Bildgestützte perkutane Technik zur direkten Messung des Pleuradrucks in einem Schweinemodell

Zusammenfassung

Dieses Protokoll beschreibt eine minimalinvasive perkutane Technik zur Implantation von vorderen und hinteren Pleurakathetern bei Schweinen, die eine direkte Messung des regionalen Pleuradrucks ohne Thorakotomie ermöglicht.

Zusammenfassung

Die Messung des Pleuradrucks ermöglicht eine erweiterte physiologische Beurteilung, einschließlich der Aufteilung der Atemmechanik in Lungen- und Brustwandkomponenten, der Berechnung des transpulmonalen Drucks und der Quantifizierung regionaler Pleuradruckgradienten. Diese Informationen sind entscheidend zur Optimierung der mechanischen Beatmung, zur Beurteilung der Auswirkungen veränderter Brustwandphysiologie und zur Förderung translationsmedizinischer Forschung bei Lungenverletzungen. Aktuelle Techniken zur direkten Pleuradruckmessung erfordern jedoch häufig die offene Implantation von Pleuradrucksensoren mittels Thorakotomie, was zeitaufwändig, risikoreich ist und die Brustwandmechanik beeinträchtigen kann. Um diese Einschränkungen zu überwinden, haben wir eine minimalinvasive, perkutane, bildgesteuerte Technik zur Platzierung eines Pleurakatheters entwickelt. Das Verfahren wurde an anästhesierten, mechanisch beatmeten Schweinen durchgeführt. Unter Ultraschallkontrolle wurde eine Tuohy-Nadel in den Pleuraraum vorgeschoben, und ein kleiner künstlicher Pneumothorax (50–100 mL Sauerstoff) wurde erzeugt, um die Pleurablätter zu trennen. Über einen Führungsdraht wurde ein 9-Fr-Schleuseinführer platziert, der die Vorverlegung eines ballongestützten Katheters in die vordere Pleura ermöglichte. Anschließend wurde das Tier in eine halbprone Lage gedreht, und ein zweiter Katheter wurde dorsal eingeführt, nachdem derselbe Pneumothorax durch zusätzliche 50–100 mL Sauerstoff vergrößert worden war. Die korrekte Platzierung wurde mittels Computertomographie (CT) und physiologischer Kurvenverläufe bestätigt. Nach Evakuierung des Pneumothorax und Reexpansion der Lunge wurde die Position durch Bildgebung verifiziert. Eine erfolgreiche vordere und hintere Katheterplatzierung wurde bei 16 von 20 Tieren (80 %) erreicht, was die Durchführbarkeit dieses Ansatzes belegt. Fehlgeschlagene Eingriffe resultierten aus unbeabsichtigtem Pneumothorax während des vorderen Pleurazugangs oder aus einer fehlerhaften Positionierung des vorderen Katheters außerhalb des Zielbereichs in ventraler Region. Diese Methode bietet einen weniger invasiven und reproduzierbaren Ansatz zur direkten regionalen Pleuradrucküberwachung in Großtiermodellen. Da der chirurgische Zugang vermieden wird, eignet sich diese perkutane, bildgesteuerte Technik besonders gut für experimentelle Protokolle zur Untersuchung der Atemmechanik, der Lungen- und Brustwandphysiologie sowie der mechanischen Beatmung in der translationsmedizinischen Forschung.

Einleitung

Der Pleuradruck wird in experimentellen Studien häufig als zentraler Indikator der Brustwandmechanik verwendet und hilft dabei, das getrennte Verhalten des Atemapparats und seine Wechselwirkung mit der Lunge während der mechanischen Beatmung zu beschreiben¹. Diese Variable ist entscheidend für die Berechnung des transpulmonalen Drucks, der die primäre Bestimmungsgröße der Lungenbelastung darstellt². Bei Lungenverletzungen kann der Pleuradruck zudem helfen, die Mechanik am Ende der Ausatmung zu beschreiben und Einblicke in den überlagerten Druckgradienten zu geben, ein Phänomen, das mit der Belastung der abhängigen Lungenregionen verbunden ist^3,4. Diese regionale Druckverteilung erzeugt ventro-dorsale Unterschiede im Pleural- und transpulmonalen Druck, die während der kontrollierten mechanischen Beatmung hauptsächlich durch die gravitative Belastung und das Ausmaß der Lungenverletzung bestimmt werden, während sie während spontaner oder assistierter Atmung durch regionale inspiratorische Muskelaktivität weiter verstärkt werden können⁵.

Die direkte Überwachung des Pleuradrucks wird in der klinischen Praxis nicht durchgeführt, da das Verfahren zu invasiv ist, um als sicher zu gelten. Aus diesem Grund wird der ösophageale Druck (Pes) häufig als bester Surrogatparameter für den Pleuradruck verwendet⁶. Der Pes wird jedoch von mehreren Faktoren beeinflusst, die seine Genauigkeit beeinträchtigen können, darunter die Katheterposition, die durch das Baydur-Verhältnis beurteilte Druckübertragung und der Beatmungsmodus⁷. Der ösophageale Ballon befindet sich innerhalb einer dehnbaren Struktur, und sein Signal wird sowohl von der Ösophaguswand als auch von benachbarten mediastinalen Organen geformt. Bereits geringfügige Verschiebungen in der Kathetertiefe oder -ausrichtung können den gemessenen Druck oder die Größe seiner Atemschwankungen verändern⁸. Zudem spiegelt der Pes hauptsächlich den mittleren bis dorsalen Pleuradruck wider und ist daher weniger repräsentativ für ventrale Bereiche sowie für das gesamte Pleuramilieu bei heterogener Lungenverletzung⁹.

Aus diesen Gründen bleibt die direkte Messung des Pleuradrucks die Goldstandardmethode in der translations- und experimentellen Physiologie¹⁰. Zur direkten Messung des Pleuradrucks wurden bereits mehrere Geräte eingesetzt. Plättchenförmige Pleurasensoren werden häufig in experimentellen Modellen verwendet^11,12; in einigen Studien wurden außerdem ösophageale Ballonkatheter in den Pleuraraum eingeführt, um den Pleuradruck direkt zu erfassen^13,14. Trotz der Verfügbarkeit verschiedener Instrumente zur direkten Pleuradruckmessung war für deren Insertion traditionell entweder eine offene Thorakotomie oder ein thorakoskopischer Zugang erforderlich. Diese Verfahren sind invasiv, erfordern fortgeschrittene chirurgische Fähigkeiten, verlängern die Vorbereitungszeit des Eingriffs und stören die normale Biomechanik der Brustwand, wodurch die untersuchten physiologischen Bedingungen erheblich verändert werden.

In diesem Methodenartikel stellen wir eine neuartige perkutane Technik zur Platzierung von ösophagealen Ballonkathetern in den Pleuraraum von Schweinen zur direkten regionalen Überwachung des Pleuradrucks vor. Dieser Ansatz ist minimalinvasiv und erfordert weder eine Thorakotomie noch eine spezialisierte chirurgische Ausbildung. Der anteriore Pleurazugang wird mithilfe einer standardmäßigen, ultraschallgesteuerten Punktionstechnik durchgeführt, während die Computertomographie (CT) zur Bestätigung der Platzierung des intrapleuralen Führungsdrahts und des Katheters sowie zur Unterstützung bei der Planung des posterioren Pleurazugangs verwendet wird. Die Methode ermöglicht die Platzierung von Kathetern in verschiedenen Regionen der Pleurahöhle zur regionalen Beurteilung der partitionierten Atemmechanik. Das Ziel der Technik besteht darin, die Verfahrenskomplexität und das Risiko zu verringern, gleichzeitig aber hochwertige Pleuradruckaufzeichnungen für physiologische und translationsmedizinische Forschung zu erhalten.

Protokoll

Nach Genehmigung durch den Ausschuss für Tierversuche und Tierversuchstierwohl (2020I000073) am Massachusetts General Hospital, Boston, MA, wurden die Experimente von März bis November 2025 an 20 gesunden Yorkshire-Schweinen mit einem Gewicht von 30–40 kg durchgeführt.

ACHTUNG: Dieses Protokoll erzeugt absichtlich einen Pneumothorax und verwendet 100 % Sauerstoff. Führen Sie den Eingriff unter kontinuierlicher physiologischer Überwachung durch Personal durch, das in der Anästhesie von Großtieren und im Zugang zur Pleura geschult ist, und beseitigen Sie Zündquellen während der Sauerstoffinsufflation.

1. Tierpräparation

1. Bereddieren Sie das Tier intramuskulär mit Tiletamin–Zolazepam (4,4 mg/kg), Xylazin (2,2 mg/kg) und Atropin (0,04 mg/kg).
2. Legen Sie einen intravenösen Zugang an und verabreichen Sie Fentanyl (2 µg/kg) und Propofol (2 mg/kg) intravenös, um eine sichere endotracheale Intubation zu ermöglichen.
3. Intubieren Sie das Tier und bestätigen Sie die korrekte Platzierung der Atemwege durch Überprüfung der beidseitigen Brustexpansion, der beidseitigen Atemgeräusche sowie des Vorhandenseins einer konsistenten endexspiratorischen CO₂-Kurve.
4. Beginnen Sie die volumengesteuerte Beatmung (VCV) mit einer inspiratorischen Sauerstofffraktion (FiO₂) von 0,4, einem Tidalvolumen von 10 mL/kg, einem positiven endexspiratorischen Druck (PEEP) von 5 cmH₂O und einer Atemfrequenz von 15–20 Atemzügen/min. Passen Sie die Atemfrequenz an, um das endexspiratorische CO₂ zwischen 35 und 45 mmHg zu halten.
5. Während des gesamten Eingriffs wird die Anästhesie und Analgesie kontinuierlich mit intravenösem Propofol (10 mg∙kg^-1∙h^-1) und Fentanyl (5 µg∙kg^-1∙h^-1) aufrechterhalten. Vor der Verabreichung eines neuromuskulären Blockers bestätigen Sie eine ausreichende Anästhesietiefe durch Beurteilung der Kiefermuskulatur-Relaxation, das Fehlen des Augenwimpernreflexes, das Fehlen einer Wegzugsreaktion auf einen Zwischenzehen- oder Hufklemmreiz sowie das Fehlen einer hämodynamischen Reaktion auf Reize. Nach Gabe des neuromuskulären Blockers wird die Anästhesietiefe anhand physiologischer Parameter überwacht, einschließlich Herzfrequenz, arteriellem Druck und dem Fehlen autonomer Reaktionen auf prozedurale Reize. Tragen Sie nach Einleitung der Anästhesie einen Augensalben auf, um eine Hornhauttrockenheit zu verhindern.
6. Überwachen Sie Herzfrequenz, Blutdruck, Sauerstoffsättigung, endexspiratorisches CO₂ und Atemwegsdrücke kontinuierlich. Halten Sie die Herzfrequenz bei 70–140 Schlägen/min, den mittleren arteriellen Druck über 60 mmHg, die Sauerstoffsättigung über 92 %, das endexspiratorische CO₂ zwischen 35 und 45 mmHg und den maximalen Atemwegsdruck nach Möglichkeit unter 35 cmH₂O.
7. Verabreichen Sie ein neuromuskuläres Blockadepräparat (Pancuronium 0,1 mg∙kg^-1∙h^-1) und bestätigen Sie das Fehlen einer spontanen Atemtätigkeit, bevor Sie den Pleuraraum ansteuern.

2. Vorbereitung der Ausrüstung

1. Bereiten Sie die sterilen Geräte vor, die für den ultraschallgeführten Pleurazugang und die Katheterplatzierung erforderlich sind, wie in der Tabelle der Materialien aufgeführt.
2. Rasieren, reinigen und abdecken Sie die vorderen und hinteren Brustbereiche unter sterilen Bedingungen.

3. Anteriore perkutane Pleurazugang

1. Positionieren Sie das Tier in Rückenlage mit einer leichten Drehung zur Seite, die der geplanten vorderen Pleurakatheter-Einsetzstelle gegenüberliegt.
2. Identifizieren Sie die Sterallinie und die Zwerchfellkuppel mittels Ultraschall.
3. Identifizieren Sie die Zwerchfellkuppel mittels Ultraschall, bewegen Sie sich dann etwa 5 cm seitlich und 5 cm kranial von der Mittellinie auf Höhe des Zwerchfells, um die vordere Punktionsstelle zu wählen.
4. Stellen Sie den vorderen Pleuraspalt mit dem Ultraschallkopf dar.
5. Führen Sie die ultraschallunterstützte Tuohy-Nadel am oberen Rand der unteren Rippe des ausgewählten Interkostalraums ein, wobei die Krümmung nach oben orientiert ist.
6. Bringen Sie die Nadel unter Echtzeit-Ultraschallkontrolle mit einer in-plane-Technik in Richtung der parietalen Pleura voran.
7. Üben Sie während des Vorschubs unter End-Exspirations-Atemhaltung einen sanften positiven Druck auf die Spritze aus, während Sie die Nadel um 1–2 mm weiter voranführen, bis ein plötzlicher Widerstandsverlust den Eintritt in den Pleuraspalt anzeigt.
8. Spritzen Sie etwa 50–100 mL reines Sauerstoffgas ein, um einen kleinen vorderen künstlichen Pneumothorax zu erzeugen. Passen Sie das endgültige Sauerstoffvolumen anhand der Computertomographie-Befunde zur Ausdehnung des Pneumothorax und zur Pleuraseparation an.
9. Führen Sie den Feder-Draht-Führer durch die Nadel ein und ziehen Sie die Nadel anschließend zurück.
10. Führen Sie eine CT-Aufnahme durch, um die korrekte Lage des Führungsdrahts im Pleuraspalt zu bestätigen, der durch den künstlichen Pneumothorax erweitert und deutlich abgegrenzt ist.
11. Nach Bestätigung mittels CT führen Sie einen kleinen Hautschnitt an der Einstichstelle des Drahts durch.
12. Führen Sie einen 9-Fr-Einführkatheter über den Führungsdraht nach der Seldinger-Technik ein.
13. Ziehen Sie den Führungsdraht zurück und führen Sie den ösophagealen Ballonkatheter über den Einführkatheter in die vordere Pleurahöhle ein.
14. Blasen Sie den Ballon mit dem optimalen Füllvolumen auf, das anhand einer in vivo Ballon-Druck-Volumen-(PV-)Kurve¹⁵ bestimmt wurde, um eine korrekte Ballonausdehnung und zuverlässige Druckweiterleitung sicherzustellen.
15. Verbinden Sie den Ballonkatheter über ein luftgefülltes Druckübertragungssystem mit einem externen differentiellen Druckmessgerät.
16. Kalibrieren Sie das Druckmessgerät auf Atmosphärendruck, bevor Sie den Katheter anschließen, um genaue Druckmessungen zu gewährleisten.
17. Verbinden Sie das Druckmessgerät mit einem Datenerfassungssystem und nehmen Sie die Drucksignale mithilfe einer Datenerfassungssoftware auf.
18. Nehmen Sie alle Drucksignale mit einer Abtastrate von 1.000 Hz ohne zusätzliche digitale Filterung auf. Beginnen Sie mit der Aufzeichnung, sobald eine stabile Druckkurve beobachtet wird.

4. Percutane posteriore Pleurazugang

1. Positionieren Sie das Tier in einer halbpronen Lage, um die dorsale Migration der intrapleuralen Luft zu fördern.
2. Spritzen Sie weitere 50–100 mL 100 % Sauerstoff über den vorderen Katheter ein, um den dorsalen Pneumothorax zu vergrößern und den hinteren Zugang zu erleichtern.
3. Führen Sie eine CT-Untersuchung durch, um die dorsale Migration des künstlichen Pneumothorax zu bestätigen und die optimale hintere Punktionsstelle zu identifizieren.
4. Markieren Sie die hintere Punktionsstelle auf der Haut in der Mitte zwischen den Dornfortsätzen und der hinteren Axillarlinie.
5. Führen Sie die Tuohy-Nadel senkrecht am oberen Rand der unteren Rippe des ausgewählten Interkostalraums ein und verbinden Sie eine leere Spritze zur kontinuierlichen Aspiration.
6. Verschieben Sie die Nadel während eines endexspiratorischen Atemhaltungsmanövers durch die muskulären Ebenen, wobei kontinuierlich aspiriert wird, bis Luft aspiriert werden kann, was den Eintritt in den dorsalen Pneumothorax bestätigt.
7. Führen Sie den Feder-Drahtführer ein und ziehen Sie die Nadel heraus.
8. Führen Sie eine CT-Untersuchung durch, um die korrekte Platzierung des Führungsdrahts im Pleuraraum zu bestätigen, der durch den künstlichen Pneumothorax vergrößert und deutlich abgegrenzt ist.
9. Nach der CT-Bestätigung führen Sie einen kleinen Hautschnitt an der Einstichstelle des Drahts durch.
10. Führen Sie den 9 Fr-Einführtubus über den Führungsdraht mittels Seldinger-Technik ein.
11. Ziehen Sie den Führungsdraht heraus und führen Sie den zweiten ösophagealen Ballon über den Einführtubus in den dorsalen Pleuraraum ein.
12. Blasen Sie den Ballon mit dem optimalen Füllvolumen auf, das anhand einer in vivo Ballon-Druck-Volumen-(PV-)Kurve bestimmt wurde, um eine korrekte Ballonexpansion und zuverlässige Druckweiterleitung sicherzustellen.
13. Verbinden Sie den Katheter mit dem differentiellen Druckmessgerät und überprüfen Sie die korrekte Form der Pleurakurve auf dem Monitor.

5. Endgültige Positionierung und Überwachung

1. Überprüfen Sie, ob die Beatmungsparameter (Atemzugvolumen, inspiratorischer Fluss und Atemwegsdruck) sowie die hämodynamischen Werte während und nach der Katheterplatzierung stabil bleiben.
2. Entleeren Sie den Pneumothorax über die posteriore und anteriore Einführhilfen, indem Sie mit einer 50-mL-Spritze vorsichtig intrapleurale Luft aspirieren, bis kein Widerstand mehr beim Abfluss spürbar ist. Vermeiden Sie es, einen übermäßigen Unterdruck im Pleuraraum zu erzeugen.
3. Befestigen Sie beide ösophagealen Ballonkatheter mit Klebeband an der Haut und entfernen Sie anschließend vorsichtig beide 9-Fr-Einführhilfen, um eine Katheterdislokation zu verhindern.
4. Führen Sie eine CT-Untersuchung durch, um einen verbliebenen Pneumothorax zu beurteilen. Falls ein Restpneumothorax vorhanden ist, bringen Sie das Tier in Bauchlage und reduzieren Sie den FiO₂ auf 0,25, sofern physiologisch vertretbar, um die Sauerstoffresorption zu fördern.
5. Überprüfen Sie das Fehlen eines Atemwegs- oder Pleuraleinstroms, indem Sie inspiratorische und expiratorische Atemzugvolumina vergleichen und einen inspiratorischen Atemstillstand durchführen. Stellen Sie einen stabilen Plateaudruck und die Rückkehr des Flusses auf null sicher.
6. Überprüfen Sie die Wellenformen des anterioren und posterioren Pleuradrucks erneut nach Entfernung der Einführhilfen. Stellen Sie sicher, dass die erwartete Wellenformmorphologie stabil bleibt; falls sich diese verändert, beginnen Sie erst mit der Aufzeichnung, nachdem Lage des Katheters und Stabilität der Wellenform erneut beurteilt wurden.
7. Beginnen Sie die simultane Aufzeichnung des anterioren und posterioren Pleuradrucks erst, nachdem die vollständige Evakuierung oder Resorption des Pneumothorax, stabile Beatmung und Hämodynamik, das Fehlen eines anhaltenden Lecks sowie stabile Pleuradruckwellenformen bestätigt wurden.
8. Passen Sie die Beatmung so an, dass das Atemzugvolumen bei 10 mL/kg bleibt und der PEEP von 5 auf 3 cmH₂O reduziert wird. Die endexspiratorischen Pleuradruckwerte wurden während eines stabilen endexspiratorischen Atemstillstands ermittelt, wie in Abbildung 1 dargestellt.
9. Am Ende jedes experimentellen Protokolls wurde bei Tieren, die sich weiterhin unter Vollnarkose befanden, die Euthanasie durch intravenöse Gabe von KCl (7%ige Lösung, 2 mL/kg) durchgeführt.

Ergebnisse

Die Platzierung von Pleurakathetern mittels perkutaner Technik wurde bei 20 Schweinen durchgeführt (Tabelle 1). Bei 17 Tieren wurden insgesamt 34 Pleurakatheter (17 anterior und 17 posterior) eingelegt. Davon erreichten 33 Katheter (97 %) die vorgesehene Pleuraregion, während ein anteriorer Katheter in die Pleurahöhle eindrang, jedoch den geplanten ventralen Zielort nicht erreichte. Die korrekte regionale Platzierung sowohl der anterior als auch der posterior platzierten Katheter gelang somit bei 16 der 17 Tiere, bei denen eine Katheterplatzierung erfolgte (94 %), was insgesamt 16 von 20 Tieren entspricht (80 %; 95 %-KI: 56,3 %–94,3 %).

Vertreterische Pleuradruckkurven aus erfolgreichen Verfahren zeigten deutliche und physiologisch sinnvolle Unterschiede zwischen den vorderen und hinteren Sensoren (Abbildung 1). Die vordere Sonde wies typischerweise ausgeprägte Herzoszillationen auf, die größer waren als diejenigen, die vom ösophagealen Ballon aufgezeichnet wurden, was auf die Nähe zum Herzen und zum Mediastinum hinweist. Im Gegensatz dazu zeigten die hinteren Pleuralsignale minimale Herzinterferenzen und glatte Atemwellenformen, was mit der mechanisch ruhigen, abhängigen Brustregion übereinstimmt.

Während der endexspiratorischen Okklusion zeigten korrekt positionierte Katheter einen reproduzierbaren dorsal-ventralen Pleuradruckgradienten. Der posteriore Pleuradruck war am Ende der Ausatmung konstant positiv, während das anteriore Signal von negativ bis positiv reichte (Tabelle 2). Der resultierende Gradient zwischen 2 und 7 cmH₂O entsprach der erwarteten gravitativen überlagerten Druckverteilung bei anästhesierten, maschinell beatmeten Schweinen.

Vier Eingriffe (20 %) wurden als nicht erfolgreich eingestuft. Bei drei Tieren wurde der Eingriff nach dem anterioren Pleurazugang und der Platzierung des Führungsdrahts abgebrochen, da die CT-Bildgebung einen unkontrollierten Pneumothorax zeigte, verursacht durch eine versehentliche Punktion des Lungenparenchyms, was auf einen Verlust der Lungen-Pleura-Apposition hindeutete und zuverlässige Messungen des Pleuradrucks ausschloss. Daher wurde bei diesen Tieren keine Katheterplatzierung und keine Beurteilung der Druckwellenform durchgeführt. Der verbleibende nicht erfolgreiche Eingriff war auf eine fehlgezielte, anteriore Katheterplatzierung zurückzuführen: Der Ballon trat in den Pleuraraum ein, erreichte jedoch nicht die Zielregion im ventralen Bereich, wodurch eine Wellenform entstand, die den erwarteten anteroposterioren Gradienten fehlte.

Die CT-Bildgebung bestätigte die physiologischen Befunde. Bei erfolgreichen Platzierungen wurden die Ballonkatheter in den vorgesehenen ventralen oder dorsalen Pleuralregionen visualisiert, direkt angrenzend an die Parietalpleura (Abbildung 2). Im außerhalb des Zielbereichs liegenden, erfolglosen Fall zeigte die CT eine intrapleurale Katheterposition außerhalb der Zielregion. Die postmortale Untersuchung bestätigte zudem die Position des Katheters und den Pleuralort nach Abschluss des Protokolls (Abbildung 3).

Insgesamt zeigen diese Ergebnisse, dass die perkutane Technik zuverlässig interpretierbare Pleuradrucksignale liefert, wenn eine regionale Platzierung erreicht wird, und dass sowohl die Wellenformmorphologie als auch die CT-Bildgebung praktikable Indikatoren für den Erfolg oder Misserfolg des Eingriffs darstellen.

Abbildung 1: Pleurale und Atemwegsdruckkurven nach Evakuierung eines Pneumothorax. Gleichzeitig wurden Atemwegsdruck (rot), ösophagealer Druck (blau), anteriorer pleuraler Druck (orange) und posteriorer pleuraler Druck (cyan) während der volumenkontrollierten Beatmung aufgezeichnet. Der schattierte Bereich markiert die endexspiratorische Atempause, die zur Bestimmung der endexspiratorischen Druckwerte verwendet wurde. Die posteriore Kurve zeigt minimale kardiogene Oszillationen und höhere endexspiratorische Werte, während die anteriore Kurve stärkere Herzoszillationen und niedrigere endexspiratorische Druckwerte aufweist. Während der Atempause repräsentiert die Differenz aus posteriorem und anteriorem pleuralen Druck den vertikalen pleuralen Druckgradienten. Abkürzung: cmH₂O = Zentimeter Wassersäule. Klicken Sie hier, um eine vergrößerte Ansicht dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 2: Computertomographische Bestätigung der Platzierung des Pleurakatheters. Gelbe Pfeile zeigen den vorderen Katheter im ventralen Pleurabereich, rote Pfeile zeigen den hinteren Katheter im dorsalen Pleurabereich. Transversale (links und mitte) und sagittale (rechts) Computertomographie-Aufnahmen sind für die Probanden P1 und P2 dargestellt. Die Bilder wurden nach der Katheterplatzierung und vor der vollständigen Evakuierung des künstlichen Pneumothorax aufgenommen. Die Aufzeichnungsbereitschaft wurde anschließend nach Drainage durch Wiederherstellung der Lungenexpansion und stabile physiologische Druckkurvenformen bestätigt. Eine erfolgreiche Platzierung wurde definiert als Lokalisation des Katheters innerhalb des vorgesehenen vorderen oder hinteren Pleurabereichs mit kompatibler Wellenformmorphologie. Abkürzung: CT = Computertomographie. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

Abbildung 3: Postmortale anatomische Bestätigung der Platzierung des Pleurakatheters. Die thorakale Untersuchung am Ende des Protokolls bestätigte die Position des intrapleuralen Katheters. Gelbe Kreise markieren den vorderen Pleurakatheter, und der grüne Kreis zeigt den hinteren Pleurakatheter an. Klicken Sie bitte hier, um eine vergrößerte Darstellung dieser Abbildung anzusehen.

Ergebniskategorie	Anzahl der Tiere (n = 20)	Prozentsatz (%)	95 % KI (%)	Beschreibung
Erfolgreiche vordere und hintere Platzierung	16	80 %	56,3–94,3	Sowohl ventrale als auch dorsale Katheter korrekt in den Zielregionen positioniert
Intrapleural, aber außerhalb des Zielbereichs platziert	1	5 %	0,1–24,9	Vorderer Katheter innerhalb der Pleurahöhle, jedoch nicht im Zielbereich
Ergebnislos aufgrund eines unkontrollierten Pneumothorax	3	15 %	3,2–37,9	Verfahren nach Platzierung des Führungsdrahts aufgrund eines unkontrollierten Pneumothorax im CT abgebrochen

Tabelle 1: Verfahrensergebnisse an 20 Versuchstieren. Die Tabelle gibt jede Ergebniskategorie, die Anzahl und den Prozentsatz der Tiere, das 95 %ige Konfidenzintervall sowie eine Beschreibung an. Abkürzungen: CI = Konfidenzintervall.

Proband	Vorderer endexspiratorischer Druck (cmH₂O)	Hinterer endexspiratorischer Druck (cmH₂O)	Vertikaler Gradient (cmH₂O)
1	-1,2	2,5	3,7
2	-0,2	3,1	3,3
3	-3,0	3,0	6,0
4	1,6	4,9	3,3
5	0,1	4,5	4,4
6	-1,7	3,2	5,0
7	4,1	6,4	2,3
8	-1,2	5,6	6,8
9	-0,8	4,7	5,5
10	1,1	5,7	4,7
11	-1,1	6,1	7,2
12	-0,9	6,5	7,4
13	-1,6	2,8	4,4
14	0,3	3,5	3,1
15	0,6	3,6	3,0
16	0,1	2,9	2,8
Mittelwert	-0,2	4,3	4,5
SD	1,6	1,4	1,6
Bereich	-3,0–4,1	2,5–6,5	2,3–7,4

Tabelle 2: Werte des pleuralen Endexspirationsdrucks an vorderer und hinterer Position sowie des sich ergebenden vertikalen Druckgradienten. Der Gradient wurde als Differenz zwischen hinten und vorne liegendem Druck berechnet. Die Messungen wurden während der volumenkontrollierten Beatmung bei einem Atemzugvolumen von 10 mL/kg und einem positiven endexspiratorischen Beatmungsdruck (PEEP) von 3 cmH₂O durchgeführt. Abkürzungen: PEEP = positiver endexspiratorischer Druck; VCV = volumenkontrollierte Beatmung.

Problem	Wahrscheinliche Ursache	Erkennungskriterien	Korrekturmaßnahme
Unvollständige Entleerung des künstlichen Pneumothorax	Restlicher intrapleuraler Sauerstoff nach Katheterplatzierung und unvollständige Reexpansion der Lunge	Persistierender Restpneumothorax oder unvollständige pleurale Annäherung im CT; unzuverlässige absolute Pleuradruckwerte trotz erhaltener respiratorischer Oszillationen	FiO2 auf 0,25 senken, sofern physiologisch vertretbar, das Tier in Bauchlage bringen und 30 Minuten warten, um die Sauerstoffresorption zu fördern. Vor der Druckaufzeichnung eine erneute CT-Bildgebung durchführen, um die Reduktion des Pneumothorax und die Reexpansion der Lunge zu bestätigen
Unkontrollierter Pneumothorax	Versehentliche Punktion des Lungengewebes während des pleuralen Zugangs	CT-Nachweis eines großen oder unkontrollierten Pneumothorax; unvollständige Reexpansion der Lunge; Hinweise am Beatmungsgerät auf Leckage oder instabile Mechanik	Keine Fortsetzung zur Druckaufzeichnung. Falls eine zuverlässige Pleuradruckmessung nicht erzielt werden kann, den Eingriff als erfolglos einstufen
Nicht zielführende Katheterfortbewegung	Vorstoß von Führungsdraht oder Katheter seitlich oder weg von der beabsichtigten ventralen oder dorsalen Pleuraregion	CT zeigt intrapleurale Katheterposition außerhalb der Zielregion; das Signal weist keine erwarteten anterioren-posterioren Unterschiede oder vertikalen Druckgradienten auf	Katheter bei Möglichkeit neu positionieren. Falls die Zielregion nicht erreicht werden kann, die Platzierung als suboptimal oder erfolglos einstufen
Auffällige Pleurasignalkurve	Fehlpositionierung des Katheters, unzureichende Ballonfüllung, mangelhafte Anlagerung des Katheters an die Pleura, Leckage an der Verbindung oder Fehler am Sensor bzw. bei der Nullabgleichung	Flache Kurve, übermäßiges Rauschen, fehlende respiratorische Oszillationen, nichtphysiologische absolute Druckwerte oder Verlust der erwarteten Morphologie des anterioren/posterioren Signals	Alle Anschlüsse und die Nullabgleichung des Sensors überprüfen. Die Ballonfüllmenge verifizieren. Die Katheterposition mittels Bildgebung erneut beurteilen und die Signalkurve vor der Aufzeichnung erneut bewerten
Persistierende Atemwegs- oder Pleuraleckage	Punktion des Lungengewebes oder anhaltende Verbindung zwischen Pleura und Atemwegen nach dem Zugang	Differenz zwischen inspiratorischem und expiratorischem Atemzugvolumen; instabiler Plateaudruck; Strömung kehrt während des inspiratorischen Haltems nicht auf Null zurück	Datenaufnahme stoppen. Die Atemwegsmechanik und Bildgebung erneut beurteilen. Fortfahren nur, wenn die Leckage behoben ist und stabile Atemwegs- und Pleuralsignale wiederhergestellt sind
Katheterverlagerung nach Entfernung des Einführers	Katheterbewegung während des Einführerzugs oder unzureichende Fixierung an der Haut	Veränderung der Signalmorphologie nach Entfernung des Einführers; Verlust der erwarteten anterioren Herz-Oszillationen; Verlust des hinteren glatten respiratorischen Signals; CT-Nachweis einer Verlagerung	Katheter vor Entfernung des Einführers mit Klebeband an der Haut fixieren. Die Signalmorphologie nach Entfernung des Einführers erneut beurteilen. Bei Verdacht auf Verlagerung die Position mittels CT bestätigen
Luftaspiration misslingt	Die Luft im künstlichen Pneumothorax hat sich vom Einführerspitzenende entfernt.	Beim Ziehen des Spritzenkolbens wird keine Luft aspiriert, während beim Aspirationsversuch ein Unterdruck entsteht.	Aspiration mit einer Spritze kleineren Volumens versuchen. Falls dies nicht ausreicht, eine CT-Bildgebung durchführen, um die Lokalisation der Luftansammlung zu bestimmen, und die Tierposition entsprechend anpassen, um die Luftansammlung näher an die Einführerspitze heranzubringen.

Tabelle 3: Fehlersuchanleitung für die perkutane Platzierung eines Pleurakatheters und die Druckaufzeichnung. Häufige Probleme werden mit wahrscheinlichen Ursachen, Erkennungskriterien und Korrekturmaßnahmen verknüpft. Abkürzungen: CT = Computertomographie; FiO₂ = inspiratorischer Sauerstoffanteil.

Diskussion

Dieses perkutane Protokoll bietet eine praktische und reproduzierbare Methode, um regionale Pleuradruckmessungen durchzuführen, ohne dass eine Thorakotomie oder thorakoskopischer Zugang erforderlich ist. Mehrere Aspekte des Verfahrens sind besonders wichtig, um eine erfolgreiche Katheterplatzierung und hochwertige Druckaufzeichnungen sicherzustellen.

Ein entscheidendes Element der Technik ist die anteriore Punktion, die unter direkter thorakaler Ultraschallführung durchgeführt wird. Mithilfe des Ultraschalls lassen sich die Pleura und der gewählte Interkostalraum deutlich visualisieren, wodurch die Nadelbahn in Echtzeit kontrolliert werden kann. Da das Verfahren eine kontrollierte und präzise Handhabung der Nadel beim Annähern an die Pleuraoberfläche erfordert, verwendeten wir eine ultraschallverstärkte Tuohy-Nadel, um die Sichtbarkeit der Nadelspitze zu verbessern und das Risiko einer versehentlichen Lungenverletzung oder eines Fehlens der Pleurahöhle zu minimieren¹⁶.

Die kontinuierliche Sichtbarmachung der Nadelspitze während des Vorschubs ist entscheidend. Aus diesem Grund wird ein in-plane-Ultraschallansatz bevorzugt, da er die Visualisierung des gesamten Nadelschafts und der Nadelspitze ermöglicht, während diese sich dem Pleuraraum nähert, wodurch die Genauigkeit des Eingriffs verbessert und das Risiko einer versehentlichen Lungenpunktion verringert wird.

Der richtige Zeitpunkt des Vorschubs der Nadel ist ebenfalls entscheidend. Das Vorschieben der Nadel während einer endexspiratorischen Atempause minimiert die zyklische Bewegung der Pleuraoberfläche, die mit der Tidalbeatmung verbunden ist, und verbessert dadurch die Genauigkeit sowie die Häufigkeit des Kontakt mit dem Parenchym.

Der Pneumothorax wurde unter Verwendung von reinem Sauerstoff erzeugt, um die Resorption jeglichen restlichen Gases, das nicht durch Absaugung mit einer Spritze entfernt wurde, zu erleichtern. Diese Resorption erfolgt über den Sauerstoffdiffusionsgradienten zwischen dem Pleuraraum und den Alveolen, da das Tier mit einem FiO₂ unter 1,0¹⁷ beatmet wird. Dieser Ansatz minimiert das Risiko, dass restliches intrapleurales Gas die Druckmessungen beeinträchtigt. Die Menge an Sauerstoff sollte ausreichen, um die pleuralen Schichten zu trennen und ein sicheres Vorschieben des Führungsdrahts und des Einführers zu ermöglichen, gleichzeitig jedoch eine unnötige Vergrößerung des künstlichen Pneumothorax vermeiden. Sobald die Katheterplatzierung abgeschlossen ist, muss der insufflierte Sauerstoff vollständig abgesaugt werden, bevor die Druckmessungen durchgeführt werden.

Eine korrekte Lagerung ist erforderlich, um den Zugang von dorsal zu ermöglichen. Durch Drehen des Tieres in die Halbseitenlage verlagert sich die intrapleurale Sauerstoffblase nach posterior, wodurch der dorsale Pleuraraum über eine blinde Punktion zugänglich wird, wobei dieselbe Seldinger-Technik wie bei der anterioren Punktion angewendet wird. Eine ausreichende Körperverschiebung ist entscheidend, um die dorsale Migration der Sauerstoffblase zu ermöglichen. Unzureichende Rotation kann eine Trennung der hinteren Pleurablätter verhindern und dadurch die Vorverlegung des Führungsdrahts erschweren, selbst wenn die Planung der Punktionsstelle CT-gestützt erfolgt.

Nach der Katheterplatzierung ist die Überprüfung der Systemintegrität zwingend erforderlich. Das Fehlen eines Atemwegs- oder Pleuralecks wird durch den Vergleich der eingeatmeten und ausgeatmeten Atemzugvolumina sowie durch eine inspiratorische Atemanhaltung bestätigt. Ein stabiler Plateaudruck zusammen mit dem Rückgang des Flusses auf null zeigt an, dass kein anhaltendes Leck vorhanden ist und dass der Pleurazugang keine persistierende Verbindung mit den Atemwegen schafft. Zusätzlich sollte die Druckwellen-Form beurteilt werden, um die korrekte Funktion und Position des Katheters zu überprüfen. Vordere Ableitungen zeigen aufgrund der Nähe zum Herzen und zum Mediastinum typischerweise ausgeprägtere kardiale Oszillationen, während hintere Ableitungen gewöhnlich glattere Atemwellenformen mit minimaler kardialer Interferenz aufweisen. Diese kardialen Oszillationen stellen eine erwartete physiologische Eigenschaft und kein Signalartefakt dar und bestätigen daher eine korrekte vordere Katheterposition. Der Katheter sollte vor dem Entfernen des Einführers sicher mit Klebeband auf der Haut fixiert werden, um das Risiko einer Dislokation zu minimieren. Nach der Evakuierung des künstlichen Pneumothorax und der Entfernung des Einführers sollten die Druckkurven erneut überprüft werden, um sicherzustellen, dass sich die Wellenformmorphologie nicht verändert hat, wodurch eine mögliche Katheterdislokation in den abschließenden Phasen des Eingriffs ausgeschlossen wird. Diese Kontrollen entsprechen den grundlegenden Prinzipien der mechanischen Beatmung, der Überwachung¹⁸. Ein prägnanter Leitfaden zur Fehlersuche bei den häufigsten technischen Problemen, deren wahrscheinlichen Ursachen, Erkennungskriterien und korrigierenden Maßnahmen ist in Tabelle 3 enthalten.

Ein wichtiger Vorteil dieser Methode besteht darin, dass der Zugang zur Pleura perkutan erfolgt, ohne den Thorax zu öffnen. Minimalinvasive Ansätze werden im Allgemeinen bevorzugt, wenn sie das gleiche experimentelle Ziel erreichen, da sie den prozeduralen Aufwand verringern und unnötige Störungen anatomischer Strukturen vermeiden¹⁹. In diesem Schweinemodell könnte die perkutane Technik die Vorbereitungszeit verkürzen, eine Thorakotomie vermeiden und dazu beitragen, die natürliche Mechanik der Brustwand zu erhalten, obwohl kein formaler Vergleich mit auf Thorakotomie basierenden Ansätzen durchgeführt wurde.

Diese Methode weist dennoch mehrere Einschränkungen auf. Eine erfolgreiche Katheterplatzierung hängt vom Anwender ab und erfordert Erfahrung in der thorakalen Ultraschalluntersuchung, dem perkutanen Pleurazugang sowie der Seldinger-Technik. Ein versehentlicher Stich in das Lungenparenchym während des Pleurazugangs stellt die Hauptursache für ein fehlgeschlagenes Verfahren dar, da der resultierende Pneumothorax eine anschließende Katheterplatzierung unmöglich macht. Zuverlässige Druckmessungen hängen außerdem von einer geeigneten Ballonfüllung ab. Sowohl eine Unter- als auch eine Überfüllung des Ballons kann die Druckmessung beeinflussen, was die Bedeutung einer Bestimmung des optimalen Füllvolumens vor der Datenaufnahme unterstreicht. Wie bei jeder direkten Messung des Pleuradrucks kann der Druck nur an der Katheterposition erfasst werden und spiegelt somit die regionale Pleuramechanik wider, nicht jedoch die Druckverteilung im gesamten Pleuraraum. Obwohl das applizierte Sauerstoff am Ende des Verfahrens abgesaugt wird, kann eine vollständige Entfernung ohne bildgebende Verfahren nicht direkt überprüft werden. Restliches intrapleurales Sauerstoff kann daher unentdeckt bleiben und die absoluten Pleuradruckmessungen beeinflussen. Trotz dieser Einschränkungen waren die dynamischen Pleuradrucksignale bei erfolgreicher Platzierung physiologisch interpretierbar.

Insgesamt bietet dieses Protokoll eine einfache, minimalinvasive und physiologisch begründete Technik zur Gewinnung regionaler Pleuradruckmessungen in translationalen Modellen. Aufgrund des perkutanen Zugangs und der regionalen Drucksignale eignet es sich für Studien zur Untersuchung des transpulmonalen Drucks, der regionalen Druckverteilung sowie weiterer Aspekte der Atemmechanik.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
Klebeband	3M Tegaderm	1624W	Katheterfixierung vor dem Einführer
Tier-Schermaschine	3M Clipper	9661L	Entfernung von Brusthaaren
Atropin (injizierbar)	Sparhawk Laboratories Inc.	NDC:58005-354	Intramuskuläre Prämedikation
Computertomographie-Scanner	NeuroLogica	Omnitom Elite PCD; 1-NL5100-060	Beurteilung der Position von Führungsdraht/Katheter und Pneumothorax;
Software zur Datenerfassung	ADInstruments	LabChart Pro 8.1.31	Aufnahmesoftware bei 1.000 Hz ohne digitale Filterung
Datenerfassungssystem	ADInstruments	ML865	Zur Erfassung des Pleuradrucks
Differenzdruckaufnehmer	Harvard Apparatus / Hugo Sachs	73-3882	Druckmessgerät zur Aufzeichnung des Pleuradrucks
Einweg-OP-Tuch	Cardinal Health	CAT 28700-004	Vorbereitung des sterilen Feldes (Schritt 2.1)
EKG & Pulsoximetrie-Monitor	Mindray	BeneView T5	Überwachung der Vitalparameter
Endotrachealtubus, 7,0 mm	Teleflex Medical	REF 5-10314	Endotracheale Intubation
Ösophagusballonkatheter	Cooper Surgical	REF 47-9005	Als intrapleurale Druckkatheter verwendet (Schritt 2.1)
Fentanyl (injizierbar)	Hikma	NDC 0641-6030-01	IV-Analgesie
Sterile Mullkompressen	Medline	REF NON21430LF	Vorbereitung des Standorts (Schritt 2.1)
Führungsdraht 0.025" × 33 cm	Teleflex Medical	REF AW-04025	Für die Seldinger-Technik (Schritt 2.1)
Infusionspumpe	Smiths Medical	Medfusion 4000	Kontinuierliche Anästhetikumapplikation
Einführungshülse, 9 Fr	Cordis	REF 402-609X	Für die Insertion eines intrapleuralen Katheters (Schritt 2.1)
Mechanischer Beatmungsapparat	Maquet – Getinge		Servo-I, ventilation mit volumenkontrollierter Beatmung
Augensalbe	Lodi Veterinary Care	NDC 17033-211-38	Hornhautprotektion nach der Anästhesieeinleitung
Sauerstoff 100 % (medizinische Qualität)	Airgas	N/V	Für kontrollierten Pneumothorax
Pancuronium (injizierbar)	Selleck Chemicals	S2497	Neuromuskuläre Blockade
Povidon–Jodlösung	BICCA	CAT 3955-16	Hautantiseptik
Propofol (injizierbar)	NorthStar	NDC 16714-977-01	Induktion und Aufrechterhaltung
Atemschaltung (Beatmungsschaltung)	Medline	REF NON026370	Standard-Schaltung
Skalpell Nr. 11	Bard-Parker	REF 372611	Für den Hautschnitt (Schritt 2.1)
Sterile Abdeckung	Medline	REF MDT2168286	Vorbereitung des sterilen Feldes
Sterile Handschuhe (Latex)	Biogel	REF 31280	Sterile Schutzhandschuhe
Steriler Kittel	Halyard	REF 95121	Sterile chirurgische Kleidung
Spritzen 10 mL	Medline	REF SYR110010	Zum Aspirieren/Injizieren (Schritt 2.1)
Spritzen 50 mL	BD	REF 309680	Für die Pleura-Luftaspiration (Schritt 2.1)
Tiletamin–Zolazepam (injizierbar)	Virbac	NADA 71805-06	Telazol; intramuskuläre Sedierung
Tuohy-Nadel, echogen 18G × 100 mm	Pajunk	REF 521185-31C	Für die Pleurapunktion (Schritt 2.1)
Ultraschallsonde (Butterfly iQ+)	Butterfly Network	950-20002-00	Wird mit der Butterfly iQ App für iPad verwendet (Schritt 2.1)
Ultraschall-Software/Anwendung	Butterfly Network	Butterfly iQ 2.46; iPad 11 iPadOS 26	Butterfly iQ App für iPad
Xylazin (injizierbar)	Cronus Pharma	LLC