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Methodenartikel

Eine Methode zum Schneiden innerhalb einer Kammer zur Echtzeit-Quantifizierung von Blattverletzungs-Flüchtigstoffen und des Gasaustauschs

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11. September 2026

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1Institute of Agricultural and Environmental Sciences, Estonian University of Life Sciences, 2Estonian Academy of Sciences

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Dieses Protokoll beschreibt eine standardisierte Methode zum Schneiden innerhalb einer Kammer, um den Beginn, den Zeitpunkt des Maximums und die Kinetik wundinduzierter flüchtiger Emissionen zusammen mit simultanen Gaswechsel-Messungen zu erfassen.

Zusammenfassung

Flüchtige organische Verbindungen (VOCs), die von Pflanzenblättern freigesetzt werden, spielen eine Schlüsselrolle bei Stresssignale, Pflanze-Atmosphäre-Wechselwirkungen und Pflanzenabwehr. Unter diesen werden wundinduzierte VOCs (wVOCs) innerhalb von Sekunden nach mechanischer Beschädigung, Fraßaktivität oder Umweltstörungen emittiert. Ihre Emissionsdynamik hängt stark von der zeitlichen Abfolge, Schwere und Art der Gewebeverletzung ab. Dennoch bleibt eine genaue Quantifizierung aufgrund mechanischer Artefakte, variabler Expositionsbedingungen und Verzögerungen zwischen Verletzung und Messung herausfordernd. Diese Studie stellt einen standardisierten Protokollansatz zur Blattabschneidung innerhalb einer Messkammer für die Echtzeitüberwachung von wVOCs und Gasaustausch vor. Eine chirurgische Schneidvorrichtung wurde in eine tragbare Gasaustauschmesskammer integriert, um saubere, kontrollierte Schnitte innerhalb einer geschlossenen Kammer unter stabilen Licht-, Feuchtigkeits-, CO2- und Temperaturbedingungen durchzuführen. Ein Protonen-Transfer-Reaktions-Time-of-Flight-Massenspektrometer (PTR-TOF-MS) maß kontinuierlich die flüchtigen Emissionen am Kammerausgang, wodurch Verzögerungen und Signalverzerrungen minimiert wurden. Diese Anordnung ermöglicht eine hochaufgelöste Erfassung des Emissionsbeginns, des Zeitpunkts des Maximalwerts, der maximalen Anstiegsrate und der gesamten Freisetzungsquantität. Die Anwendung der Methode auf Quercus rubra, Acer platanoides und Gossypium hirsutum zeigte ihre Fähigkeit, unterschiedliche wundinduzierte Emissionsmuster bei kontrastierenden Blatttypen aufzulösen. Durch die Eliminierung von Verzögerungen, die mit herkömmlichen Probennahmeverfahren verbunden sind, erfasst diese Methode die vollständige kinetische Trajektorie wundinduzierter Emissionen und überwindet wesentliche Einschränkungen früherer Ansätze. Sie bietet einen robusten Rahmen zur Untersuchung schneller Stressreaktionen in der Pflanzenphysiologie, ökologischen Biochemie und Pflanze-Atmosphäre-Wechselwirkungen.

Einleitung

Pflanzen reagieren auf Verletzungen mit der Freisetzung eines schnellen chemischen Signals, dessen genaue Erfassung jedoch technisch anspruchsvoll bleibt. Innerhalb von Sekunden nach Herbivorie, Windbeschädigung oder mechanischer Störung setzen Pflanzen einen vorübergehenden Schub flüchtiger organischer Verbindungen (VOCs) frei, der innere Abwehrmechanismen aktiviert und benachbarte Pflanzen voraktiviert1,2,3,4. Zu diesen wundinduzierten VOCs (wVOCs) gehören grüne Blatt-Volatilen (GLVs), Methanol, kurzkettige Alkohole und Aldehyde, Terpenoide sowie Oxylipin-Derivate. Sie entstehen entweder durch neuartige Synthese in Mesophyllzellen oder durch das Platzen von Speicherstrukturen wie Harzkanälen und Trichomen. Als unmittelbare Stresssignale koordinieren wVOCs physiologische Abwehrreaktionen, vermitteln die Pflanze-Pflanze-Kommunikation und interagieren mit der Atmosphärenchemie1,5,6,7.

Da natürliche Herbivorie mechanische Schädigung mit Speichel- und mikrobiellen Auslösern kombiniert, verwenden experimentelle Studien simulierte Verletzungen, um allein die Reaktionen auf physische Schädigung zu isolieren8. Aufgrund der flüchtigen Natur von wVOCs ist deren Erfassung jedoch grundsätzlich schwierig. Herkömmliche Methoden wie die statische Headspace-Probenahme gekoppelt mit Gaschromatographie-Massenspektrometrie (GC-MS) verpassen häufig den initialen Emissionsausbruch und verfälschen dessen kinetisches Profil9,10. Gleichgewichtsverzögerungen, erhöhte Inkubationstemperaturen und verlängerte Probenahmeleitungen verlängern die Verweilzeit und verzerren das aufgezeichnete Signal, insbesondere für reaktive Verbindungen wie Sesquiterpene9,11,12. Zusammen reduzieren diese Artefakte die Signalstärke und verschleiern die zeitliche Dynamik der wundinduzierten flüchtigen Emissionen, wodurch die Interpretation von Pflanzenstressreaktionen erschwert wird.

Viele Studien unterbrechen die Messung zudem, um Blätter außerhalb der Kammer zu verletzen. Diese Unterbrechung destabilisiert den Gasfluss, verändert den Zeitpunkt der Verletzung und verringert die Kontrolle über die Präzision des Einschnitts13,14,15. Dadurch gehen die ersten Minuten nach der Verletzung häufig verloren oder werden verzerrt13, genau dann, wenn die Emissionsraten ihren Höhepunkt erreichen und charakteristische kinetische Muster auftreten3,6,16,17. Einige Ansätze verlagerten die Blattentfernung in Großvolumen-Kammern unter Verwendung von Teflon-Klingen oder mechanischen Stanzgeräten12,18,19. Diese Aufbauten führten jedoch häufig zu Instabilitäten bei der Abdichtung, inkonsistenten Schnittlängen und ungleichmäßigen Einschnitten aufgrund von Verschiebungen des Schneidewerks oder Unterschieden in der Blattfestigkeit. Das große Kammervolumen verzögerte zudem den Luftaustausch und verbreiterte das flüchtige Signal16. Insgesamt verhindern diese experimentellen Einschränkungen eine genaue Charakterisierung der zeitlichen Dynamik wundinduzierter Emissionen unter stabilen physiologischen Bedingungen.

Um diese Herausforderungen zu bewältigen, stellt diese Studie ein Echtzeit-Protokoll zur Wundbehandlung innerhalb der Messkammer vor, das einen chirurgischen Schneidkopf in ein mit einer Protonen-Transfer-Reaktions-Time-of-Flight-Massenspektrometrie (PTR-TOF-MS) gekoppeltes Gasaustauschsystem integriert. Das Protokoll ermöglicht eine synchrone Verletzung der Blätter und Detektion flüchtiger Stoffe unter kontrollierten Umweltbedingungen sowie gleichzeitige Messung der Flüchtlingsflüsse und des Gasaustauschs mit hoher zeitlicher Auflösung. Durch die Durchführung der Blattexzision innerhalb der Messkammer minimiert das Protokoll Verzögerungen bei der Probenahme, die mit herkömmlichen Methoden verbunden sind, bewahrt die zeitlichen Dynamiken schnell emittierter, wundinduzierter flüchtiger Verbindungen und zeigt ein standardisiertes Schneidverfahren für Blätter mit unterschiedlichen mechanischen Eigenschaften auf. Diese zeitliche Auflösung ermöglicht eine direkte Charakterisierung des Beginns, des Zeitpunkts des Maximums sowie der artspezifischen Kinetik wundinduzierter Emissionen flüchtiger Stoffe.

Das Protokoll wurde anhand von drei Arten mit kontrastierenden anatomischen und physiologischen Eigenschaften (Quercus rubra, Acer platanoides und Gossypium hirsutum) evaluiert, um seine Anwendbarkeit auf unterschiedliche Blatttypen zu demonstrieren. Die Anwendung identischer Messbedingungen über alle Arten hinweg zeigt, dass das Protokoll wundinduzierte VOC-Dynamiken über ein breites Spektrum von Emissionsmustern hinweg auflösen kann, während es die experimentelle Variabilität minimiert. Der Ansatz ist allgemein anwendbar auf Studien, die hochauflösende zeitliche Messungen wundinduzierter VOCs unter kontrollierten Umweltbedingungen erfordern. Zusammen bieten diese Merkmale einen standardisierten Rahmen zur Untersuchung schneller pflanzlicher Stressantworten und erleichtern die Anwendung des Protokolls über verschiedene Arten und experimentelle Systeme hinweg.

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Protokoll

Alle Pflanzen wurden unter kontrollierten Umweltbedingungen in Wachstumskammern kultiviert. Die verwendeten Reagenzien und Geräte sind in der Tabelle der Materialien aufgeführt.

1. Konstruktion und Installation des innerhalb der Kammer befindlichen Blattschneiders

  1. Stellen Sie einen rotierenden Blattschneider her, der auf die Innendimensionen (4 cm × 2 cm) des standardmäßigen Messkopfs zugeschnitten ist.
  2. Befestigen Sie eine Rasierklinge mithilfe von Silberlot an einer Edelstahlstange (1 mm Durchmesser), um mechanische Stabilität zu gewährleisten.
    ACHTUNG: Rasierklingen sind äußerst scharf. Tragen Sie beim Umgang schnittfeste Handschuhe. Entsorgen Sie Rasierklingen nach Gebrauch gemäß den Sicherheitsvorschriften Ihrer Institution für scharfe Gegenstände. Führen Sie das Silberlöten unter geeigneter Belüftung durch und tragen Sie Schutzbrille.
  3. Führen Sie die klingenhaltende Stange in eine Edelstahlspritzennadel (Außendurchmesser 1,6 mm) ein, um eine freie axiale Drehung zu ermöglichen.
  4. Versiegeln Sie beide Enden der Nadel mit einem emissionsarmen Polytetrafluorethylen- (PTFE-)Stopfen, um luftdichte Bedingungen bei gleichzeitiger Erhaltung der Drehbarkeit zu gewährleisten.
  5. Befestigen Sie einen manuellen Drehknopf am proximalen Ende der Stange, um eine kontrollierte Rotation des inneren Schneiders zu ermöglichen.
  6. Befestigen Sie zwei flexible Halterungen aus Feder-Messingblech (0,2 mm Dicke) an der Außenfläche der Nadel, um den Schneider an der unteren Kammershälfte zu befestigen.
  7. Erzeugen Sie einen dreieckigen Einschnitt in der Dichtung der unteren Kammer, um das Einführen der Klinge ohne Kontakt mit der Blattoberfläche zu ermöglichen.
  8. Versiegeln Sie die Einführstelle mit einer emissionsarmen Dichtmasse, um Gasaustritt zu verhindern.
    HINWEIS: Überprüfen Sie vor Fortsetzung, ob die Installation des Schneiders die Kammerabdichtung beeinträchtigt hat. Stellen Sie sicher, dass die Kammer vollständig schließt, dass das Thermoelement weiterhin Kontakt mit der Blattoberfläche hat und dass das Gasaustauschsystem einen stabilen Luftstrom ohne Hinweise auf Leckagen anzeigt. Setzen Sie den Vorgang erst fort, nachdem stabile Kammerbedingungen bestätigt wurden. Wählen Sie die Klingenlänge so, dass ein Schnitt von etwa 10 mm Länge entsteht. Der integrierte Schneidemechanismus und seine Position innerhalb der Blattkammer sind in Abbildung 1B dargestellt.

Gaschromatographie-Massenspektrometrie (GC-MS) Probennahmeaufbau zur chemischen Analyse; PTR-TOF-MS-Anschluss
Abbildung 1: Modifiziertes Gasaustausch-System mit integrierter In-situ-Blatt-Schneidvorrichtung und Leitungen zur flüchtigen Stoffe-Probenahme.​  (A) Übersicht über das modifizierte Gasaustausch-System mit dem PTR-TOF-MS-Probenahmeanschluss und der GC–MS-Probenahmeleitung in der Nähe des Kammereffluents zur Sammlung flüchtiger Verbindungen. (B) Vergrößerter Blick auf die geöffnete Kammer mit der integrierten Schneidemechanik und dem Bereich, in dem das Blatt während der Verletzung positioniert wird. Die Schneidvorrichtung ist hermetisch in die Kammer integriert, sodass das Blatt verletzt werden kann, ohne die Abschirmung während der Messung zu öffnen. Diese Konfiguration ermöglicht die Echtzeitüberwachung von Emissionen flüchtiger Substanzen sowie des Gasaustauschs unter kontrollierten Umweltbedingungen. Klicken Sie hier, um eine vergrößerte Darstellung dieser Abbildung anzusehen.

2. Konfiguration der flüchtigen Probenahmewege

  1. Bauen Sie ein Teflon-T-Stück (1/16″ oder 1/8″ Innendurchmesser) direkt neben dem Kammerauslass ein (Abbildung 1A), um die Schlauchlänge zwischen der Kammer und dem flüchtigen Analysegerät zu minimieren.
  2. Verbinden Sie den Auslass mit dem VOC-Sammlungssystem unter Verwendung von inertem Schlauchmaterial (z. B. FEP oder PTFE; 1,6 mm Innendurchmesser). Bringen Sie das T-Stück unmittelbar neben dem Kammerauslass an, um die Schlauchlänge zwischen der Kammer und dem Analysator für flüchtige Stoffe so kurz wie möglich zu halten, wodurch das Innenvolumen, die Verweilzeit und Adsorptionsverluste minimiert werden.
  3. Halten Sie den Luftstrom in der Kammer bei 750 µmol s-1.
    HINWEIS: Kurze, inerte Schläuche verringern Adsorption und Verweilzeit für reaktive Verbindungen.

3. Vorbereitung des Pflanzenmaterials

  1. Züchten Sie Quercus rubra, Acer platanoides und Gossypium hirsutum in einer Klimakammer bei 25 °C Tag / 20 °C Nacht, 60 % relativer Luftfeuchtigkeit, einer Lichtintensität von 1000 µmol m-2 s-1 und einem 16 h / 8 h Licht-Dunkel-Wechsel über einen Zeitraum von 4 Monaten.
  2. Halten Sie die Pflanzen während des gesamten Experiments bei einer atmosphärischen CO2-Konzentration unter Umgebungsbedingungen (~430 ppm).
  3. Bewässern Sie alle Pflanzen alle zwei Tage, bis der Boden die Feldkapazität erreicht hat.
  4. Wählen Sie vollständig entfaltete, nicht seneszente Blätter vergleichbaren Entwicklungsstadiums für die Experimente aus.

4. Blattverletzungs- und VOC-Sammelversuche

  1. Blatt einschließen und Umweltbedingungen einstellen
    1. Schließen Sie ein vollständig entfaltetes, am Pflanzenstamm befestigtes Blatt in der Messkammer mit integriertem Schneidemechanismus ein.
    2. Stellen Sie die Blocktemperatur auf 25 °C, die relative Luftfeuchtigkeit auf 60 %, die Intensität des Aktinischen Lichts auf 1000 µmol m-2 s-1 (90 % rot, 10 % blau) und die Luftströmungsrate auf 750 µmol s-1 ein.
    3. Lassen Sie das Blatt unter den gewählten Umweltbedingungen akklimatisieren, bis sich stabile Werte der netto CO2-Assimilation, der Sperrzellenleitfähigkeit und der Grundlinien-VOC-Signale eingestellt haben, was typischerweise innerhalb von 20–30 Minuten nach dem Einschließen des Blattes der Fall ist.
  2. Gaswechsel, Fluoreszenz und VOC-Überwachung durchführen
    1. Beginnen Sie gleichzeitige Messungen von Gaswechsel und VOCs mit einer Auflösung von 1 Hz.
    2. Nach Abschluss der Gaswechselmessungen erfassen Sie die Fluoreszenzausbeute im stationären Zustand (Fs) und geben Sie anschließend einen sättigenden Lichtpuls (8000 µmol m-2 s-1, 0,6 s) über das Kammer-Fluorimeter (3055-FL) ab, um die maximale Fluoreszenzausbeute (Fm′) in lichtadaptierten Blättern zu bestimmen.
    3. Schalten Sie das Aktinische Licht aus und dunkeladaptieren Sie das Blatt für 20 Minuten.
    4. Erfassen Sie die Dunkelatmung des Blattes.
    5. Messen Sie die initiale Fluoreszenz (F₀) mit schwach moduliertem Messlicht (0,03 µmol m-2 s-1), gefolgt von einem sättigenden Puls, um die maximale Fluoreszenz in dunkeladaptierten Blättern (Fm) zu ermitteln.
    6. Schalten Sie das Aktinische Licht wieder ein.
    7. Setzen Sie die VOC- und Gaswechselmessungen unter denselben Umweltbedingungen fort, bis die Vorverletzungs-Grundlinie stabil ist.
      ​HINWEIS: Vor der Verletzung bestätigen Sie, dass die gewählten Umweltbedingungen stabil bleiben und dass die Werte der netto CO₂-Assimilation, der Transpiration und der Grundlinien-VOC-Signale stationär sind. Setzen Sie den Versuch erst fort, wenn diese Bedingungen unter den gewählten Messparametern konstant aufrechterhalten wurden.
  3. Blattverletzung und VOC-Sammlung
    1. Setzen Sie die erste VOC-Kartusche in die Auslassleitung ein und verbinden Sie sie mit einer tragbaren Luftprobepumpe mit konstanter Durchflussrate. Leiten Sie die Kammerluft mit einer konstanten Durchflussrate von 200 mL min-1 durch die Kartusche. Verwenden Sie eine Mehrbett-Kartusche aus rostfreiem Stahl (10,5 cm Länge, 3 mm Innendurchmesser), geeignet für die Erfassung flüchtiger Verbindungen im C3–C17-Bereich, gefüllt mit Carbotrap C 20/40 mesh (0,2 g), Carbopack B 40/60 mesh (0,1 g) und Carbotrap X 20/40 mesh (0,1 g), angeordnet von schwächster zu stärkster Adsorptionskraft in Strömungsrichtung.
      ​HINWEIS: Konditionieren Sie die Kartuschen vor der Probenahme, indem Sie hochreines Helium 3 Stunden lang bei 250 °C mit 200 mL min-1 durch die Kartusche leiten. Die Kartuschensammlung ermöglicht anschließend eine Offline-GC-MS-Analyse zur Identifizierung der Verbindungen, falls dies durch die experimentellen Zielsetzungen erforderlich ist. Obwohl die Kartuschensammlung Teil des hier beschriebenen Arbeitsablaufs ist, basieren die repräsentativen Ergebnisse dieser Studie auf kontinuierlichen PTR-TOF-MS-Messungen. Wählen Sie die Adsorbentien entsprechend dem Flüchtigkeitsbereich und der Polarität der Ziel-VOCs sowie den Probennahmebedingungen aus.
    2. Sammeln Sie VOCs vor der Verletzung 15 Minuten lang bei 200 mL min-1.
    3. Ersetzen Sie die Kartusche und sammeln Sie VOCs 2 Minuten lang.
    4. Drehen Sie den internen Schneidemechanismus um 360°, um das Blatt zu verletzen, ohne die Kammer zu öffnen, und bringen Sie die Klinge in ihre Ausgangsposition zurück.
      HINWEIS: Positionieren Sie das Blatt in der Kammer so, dass der Schnitt im eingeschlossenen Blattflächenbereich erfolgt, während die Kammer vollständig abgedichtet bleibt. Vermeiden Sie nach Möglichkeit das Durchtrennen der Hauptblattader, und halten Sie die Schnittstelle zwischen den Proben so konsistent wie möglich. Da Schäden an größeren Adern die flüchtigen Emissionen nach Verletzung erheblich verstärken können, verbessert eine konsistente Platzierung der Verletzung die experimentelle Reproduzierbarkeit5.
      ACHTUNG: Stellen Sie sicher, dass die Kammer vor dem Schneiden vollständig abgedichtet ist.
    5. Setzen Sie die VOC-Sammlung mit derselben Kartusche weitere 13 Minuten lang fort.
    6. Setzen Sie eine dritte Kartusche ein und sammeln Sie VOCs 15 Minuten lang.
    7. Betreiben Sie das PTR-TOF-MS während aller Phasen kontinuierlich zur Echtzeitdetektion.
      HINWEIS: Vor und nach jeder Pflanzenmessung sammeln Sie eine Hintergrundprobe aus der leeren Kammer unter denselben Umweltbedingungen. Verwenden Sie diese Hintergrundmessungen zur Korrektur der VOC-Emissionsdaten während der Datenanalyse.

5. Nachweis flüchtiger Stoffe und Gerätebedienung

  1. Stellen Sie die Einlass- und Driftröhrchentemperaturen des PTR-TOF-MS auf 80 °C ein, den Einlassfluss auf 100 mL min-1, den Wasserdampfstrom auf 4,0 mL min-1, den Ionenstrom auf 4,0 mA, den Druck in der Driftkammer auf 2,1 mbar, das Verhältnis von elektrischem Feld zu Gasdichte im Driftröhrchen auf 115 Td und den Druck im TOF-MS-Modul auf 1,2 × 10-7 mbar.
  2. Aufzeichnung der flüchtigen Signale mit einer zeitlichen Auflösung von 1 Hz und einem Abtastintervall von 400 ps.
  3. Kalibrieren Sie das PTR-TOF-MS vor jedem Experiment unter Verwendung eines zertifizierten Gasstandardgemischs, das repräsentative VOCs aus den wichtigsten Klassen pflanzlicher flüchtiger Verbindungen enthält. Verarbeiten Sie die Kalibrierdaten und berechnen Sie die VOC-Konzentrationen mit der Software PTR-MS Viewer gemäß den beschriebenen Verfahren13,16.

6. Offline-Analyse von Kartuschenproben mittels GC-MS

HINWEIS: Das folgende Verfahren beschreibt die Offline-Analyse von Kartuschenproben, die während des oben dargestellten Arbeitsablaufs gesammelt wurden. Die GC-MS-Analyse ermöglicht eine ergänzende Identifizierung der Verbindungen, während die repräsentativen Ergebnisse dieser Studie auf kontinuierlichen PTR-TOF-MS-Messungen basieren.

  1. Desorbieren Sie die Kartuschen thermisch mithilfe einer automatisierten thermischen Desorptionsanlage, die an ein GC-MS-System gekoppelt ist, gemäß dem von Kännaste et al.20 beschriebenen Verfahren.
  2. Identifizieren Sie die Verbindungen durch Vergleich mit echten Referenzstandards und der NIST-Massenspektrenbibliothek. Führen Sie die massenspektrometrische Detektion mittels Elektronenstoßionisation (70 eV) durch und bestätigen Sie die Identität der Verbindungen, indem Sie sowohl die Retentionszeiten als auch die Massenspektren mit echten Referenzstandards abgleichen, falls verfügbar.
    HINWEIS: Die Kartuschenprobennahme folgt dem modifizierten Protokoll von Kännaste et al.20 zur Erfassung flüchtiger C3–C17-Verbindungen.

7. Datenanalyse

  1. Subtrahieren Sie den Hintergrund des leeren Kammerraums von allen Emissionssignalen vor der Analyse. Definieren Sie die Vorverletzungs-Basislinie für jede überwachte Masse als den mittleren Signalwert während eines festen Zeitintervalls unmittelbar vor dem Schneiden.
  2. Verwenden Sie den Zeitpunkt des Schneidens als gemeinsamen Bezugspunkt für alle überwachten Massen. Bestimmen Sie den Emissionsbeginn als den ersten nachweisbaren Anstieg des basislinienkorrigierten VOC-Signals nach dem Blattschnitt.
    HINWEIS: Der Emissionsbeginn wurde als der erste aufeinanderfolgende Anstieg oberhalb der Vorverletzungs-Basislinie definiert, der in die Aufwärtsphase des Emissionsausbruchs überging, wodurch isolierte Schwankungen aufgrund von instrumentellem Rauschen ausgeschlossen wurden.
  3. Berechnen Sie die Zeit bis zum Maximum als das Intervall zwischen dem Schneidzeitpunkt und dem maximalen Emissionssignal. Berechnen Sie die maximale Steigung des Emissionsausbruchs aus der ersten Ableitung des basislinienkorrigierten Signals unter Verwendung des Mittelwerts der Vorwärts- und Rückwärtssteigungen zwischen benachbarten Datenpunkten13. Definieren Sie die Peakhöhe als den maximal beobachteten Emissionswert während des Ausbruchs.

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Ergebnisse

Um zu bewerten, ob die Position der flüchtigen Stoffe-Probenahme die Signalerfassung beeinflusst, verglichen wir zwei Konfigurationen mit kontrollierten Gaseinspritzungen in die Blattkammer. Bei einem Aufbau wurden die flüchtigen Stoffe direkt am Ausgang der modifizierten Gaswechselkammer abgenommen (Abbildung 1). Im Gegensatz dazu strömte die Luft bei der anderen Konfiguration durch die Schläuche des Gaswechsel-Analysators, bevor sie den Detektor erreichte. Die gleichzeitige Aufzeichnung be...

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Diskussion

Das hier vorgestellte Protokoll ermöglicht eine Analyse der wundinduzierten Freisetzung flüchtiger Stoffe mit hoher zeitlicher Auflösung unter kontrollierten experimentellen Bedingungen. Durch die direkte Integration des Schneidevorgangs in die Blattkammer und die kontinuierliche Überwachung flüchtiger Signale (Abbildung 1) erfasst das System die Emissionsantwort, ohne dass Verzerrungen durch verzögerte Probenahme, Öffnen der Kammer oder Handhabung des Blatts außerhalb der Messanordnung ents...

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Offenlegungen

Die Autoren geben keine Interessenkonflikte an.

Danksagungen

Wir danken für die Förderung durch den Estnischen Forschungsrat (PRG2207) und das estnische Ministerium für Bildung und Forschung (Exzellenzzentrum Agro-CropFuture, „Agroökologie und neue Kulturen in zukünftigen Klimazonen“, TK200U1).

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
GC-MS-System mit TD-20-ThermodesorberShimadzuGCMS-QP2010 Plus; TD-20GC-MS-System mit TD-20-Thermodesorber. www.shimadzu.com
GFS-3000-Gaswechsel-SystemWalz GmbHGFS-3000Messung des Blattgaswechsels. www.walz.com
Helium in hoher Reinheit (99,999 %)Lokaler LieferantN/VVerwendet zur Konditionierung der Adsorptionskartuschen und für die thermische Desorption in der GC-MS. www.airliquide.com (oder gleichwertiger Lieferant).
Isopren-KalibrierstandardSigma-Aldrich Chemie GmbHIndividuellIndividueller Isopren-Kalibrierstandard (3,43 ppm). www.sigmaaldrich.com
Dichtungskitt mit niedriger EmissionLokaler LieferantN/VWird verwendet, um die Einführstelle des Schneiders in der Kammer abzudichten.
Mehrschichtige Adsorptionskartusche aus EdelstahlSupelcoIndividuell10,5 cm Länge × 3 mm Innendurchmesser; befüllt mit Carbotrap C (0,2 g, 20–40 mesh), Carbopack B (0,1 g, 40–60 mesh) und Carbotrap X (0,1 g, 20–40 mesh). Wird für die optionale Offline-GC-MS-Identifizierung flüchtiger organischer Verbindungen (VOCs) verwendet. www.sigmaaldrich.com
Tragbarer Luftprobennahmepumpe mit konstantem DurchflussSKC Inc.210-1003MTXTragbare Luftprobennahmepumpe mit konstantem Durchfluss.
PTR-TOF 8000 MassenspektrometerIonicon Analytik GmbHPTR-TOF 8000Detektion flüchtiger organischer Verbindungen (VOCs). www.ionicon.com
Silberlöt­drahtLokaler LieferantN/VWird verwendet, um eine Rasierklinge an einem Edelstahlstab zu befestigen.
Federblech aus Messing (0,2 mm Dicke)Lokaler LieferantN/VFlexible Halterungen zur Befestigung des Schneiders.
Edelstahlstab (1 mm Durchmesser)Lokaler LieferantN/VTrägerstab für den Schneider.
Edelstahlspritzenkanüle (1,6 mm Außendurchmesser)Lokaler LieferantN/VGehäuse für eine rotierende Schneidklinge.
TeflonstopfenLokaler LieferantN/VWird verwendet, um das Schneidgehäuse abzudichten, während eine Drehung möglich bleibt.
Teflon-T-Stück-VerbinderLokaler LieferantN/VIn der Nähe des Kammernausgangs installiert, um die Schlauchlänge zu verkürzen.
Teflonschlauch (FEP oder PTFE)Lokaler LieferantN/VProbenahmeleitung für flüchtige organische Verbindungen (VOCs) zwischen Kammer und Detektoren.
Kalibriergasgemisch für flüchtige organische Verbindungen (VOCs)Ionimed GmbHIndividuell1 ppm jeder Verbindung in N2; verwendet zur Kalibrierung des PTR-TOF-MS. www.ionimed.com

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