Bildgestützte perkutane Technik zur direkten Messung des Pleuradrucks in einem Schweinemodell

Zusammenfassung

Dieses Protokoll beschreibt eine minimalinvasive perkutane Technik zur Implantation von vorderen und hinteren Pleurakathetern bei Schweinen, die eine direkte Messung des regionalen Pleuradrucks ohne Thorakotomie ermöglicht.

Zusammenfassung

Die Messung des Pleuradrucks ermöglicht eine erweiterte physiologische Beurteilung, einschließlich der Aufteilung der Atemmechanik in Lungen- und Brustwandkomponenten, der Berechnung des transpulmonalen Drucks und der Quantifizierung regionaler Pleuradruckgradienten. Diese Informationen sind entscheidend zur Optimierung der mechanischen Beatmung, zur Beurteilung der Auswirkungen veränderter Brustwandphysiologie und zur Förderung translationsmedizinischer Forschung bei Lungenverletzungen. Aktuelle Techniken zur direkten Pleuradruckmessung erfordern jedoch häufig die offene Implantation von Pleuradrucksensoren mittels Thorakotomie, was zeitaufwändig, risikoreich ist und die Brustwandmechanik beeinträchtigen kann. Um diese Einschränkungen zu überwinden, haben wir eine minimalinvasive, perkutane, bildgesteuerte Technik zur Platzierung eines Pleurakatheters entwickelt. Das Verfahren wurde an anästhesierten, mechanisch beatmeten Schweinen durchgeführt. Unter Ultraschallkontrolle wurde eine Tuohy-Nadel in den Pleuraraum vorgeschoben, und ein kleiner künstlicher Pneumothorax (50–100 mL Sauerstoff) wurde erzeugt, um die Pleurablätter zu trennen. Über einen Führungsdraht wurde ein 9-Fr-Schleuseinführer platziert, der die Vorverlegung eines ballongestützten Katheters in die vordere Pleura ermöglichte. Anschließend wurde das Tier in eine halbprone Lage gedreht, und ein zweiter Katheter wurde dorsal eingeführt, nachdem derselbe Pneumothorax durch zusätzliche 50–100 mL Sauerstoff vergrößert worden war. Die korrekte Platzierung wurde mittels Computertomographie (CT) und physiologischer Kurvenverläufe bestätigt. Nach Evakuierung des Pneumothorax und Reexpansion der Lunge wurde die Position durch Bildgebung verifiziert. Eine erfolgreiche vordere und hintere Katheterplatzierung wurde bei 16 von 20 Tieren (80 %) erreicht, was die Durchführbarkeit dieses Ansatzes belegt. Fehlgeschlagene Eingriffe resultierten aus unbeabsichtigtem Pneumothorax während des vorderen Pleurazugangs oder aus einer fehlerhaften Positionierung des vorderen Katheters außerhalb des Zielbereichs in ventraler Region. Diese Methode bietet einen weniger invasiven und reproduzierbaren Ansatz zur direkten regionalen Pleuradrucküberwachung in Großtiermodellen. Da der chirurgische Zugang vermieden wird, eignet sich diese perkutane, bildgesteuerte Technik besonders gut für experimentelle Protokolle zur Untersuchung der Atemmechanik, der Lungen- und Brustwandphysiologie sowie der mechanischen Beatmung in der translationsmedizinischen Forschung.

Einleitung

Der Pleuradruck wird in experimentellen Studien häufig als zentraler Indikator der Brustwandmechanik verwendet und hilft dabei, das getrennte Verhalten des Atemapparats und seine Wechselwirkung mit der Lunge während der mechanischen Beatmung zu beschreiben¹. Diese Variable ist entscheidend für die Berechnung des transpulmonalen Drucks, der die primäre Bestimmungsgröße der Lungenbelastung darstellt². Bei Lungenverletzungen kann der Pleuradruck zudem helfen, die Mechanik am Ende der Ausatmung zu beschreiben und Einblicke in den überlagerten Druckgradienten zu geben, ein Phänomen, das mit der Belastung der abhängigen Lungenregionen verbunden ist^3,4. Diese regionale Druckverteilung erzeugt ventro-dorsale Unterschiede im Pleural- und transpulmonalen Druck, die während der kontrollierten mechanischen Beatmung hauptsächlich durch die gravitative Belastung und das Ausmaß der Lungenverletzung bestimmt werden, während sie während spontaner oder assistierter Atmung durch regionale inspiratorische Muskelaktivität weiter verstärkt werden können⁵.

Die direkte Überwachung des Pleuradrucks wird in der klinischen Praxis nicht durchgeführt, da das Verfahren zu invasiv ist, um als sicher zu gelten. Aus diesem Grund wird der ösophageale Druck (Pes) häufig als bester Surrogatparameter für den Pleuradruck verwendet⁶. Der Pes wird jedoch von mehreren Faktoren beeinflusst, die seine Genauigkeit beeinträchtigen können, darunter die Katheterposition, die durch das Baydur-Verhältnis beurteilte Druckübertragung und der Beatmungsmodus⁷. Der ösophageale Ballon befindet sich innerhalb einer dehnbaren Struktur, und sein Signal wird sowohl von der Ösophaguswand als auch von benachbarten mediastinalen Organen geformt. Bereits geringfügige Verschiebungen in der Kathetertiefe oder -ausrichtung können den gemessenen Druck oder die Größe seiner Atemschwankungen verändern⁸. Zudem spiegelt der Pes hauptsächlich den mittleren bis dorsalen Pleuradruck wider und ist daher weniger repräsentativ für ventrale Bereiche sowie für das gesamte Pleuramilieu bei heterogener Lungenverletzung⁹.

Aus diesen Gründen bleibt die direkte Messung des Pleuradrucks die Goldstandardmethode in der translations- und experimentellen Physiologie¹⁰. Zur direkten Messung des Pleuradrucks wurden bereits mehrere Geräte eingesetzt. Plättchenförmige Pleurasensoren werden häufig in experimentellen Modellen verwendet^11,12; in einigen Studien wurden außerdem ösophageale Ballonkatheter in den Pleuraraum eingeführt, um den Pleuradruck direkt zu erfassen^13,14. Trotz der Verfügbarkeit verschiedener Instrumente zur direkten Pleuradruckmessung war für deren Insertion traditionell entweder eine offene Thorakotomie oder ein thorakoskopischer Zugang erforderlich. Diese Verfahren sind invasiv, erfordern fortgeschrittene chirurgische Fähigkeiten, verlängern die Vorbereitungszeit des Eingriffs und stören die normale Biomechanik der Brustwand, wodurch die untersuchten physiologischen Bedingungen erheblich verändert werden.

In diesem Methodenartikel stellen wir eine neuartige perkutane Technik zur Platzierung von ösophagealen Ballonkathetern in den Pleuraraum von Schweinen zur direkten regionalen Überwachung des Pleuradrucks vor. Dieser Ansatz ist minimalinvasiv und erfordert weder eine Thorakotomie noch eine spezialisierte chirurgische Ausbildung. Der anteriore Pleurazugang wird mithilfe einer standardmäßigen, ultraschallgesteuerten Punktionstechnik durchgeführt, während die Computertomographie (CT) zur Bestätigung der Platzierung des intrapleuralen Führungsdrahts und des Katheters sowie zur Unterstützung bei der Planung des posterioren Pleurazugangs verwendet wird. Die Methode ermöglicht die Platzierung von Kathetern in verschiedenen Regionen der Pleurahöhle zur regionalen Beurteilung der partitionierten Atemmechanik. Das Ziel der Technik besteht darin, die Verfahrenskomplexität und das Risiko zu verringern, gleichzeitig aber hochwertige Pleuradruckaufzeichnungen für physiologische und translationsmedizinische Forschung zu erhalten.

Protokoll

Nach Genehmigung durch den Ausschuss für Tierversuche und Tierversuchstierwohl (2020I000073) am Massachusetts General Hospital, Boston, MA, wurden die Experimente von März bis November 2025 an 20 gesunden Yorkshire-Schweinen mit einem Gewicht von 30–40 kg durchgeführt.

ACHTUNG: Dieses Protokoll erzeugt absichtlich einen Pneumothorax und verwendet 100 % Sauerstoff. Führen Sie den Eingriff unter kontinuierlicher physiologischer Überwachung durch Personal durch, das in der Anästhesie von Großtieren und im Zugang zur Pleura geschult ist, und beseitigen Sie Zündquellen während der Sauerstoffinsufflation.

1. Tierpräparation

1. Bereddieren Sie das Tier intramuskulär mit Tiletamin–Zolazepam (4,4 mg/kg), Xylazin (2,2 mg/kg) und Atropin (0,04 mg/kg).
2. Legen Sie einen intravenösen Zugang an und verabreichen Sie Fentanyl (2 µg/kg) und Propofol (2 mg/kg) intravenös, um eine sichere endotracheale Intubation zu ermöglichen.
3. Intubieren Sie das Tier und bestätigen Sie die korrekte Platzierung der Atemwege durch Überprüfung der beidseitigen Brustexpansion, der beidseitigen Atemgeräusche sowie des Vorhandenseins einer konsistenten endexspiratorischen CO₂-Kurve.
4. Beginnen Sie die volumengesteuerte Beatmung (VCV) mit einer inspiratorischen Sauerstofffraktion (FiO₂) von 0,4, einem Tidalvolumen von 10 mL/kg, einem positiven endexspiratorischen Druck (PEEP) von 5 cmH₂O und einer Atemfrequenz von 15–20 Atemzügen/min. Passen Sie die Atemfrequenz an, um das endexspiratorische CO₂ zwischen 35 und 45 mmHg zu halten.
5. Während des gesamten Eingriffs wird die Anästhesie und Analgesie kontinuierlich mit intravenösem Propofol (10 mg∙kg^-1∙h^-1) und Fentanyl (5 µg∙kg^-1∙h^-1) aufrechterhalten. Vor der Verabreichung eines neuromuskulären Blockers bestätigen Sie eine ausreichende Anästhesietiefe durch Beurteilung der Kiefermuskulatur-Relaxation, das Fehlen des Augenwimpernreflexes, das Fehlen einer Wegzugsreaktion auf einen Zwischenzehen- oder Hufklemmreiz sowie das Fehlen einer hämodynamischen Reaktion auf Reize. Nach Gabe des neuromuskulären Blockers wird die Anästhesietiefe anhand physiologischer Parameter überwacht, einschließlich Herzfrequenz, arteriellem Druck und dem Fehlen autonomer Reaktionen auf prozedurale Reize. Tragen Sie nach Einleitung der Anästhesie einen Augensalben auf, um eine Hornhauttrockenheit zu verhindern.
6. Überwachen Sie Herzfrequenz, Blutdruck, Sauerstoffsättigung, endexspiratorisches CO₂ und Atemwegsdrücke kontinuierlich. Halten Sie die Herzfrequenz bei 70–140 Schlägen/min, den mittleren arteriellen Druck über 60 mmHg, die Sauerstoffsättigung über 92 %, das endexspiratorische CO₂ zwischen 35 und 45 mmHg und den maximalen Atemwegsdruck nach Möglichkeit unter 35 cmH₂O.
7. Verabreichen Sie ein neuromuskuläres Blockadepräparat (Pancuronium 0,1 mg∙kg^-1∙h^-1) und bestätigen Sie das Fehlen einer spontanen Atemtätigkeit, bevor Sie den Pleuraraum ansteuern.

2. Vorbereitung der Ausrüstung

1. Bereiten Sie die sterilen Geräte vor, die für den ultraschallgeführten Pleurazugang und die Katheterplatzierung erforderlich sind, wie in der Tabelle der Materialien aufgeführt.
2. Rasieren, reinigen und abdecken Sie die vorderen und hinteren Brustbereiche unter sterilen Bedingungen.

3. Anteriore perkutane Pleurazugang

1. Positionieren Sie das Tier in Rückenlage mit einer leichten Drehung zur Seite, die der geplanten vorderen Pleurakatheter-Einsetzstelle gegenüberliegt.
2. Identifizieren Sie die Sterallinie und die Zwerchfellkuppel mittels Ultraschall.
3. Identifizieren Sie die Zwerchfellkuppel mittels Ultraschall, bewegen Sie sich dann etwa 5 cm seitlich und 5 cm kranial von der Mittellinie auf Höhe des Zwerchfells, um die vordere Punktionsstelle zu wählen.
4. Stellen Sie den vorderen Pleuraspalt mit dem Ultraschallkopf dar.
5. Führen Sie die ultraschallunterstützte Tuohy-Nadel am oberen Rand der unteren Rippe des ausgewählten Interkostalraums ein, wobei die Krümmung nach oben orientiert ist.
6. Bringen Sie die Nadel unter Echtzeit-Ultraschallkontrolle mit einer in-plane-Technik in Richtung der parietalen Pleura voran.
7. Üben Sie während des Vorschubs unter End-Exspirations-Atemhaltung einen sanften positiven Druck auf die Spritze aus, während Sie die Nadel um 1–2 mm weiter voranführen, bis ein plötzlicher Widerstandsverlust den Eintritt in den Pleuraspalt anzeigt.
8. Spritzen Sie etwa 50–100 mL reines Sauerstoffgas ein, um einen kleinen vorderen künstlichen Pneumothorax zu erzeugen. Passen Sie das endgültige Sauerstoffvolumen anhand der Computertomographie-Befunde zur Ausdehnung des Pneumothorax und zur Pleuraseparation an.
9. Führen Sie den Feder-Draht-Führer durch die Nadel ein und ziehen Sie die Nadel anschließend zurück.
10. Führen Sie eine CT-Aufnahme durch, um die korrekte Lage des Führungsdrahts im Pleuraspalt zu bestätigen, der durch den künstlichen Pneumothorax erweitert und deutlich abgegrenzt ist.
11. Nach Bestätigung mittels CT führen Sie einen kleinen Hautschnitt an der Einstichstelle des Drahts durch.
12. Führen Sie einen 9-Fr-Einführkatheter über den Führungsdraht nach der Seldinger-Technik ein.
13. Ziehen Sie den Führungsdraht zurück und führen Sie den ösophagealen Ballonkatheter über den Einführkatheter in die vordere Pleurahöhle ein.
14. Blasen Sie den Ballon mit dem optimalen Füllvolumen auf, das anhand einer in vivo Ballon-Druck-Volumen-(PV-)Kurve¹⁵ bestimmt wurde, um eine korrekte Ballonausdehnung und zuverlässige Druckweiterleitung sicherzustellen.
15. Verbinden Sie den Ballonkatheter über ein luftgefülltes Druckübertragungssystem mit einem externen differentiellen Druckmessgerät.
16. Kalibrieren Sie das Druckmessgerät auf Atmosphärendruck, bevor Sie den Katheter anschließen, um genaue Druckmessungen zu gewährleisten.
17. Verbinden Sie das Druckmessgerät mit einem Datenerfassungssystem und nehmen Sie die Drucksignale mithilfe einer Datenerfassungssoftware auf.
18. Nehmen Sie alle Drucksignale mit einer Abtastrate von 1.000 Hz ohne zusätzliche digitale Filterung auf. Beginnen Sie mit der Aufzeichnung, sobald eine stabile Druckkurve beobachtet wird.

4. Percutane posteriore Pleurazugang

1. Positionieren Sie das Tier in einer halbpronen Lage, um die dorsale Migration der intrapleuralen Luft zu fördern.
2. Spritzen Sie weitere 50–100 mL 100 % Sauerstoff über den vorderen Katheter ein, um den dorsalen Pneumothorax zu vergrößern und den hinteren Zugang zu erleichtern.
3. Führen Sie eine CT-Untersuchung durch, um die dorsale Migration des künstlichen Pneumothorax zu bestätigen und die optimale hintere Punktionsstelle zu identifizieren.
4. Markieren Sie die hintere Punktionsstelle auf der Haut in der Mitte zwischen den Dornfortsätzen und der hinteren Axillarlinie.
5. Führen Sie die Tuohy-Nadel senkrecht am oberen Rand der unteren Rippe des ausgewählten Interkostalraums ein und verbinden Sie eine leere Spritze zur kontinuierlichen Aspiration.
6. Verschieben Sie die Nadel während eines endexspiratorischen Atemhaltungsmanövers durch die muskulären Ebenen, wobei kontinuierlich aspiriert wird, bis Luft aspiriert werden kann, was den Eintritt in den dorsalen Pneumothorax bestätigt.
7. Führen Sie den Feder-Drahtführer ein und ziehen Sie die Nadel heraus.
8. Führen Sie eine CT-Untersuchung durch, um die korrekte Platzierung des Führungsdrahts im Pleuraraum zu bestätigen, der durch den künstlichen Pneumothorax vergrößert und deutlich abgegrenzt ist.
9. Nach der CT-Bestätigung führen Sie einen kleinen Hautschnitt an der Einstichstelle des Drahts durch.
10. Führen Sie den 9 Fr-Einführtubus über den Führungsdraht mittels Seldinger-Technik ein.
11. Ziehen Sie den Führungsdraht heraus und führen Sie den zweiten ösophagealen Ballon über den Einführtubus in den dorsalen Pleuraraum ein.
12. Blasen Sie den Ballon mit dem optimalen Füllvolumen auf, das anhand einer in vivo Ballon-Druck-Volumen-(PV-)Kurve bestimmt wurde, um eine korrekte Ballonexpansion und zuverlässige Druckweiterleitung sicherzustellen.
13. Verbinden Sie den Katheter mit dem differentiellen Druckmessgerät und überprüfen Sie die korrekte Form der Pleurakurve auf dem Monitor.

5. Endgültige Positionierung und Überwachung

1. Überprüfen Sie, ob die Beatmungsparameter (Atemzugvolumen, inspiratorischer Fluss und Atemwegsdruck) sowie die hämodynamischen Werte während und nach der Katheterplatzierung stabil bleiben.
2. Entleeren Sie den Pneumothorax über die posteriore und anteriore Einführhilfen, indem Sie mit einer 50-mL-Spritze vorsichtig intrapleurale Luft aspirieren, bis kein Widerstand mehr beim Abfluss spürbar ist. Vermeiden Sie es, einen übermäßigen Unterdruck im Pleuraraum zu erzeugen.
3. Befestigen Sie beide ösophagealen Ballonkatheter mit Klebeband an der Haut und entfernen Sie anschließend vorsichtig beide 9-Fr-Einführhilfen, um eine Katheterdislokation zu verhindern.
4. Führen Sie eine CT-Untersuchung durch, um einen verbliebenen Pneumothorax zu beurteilen. Falls ein Restpneumothorax vorhanden ist, bringen Sie das Tier in Bauchlage und reduzieren Sie den FiO₂ auf 0,25, sofern physiologisch vertretbar, um die Sauerstoffresorption zu fördern.
5. Überprüfen Sie das Fehlen eines Atemwegs- oder Pleuraleinstroms, indem Sie inspiratorische und expiratorische Atemzugvolumina vergleichen und einen inspiratorischen Atemstillstand durchführen. Stellen Sie einen stabilen Plateaudruck und die Rückkehr des Flusses auf null sicher.
6. Überprüfen Sie die Wellenformen des anterioren und posterioren Pleuradrucks erneut nach Entfernung der Einführhilfen. Stellen Sie sicher, dass die erwartete Wellenformmorphologie stabil bleibt; falls sich diese verändert, beginnen Sie erst mit der Aufzeichnung, nachdem Lage des Katheters und Stabilität der Wellenform erneut beurteilt wurden.
7. Beginnen Sie die simultane Aufzeichnung des anterioren und posterioren Pleuradrucks erst, nachdem die vollständige Evakuierung oder Resorption des Pneumothorax, stabile Beatmung und Hämodynamik, das Fehlen eines anhaltenden Lecks sowie stabile Pleuradruckwellenformen bestätigt wurden.
8. Passen Sie die Beatmung so an, dass das Atemzugvolumen bei 10 mL/kg bleibt und der PEEP von 5 auf 3 cmH₂O reduziert wird. Die endexspiratorischen Pleuradruckwerte wurden während eines stabilen endexspiratorischen Atemstillstands ermittelt, wie in Abbildung 1 dargestellt.
9. Am Ende jedes experimentellen Protokolls wurde bei Tieren, die sich weiterhin unter Vollnarkose befanden, die Euthanasie durch intravenöse Gabe von KCl (7%ige Lösung, 2 mL/kg) durchgeführt.

Ergebnisse

Die Platzierung von Pleurakathetern mittels perkutaner Technik wurde bei 20 Schweinen durchgeführt (Tabelle 1). Bei 17 Tieren wurden insgesamt 34 Pleurakatheter (17 anterior und 17 posterior) eingelegt. Davon erreichten 33 Katheter (97 %) die beabsichtigte Pleuraregion, während ein anteriorer Katheter in die Pleurahöhle eindrang, aber den Zielort in ventraler Lage nicht erreichte. Die korrekte regionale Platzierung sowohl der anterioren als auch der posterioren Katheter wurde somit bei 16 der 17 Tiere, b...

Diskussion

Dieses perkutane Protokoll bietet eine praktische und reproduzierbare Methode, um regionale Pleuradruckmessungen durchzuführen, ohne dass eine Thorakotomie oder thorakoskopischer Zugang erforderlich ist. Mehrere Aspekte des Verfahrens sind besonders wichtig, um eine erfolgreiche Katheterplatzierung und hochwertige Druckaufzeichnungen sicherzustellen.

Ein entscheidendes Element der Technik ist die anteriore Punktion, die unter direkter thorakaler Ultraschallführung durchgeführt wird. Mithilfe d...

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
Klebeband	3M Tegaderm	1624W	Katheterfixierung vor dem Einführer
Tier-Schermaschine	3M Clipper	9661L	Entfernung von Brusthaaren
Atropin (injizierbar)	Sparhawk Laboratories Inc.	NDC:58005-354	Intramuskuläre Prämedikation
Computertomographie-Scanner	NeuroLogica	Omnitom Elite PCD; 1-NL5100-060	Beurteilung der Position von Führungsdraht/Katheter und Pneumothorax;
Software zur Datenerfassung	ADInstruments	LabChart Pro 8.1.31	Aufnahmesoftware bei 1.000 Hz ohne digitale Filterung
Datenerfassungssystem	ADInstruments	ML865	Zur Erfassung des Pleuradrucks
Differenzdruckaufnehmer	Harvard Apparatus / Hugo Sachs	73-3882	Druckmessgerät zur Aufzeichnung des Pleuradrucks
Einweg-OP-Tuch	Cardinal Health	CAT 28700-004	Vorbereitung des sterilen Feldes (Schritt 2.1)
EKG & Pulsoximetrie-Monitor	Mindray	BeneView T5	Überwachung der Vitalparameter
Endotrachealtubus, 7,0 mm	Teleflex Medical	REF 5-10314	Endotracheale Intubation
Ösophagusballonkatheter	Cooper Surgical	REF 47-9005	Als intrapleurale Druckkatheter verwendet (Schritt 2.1)
Fentanyl (injizierbar)	Hikma	NDC 0641-6030-01	IV-Analgesie
Sterile Mullkompressen	Medline	REF NON21430LF	Vorbereitung des Standorts (Schritt 2.1)
Führungsdraht 0.025" × 33 cm	Teleflex Medical	REF AW-04025	Für die Seldinger-Technik (Schritt 2.1)
Infusionspumpe	Smiths Medical	Medfusion 4000	Kontinuierliche Anästhetikumapplikation
Einführungshülse, 9 Fr	Cordis	REF 402-609X	Für die Insertion eines intrapleuralen Katheters (Schritt 2.1)
Mechanischer Beatmungsapparat	Maquet – Getinge		Servo-I, ventilation mit volumenkontrollierter Beatmung
Augensalbe	Lodi Veterinary Care	NDC 17033-211-38	Hornhautprotektion nach der Anästhesieeinleitung
Sauerstoff 100 % (medizinische Qualität)	Airgas	N/V	Für kontrollierten Pneumothorax
Pancuronium (injizierbar)	Selleck Chemicals	S2497	Neuromuskuläre Blockade
Povidon–Jodlösung	BICCA	CAT 3955-16	Hautantiseptik
Propofol (injizierbar)	NorthStar	NDC 16714-977-01	Induktion und Aufrechterhaltung
Atemschaltung (Beatmungsschaltung)	Medline	REF NON026370	Standard-Schaltung
Skalpell Nr. 11	Bard-Parker	REF 372611	Für den Hautschnitt (Schritt 2.1)
Sterile Abdeckung	Medline	REF MDT2168286	Vorbereitung des sterilen Feldes
Sterile Handschuhe (Latex)	Biogel	REF 31280	Sterile Schutzhandschuhe
Steriler Kittel	Halyard	REF 95121	Sterile chirurgische Kleidung
Spritzen 10 mL	Medline	REF SYR110010	Zum Aspirieren/Injizieren (Schritt 2.1)
Spritzen 50 mL	BD	REF 309680	Für die Pleura-Luftaspiration (Schritt 2.1)
Tiletamin–Zolazepam (injizierbar)	Virbac	NADA 71805-06	Telazol; intramuskuläre Sedierung
Tuohy-Nadel, echogen 18G × 100 mm	Pajunk	REF 521185-31C	Für die Pleurapunktion (Schritt 2.1)
Ultraschallsonde (Butterfly iQ+)	Butterfly Network	950-20002-00	Wird mit der Butterfly iQ App für iPad verwendet (Schritt 2.1)
Ultraschall-Software/Anwendung	Butterfly Network	Butterfly iQ 2.46; iPad 11 iPadOS 26	Butterfly iQ App für iPad
Xylazin (injizierbar)	Cronus Pharma	LLC