 5 Tiere pro experimenteller Zeitpunkt sind. Abbildung 3A z...
Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.
Diskussion
Obwohl das Wissen über die menschliche Wundheilung erheblich fortgeschritten ist, machen inhärente Schwierigkeiten und Einschränkungen den Einsatz experimenteller Modelle für die Forschung auf diesem Gebiet unentbehrlich4. In diesem Zusammenhang zielte das vorliegende Protokoll darauf ab, ein vollständiges Exzisionswundmodell zu beschreiben, das mit einem Skalpell an der Flanke der Ratten induziert wird, als alternative Methodik zu herkömmlichen Techniken. Der dor...
Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.
Offenlegungen
Die Autoren erklären keine konkurrierenden Interessen.
Danksagungen
Wir danken der Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado da Bahia (FAPESB) und der Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (CAPES) für die Unterstützung der Fellowship; die Pró-Reitoria de Pesquisa e Pós-Graduação (PROPP/UESC), das Postgraduiertenprogramm in Biologie und Biotechnologie der Mikroorganismen (PPGBBM/UESC), zur finanziellen Unterstützung. Wir danken auch dem Veterinärmedizinischen Krankenhaus (HVET/UESC) dafür, dass er den Operationssaal und die Geräte zur Verfügung gestellt hat.
Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.
Materialien
| Name | Unternehmen | Katalognummer | Kommentare |
|---|---|---|---|
| Alkohol (Ethanol 70%) | Dinâmica | P.01.0024.006.06.81 | Antisepsis |
| Anatomische Pinzette | Sigma-Aldrich | F3892 | Edelstahl |
| Verband | Beliebiger | Nicht zutreffend | Wundenschutz |
| Messschieber | Mitutoyo | 530-104 | Wundbegrenzung |
| Chlorhexidin 0,2% wässrige antiseptische Lösung | Riohex | Nicht zutreffend | Antisepsis |
| CO2-Kammer | Bonther | D149F1LYSZ | Anästhetische Induktion |
| Kreppband | Cremer | 818765 | 15 cm x 1,25 m |
| Einmal-Latexhandschuhe | Descarpak | e0530101 | Nicht steril |
| Gazepad | Cremer | 819342 | 7,5 x 7,5 cm |
| Hypodermische Spritze | Dercarpack | e0324201 | 1 mL mit Nadel |
| ImageJ | Image J | https://imagej.net/ij/ | Planimetrische Messung |
| ImitoWound | ImitoWound | https://imito.io/pt/imitowound | Planimetrische Messung |
| Zwischengefaltetes Papierhandtuch | Scott Smart | 48260 | Allgemeine Reinigung |
| Isofluran | Cristália | 7.89668E+12 | Inhalationsanästhetikum |
| Latexhandschuhe für Eingriffe | Latexhandschuhe für Eingriffe Latexhandschuhe für Eingriffe | Persönliche Schutzausrüstung | |
| Flüssigseife | Beliebiger | Nicht zutreffend | Reinigung des Wundbereichs |
| Mayo-Schere, gerade, scharf/scharf | Fine Science Tools | 14001-12 | Edelstahl |
| Millimeterlineal | Beliebiger | Nicht zutreffend | |
| Morphinsulfat | Sigma-Aldrich | M8777 | Injektionslösung 1 mg/mL |
| Papierblatt | Beliebiger | Nicht zutreffend | |
| Permanentmarker | Beliebiger | Nicht zutreffend | Hautmarkierung |
| Povidon-Jod | Rioquimica | ZK48BN72E | Antiseptikum |
| Skalpellklinge Nr. 23 | Descarpak | 740801 | Edelstahl |
| Skalpellgriff Nr. 4 | Sigma-Aldrich | Nicht zutreffend | Edelstahl |
| Edelstahlrasierklinge | Wilkinson | N/A | Haarentfernung |
| Sterile chirurgische Handschuhe | Descarpak | e0212101 | Steril |
| Chirurgische Maske | Beliebiger | Nicht zutreffend | Nicht steril |
| Tramadolhydrochlorid | UniãoQuímica | 7.89601E+12 | Solução injetável 50 mg/mL |
| Transparenter Folienverband | Vital derme | 1503 | 15 cm x 10 m |
| Transparentes Polypropylen-Klebeband | Transparentes Polypropylen-Klebeband Transparentes Polypropylen-Klebeband | Wundenschutz | |
| Tierärztliche Wärmedecke mit PVC-Bezug | Prevtech | MSO2VT001 | Erhaltung der Körpertemperatur |
| Wasserdichtes Klebeband | Cremer | 819113 | 10 cm x 4,5 m |
Referenzen
- Lin X, Lai Y. Skin scarring: mechanisms and therapies. Int J Mol Sci. 2024;25(3):1458.
- Desjardins-Park HE, Mascharak S, Longaker MT, Wan DC. Endogenous mechanisms of craniomaxillofacial repair: toward novel regenerative therapies. Front Oral Health. 2021;2:676258.
- Han G, Ceilley R. Chronic wound healing: a review of current management and treatments. Adv Ther. 2017;34(3):599-610.
- Benito-Martínez S, Pérez-Köhler B, Rodríguez M, Izco JM, Recalde JI, Pascual G. Wound healing modulation through the local application of powder collagen-derived treatments in an excisional cutaneous murine model. Biomedicines. 2022;10(5):960.
- Elliott S, Wikramanayake TC, Jozic I, Tomic-Canic M. A modeling conundrum: murine models for cutaneous wound healing. J Invest Dermatol. 2018;138(4):736-740.
- Chen JS, Longaker MT, Gurtner GC. Murine models of human wound healing. Methods Mol Biol. 2013;1037:265-274.
- Rowland MB, Moore PE, Bui C, Correll RN. Assessing wound closure in mice using skin punch biopsy. STAR Protoc. 2023;4(1):101989.
- De Moura Estevão LR, et al. Morphological evaluation of wound healing events in the excisional wound healing model in rats. Bio-protocol. 2019;9(13):e3285.
- Ansell DM, Campbell L, Thomason HA, Brass A, Hardman MJ. A statistical analysis of murine incisional and excisional acute wound models. Wound Repair Regen. 2014;22(2):281-287.
- Masson-Meyers DS, Andrade TAM, Caetano GF, Guimaraes FR, Leite MN, Leite SN, et al. Experimental models and methods for cutaneous wound healing assessment. Int J Exp Pathol. 2020;101(1-2):21-37.
- Chen Y, Chen X, Zhou Q. Different effects of a perioperative single dose of dexamethasone on wound healing in mice with or without sepsis. Front Surg. 2023;10:927168.
- Zhao J, Zhang S, Gong Z, Mao W, Bao W, Li Q, et al. NLRP3: a key regulator of skin wound healing and macrophage-fibroblast interactions in mice. Cell Commun Signal. 2025;23:55.
- Liu T, Qiu C, Ben C, Li H, Zhu S. One-step approach for full-thickness skin defect reconstruction in rats using minced split-thickness skin grafts with Pelnac overlay. Burns Trauma. 2019;7:19.
- Nayak BS, Maiya A, Kumar P. Influence of Helium-Neon laser photostimulation on excision wound healing in Wistar rats. Online J Biol Sci. 2007;7:89-92.
- Adhirajan N, Shanmugasundaram N, Shanmuganathan S, Babu M. Collagen-based wound dressing for doxycycline delivery: in vivo. evaluation in an infected excisional wound model in rats. J Pharm Pharmacol. 2009;61(12):1617-1623.
- Goorani S, Zangeneh MM, Koohi MK, Seydi N, Zangeneh A, Souri N, Hosseini MS. Assessment of antioxidant and cutaneous wound healing effects of Falcaria vulgaris aqueous extract in Wistar male rats. Comp Clin Pathol. 2019;28(2):435-445.
- Yassine KA et al. A topical ointment formulation containing powder of Lawsonia inermis leaves accelerates excision wound healing in Wistar rats. Vet World. 2020;13(7):1280-1287.
- Kuma DN, et al. Wound healing properties and antimicrobial effects of parkia clappertoniana keay fruit husk extract in a rat excisional wound Model. Biomed Res Int. 2022;2022:9709365.
- Wu AY, et al. Comparison of skin incision healing in swine made with a cold steel scalpel, a standard electrosurgical blade, and a novel tissue dissector. Med Res Innov. 2017;1(5):1000124.
- Ahmadi H, et al. Photobiomodulation-preconditioned diabetic stem cell transplantation accelerates ischemic wound healing in diabetic rats. Stem Cell Res Ther. 2020;11(1):494.
- Zhou Q, et al. Porous sodium carboxymethylamide microspheres for hemostasis and skin wound healing. ACS Appl Bio Mater. 2025;8(4):3076-3085.
- Corrêa JMX, et al. Treatment of surgical wounds in rats with copaiba oil-resin (Copaifera reticulata). Rev Bras Ciênc Vet. 2021;28(4):184-189.
- Huang L, et al. Topical administration of acyl homoserine lactone improves epithelialization of cutaneous wounds in hyperglycemic rats. PLoS One. 2016;11(7):e0158647.
- Dunn L, Prosser HC, Tan JT, Vanags LZ, Ng MK, Bursill CA. Murine model of wound healing. J Vis Exp. 2013;(75):e50265.
- Davidson JM, Yu F, Opalenik SR. Immobilization strategies to overcome wound contraction in experimental animal models. Adv Wound Care. 2013;2(4):142-148.
- Zhang Y, et al. Establishment and translational evaluation of animal models for skin wound healing: a systematic review. Front Physiol. 2026;17:1800001.
- Rizzo AE, Beckett LA, Baier BS, Isseroff RR. The linear excisional wound: an improved model for human ex vivo wound epithelialization studies. Skin Res Technol. 2012;18(1):125-132.
- Can H, et al. Clinical, histopathological, and immunohistochemical investigations of the effects of Aloe vera (Aloe barbadensis Miller) on open wound healing in rats. Pak Vet J. 2025;45(3):1135-1145.
- Shehasina KA, et al. Comparison of manual and digital planimetry techniques in full-thickness cutaneous wounds in dogs. Int J Vet Sci Anim Husb. 2024;9(2):603-607.
- Gill R, Poojar B, Bairy LK, Praveen KSE. Comparative evaluation of wound healing potential of Manuka and Acacia honey in diabetic and non-diabetic rats. J Pharm Bioallied Sci. 2019;11(2):116-126.
Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.
Nachdrucke und Genehmigungen
