Methodenartikel

Automatisierter operanter intermittierender Alkoholkonsum in sozial untergebrachten Mäusen über das Intellicage-Testsystem

138 Aufrufe

⸱

DOI:

10.3791/71345

⸱

5. Juni 2026

 ,  ,  , 
1Section on Neurobiology of Compulsive Behaviors, National Institute on Mental Health, Intramural Research Program, National Institutes of Health

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Dieses Protokoll stellt Methoden für eine hochdurchsatzfähige, automatisierte Bewertung des Alkoholkonsumverhaltens bei sozial untergebrachten Mäusen vor, die über das IntelliCage-Testsystem durchgeführt wird. Bereitgestellt wird eine detaillierte Methodik für ein operantes, intermittierendes Alkoholkonsumparadigma sowie die experimentellen Dateien und den Code zur Analyse der resultierenden Daten.

Zusammenfassung

Trotz bekannter Komplikationen sozialer Isolation im Zusammenhang mit Nagetierverhalten verlassen sich viele Forscher darauf, Mäuse einzeln zu beherbergen, um die Alkoholpräferenz in präklinischen Modellen der Alkoholgebrauchsstörung (AUD) zu bewerten. Dieses Protokoll beschreibt eine soziale Alkoholtrinkaufgabe, die eine hochdurchgängige, automatisierte Bewertung des Alkoholkonsumverhaltens bei Mäusen ermöglicht, ohne die störenden Auswirkungen von Stress durch soziale Isolation. Das IntelliCage-Testsystem ermöglicht es Forschern, das operante Alkoholkonsumverhalten bei bis zu 16 gleichgeschlechtlichen Mäusen gleichzeitig zu beurteilen, von denen jede eindeutig mit einem subkutan implantierten Radiofrequenz-Identifikationstransponder (RFID) identifiziert wurde. Der Zugang zu Sipper-Flaschen ist softwaregesteuert und kann für jede Maus individuell angepasst werden. In diesem chronischen, intermittierenden Alkoholkonsumparadigma führen Mäuse freiwillig operante Nasenstöße durch, um sechs Wochen lang an Sipperflaschen mit 20 % Alkohol zu gelangen. Alkoholflaschen sind nur alle zwei Tage für 24 Stunden zugänglich und können optional mit Chinin verfälscht werden, um strafenunsensibles Trinken zu beurteilen. Besuche zu jeder operanten Ecke, Nosepokes und Leck-Daten werden für jede Maus automatisch aufgezeichnet. Detaillierte experimentelle Methoden und der Open-Source-Code zur Analyse der aufgezeichneten Daten ermöglichen es den Forschern, das für AUD relevante Alkoholkonsumverhalten auf immer effizientere und etholologisch relevante Weise zu bewerten.

Einleitung

Studien in präklinischen Modellen sind entscheidend, um ein tieferes Verständnis der neurobiologischen Mechanismen hinter Alkoholgebrauchsstörung (AUD)-ähnlichem Verhalten zu entwickeln. Dennoch erfordern viele traditionelle Messungen des Alkoholkonsums bei Nagetieren, wie die Zweiflaschen-Tests mit der Wahl 1,2 und das Trinken imDunkeln 3,4,5, eine manuelle Messung der Flüssigkeitsmengen bei einzeln lebenden Nagetieren, eine Methode mit geringer Durchsatzrate und fehleranfällig. Die jüngste Einführung von Open-Source-Lickometer-Systemen, die entweder kapazitative 6,7,8,9,10- oder photoelektrische 11,12-Technologie zur Automatisierung des Lick-Countings verwenden, stellt einen bedeutenden Fortschritt in Bezug auf Durchsatz, Genauigkeit und technische Sensibilität der Alkoholtrinkmethodik dar. Die meisten Heim-Käfig-Lickometer-Systeme erfordern jedoch weiterhin, dass Nagetiere einzeln untergebracht werden, was die Isolationsspannung13,14 auslöst. Obwohl die berichteten Ergebnisse stark variieren:15,16, haben Nagetiere im Allgemeinen eine größere Vorliebe für Alkohol, wenn sie einzeln untergebracht sind. 17,18,19,20. Die Auswirkungen sozialer Isolation auf Alkoholkonsum variieren jedoch je nach Tieralter, Geschlecht, Wohnumgebung und früherer Stressbelastung 20,21,22. Soziale Isolation hat das Potenzial, signifikant mit experimentellen Manipulationen zu interagieren, um die Validität bewerteter AUD-ähnlicher Verhaltensergebnisse zu begrenzen.

Neue, vollautomatisierte Überwachungssysteme für heimische Käfige, wie das IntelliCage-Testsystem (TSE Systems 23,24,25) oder Open-Source-Alternativen LIQ PARTI20 und FARESHARE26, lösen dieses Problem, indem sie Lickometry mit der Radiofrequenz-Identifikation (RFID)-Verfolgung mehrerer in Gruppe gehaltener Tiere kombinieren. Diese Überwachungssysteme für den Häus-Käfig ermöglichen eine effizientere und reproduzierbare Quantifizierung von Alkoholkonsumverhalten, ohne die durch soziale Isolation verursachten Stressbelastungen. Daher sind sie ideal für hochdurchsatzfähige, bestätigende Studien experimenteller Manipulationen, die die Verwundbarkeit gegenüber AUD-ähnlichem Verhalten beeinflussen. Unter diesen ist das IntelliCage-Testsystem einzigartig, da es programmierbare, operante Ecken zur Sperre für den Zugang zu Sipper-Flaschen integriert, sodass Forscher Suchverhalten ohne Drogenzugang bewerten, operante Verhältnisse für einzelne Tiere modulieren und mehr.

Hier stellen die Autoren ein operantes Paradigma des intermittierenden Alkoholkonsums vor, das über das IntelliCage-Testsystem bei sozial untergebrachten Mäusen27,28 durchgeführt wird. Dieses Paradigma ermöglicht die langfristige, automatisierte Bewertung des Alkoholkonsums bei bis zu 16 gleichgeschlechtlichen Mäusen, die jeweils durch subkutane RFID-Transponder eindeutig identifiziert werden. Wie unten beschrieben, werden Mäuse darauf trainiert, operant mit der Nase auf einem festen Verhältnis (FR)-3 zu stoßen, um an Sipperflaschen zuzugreifen. Nach einer kurzen Übungsphase werden die Sipperflaschen in zwei der vier operanten Ecken durch 20 % Alkohol ersetzt (95 % Ethanol [190 Proof] im Leitungswasser, V/V). Mäuse haben durchgehenden Zugang zu Wasser, aber intermittierenden Zugang zu Alkohol alle zwei Tage für 24-Stunden-Perioden (12:30 bis 12:30 Uhr). Alkohollecken werden über einen Zeitraum von sechs Wochen quantifiziert, mit einem zweitägigen Chinin-Adulterationstest (0,5 mM, 1,0 mM) zur Hälfte des Experiments, um strafenempfindliches Trinken zu bewerten. Visit-, Nosepoke- und Leck-Daten werden für jede Maus aufgezeichnet (Abbildung 1), mit der proprietären Software von TSE extrahiert und anschließend mit der Open-Source-Pipeline29 analysiert, um Einblicke in AUD-ähnliche Verhaltensweisen zu gewinnen.

Dieses Protokoll ergänzt andere veröffentlichte Anwendungen des IntelliCage-Testsystems zur Bewertung von AUD-ähnlichen Verhaltensweisen 30,31,32,33,33,34,35,36,37,38,39 sowie andere substanzgebrauchsähnliche Verhaltensweisen 40,41,42 . Im Einklang mit Berichten, die darauf hindeuten, dass intermittierende Zugangspläne den freiwilligen Alkoholkonsumbei Nagetieren erhöhen, führt dieses Protokoll bei den meisten Mäusen zu hohen Mengen freiwilligen Alkoholkonsums. Dennoch können die Autoren, wie die Autoren im gesamten Protokoll anmerken, leicht angepasst werden, um experimentelle Fragen zu beantworten. Insgesamt bietet diese Methodik eine effiziente und flexible Lösung für Forscher, um die Mechanismen der AUD zu untersuchen.

figure-introduction-1
Abbildung 1: Vollautomatische Verfolgung von Mausbesuchen, Nasenstößen und Leckbewegungen mittels eindeutiger RFID-Identifikation. (A) Cartoon-Diagramm der Implantation eines Maus-RFID-Transponders. RFID-Transponder werden subkutan im dorsozervikalen Bereich implantiert, um individuelle Verfolgung in einem automatisierten Homecage Monitoring-System zu ermöglichen. (B) Schaltplan der Datenerhebungsphasen während des automatisierten, operanten intermittierenden Alkohol-Paradigmas. Die Tieridentität wird ausgelesen, und ein Eckbesuch wird über die doppelte RFID-Ringantenne und Temperatursensorwerte aufgezeichnet, die beide positiv sein müssen, damit ein Besuch aufgezeichnet werden kann (links). Danach werden die Mäuse darauf trainiert, nach einem FR-3-Zeitplan mit der Nase zu stecken, um an die Sipper-Flaschen (in der Mitte) zu gelangen. Ein erfolgreiches Nosepoking ermöglicht 5 Sekunden Sipper-Flaschenzugang, woraufhin Mauslecken über ein kapazitanzbasiertes Lickometer (rechts) aufgezeichnet werden. Cartoons, die aus modifizierten BioRender-Vorlagen von Lucy Anderson erstellt wurden, lizenziert unter CC BY 4.0 (https://BioRender.com/ko79xuy). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

Protokoll

Alle experimentellen Verfahren wurden vom NIH Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) genehmigt und entsprachen den Richtlinien des Public Health Service hinsichtlich der humanen Pflege und Nutzung von Labortieren.

1. Vorbereitung des Apparats

HINWEIS: Jedes IntelliCage-Testsystem besteht aus einem großen Kunststoff-Käfig (39 cm x 58 cm x 21 cm), in dem bis zu 16 gleichgeschlechtliche Mäuse wohnen können. Die vorherigen Kohorten reichten in der Größe von 8 bis 16 Mäusen pro Käfig. Das Gerät ist mit vier operierenden Ecken ausgestattet, die alle mit einem zentralen Mikroprozessor auf dem oberen Deckel verbunden sind. Nagetierfutter ist über einen großen Metallbehälter in der Mitte des Deckels zugänglich. Im Inneren des Käfigs bewegen sich die Mäuse frei zwischen operanten Ecken und einem zentralen Wohnraum, der mit Einstreu- und Anreicherungsmaterialien ausgestattet ist. Jede operante Ecke hat einen kleinen runden Eingang, der physisch nur den Zutritt von einer Maus gleichzeitig ermöglicht. Die Identität der Maus wird anhand von doppelten RFID-Ringantennen und Temperatursensor-Messungen ausgelesen und aufgezeichnet, die beide positiv sein müssen, damit ein Besuch aufgezeichnet werden kann. In jeder operanten Ecke werden den Mäusen zwei Nosepoke-Ports präsentiert, von denen jede den Zugang zu einer von zwei motorisierten Türen steuert. Diese programmierbaren, motorisierten Türen ermöglichen Zugang zu einer von zwei Sipper-Flaschen. Ermittler programmieren manuell die Bedingungen für den Zugang zur Trinkflasche sowie die Empfindlichkeit der kapazitanzbasierten Lickometer. Besuchs-, Nasenstich- und Leckdaten werden für jede Maus einzeln aufgezeichnet und über einen zentralen Mikroprozessor an einen Computer übertragen, auf den das proprietäre Softwaresystem von TSE geladen wird. Obwohl dies in diesem Protokoll nicht behandelt wird, enthält jede operante Kammer auch ein programmierbares Luftpuffventil für den Einsatz in der aversiven Konditionierung.

  1. Statten Sie den Kunststoffkäfig für das Zuhause mit fünf komprimierten Baumwollfaserpads (15,24 x 25,4 cm), zwei kleinen Baumwollquadraten (5,08 x 5,08 cm) und vier Kunststoff-Grabstrukturen für Bettstreu und Anreicherung aus.
    HINWEIS: Die Verwendung von komprimierten Baumwollfaserpads wird aus zwei Gründen empfohlen: (1) um mögliche Staub- oder Abschläge von häufig verwendeten Bettzeugmaterialien zu vermeiden, die die Türmechanik stören, und (2) um die Erkennung von Kämpfen unter Tieren zu erleichtern.
  2. Setzen Sie den oberen Deckel mit operanten Ecken in den Plastikkäfig für das Zuhause.
  3. Falls getrennt, verbinden Sie alle operanten Ecken mit den bereitgestellten Kabeln an den zentralen Mikroprozessor und verbinden Sie dann den zentralen Mikroprozessor mit einem mit TSE-Software vorinstallierten Computer mittels CAN-Kabeln.
    1. Wenn Sie mehrere Geräte verwenden, schließen Sie alle Käfige serienmäßig an denselben Computer an.
  4. Schließen Sie den Mikroprozessor an die Stromquelle an und stellen Sie sicher, dass die LED-Lichter in jeder Ecke eingeschaltet werden und alle acht motorisierten Türen sich bewegen.
  5. Füllen Sie acht Sipper-Flaschen mit ~250 ml Leitungswasser (oder einer anderen Flüssigkeit), drücken Sie die Deckel sicher auf, um einen ordnungsgemäßen Abschluss zu gewährleisten, und drehen Sie dann vorsichtig in die Schlickmeteröffnungen, um eine enge Verbindung zum Lickometer sicherzustellen.
    HINWEIS: Die Empfindlichkeit von Visit-, Nosepoke- und Lick-Sensoren kann optional durch ein Pilotexperiment optimiert werden. Um die Empfindlichkeit jeder Ecke anzupassen, folgen Sie den Herstelleranweisungen, die in der "Hilfe"-Datei des "Controller"-Programms beschrieben sind. Alle Studien haben folgende Einstellungen verwendet: Besuch – 816 AN/768 AUS; Nosepoke – 21 AN/26 AUS; Lickometer – 69 AN/80 AUS/15 Auszeit.
  6. Fülle den Futterbehälter mit Nagetierfutter.
  7. Schalte den Computer ein, öffne die Anwendung "Controller" und lade die gewünschte Experimentdatei.

2. Tiere zubereiten

HINWEIS: Tiere sollten mindestens eine Woche vor Beginn der Verhaltenstests mit RFID-Transpondern implantiert werden, um eine ausreichende Erholungszeit zu gewährleisten. Verwenden Sie Mäuse, die mindestens ~50 Tage alt sind und ein Körpergewicht von mehr als 15 g haben. Das Einpflanzen kleinerer Mäuse erhöht das Risiko, die Maus während der Injektion zu verletzen. Je nach Mauslinie kann Aggressivität in Gruppenhaltungen, insbesondere bei Männchen, zum Problem werden. Verringern Sie dieses Risiko, indem Sie alle Mäuse während der Jugend zusammen unterbringen. Die Autoren beobachteten keine signifikante Aggression in Studien mit erwachsenen (~PND 80–150) Wildtypmäusen C57BL/6, was jedoch keine Verallgemeinerbarkeit dieses Protokolls auf andere Genotypen, Altersgruppen oder Wohnverhältnisse garantiert.

  1. Subkutan implantieren Mäuse mit RFID-Transpondern im dorsozervikalen Bereich zur eindeutigen Identifikation.
    1. Drucken Sie eine Datentabelle aus, die alle Versuchstiere auflistet, mit einem Feld neben jeder Tier-ID, um einen Barcode-Aufkleber mit ihrem RFID-Code anzubringen.
    2. Sammeln Sie alle Tiere und notwendigen Vorräte: RFID-Transponder, wiederaufladbarer RFID-Transponder-Injektor und Isofluran-Induktionsanlage.
    3. Setzen Sie die erste Maus in die Induktionskammer und betäuben Sie sie mit verdampftem Isofluran (Sauerstoffdurchflussmesser: 1,5 mL/min, Isofluran: 1,5–3,5 %), bis die Maus große, schluchzende Atemzüge nimmt und nicht mehr auf einen Zehenkniff reagiert.
      1. Während Sie darauf warten, dass die Maus betäubt ist, laden Sie den RFID-Transponder auf den Injektor, indem Sie die vorgeladene Nadel auf die Injektionsbasis schrauben und dann langsam die Spritze auswerfen, bis man sieht, wie sich der Mikrochip bewegt.
      2. Fügen Sie den Barcode, der den RFID-Code kennzeichnet, auf die gedruckte Datentabelle neben der entsprechenden Tier-ID an.
    4. Entfernen Sie die Maus aus der Induktionskammer und implantieren Sie den vorgeladenen RFID-Transponder subkutan in den dorsozervikalen Bereich.
      1. Nachdem Sie zuerst überprüft haben, ob die Maus auf einen Zehenkniff nicht reagiert, kneifen Sie Daumen und Zeigefinger der nicht-dominanten Hand direkt über den Schulterblättern.
      2. Mit der dominanten Hand wird die Injektornadel subkutan in das hintere Ende des Stoppels der Maus eingeführt und dabei darauf achtet, die Nadel über und parallel zur Wirbelsäule angehoben zu halten, um eine Verletzung der Maus zu vermeiden.
      3. Mit der Spritzenspitze im Nacken der Maus und fest zwischen Daumen und Zeigefinger stabilisiert, bewegt man vorsichtig die dominante Hand, damit man den Injektionsstempel drücken kann.
      4. Werfen Sie den RFID-Transponder aus und halten Sie die Finger der nicht-dominanten Hand um den Nacken, sodass man spüren kann, wann der Mikrochip die Spritzenspitze verlassen hat.
      5. Während du den Nacken festhältst, entferne langsam den Injektor. Lösen Sie den Stoppel erst, wenn der Injektor vollständig entfernt wurde, um zu verhindern, dass der Transponder herausfällt.
        HINWEIS: Optional kann ein einzelner Nahtknoten hinzugefügt werden, um die Haut während der Narkose zu schließen.
    5. Bringen Sie die Maus zurück in ihren Käfig und überwachen Sie die Genesung von der Anästhesie, bis sie vollständig gehfähig ist.
    6. Überwachen Sie die Maus auf Anzeichen körperlicher Beeinträchtigung, einschließlich partieller Lähmung, Hinken oder Kreisen, die auf eine Off-Target-Injektion hindeuten könnten. Wenn die Beeinträchtigungen länger als 24 Stunden andauern oder das Tierwohl stark beeinträchtigen, sollte man es auf humane Weise einschläfern.
      1. Richten Sie den RFID-Transponderleser über den dorsocervikalen Bereich der Maus und scannen Sie, um die erfolgreiche Platzierung zu bestätigen.
    7. Optional kann eine Gewebeprobe zur Genotypisierung entnommen werden.
      1. Wiederhole das mit allen experimentellen Mäusen.
  2. Einen Tag nach der ersten Implantation des RFID-Transponders verwenden Sie den RFID-Transponderleser, um zu überprüfen, ob keine Mäuse ihre RFID-Transponder verloren haben. Wenn Mäuse ihre Transponder verloren haben, wiederholen Sie das Verfahren mit einem neuen Transponder und aktualisieren Sie die Datensätze entsprechend.
    HINWEIS: In der Regel passiert das innerhalb von 24 Stunden nach der Einnistung eines RFID-Transponders, wenn der RFID-Transponder herausfällt. Dies kann durch unsachgemäße Platzierung des RFID-Transponders und/oder Mauspflege/Kratzen an der Injektionsstelle entstehen. Vermeiden Sie das Wiederinjizieren in frühere Injektionswunden und schließen Sie Mäuse nach drei fehlgeschlagenen RFID-Transponder-Implantationen aus.
  3. Vor der Umlagerung der Mäuse in das IntelliCage-Gerät überprüfen Sie, ob alle RFID-Transponder erfolgreich ausgelesen werden können. Wiegen und zeichnen Sie das Körpergewicht aller Mäuse auf.

3. Vorbereitung von experimentellen Dateien

HINWEIS: Das IntelliCage-Testsystem wird über grafische Benutzeroberflächen gesteuert und betrieben, die von TSE bereitgestellt werden. Es gibt drei Anwendungen zur Durchführung von IntelliCage-Experimenten: "Designer", "Controller" und "Analyzer". Verschiedene Phasen des Experiments werden über verschiedene Experimentdateien ausgeführt, die in der "Designer"-Anwendung entworfen und dann in der "Controller"-Anwendung ausgeführt werden. Detaillierte Informationen darüber, wie Experimentdateien gestaltet und angepasst werden können, wurden zuvor48,49 beschrieben. Vorlagen der vier in der Studie verwendeten Experimentdateien (Habituation.experiment, Water Training.experiment, Intermittent Alcohol.experiment, Open Bar.experiment) wurden bereitgestellt, um die Protokollreplikation zu unterstützen. In diesen Dateien treten Phasenwechsel um 12:30 Uhr auf. Die Autoren wählten diesen Zeitpunkt, weil die Tiere in einem Lichtzyklus von 6:00 bis 18:00 Uhr untergebracht wurden. Dies ermöglichte eine ununterbrochene Dunkelphase, um das Trinkverhalten zu messen. Allerdings möchten die Forscher diesen Zeitpunkt möglicherweise anpassen, um sie mit anderen Alkoholkonsummethoden wie dem "Trinken im Dunkeln"-Verfahren50 übereinzustimmen.

  1. Richte Experimentdateien in der Anwendung "Designer" ein.
    HINWEIS: Wenn Sie mit den Template-Dateien arbeiten, löschen Sie die vier Beispieltiere, bevor Sie die aktuelle Kohorte betreten. Benennen Sie außerdem die Gruppennamen in das experimentelle Design um und fügen Sie bei Bedarf Gruppen hinzu. Stellen Sie sicher, dass alle neuen Gruppen mit demselben Cluster wie die in der Vorlage beginnen.
    1. Öffnen Sie die Datei Habituation.experiment in der "Designer"-Anwendung und geben Sie sorgfältig die Tier-ID, den RFID-Transpondercode und die experimentelle Gruppe/den Genotyp für jede Maus ein. Speichere die Datei mit einem neuen Namen, um die Template-Datei zu erhalten.
      HINWEIS: Wenn RFID-Transpondercodes falsch eingegeben werden, werden die Daten nicht erfasst. Die Zuweisung der Tiere zu relevanten Versuchsgruppen hilft dabei, ihr Verhalten zu überwachen und letztlich die Daten zu analysieren.
    2. Exportiere die Tierinformationen als Tierdatei.
    3. Für jede Phase des Experiments öffnen Sie die entsprechende Versuchsdatei und laden Sie die Tierdatei. Speichern und entsprechend umbenennen.
    4. Wenn Sie Dateien auf einem separaten Computer entwerfen, laden Sie Experimentdateien auf einen tragbaren USB-Stick herunter, um sie in den Verhaltensraum zu übertragen.
  2. Laden Sie alle Experimentdateien auf den Computer herunter, der an die IntelliCage-Geräte angeschlossen ist, und öffnen Sie die erste Datei in der Anwendung "Controller". Überprüfen Sie, dass alle Informationen korrekt geladen sind.
  3. Entweder auf Papier oder elektronisch erstellen Sie eine experimentelle Logdatei, in der man das Datum und die Uhrzeit notiert, an denen man verschiedene Phasen des Experiments starten oder beenden kann. Dies wird die Analyse erheblich unterstützen, da bestimmte Drogenzustände (z. B. chininversetzter Alkohol) nicht in den IntelliCage-Archivdateien verzeichnet sind.

figure-protocol-1
Abbildung 2: Experimentelle Zeitleiste für das operante, intermittierende Alkoholkonsumparadigma. (A) Schaltplan des IntelliCage-Geräts mit alkoholhaltigen Schluckflaschen in zwei von vier Ecken. (B) Experimentelle Zeitleiste, die den Zeitplan aller experimentellen Phasen darstellt, wie sie in der vorherigen Veröffentlichungverwendet wurde 23. Kohorte 1 führte einen Chinin-Adulterated-Alkoholtest durch, nachdem sie den intermittierenden Alkoholkonsum beendet hatte, während Kohorten 2 und 3 nach der Verfälschung wieder zu intermittierendem Alkoholkonsum zurückkehrten. (C) Detaillierter experimenteller Kalender, der Softwareänderungen für alle experimentellen Phasen darstellt: Gewöhnung, Wassertraining, intermittierendes Alkoholtrinken, Chinin-Adulterated-Alkoholtest und "Open Bar"/Free Access Alkoholkonsum. Käfigwechsel sind mindestens einmal pro Woche nach Abschluss eines "Alcohol Access ON"-Moduls geplant. Cartoons, die aus modifizierten BioRender-Vorlagen von Lucy Anderson erstellt wurden, lizenziert unter CC BY 4.0 (https://BioRender.com/ko79xuy). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

4. Durchführung des Experiments

HINWEIS: Das Paradigma des operanten, intermittierenden Alkoholkonsums besteht aus fünf Phasen: (1) Gewöhnung, (2) Wassertraining, (3) intermittierendes Alkoholtrinken, (4) Chinin-Adulterated-Alkoholtest und (5) "Open Bar"/Free Access Alkoholtrinken. Jede Phase des Experiments wird auf verschiedenen Experimentdateien durchgeführt, mit Ausnahme des intermittierenden Alkoholkonsums und des Chinin-Adulterated-Alcohol-Tests, die beide die in der Intermittent Alcohol.experiment-Datei angegebenen Parameter verwenden. Abgesehen von Käfigwechseln sollten Experimentatoren mindestens dreimal pro Woche die Mäuse überprüfen, um das Wohlbefinden der Tiere zu beurteilen und sicherzustellen, dass die Software ordnungsgemäß läuft. Alle Mäuse, die verletzt oder krank sind, sollten aus dem Experiment entfernt werden. Für ein Beispiel für einen experimentellen Zeitplan siehe Abbildung 2.

  1. Käfigwechsel
    HINWEIS: Führen Sie mindestens einmal pro Woche Käfigwechsel durch. Während des Alkoholkonsums sollten Sie diese Veränderungen erst nach 12:30 Uhr während "Water Access ONLY" durchführen, um eine Unterbrechung des Alkoholkonsums zu vermeiden. Um dies zu erleichtern, beginnen die Intermittent Alcohol.experiment - und Open Bar.experiment-Dateien immer mit "Water Access ONLY". Aufgrund der Größe der Käfige ist es schwierig, besetzte Käfige allein zu handhaben. Die Autoren empfehlen, mindestens einen weiteren Ermittler bei den Käfigwechseln unterstützen zu lassen. Überprüfe die Mäuse 24 Stunden nach jedem Käfigwechsel, um sicherzustellen, dass die Software korrekt läuft und keine Aggression oder Kämpfe als Reaktion auf den Stress des Käfigwechsels stattgefunden haben.
    1. Bereiten Sie vor Beginn des Käfigwechsels einen neuen, sauberen Kunststoffkäfig mit neuer Einstreu und Nistmaterialien vor. Füllen Sie jede der acht Trinkflaschen/Käfig mit ~250 ml Leitungswasser oder 20 % Alkohol (95 % Ethanol [190 Proof] im Leitungswasser, v/v).
      HINWEIS: Optional können Ermittler eine kleine Menge des alten Einstreumaterials in den neuen, sauberen Käfig geben. Dies minimiert Störungen etablierter Gruppenhierarchien und kann das Risiko von Kämpfen verringern.
    2. Experiment in der Anwendung "Controller" stoppen. Nachdem Sie sichergestellt haben, dass sich keine Mäuse in den operanten Ecken befinden, entfernen Sie den Metall-Futterbehälter. Lassen Sie eine Person das Metall-Mikroprozessor-Gerät so hoch anheben, dass die zweite Person den Kunststoffkäfig darunter herausschieben kann. Überprüfen Sie die korrekte Anzahl der Mäuse.
    3. Entfernen Sie Mäuse einzeln aus dem schmutzigen Käfig, scannen Sie den RFID-Transponder und zeichnen Sie das Körpergewicht auf. Untersuchen Sie jede Maus visuell auf Anzeichen von Verletzung oder Krankheit.
      HINWEIS: Die Autoren empfehlen, das Körpergewicht in einer elektronischen Tabelle (CSV) zu erfassen, damit es leicht in die Analysepipeline eingelesen werden kann.
    4. Setzen Sie die Mäuse vorübergehend in einen sauberen Aufbewahrungsbehälter, nachdem Sie das Körpergewicht erfasst haben.
    5. Reinigen Sie den oberen Teil und die Ecken mit einem feuchten Handtuch, das in Desinfektionsmittel getränkt ist. Seien Sie besonders darauf bedacht, die Oberfläche und den unteren Rand der Eckplatte abzuwischen, ohne dass Flüssigkeit auf die elektronischen Teile austritt.
    6. Heben Sie das Metall-Mikroprozessor-Gerät hoch genug, um den neuen, sauberen Kunststoffkäfig an ihren Platz zu schieben.
    7. Drehen Sie vorsichtig neue Schluckflaschen in die Schleckmeteröffnungen, um eine enge Verbindung zum Schlickmeter sicherzustellen.
    8. Wechsel Mäuse in ein neues, sauberes Gerät.
    9. Ersetzen Sie den Futterbehälter durch einen neuen, sauberen Futterbehälter und frisches Nagetierfutter.
    10. Starte dasselbe Experiment in der Anwendung "Controller" neu oder lade und starte eine neue Experimentdatei.
    11. Stellen Sie sicher, dass das Programm ordnungsgemäß läuft und alle Mäuse Besuche, Nasenstöße und Lecken ordnungsgemäß dokumentiert werden.
      HINWEIS: Das "Controller"-Programm zeigt automatisch Warnungen an, wenn ein Tier innerhalb eines 12-Stunden-Zeitraums keine Lecken aufgezeichnet hat.
    12. Reinigen Sie schmutzige Geräte. Plastikkäfige, Sipper-Flaschen und Kunststoff-Grabstrukturen können in der Regel durch typische Käfigwaschsysteme gewaschen werden.
  2. Tag 0: Gewöhnung
    HINWEIS: Die Habituationsphase wird mit der Datei Habituation.experiment durchgeführt. Während dieser Phase enthalten alle Trinkflaschen Leitungswasser. Mäuse haben kostenlosen Zugang zu allen Flaschen, ohne aktive Nasenstöße. Motorisierte Türen öffnen sich, wenn Mäuse eine operative Ecke betreten und Zugang zu den Trinkflaschendüsen freigeben.
    1. Nach Überprüfung des RFID-Transponders und Aufzeichnung des Körpergewichts der Maus füllen Sie alle acht Sipperflaschen mit ~250 ml Leitungswasser und drehen Sie sie vorsichtig in die Schlickmeteröffnungen.
    2. Setzen Sie bis zu 16 gleichgeschlechtliche Mäuse in das vorbereitete IntelliCage-Gerät.
    3. Lade die Datei Habituation.experiment in die Anwendung "Controller" und beginne mit der Aufnahme.
    4. Überprüfen Sie, dass sich alle motorisierten Türen ordnungsgemäß öffnen, wenn eine Maus die operative Ecke betritt, und dass alle Besuche, Nasenstöße und Lecken für jede Maus erfolgreich aufgezeichnet werden. Wenn bei einer Maus innerhalb von 6 Stunden keine Besuche, Nasenstöße oder Lecken registriert wurden, überprüfen Sie die .animal-Datei auf Fehler.
  3. Tag 1-3: Wassertraining
    HINWEIS: Die Wassertrainingsphase wird mit der Water Training.experiment-Datei durchgeführt. Alle Sipper-Flaschen sollten weiterhin nur Leitungswasser enthalten. In dieser Phase werden Mäuse darauf trainiert, auf einem FR-1 mit der Nase zu stechen und anschließend auf einen FR-3-Plan zu gelangen, um an die Sipper-Flaschendüsen zuzugreifen. Nach erfolgreichem Nasenstoßen öffnen sich motorisierte Türen, die für 5 Sekunden Zugang zur Trinkflasche ermöglichen. Sobald eine einzelne Maus eine Erfolgsquote von 60 % oder höher erreicht, wird sie für den Rest der Programmdauer auf einen FR-3-Plan versetzt. In der Regel wechseln die Mäuse innerhalb von 24–72 Stunden auf einen FR-3-Plan. Überwachen Sie die Leistung der Tiere im "Controller". Wenn ein Tier innerhalb von 72 Stunden keinen FR-3-Plan erreicht, schließen Sie es von weiteren Experimenten aus.
    1. Wenn alle Mäuse nach 24 Stunden Gewöhnung hydriert und unverletzt aussehen, stoppen Sie die Habitatuation.experiment-Datei und beginnen Sie mit der Water Training.experiment-Datei .
    2. Überprüfen Sie, dass Besuche, Nasenstöße und Lecken von der Software jeder Maus erfolgreich aufgezeichnet werden und dass sich alle motorisierten Türen ordnungsgemäß öffnen.
  4. Tag 4+: Intermittierender Alkoholkonsum
    HINWEIS: Die Phase des intermittierenden Alkoholkonsums wird mit der Datei Intermittent Alcohol.experiment durchgeführt. In dieser Phase werden die Sipperflaschen in zwei der vier operanten Ecken durch 20 % Alkohol ersetzt. Wasser- vs. Alkoholecken sind über die Funktion "Clusters" in der Experimentdatei vorgegeben. In der Vorlage wird Wasser in den Ecken eins und drei (als "neutral" gekennzeichnet) abgegeben, während Alkohol in den Ecken zwei und vier (als "falsch" gekennzeichnet) eingetragen wird. Mäuse haben durchgehenden Zugang zu Wasser, aber intermittierenden Zugang zu Alkohol für 24-Stunden-Phasen (12:30 bis 12:30 Uhr) alle zwei Tage. 5 Sekunden Sipper Bottle Zugang gibt es auf einem FR-3 für alle Ecken. Während dieser Phase des Experiments sollten Sie Käfigwechsel während der "Nur Wasserzugangsphasen" durchführen, um eine Unterbrechung des Alkoholkonsums zu vermeiden. Forscher sollten sicherstellen, dass Versuchsgruppen während des Wassertrainings etwa gleich viele Ecken bevorzugen, bevor sie Alkoholecken für gelegentlichen Alkoholkonsum zuweisen. In jedem der Kohorten zeigten die experimentellen Gruppen während des Wassertrainings etwa gleich viele Besuche und Leckerlecken an allen vier Ecken. Aus diesem Grund hielten die Autoren die Eckzuweisungen über Kohorten hinweg fest. Experimentatoren können das Anteil der Licks und Besuche über die Ecken leicht über das Programm "Controller" einsehen. Achten Sie darauf, die Besuchs- und Leckdaten während des gesamten Experiments regelmäßig zu überwachen, um sicherzustellen, dass keine Probleme auftreten (z. B. Gerätedefekte oder Mäuse, die bestimmte Ecken "beanspruchen").
    1. Nachdem alle Mäuse erfolgreich einen FR-3-Plan zum Zugang zu Sipper-Flaschen erreicht haben, wird 20 % Alkohol hergestellt (95 % Ethanol [190 Proof] im Leitungswasser, v/v; ~250 mL/Flasche).
    2. Hör auf, die Water Training.experiment-Datei zu laufen.
    3. Entferne die Sipperflaschen in den operanten Ecken zwei und vier (oder in den Ecken, die du in der Experimentdatei angegeben hast, falls unterschiedlich) und ersetze jede durch ~250 mL 20% Alkohol.
    4. Drehen Sie vorsichtig neue alkoholhaltige Schluckflaschen in Schlickmeteröffnungen, um eine enge Verbindung zum Lickometer sicherzustellen.
    5. Lade die Intermittent Alcohol.experiment-Datei und beginne mit der Aufnahme.
    6. Überprüfen Sie, dass Besuche, Nasenstöße und Lecken von der Software jeder Maus erfolgreich aufgezeichnet werden und dass sich alle motorisierten Türen ordnungsgemäß öffnen.
    7. Nach 12:30 Uhr am folgenden Tag überprüfen Sie, ob das Programm erfolgreich vom "Water Access ONLY" auf das "Alcohol Access ON"-Modul gewechselt hat und dass in den operanten Ecken mit Alkohol Sickerungen aufgezeichnet wurden.
  5. Tag 16+: Chinin-Adulterated-Alkoholtest
    HINWEIS: Die Chinin-Adulterated-Alcohol-Testphase wird mit der Intermittent Alcohol.experiment-Datei durchgeführt. In dieser Phase werden die Sipperflaschen in zwei operanten Ecken, die zuvor 20 % Alkohol enthielten, durch 0,5 mM ersetzt, und anschließend wird 1 mM Chinin durch 20 % Alkohol verfälscht, um das strafenempfindliche Trinken zu beurteilen. Diese Chininkonzentrationen, die jeweils 0,016 % und 0,032 % Chinin (w/v) entsprechen, wurden bei Tests der Gruppe27,28 und anderen31 als aversiv erwiesen. Mäuse haben durchgehenden Zugang zu Wasser, aber intermittierenden Zugang zu chininversetztem Alkohol für 24-Stunden-Intervalle alle zwei Tage (d. h. ein Tag mit 0,5 mM Chinin, ein Tag mit reinem Wasserzugang). einen Tag mit 1,0 mM Chinin). Der Zugang erfolgt nach einem FR-3-Fahrplan für alle Ecken. In dieser Studie führten die Mäuse diese Phase der Aufgabe nach entweder 16 oder 24 aufeinanderfolgenden Tagen ungehinderten intermittierenden Alkoholkonsums durch. Käfigwechsel wurden am Wassertag zwischen den Verfälschungstests nicht durchgeführt, um störende Auswirkungen von Stress zu vermeiden. Nach dieser Phase des Experiments können Mäuse entweder mit "Open Bar"/freiem Zugang zum Alkoholkonsum beginnen oder zum intermittierenden Trinken zurückkehren, um das Rebound-Trinken nach der Verfälschung zu beurteilen.
    1. Bereiten Sie 0,5 mM und 1 mM Chinin-verunreinigten 20% Alkohol (95% Ethanol [190 Proof] in Leitungswasser, V/V; ~250 mL/Flasche) vor.
    2. Führen Sie einen Käfigwechsel durch und entfernen Sie alle Schluckflaschen.
    3. Füllen Sie jede Trinkflasche in Alkoholecken mit ~250 ml 0,5 mM chininversetzter 20%iger Alkohollösung.
    4. Drehen Sie vorsichtig neue alkoholhaltige Schluckflaschen in Schlickmeteröffnungen, um eine enge Verbindung zum Lickometer sicherzustellen.
    5. Lade die Intermittent Alcohol.experiment-Datei und beginne mit der Aufnahme.
    6. Überprüfen Sie, dass Besuche, Nasenstöße und Lecken von der Software jeder Maus erfolgreich aufgezeichnet werden und dass sich alle motorisierten Türen ordnungsgemäß öffnen.
    7. Nach 12:30 Uhr überprüfen Sie, ob das Programm erfolgreich vom "Water Access ONLY" auf das "Alcohol Access ON"-Modul gewechselt ist und dass in den operanten Ecken mit Alkohol Leckerlecken aufgezeichnet wurden.
    8. Vor 12:30 Uhr am nächsten Alkoholtag ersetze jede Flasche in der Alkoholecke durch ~250 ml 1 mM Chinin-vergiftete 20%ige Alkohollösung. Es ist nicht nötig, das Experiment für den Flaschenwechsel zu stoppen.
    9. Entfernen Sie vor 12:30 Uhr am nächsten Alkoholtag die Sipperflaschen mit verfälschtem Alkohol und ersetzen Sie jede durch ~250 ml unverfälschten 20%igen Alkohol.
  6. Tag 20+: "Open Bar"/freier Zugang zum Alkoholtrinken
    HINWEIS: Man kann optional einen Tag mit "Open Bar"/Free Access Alkohol trinken, um als nicht-operante Kontrolle zu dienen. Diese Phase wird mit der Datei Open Bar.experiment ausgeführt. In dieser Phase enthalten Trinkflaschen in zwei der vier operanten Ecken 20 % Alkohol, auf den Mäuse für einen Zeitraum von 24 Stunden (12:30 bis 12:30 Uhr) Zugriff haben. Ein Eckbesuch öffnet die Türen, ohne dass Nasenstöße nötig sind. In dieser Studie führten die Mäuse diese Phase der Aufgabe entweder nach dem intermittierenden Alkoholkonsum oder dem Chinin-Adulterated-Alkoholtest durch.
    1. Falls nötig, bereiten Sie 20 % Alkohol vor (95 % Ethanol [190 Proof] im Leitungswasser, V/V; ~250 mL/Flasche).
    2. Vor 12:30 Uhr am nächsten Alkoholtag sollten Sie die aktuelle Experimentdatei nicht mehr ausführen.
    3. Falls nötig, entfernen Sie die Trinkflaschen in den Alkoholecken und ersetzen Sie jede durch ~250 ml 20 % Alkohol.
    4. Drehen Sie vorsichtig neue alkoholhaltige Schluckflaschen in Schlickmeteröffnungen, um eine enge Verbindung zum Lickometer sicherzustellen.
    5. Lade die Datei Open Bar.experiment und starte die Aufnahme.
    6. Überprüfen Sie, dass Besuche, Nasenstöße und Lecken von der Software für jede Maus erfolgreich aufgezeichnet werden und dass alle motorisierten Türen frei geöffnet sind.
    7. Nach 12:30 Uhr überprüfen Sie, ob das Programm erfolgreich vom "Water Access ONLY" auf das "Alcohol Access ON"-Modul gewechselt ist und dass in den operanten Ecken mit Alkohol Leckerlecken aufgezeichnet wurden.

5. Datenanalyse

HINWEIS: Die Daten für jedes Experiment werden intern gespeichert, bis das Programm gestoppt wird. Zu diesem Zeitpunkt wird eine gezippte Datenarchivdatei erstellt und auf der lokalen Festplatte in C:\Documents\NewBehavior\IntelliCage Plus\Archives gespeichert. Der Dateiname besteht aus dem Startdatum und der Uhrzeit des Programms und endet mit .zip.  Die Datenarchivdateien enthalten alle relevanten Informationen über das Experiment, einschließlich Eckbesuche (Startzeit, Endzeit, Dauer, Besuchsreihenfolge), Nosepokes (Startzeit, Endzeit, Dauer), Licks (Startzeit, Endzeit, Dauer), Licht- und Dunkelzeiten sowie Temperaturdaten. Dieses Datenarchiv kann mit dem Programm "Analyzer" gelesen und analysiert werden. Obwohl es andere Open-Source-Pakete zur Analyse von IntelliCage-Datenausgaben gibt (Ruffini et al., 2021; Gastaldi et al., 2025), erstellten die Autoren eine Datenanalyse-Pipeline in R, indem sie öffentlich verfügbare Pakete aus dem tidyverse verwendeten, um Daten aus dem intermittierenden Alkoholkonsumparadigma zu analysieren. Die Pipeline umfasst mehrere Qualitätskontrollschritte, darunter die Analyse der Eckbelegung pro Maus; durchschnittliche Besuchs-, Nasenstoß- und Leckfrequenzen im zirkadianen Rhythmus; FR-3 Lick-Aufnahmerate pro Maus; und tägliche Leckzählungen pro Maus. Zusätzlich liefern die Autoren grundlegende Analysen zu Alkoholkonsummessungen. Die Grundlage ist eine R-Notizbuch-Vorlage, die die Quarto-Markup-Sprache verwendet, die Datendateien verarbeitet und für tiergruppenspezifische Variationen angepasst werden kann. Die Analyse erfolgt mit der kostenlosen Version von RStudio. Eine Projektvorlagendatei für R befindet sich im GitHub-Repository29.

  1. Kompiliere alle Daten, einschließlich zip-Dateien, die von der "Controller"-Anwendung ausgegeben werden, und der CSV-Datei mit Mauskörpergewichten.
    HINWEIS: Die Gewichte sind erforderlich, um die Aufnahme nach Körpergewicht zu normalisieren. In diesem Workflow war es sinnvoller, die Gewichtsdaten in einer separaten Datei zu sammeln, als sie zu jeder Experimentdatei hinzuzufügen. Die erste Spalte muss mit der Tier-ID aus den Archivdateien übereinstimmen.
  2. Laden Sie die R-Projektvorlage aus dem GitHub-Repository herunter.
    1. Benannt das Projekt so um, dass es zum Experiment passt.
    2. Die Vorlage enthält Beispieldatendateien, die veranschaulichen, wie die Analyse funktioniert, und befindet sich im Unterordner Daten/C1. Ersetzen Sie die Archivdateien durch personalisierte Datenarchive.
  3. Starte RStudio und öffne das Projekt.
    1. Im Dateibereich des Fensters unten rechts in RStudio gehe zum Qmd-Ordner und öffne die Datei IC_template.qmd.
    2. Dupliziere die Vorlagendatei und benenne sie um, um zum Experiment zu passen.
    3. Passen Sie die Metadaten im YAML-Header-Teil der duplizierten Datei und im initialen Codeblock an.
    4. Passe die Gruppennamen in der IC_Commons.R-Datei im R-Verzeichnis an, um mit den experimentellen Gruppen übereinzustimmen. (Die Vorlage verwendet zwei Gruppen: Control und LBN.)
  4. Führe die Notizbuchdatei aus.
    HINWEIS: Ausführlichere Anweisungen werden mit den README.md Dateien im GitHub-Repository bereitgestellt.

figure-protocol-2
Abbildung 3: Vergleichbarer Zugang zu operanten Ecken bei allen Mäusen während der Trainings- und intermittierenden Alkoholtrinkphasen. Bei Kohorte einsMäusen 23 zeigte eine Heatmap, die die gesamte Zeit, die pro Tag pro Maus in jeder Ecke während (A) Gewöhnung und Wassertraining verbracht wurde, im Vergleich zu (B) den ersten vier Tagen intermittierenden Alkoholkonsums (n = 15 F, 16 M). Dunklere rote Farben bedeuten mehr Zeit pro Tag in der Ecke. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

figure-protocol-3
Abbildung 4: Mäuse führen Besuche, Nasenstöße und Leckbewegungen im Einklang mit dem zirkadianen Rhythmus durch und erhalten erfolgreich den operanten Zugang zur Trinkflasche im Rahmen eines FR-3-Zeitplans. Bei Kohorte einsMäusen 23 war die durchschnittliche Dichte der operanten Ecke (A) Besuche, (B) Nasenstöße und (C) Lecken über die Sitzungszeit während der ersten acht Testtage. (D) Zeit, bis jede Maus während des Wassertrainings erfolgreich ein FR-3-Verhältnis ableckt. (E) Erfolgsrate der Besuche (= % der Besuche, die zu Lecken / Gesamtzahl der Besuche führen) bei Mäusen während der Gewöhnung und Wassertraining (links) im Vergleich zu den ersten vier Tagen intermittierenden Alkoholkonsums (rechts). Kreissymbole kennzeichnen Weibchen (n = 15); Quadratsymbole stehen für Männer (n = 16). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

figure-protocol-4
Abbildung 5: Mäuse haben vergleichbare tägliche Leckraten während des Trainings und der intermittierenden Alkoholtrinkphasen. Unter (A) weiblichen (n = 15) und (B) männlichen (n = 16) Kohorten, einerMäuse 23, ist die Gesamtzahl der täglichen Wasserleckungen (blau) und Alkohol (rot) während der Gewöhnung und Wassertraining (Tag -4–0) im Vergleich zu intermittierendem Alkoholkonsum (Tag 1–4). C steht für Kontrollaufwuchs; L steht für LBN-Aufzucht. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

figure-protocol-5
Abbildung 6: Mäuse, die frühen Widrigkeiten ausgesetzt waren, trinken mehr Alkohol als Kontrolle im operanten, intermittierenden Alkoholkonsumparadigma. (A) Durchschnittliche Alkohollecken pro Tag, normalisiert durch das Körpergewicht (g; wöchentlich gemessen) während 8 Tagen intermittierenden Alkoholzugangs zwischen Kontrollmäusen (grau; links) und LBN-aufgezogenen (rosa; rechts) Mäusen. (B) Mittlere Alkohollecke pro Tag, normalisiert durch das Körpergewicht vor, während und nach der Chininfälschung (0,5 mM, 1 mM). (C) Dichtediagramm, das durchschnittliche Alkohollecks pro Tag zeigt, normalisiert durch das Körpergewicht während eines einzelnen FR-0 "Open Bar"-Alkoholzugangstages. Kreissymbole kennzeichnen Weibchen (n = 15); Quadratsymbole stehen für Männer (n = 16). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

Ergebnisse

Die Autoren nutzten automatisierte Homecage-Tests über IntelliCages, um zu bewerten, wie frühe Lebenswidrigkeiten (ELA) die Verwundbarkeit gegenüber AUD-ähnlichen Verhaltensweisen verändern27. Um Widrigkeiten zu induzieren, verwendeten sie das Paradigma von begrenztem Betten und Nestbau (LBN), ein Modell der Ressourcenknappheit, das unvorhersehbare und fragmentierte mütterliche Fürsorge hervorruft 51,52,53,54,55,56. Die Studie war neuartig bei der Bewertung der Auswirkungen von ELA auf Alkoholkonsumverhalten bei sozial untergebrachten Mäusen, ohne die störenden Auswirkungen von Stress durch soziale Isolation. Dies war wichtig, da soziale Isolation im Erwachsenenalter nachweislich unterschiedlich Auswirkungen auf ELA-exponierte Mäuse 22,57 hat. Um den maximalen Durchsatz zu erreichen, maßen die Autoren gleichzeitig das Alkoholkonsumverhalten in vier IntelliCage-Geräten, zwei für jedes Geschlecht.

Die Autoren starteten die Analysepipeline mit einer gründlichen Qualitätskontrolle der Rohdaten. Die hier enthaltenen Diagramme zeigen repräsentative Daten aus Kohorte eins (n = 15 F, 16 M) der veröffentlichten Studie23. Das Skript für alle Analysen und das Plotten ist im GitHub-Repository29 enthalten. Experimenteller Tag 0 wurde aufgrund eines Käfigwechsels, der die Datenerhebung störte, ausgeschlossen. Zu den Überlegungen zur Datenexploration und Qualitätskontrolle gehörten, dass alle Mäuse während des Trainings (Abbildung 3A) und der intermittierenden Alkoholtrinkphasen (Abbildung 3B) etwa gleich Zugang zu allen operanten Ecken hatten (Abbildung 3B). Das schließt erhebliche Auswirkungen aus, dass Mäuse operante Ecken "beanspruchen" und andere Mäuse daran hindern, an die Trinkflaschen zu gelangen. Die Autoren bestätigten anschließend, dass Mäuse Besuche, Nasenstöße und Leckbewegungen in einem erwarteten zirkadianen Rhythmus über experimentelle Tage hinweg durchführten (Abbildung 4A–C) und dass alle Mäuse innerhalb von sechs Stunden nach Modulbeginn den ersten Leck mit einem FR-3-Verhältnis erfolgreich ausführten (Abbildung 4D). Am Ende der Wassertrainingsphase erreichten alle Mäuse eine relativ hohe Erfolgsquote beim Lecken (= % der Besuche, die zu Leck / Gesamtbesuchen führten), was weiter bestätigte, dass das Training am Ende des Wassertrainings erfolgreich war (Abbildung 4E).

Während der Gewöhnung, Wassertraining und dem Beginn des intermittierenden Alkoholkonsums hielten Mäuse ungefähr vergleichbare tägliche Leckanzahlen auf (Abbildung 5A–B). Obwohl einige Mäuse zu Beginn des operanten Wassertrainings am experimentellen Tag -3 (z. B. P241260-1) einen Rückgang der täglichen Lecken zeigten, erwarben die meisten Mäuse schnell genug einen FR-1- und FR-3-Nasenstich-Plan, um die Grundleckraten aufrechtzuerhalten. Daher ist es unwahrscheinlich, dass Mäuse während des Wassertrainings übermäßige Dehydrierung erlitten. Alle Mäuse lernten den FR-3-Plan in einem angemessenen Tempo. Sobald der intermittierende Alkoholkonsum am ersten Versuchstag begann, entschieden sich fast alle Mäuse, Alkohol zu trinken, allerdings in unterschiedlichem Ausmaß. Im Allgemeinen erhöhten Mäuse beim Alkoholkonsum nicht signifikant die Gesamtzahl der täglichen Leckungen. Stattdessen leckten die Mäuse weniger Wasserlecks, um den erhöhten Alkoholkonsum auszugleichen.

An allen Tagen des intermittierenden Alkoholkonsums variierten die Mäuse der ersten Kohorte stark im täglichen Alkoholkonsum im Verhältnis zum Körpergewicht (Abbildung 6A). Die Autoren fanden heraus, dass Mäuse, die das LBN-Paradigma durchliefen, signifikant ein geringeres Körpergewicht hatten als cross-fostered Kontrollgruppen23. Daher entschieden sie sich bei der Untersuchung von Gruppenunterschieden beim Alkoholkonsum dafür, tägliche Alkoholleckereien nach dem Körpergewicht zu normalisieren, was die Autoren wöchentlich während der Käfigwechsel bewerteten. LBN-aufgezogene Mäuse tranken im Allgemeinen mehr Alkohol pro Gramm Körpergewicht als Kontrollen, sowohl bei intermittierendem Trinken (Abbildung 6A) als auch bei der Chinin-Manipulation (Abbildung 6B). Dieser Trend blieb auch an einem einzigen Tag mit nicht-operantem Open Access bestehen (Abbildung 6C). Diese Ergebnisse aus Kohorte eins stimmen mit den veröffentlichten Ergebnissen überein, in denen die Autoren berichten, dass ELA-exponierte Mäuse während des intermittierenden Zugangs konsequent mehr Alkohol pro Gramm Körpergewicht tranken als cross-fostered Controls, ein Effekt, der besonders beiMännchen 23 ausgeprägt war.

Ermöglicht durch die Effizienz automatisierter Überwachungssysteme für Häuskäfige, bestätigte die veröffentlichte Studie erhöhten Alkoholkonsum bei sozial untergebrachten, ELA-exponierten Nagetieren bei äußerst robusten Stichprobengrößen, einschließlich beider Geschlechter (n = 54 Kontrolle, 43 LBN)23. Diese Ergebnisse stellen einen Schritt nach vorne bei der Modellierung der AUD-ähnlichen Verhaltensweisen dar, die bei AUD-Patienten mit einer Vorgeschichte von ungünstigen Kindheitserfahrungen 58,59,60,61,62 beobachtet wurden, und öffnen die Tür für zukünftige mechanistische Studien, die die neurobiologische Struktur, die den Zunahme der AUD-Verwundbarkeit nach ELA zugrunde liegen.

Diskussion

Wie der Einsatz von IntelliCages durch die Autoren zur robusten Bewertung AUD-ähnlicher Verhaltensweisen bei Mäusen, die ELA27 ausgesetzt sind, sowie die bisherigen Arbeiten an transgenen Linien28 zeigen, bieten automatisierte Überwachungssysteme für den Heim-Käfig eine effiziente und flexible Lösung zur Untersuchung präklinischer AUD-Modelle. Die gleichzeitige Untersuchung von bis zu 16 gemeinsam behausten Mäusen erhöht die Durchsatzrate der Alkoholtrinkmethodik signifikant und vermeidet gleichzeitig die störenden Auswirkungen von Stress durch soziale Isolation. Das operante, intermittierende Alkoholtrinkparadigma ermöglicht es den Experimentatoren, mehrere Facetten des AUD-ähnlichen Verhaltens über einen einzigen Zeitraum von ~5–6 Wochen zu untersuchen, darunter Rauschkonsum, Eskalation über die Zeit und strafensensibles Alkoholkonsum. Obwohl das Paradigma eine Methode zur Bewertung von AUD-ähnlichem Verhalten bietet, kann das Design leicht angepasst werden, um intermittierendes Trinken chronischer zu messen, auf strafunsensibles Trinken als Reaktion auf einen Luftzug zu testen oder unter anderem ein variables operantes Verhältnis hinzuzufügen. Insgesamt erhöhen automatisierte Überwachungssysteme im Häus-Käfig erheblich den Durchsatz und die Spezifität, mit der Forscher AUD-ähnliche Verhaltensweisen beurteilen können, was die Identifikation neuartiger zugrundeliegender Schaltkreise und Behandlungen fördert.

Wie bei jeder Technologie erleben Autoren gelegentlich mechanische und technische Ausfälle. Trotz der Versuchung, das System unbeaufsichtigt laufen zu lassen, ist es entscheidend, dass die Ermittler das Gerät weiterhin regelmäßig überwachen, um eine ordnungsgemäße Funktion sicherzustellen. Gelegentliche mechanische Ausfälle an den magnetischen Türen führten dazu, dass Sipper-Flaschen für die Mäuse unzugänglich waren. Dies geschah nur selten bei ordnungsgemäßer Reinigung und Wartung und war in der Regel minimal störend für die Datenerhebung. Um Fehler schnell zu erkennen, ist es wichtig, die Sipper-Flaschen auf vergleichbare Flüssigkeitsverluste zu überwachen und regelmäßig die "Controller"-Anwendung zu überprüfen, um zu überprüfen, dass bei allen Tieren in allen Ecken Leckerlecken erfasst werden. Für ausführlichere Ratschläge geben Masuda und Kollegen eine ausgezeichnete Beschreibung, wie man IntelliCages48 einrichtet und Wartung durchführt.

Es ist auch wichtig, das Tierverhalten regelmäßig zu beobachten, um auf Kämpfe oder andere störende Verhaltensweisen zu achten. Obwohl die Autoren bei der Durchführung dieses Paradigmas mit C57/BL6-Mäusen keine großen Probleme mit Kämpfen hatten, hat das Ko-Aufnehmen von Männchen aggressiverer Genotypen zu erheblichen Problemen geführt. Überwachen Sie regelmäßig getrocknetes Blut, hinkende Tiere oder andere Anzeichen von Kämpfen, besonders nach Käfigwechseln. Wenn man diese Anzeichen bemerkt, entfernen Sie das betroffene Tier umgehend und schließen sie von weiteren Experimenten aus. Verwenden Sie den Abschnitt "Individuelle Mausleistung" des bereitgestellten Codes, um zu beurteilen, ob und wie lange Aggression das Trinkverhalten einzelner Mäuse beeinflusst hat. Schließen Sie alle betroffenen Tage aus der Analyse aus. Wie bereits erwähnt, können die Autoren die Verallgemeinerbarkeit des Protokolls auf verschiedene Genotypen oder Wohnverhältnisse nicht garantieren.

In diesem Zusammenhang hatten die Autoren gelegentlich Probleme damit, dass Mäuse operante Ecken "für sich beanspruchten", indem sie stundenlang in derselben Ecke schliefen oder anderweitig bewohnten. Dieses Verhalten verhindert, dass andere Mäuse Zugang zu den Schluckflaschen in dieser Ecke haben. Diese Situationen können das Alkoholkonsum beeinträchtigen, wenn sie in der Analyse nicht richtig berücksichtigt werden. Verwenden Sie die Abschnitte "Eckbelegung (Besuchsdauern)" und "Individuelle Mausleistung" des bereitgestellten Codes, um zu entscheiden, ob "Hogging" das Mausverhalten so stark beeinflusst hat, dass bestimmte experimentelle Tage ausgeschlossen werden. Im Allgemeinen ist die Unfähigkeit, soziale Verhaltensweisen während der Experimente zu erfassen oder zu quantifizieren, eine wesentliche Einschränkung dieses automatisierten Überwachungssystems.

Schließlich erzeugen automatisierte Homecage-Überwachungssysteme, wie es bei fortschrittlichen neurowissenschaftlichen Methoden zunehmend der Fall ist, große Datenmengen. Durch Open-Source-Code wie den hiervorgestellten 29 und von anderen63,64 entwickelten haben Experimentatoren mehrere Werkzeuge zur Verfügung, um die Ausgangsdaten zu organisieren und zu analysieren. Allerdings erfordern Änderungen des hier vorgestellten Protokolls eine Anpassung des Codes. Darüber hinaus könnten zahlreiche zusätzliche Analysen auf der hier nicht präsentierten Lieferdaten durchgeführt werden.

Zum Beispiel könnten Forscher daran interessiert sein, den Alkoholkonsum zu quantifizieren (g Alkohol pro kg Mausgewicht pro Tag). Die Autoren erläutern dies kurz und liefern einige vorläufige Codes, um diese Analyse im GitHub-Repository29 durchzuführen. Dort verwenden die Autoren einen Lick-zu-Volumen-Umrechnungsfaktor von 1,94 μL/Leck, was mit Berechnungen von Kasia Radwanska und Kollegen 30,37 übereinstimmt. Obwohl dieser Leck-Umrechnungsfaktor von anderen indiesem Bereich zur Schätzung des Alkoholkonsums verwendet wurde, wurde er durch die Messung des Wasserverbrauchs berechnet. Daher ist es möglicherweise kein genaues Maß für den Alkoholkonsum von 20 %, da sich die Oberflächenspannung zwischen Wasser und Alkohol unterscheidet. Andere in diesem Bereich haben einen Lick-Umrechnungsfaktor von 3 μL/Lick 31,34,36,38 verwendet, was die Notwendigkeit unterstreicht, diese Messung aufzulösen. Man kann nicht ausschließen, dass Mäuse sich in unterschiedlicher Größe lecken, was diese Berechnung zusätzlich erschwert. Wenn die Forscher daran interessiert sind, eine genaue Messung des Alkoholkonsums (g/kg/Tag) zu erhalten, empfehlen die Autoren, einen Lick-zu-Volumen-Umrechnungsfaktor zu berechnen, der mit dem experimentellen Design übereinstimmt.

Zusammenfassend bietet der Fortschritt und die erhöhte Zugänglichkeit automatisierter Überwachungssysteme für Häuskäfige den Forschern der Audienz neue und verbesserte Werkzeuge, um Alkoholkonsum präklinisch zu beurteilen. Operante intermittierende Alkoholkonsumparadigmen wie dieses ermöglichen es den Experimentatoren, mehrere Aspekte des AUD-ähnlichen Verhaltens gleichzeitig mit deutlich höherem Durchsatz und mit größerer ethologischer Relevanz als die traditionelle Methodik zu bewerten. Durch IntelliCage-Testsysteme und Open-Source-Alternativen 20,26 können Forscher Alkoholkonsumverhalten effizienter und flexibler untersuchen, das mit AUD übereinstimmt, wodurch die Identifizierung wirksamer Interventionen beschleunigt wird.

Offenlegungen

Die Autoren erklären keine konkurrierenden Interessen.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde durch Mittel des NIH Intramural Research Program der National Institutes of Health für V.A.A. (ZIA AA000421; ZIA MH002987). Wir möchten Miriam Bocarsly, Anoo Maskeri und Erin Murray für ihre Hilfe bei der Entwicklung dieses Protokolls danken.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Ethanol, 190 ProofDekontaminationslabore2801G
IntelliCage-TestsystemTSE-Systemehttps://www.tse-systems.com/products/intellicage/Beinhaltet 1x 2000P statischen Käfig (Tecniplast, 2000P001),   4x Mäusehäuser (Tecniplast, ACRE011) und 8x Trinkflaschen (Techniplast, ACBT0252) und Deckel (Techniplast, ACCP3521)
IntelliCage-Software ("Designer", "Controller", "Analyzer")TSE-Systemehttps://www.tse-systems.com/products/intellicage/Version 3.6.9.0
ISO-Pads, 15 x 25 cmBraintree Scientific, Inc.ISO 6105Kompressierte Baumwollfaserpads (15,24 x 25,4 cm)
IsofluraneBaxter10019-360-40
Isoflurane VXP™ Well-Fill-VerdampferMedVet91305535
Labor-NagetierdiätLabDiet5001
Medium Sure-Seal Maus/Ratten-Induktionskammer  WeltpräzisionsinstrumenteEZ-178
NestletsAncareNES 3600Kleine Baumwollquadrate (5,08 x 5,08 cm)
OHAUS Compass™ CX-Waage – 2.200 Gramm x 1 GrammUlineH-8110Für Messungen des Körpergewichts der Maus
PC + DisplaySupermicrohttps://www.tse-systems.com/products/intellicage/Verkauft als Teil des IntelliCage-Testsystems
RFID-Transponder (1,25 x 7 mm)TSE-Systeme290000-IC-60400
RFID-Transponder-InjektorAVIDAVID2028
RFID-TransponderleserTSE-Systeme290000-IC-50800
RStudioPosithttps://posit.co/download/rstudio-desktopVersion 2026.01.1+403; mit Tidyverse (2.0.0) und Quarto (1.9.37)
Tri Pour EinwegbecherKonsolidierte Kunststoffe45317Für Messungen des Körpergewichts der Maus

Referenzen

  1. Melendez, R. I. Intermittent (Every-Other-Day) Drinking Induces Rapid Escalation of Ethanol Intake and Preference in Adolescent and Adult C57BL/6J Mice. Alcoholism: Clinical and Experimental Research. 35 (4), 652-658 (2011).
  2. Xiao, T., Chen, Y., Boisvert, A., Cole, M., Kimbrough, A. Chronic Intermittent Ethanol Vapor Exposure Paired with Two-Bottle Choice to Model Alcohol Use Disorder. Journal of Visualized Experiments (JoVE). (196), e65320 (2023).
  3. Rhodes, J. S., Best, K., Belknap, J. K., Finn, D. A., Crabbe, J. C. Evaluation of a simple model of ethanol drinking to intoxication in C57BL/6J mice. Physiology & Behavior. 84 (1), 53-63 (2005).
  4. Thiele, T. E., Crabbe, J. C., Boehm, S. L. “Drinking in the Dark” (DID): A Simple Mouse Model of Binge-Like Alcohol Intake. Curr Protoc Neurosci. 68, 9.49.1-9.49.12 (2014).
  5. Huynh, N., Arabian, N. M., Asatryan, L., Davies, D. L. Murine Drinking Models in the Development of Pharmacotherapies for Alcoholism: Drinking in the Dark and Two-bottle Choice. Journal of Visualized Experiments (JoVE). (143), e57027 (2019).
  6. Longley, M., Willis, E. L., Tay, C. X., Chen, H. An open source device for operant licking in rats. PeerJ. 5, e2981 (2017).
  7. Melo, M. C., Alves, P. E., Nogueira Cecyn, M., Eduardo, P. M. C., Abrahao, K. P. Development of an Eight-Wireless Automated Cage System with Two Lickometers Each for Rodents. eNeuro. 9 (4), ENEURO.0526-21.2022 (2022).
  8. Petersen, N., Adank, D. N., Raghavan, R., Winder, D. G., Doyle, M. A. LIQ HD (Lick Instance Quantifier Home Cage Device): An Open-Source Tool for Recording Undisturbed Two-Bottle Drinking Behavior in a Home Cage Environment. eNeuro. 10 (4), (2023).
  9. Hou, S., Soto, N. M. A., Glover, E. J., Hou, S., Soto, N. M. A., et al. Modeling Alcohol Consumption in Rodents Using Two-Bottle Choice Home Cage Drinking and Microstructural Analysis. Journal of Visualized Experiments (JoVE). (213), e67486 (2024).
  10. Wilcox, M. V., Cuzon Carlson, V. C., Sherazee, N., Sprow, G. M., Bock, R., et al. Repeated binge-like ethanol drinking alters ethanol drinking patterns and depresses striatal GABAergic transmission. Neuropsychopharmacology. 39 (3), 579-594 (2014).
  11. Godynyuk, E., Bluitt, M. N., Tooley, J. R., Kravitz, A. V., Creed, M. C. An Open-Source, Automated Home-Cage Sipper Device for Monitoring Liquid Ingestive Behavior in Rodents. eNeuro. 6 (5), (2019).
  12. Frie, J. A., Khokar, J. Y. An open source automated two-bottle choice test apparatus for rats. HardwareX. 5, e00061 (2019).
  13. Ieraci, A., Mallei, A., Popoli, M. Social Isolation Stress Induces Anxious-Depressive-Like Behavior and Alterations of Neuroplasticity-Related Genes in Adult Male Mice. Neural Plast. 2016, 6212983 (2016).
  14. Hebda-Bauer, E. K., Dokas, L. A., Watson, S. J., Akil, H. Adaptation to single housing is dynamic: Changes in hormone levels, gene expression, signaling in the brain, and anxiety-like behavior in adult male C57Bl/6J mice. Horm Behav. 114, 104541 (2019).
  15. Johnson, M. C., Zweig, J. A., Zhang, Y., Ryabinin, A. E. Effects of social housing on alcohol intake in mice depend on the non-social environment. Front Behav Neurosci. 18, (2024).
  16. Logue, S., Chein, J., Gould, T., Holliday, E., Steinberg, L. Adolescent mice, unlike adults, consume more alcohol in the presence of peers than alone. Developmental Science. 17 (1), 79-85 (2014).
  17. Holgate, J. Y., Garcia, H., Chatterjee, S., Bartlett, S. E. Social and environmental enrichment has different effects on ethanol and sucrose consumption in mice. Brain Behav. 7 (8), e00767 (2017).
  18. Panksepp, J. B., Rodriguez, E. D., Ryabinin, A. E. Sweetened-ethanol drinking during social isolation: Enhanced intake, resistance to genetic heterogeneity and the emergence of a distinctive drinking pattern in adolescent mice. Genes Brain Behav. 16 (3), 369-383 (2017).
  19. Johnson, M. C., Zweig, J. A., Zhang, Y., Ryabinin, A. E. Effects of social housing on alcohol intake in mice depend on the non-social environment. Front Behav Neurosci. 18, 1380031 (2024).
  20. Petersen, N., Adank, D. N., Quan, Y., Edwards, C. M., Hallal, S. D., et al. A Novel Mouse Home Cage Lickometer System Reveals Sex- and Housing-Based Influences on Alcohol Drinking. eNeuro. 11 (10), (2024).
  21. Lander, S. S., Linder-Shacham, D., Gaisler-Salomon, I. Differential effects of social isolation in adolescent and adult mice on behavior and cortical gene expression. Behavioural Brain Research. 316, 245-254 (2017).
  22. Kuhlman, K. R. Pitfalls and potential: Translating the two-hit model of early life stress from pre-clinical non-human experiments to human samples. Brain Behav Immun Health. 35, 100711 (2023).
  23. Lipp, H. P. High-throughput and Automated Behavioural Screening of Normal and Genetically Modified Mice. Bus Brief Future Drug Discov. , (2005).
  24. Kiryk, A., Janusz, A., Zglinicki, B., Turkes, E., Knapska, E., et al. IntelliCage as a tool for measuring mouse behavior - 20 years perspective. Behav Brain Res. 388, 112620 (2020).
  25. Iman, I. N., Yusof, N. A. M., Talib, U. N., Ahmad, N. A. Z., Norazit, A., et al. The IntelliCage System: A Review of Its Utility as a Novel Behavioral Platform for a Rodent Model of Substance Use Disorder. Front Behav Neurosci. 15, 683780 (2021).
  26. Frie, J. A., Khokhar, J. Y. FARESHARE: An open-source apparatus for assessing drinking microstructure in socially housed rats. NPP—Digit Psychiatry Neurosci. 2 (1), 1 (2024).
  27. Anderson, L. G., Tischer, A. E., Bock, R., Michaelides, M., Alvarez, V. A. Early life adversity increases striatal dopamine D1 receptor density and promotes social alcohol drinking in mice, especially males. Transl Psychiatry. , (2026).
  28. Bocarsly, M. E., Shaw, M. J., Ventriglia, E., Anderson, L. G., Goldbach, H. C., et al. Preexisting risk-avoidance and enhanced alcohol relief are driven by imbalance of the striatal dopamine receptors in mice. Nat Commun. 15 (1), 1-17 (2024).
  29. Bock, R., Anderson, L., Averbeck, T. . IntelliCage Intermittent Drinking Analysis Template [R]. , (2026).
  30. Radwanska, K., Kaczmarek, L. Characterization of an alcohol addiction-prone phenotype in mice. Addiction Biology. 17 (3), 601-612 (2012).
  31. Smutek, M., Turbasa, M., Sikora, M., Piechota, M., Zajdel, J., et al. A Model of Alcohol Drinking under an Intermittent Access Schedule Using Group-Housed Mice. PLOS ONE. 9 (5), e96787 (2014).
  32. Mijakowska, Z., Łukasiewicz, K., Ziółkowska, M., Lipiński, M., Trąbczyńska, A., et al. Autophosphorylation of alpha isoform of calcium/calmodulin-dependent kinase II regulates alcohol addiction-related behaviors. Addiction Biology. 22 (2), 331-341 (2017).
  33. Holgate, J. Y., Garcia, H., Chatterjee, S., Bartlett, S. E. Social and environmental enrichment has different effects on ethanol and sucrose consumption in mice. Brain and Behavior. 7 (8), e00767 (2017).
  34. Koskela, M., Piepponen, T. P., Andressoo, J. O., Võikar, V., Airavaara, M. Towards developing a model to study alcohol drinking and craving in female mice housed in automated cages. Behavioural Brain Research. 352, 116-124 (2018).
  35. Beroun, A., Nalberczak-Skóra, M., Harda, Z., Piechota, M., Ziółkowska, M., et al. Generation of silent synapses in dentate gyrus correlates with development of alcohol addiction. Neuropsychopharmacology. 43 (10), 1989-1999 (2018).
  36. Simmons, K. E., Healey, K. L., Li, Q., Moore, S. D., Klein, R. C. Effects of sex and genotype in human APOE-targeted replacement mice on alcohol self-administration measured with the automated IntelliCage system before and after repeated mild traumatic brain injury. Alcoholism: Clinical and Experimental Research. 45 (11), 2231-2245 (2021).
  37. Pagano, R., Salamian, A., Skonieczna, E., Wojtas, B., Gielniewski, B., et al. Molecular fingerprints in the hippocampus of alcohol seeking during withdrawal. Res Sq. , rs.3.rs-3337670 (2023).
  38. Stefaniuk, M., Pawłowska, M., Barański, M., Nowicka, K., Zieliński, Z., et al. Global brain c-Fos profiling reveals major functional brain networks rearrangements after alcohol reexposure. Neurobiol Dis. 178, 106006 (2023).
  39. Frycz, B. A., Nowicka, K., Konopka, A., Hoener, M. C., Bulska, E., et al. Activation of trace amine-associated receptor 1 (TAAR1) transiently reduces alcohol drinking in socially housed mice. Addiction Biology. 28 (7), e13285 (2023).
  40. Skupio, U., Sikora, M., Korostynski, M., Wawrzczak-Bargiela, A., Piechota, M., et al. Behavioral and transcriptional patterns of protracted opioid self-administration in mice. Addiction Biology. 22 (6), 1802-1816 (2017).
  41. Ismail, N. I. W., Jayabalan, N., Mansor, S. M., Müller, C. P., Muzaimi, M. Chronic mitragynine (kratom) enhances punishment resistance in natural reward seeking and impairs place learning in mice. Addiction Biology. 22 (4), 967-976 (2017).
  42. Ajonijebu, D. C., Abboussi, O., Mabandla, M. V., Daniels, W. M. U. Differential epigenetic changes in the hippocampus and prefrontal cortex of female mice that had free access to cocaine. Metab Brain Dis. 33 (2), 411-420 (2018).
  43. Kimbrough, A., Kim, S., Cole, M., Brennan, M., George, O. Intermittent Access to Ethanol Drinking Facilitates the Transition to Excessive Drinking After Chronic Intermittent Ethanol Vapor Exposure. Alcohol Clin Exp Res. 41 (8), 1502-1509 (2017).
  44. Gage, G. A., Muench, M. A., Jee, C., Kearns, D. N., Chen, H., et al. Intermittent-Access Operant Alcohol Self-Administration Promotes Binge-like Drinking and Drinking Despite Negative Consequences in Male and Female Heterogeneous Stock Rats. Neuropharmacology. 235, 109564 (2023).
  45. Hwa, L. S., Chu, A., Levinson, S. A., Kayyali, T. M., DeBold, J. F., et al. Persistent escalation of alcohol drinking in C57BL/6J mice with intermittent access to 20% ethanol. Alcohol Clin Exp Res. 35 (11), 1938-1947 (2011).
  46. Miczek, K. A., Akdilek, N., Ferreira, V. M. M., Kenneally, E., Leonard, M. Z., et al. Excessive alcohol consumption after exposure to two types of chronic social stress: intermittent episodes vs. continuous exposure in C57BL/6J mice with a history of drinking. Psychopharmacology (Berl). 239 (10), 3287-3296 (2022).
  47. Ko, Y. E., Hwa, L. S. Serotonin regulation of intermittent and continuous alcohol drinking in male and female C57BL/6J mice with systemic SB242084 and buspirone. Alcohol Alcohol. 58 (3), 280-288 (2023).
  48. Masuda, A., Kobayashi, Y., Itohara, S. Automated, Long-term Behavioral Assay for Cognitive Functions in Multiple Genetic Models of Alzheimer’s Disease, Using IntelliCage. Journal of Visualized Experiments (JoVE). (138), e58009 (2018).
  49. Kahnau, P. General Instructions for Using the IntelliCage with Mice. Curr Protoc. 6 (2), e70314 (2026).
  50. Thiele, T. E., Navarro, M. “Drinking in the dark” (DID) procedures: a model of binge-like ethanol drinking in non-dependent mice. Alcohol. 48 (3), 235-241 (2014).
  51. Rice, C. J., Sandman, C. A., Lenjavi, M. R., Baram, T. Z. A novel mouse model for acute and long-lasting consequences of early life stress. Endocrinology. 149 (10), 4892-4900 (2008).
  52. Ivy, A. S., Brunson, K. L., Sandman, C., Baram, T. Z. Dysfunctional nurturing behavior in rat dams with limited access to nesting material: a clinically relevant model for early-life stress. Neuroscience. 154 (3), 1132-1142 (2008).
  53. Baram, T. Z., Davis, E. P., Obenaus, A., Sandman, C. A., Small, S. L., et al. Fragmentation and unpredictability of early-life experience in mental disorders. Am J Psychiatry. 169 (9), 907-915 (2012).
  54. Molet, J., Maras, P. M., Avishai-Eliner, S., Baram, T. Z. Naturalistic rodent models of chronic early-life stress. Dev Psychobiol. 56 (8), 1675-1688 (2014).
  55. Walker, C. D., Bath, K. G., Joels, M., Korosi, A., Larauche, M., et al. Chronic early life stress induced by limited bedding and nesting (LBN) material in rodents: critical considerations of methodology, outcomes and translational potential. Stress. 20 (5), 421-448 (2017).
  56. Demaestri, C., Gallo, M., Mazenod, E., Hong, A. T., Arora, H., et al. Resource scarcity but not maternal separation provokes unpredictable maternal care sequences in mice and both upregulate Crh-associated gene expression in the amygdala. Neurobiology of Stress. 20, 100484 (2022).
  57. Peña, C. J. Early-life stress sensitizes response to future stress: Evidence and mechanisms. Neurobiology of Stress. 35, 100716 (2025).
  58. Dube, S. R., Felitti, V. J., Dong, M., Chapman, D. P., Giles, W. H., et al. Childhood abuse, neglect, and household dysfunction and the risk of illicit drug use: the adverse childhood experiences study. Pediatrics. 111 (3), 564-572 (2003).
  59. Anda, R. F., Felitti, V. J., Bremner, J. D., Walker, J. D., Whitfield, C., et al. The enduring effects of abuse and related adverse experiences in childhood. Eur Arch Psychiatry Clin Neurosci. 256 (3), 174-186 (2006).
  60. Pilowsky, D. J., Keyes, K. M., Hasin, D. S. Adverse Childhood Events and Lifetime Alcohol Dependence. Am J Public Health. 99 (2), 258-263 (2009).
  61. Kirsch, D., Nemeroff, C. M., Lippard, E. T. C. Early Life Stress and Substance Use Disorders: Underlying Neurobiology and Pathways to Adverse Outcomes. ADV RES SCI. 1 (1), 29-47 (2020).
  62. Leza, L., Siria, S., López-Goñi, J. J., Fernández-Montalvo, J. Adverse childhood experiences (ACEs) and substance use disorder (SUD): A scoping review. Drug Alcohol Depend. 221, 108563 (2021).
  63. Ruffini, N., Müller, M. B., Schmitt, U., Gerber, S. IntelliPy: a GUI for analyzing IntelliCage data. Bioinformatics. 37 (21), 3972-3973 (2021).
  64. Daguano Gastaldi, V., Hindermann, M., Wilke, J. B. H., Ronnenberg, A., Arinrad, S., et al. A comprehensive and standardized pipeline for automated profiling of higher cognition in mice. Cell Reports Methods. 5 (3), 101011 (2025).

Nachdrucke und Genehmigungen

Tags

Operantes VerhaltenIntelliCage-SystemAlkoholabhängigkeitautomatisierte Beurteilungintermittierender AlkoholzugangRFID-Transponderfreiwilliges TrinkenHochdurchsatz-Screening

Dieser Artikel wurde veröffentlicht

Video demnächst verfügbar

Kontaktieren Sie uns
Der Bibliothek empfehlen

Datenschutz

Nutzungsbedingungen

Richtlinien

Urheberrecht © 2026 MyJoVE Corporation. Alle Rechte vorbehalten.