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Methodenartikel

Induzierung von circadianen Phasenverschiebungen am Tag mittels chemogenetischer und spektraler Ansätze

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DOI:

10.3791/71594

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12. Juni 2026

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1Section on Light and Circadian Rhythms, National Institute of Mental Health (NIMH), National Institutes of Health (NIH)

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Diese Studie führt chemogenetische und auf violettes Licht basierende Strategien ein, um eine zuverlässige zirkadiane Phasenverschiebung am Tag zu ermöglichen.

Zusammenfassung

Bei Säugetieren ist die zirkadiane Phasenverschiebung tagsüber durch eine verminderte photische Reaktion des suprachiasmatischen Kerns (SCN) begrenzt, was die Fähigkeit einschränkt, die circadiane Uhr experimentell zu manipulieren. Zuverlässige Methoden zur induzierten Tagesphasenverschiebung sind daher unerlässlich, um Mechanismen der circadianen Plastizität und der photischen Entrainment zu untersuchen. Komplementäre genetische und spektrale Strategien werden beschrieben, um eine robuste, zeitlich präzise Manipulation der zirkadianen Uhr tagsüber zu ermöglichen. Der erste Ansatz, der derzeit auf Mäuse beschränkt ist, verwendet eine chemogenetische Strategie, bei der intravitreale Abgabe von Designer Receptors Exclusively Activated by Designer Drugs (DREADDs) selektiv intrinsisch lichtempfindliche retinale Ganglionzellen (ipRGCs) aktiviert werden. Dieser Ansatz ermöglicht eine kontrollierte Aktivierung des retinohypothalamischen Wegs und induziert reproduzierbare Tagesphasenverschiebungen unabhängig von den Umgebungslichtverhältnissen. Der zweite Ansatz nutzt wellenlängenspezifische optische Stimulation als nicht-invasive Alternative. Die Exposition gegenüber violettem Licht nutzt die spektrale Empfindlichkeit von ipRGCs, um den Depolarisationsblock zu reduzieren und eine anhaltende Aktivierung zu fördern, was eine zuverlässige Phasenzurücksetzung während des subjektiven Tages ermöglicht. Diese Methode ist breit auf Säugetiersysteme anwendbar und erfordert keine genetische Manipulation oder pharmakologische Intervention. Detaillierte Protokolle für die experimentelle Vorbereitung, das Stimulationszeitpunkt, die Validierung von Phasenverschiebungen mittels lokomotorischer Aktivität und die Bewertung der neuronalen Aktivierung mittels c-Fos-Immunhistochemie werden bereitgestellt. Wichtige Überlegungen, darunter zirkadiane Zeit, Stimulusparameter und experimentelle Kontrollen, werden vorgestellt, um die Reproduzierbarkeit zu erleichtern. Zusammen bieten diese Ansätze vielseitige und experimentell handhabbare Werkzeuge zur Induzierung von tagsüber zirkadianen Phasenverschiebungen und ermöglichen eine direkte Untersuchung der Mechanismen der Tagesreaktion.

Einleitung

Der suprachiasmatische Kern (SCN), die Hauptzirkadianuhr des Säugehirns, koordiniert wesentliche tägliche Rhythmen in Physiologie und Verhalten, einschließlich Schlaf-Wach-Zyklen und Fressmuster. Um die Ausrichtung auf die äußere Umgebung aufrechtzuerhalten, erhält das SCN direkte photische Eingaben von intrinsisch lichtempfindlichen retinalen Ganglienzellen (ipRGCs), die Netzhautlichtinformationen übertragen, um interne zirkadiane Rhythmen mit dem Sonnentag 1,2 zu synchronisieren.

Ein definierendes Merkmal zirkadianer Systeme zwischen Organismen ist die phasenabhängige Reaktionsfähigkeit: Derselbe Reiz, der zu unterschiedlichen zirkadianen Zeiten abgegeben wird, kann deutlich unterschiedliche Effekte hervorrufen. Bei Säugetieren induziert nächtliches Licht zuverlässig Phasenverschiebungen der SCN-Uhr, während die Belichtung während des subjektiven Tages kaum oder keineZurücksetzung von 3,4 verursacht. Diese offensichtliche Tagesunempfindlichkeit wurde sowohl in vivo als auch in vitro konsistent beobachtet, bei denen Versuche, photische Eingaben zu imitieren, keine signifikanten Phasenverschiebungen hervorrufen 5,6,7,8,9,10,11,12,13,14,15,16 .

Die Tagesunempfindlichkeit wurde zumindest teilweise auf einen unzureichenden Netzhautantrieb zurückgeführt, um Phasenrücksetzungsmechanismen zu aktivieren, sowie auf zirkadiane Gating im SCN. Im Einklang mit dieser Idee reagieren ipRGCs unter photopischen Bedingungen nicht einheitlich; Eine Teilmenge tritt in den Depolarisationsblock ein, was das Dauerwirkungspotenzialbei 17,18,19 begrenzt. Diese physiologische Einschränkung kann die Wirksamkeit konventioneller Photikstimulation tagsüber verringern. Die Überwindung dieser Einschränkung würde eine direkte Abfrage der Plastizität der Tagesuhr ermöglichen, einer Phase, die traditionell als refraktär gegenüber der Fotografie gilt.

Zwei komplementäre Methoden werden beschrieben, um eine robuste Phasenverschiebung der circadianen Uhr während des subjektiven Tages zu ermöglichen. Der erste Ansatz verwendet eine chemogenetische Strategie, um ipRGCs selektiv unabhängig von den Umgebungslichtverhältnissen zu aktivieren. Konkret erhalten Opn4Cre/+ -Mäuse intravitreale Injektionen eines adenoassoziierten Virus (AAV), das den exzitatorischen Designer Receptor Exclusively Activated by Designer Drugs (DREADD), hM3Dq, in cre-abhängiger Weise codiert. Die Verabreichung von Clozapin-N-oxid (CNO) zur circadianen Zeit 4 (CT4) induziert eine burstartige Auslösung von ipRGCs, was eine anhaltende Aktivierung des retinohypothalamischen Pfades19 ermöglicht. Phasenverschiebungen werden mittels Aufzeichnungen der Lokomotoraktivität quantifiziert, und die molekulare Aktivierung im SCN wird mittels c-Fos-Immunhistochemie bewertet.

Der zweite Ansatz verwendet wellenlängenspezifische optische Stimulation als nicht-invasive Strategie für eine breitere Anwendbarkeit. Wildtyp-Mäuse sind violettem Licht (385 nm) zur circadianen Zeit 6 (CT6) während der subjektiven Tagesmitte ausgesetzt. Violettes Licht erzeugt einen reduzierten Depolarisationsblock und unterstützt eine anhaltende ipRGC-Aktivierung im Vergleich zu blauem oder weißemLicht 19. Phasenverschiebungen werden wie oben beschrieben quantifiziert.

Beide Ansätze zielen darauf ab, die ipRGC-gesteuerte Signalübertragung zum SCN zu verbessern und so die reduzierte Photo-Responsivität des subjektiven Tages zu überwinden. Zusammen bieten diese Methoden robuste, experimentell handhabbare Strategien zur Manipulation der circadianen Uhr während einer Phase, die traditionell widerstandsfähig gegen eine photische Zurücksetzung ist.

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Protokoll

Alle Tierverfahren wurden von den Richtlinien des National Institute of Mental Health (NIMH) Animal Care and Use Committee (ASP-SLCR-01) genehmigt und durchgeführt. Alle Anstrengungen wurden unternommen, um Schmerzen zu minimieren und die Anzahl der eingesetzten Tiere zu reduzieren. Die verwendeten Forschungswerkzeuge sind in der Materialtabelle aufgeführt.

1. Chemogenetische Strategie

  1. Intravitreale Injektion des adenoassoziierten Virus bei Opn4Cre/+ Mäusen
    1. Reinigen und sterilisieren Sie die stereotaktische Phase sowie alle chirurgischen Instrumente mit geeigneten Sterilisationsverfahren. Richten Sie das Injektionsgerät ein und befestigen Sie eine Glas-Kapillarinjektionsnadel.
    2. Betäube die Maus mit Isofluran. Stellen Sie die Sauerstoffflussrate auf etwa 1,5 L/min ein. Isofluran für die Einleitung auf 3–5 % anpassen und für die Erhaltung während des gesamten Eingriffs auf 1–3 % reduzieren.
    3. Überprüfen Sie eine ausreichende Betäubung mit einem Zehenkneifen. Betrachten Sie das Tier als vollständig betäubt, wenn kein Rückzugs- oder Zuckreflex festgestellt wird.
    4. Legen Sie die Maus auf ein Heizkissen, um die Körpertemperatur während des gesamten Eingriffs aufrechtzuerhalten.
    5. Ziehe Glas-Kapillarnadeln. Die Nadeln wurden in ~1,5 mm Abstand von der Spitze mit einem feinen Marker unter einem Stereomikroskop markiert, um eine gleichmäßige Durchschlagstiefe zu gewährleisten.
    6. Üben Sie vorsichtig Druck auf das untere Augenlid mit einer stumpfen Zange aus, um den Augapfel leicht hervorzustehen und den dorsalen Limbus freizulegen. Mit dorsalem Ansatz wird die Nadel tangential an die Oberfläche des Auges eingeführt und die Sklera 0,5–1 mm hinter dem Limbus durchdrungen, wobei man die Gefäßbereiche des Limbus vermeidet.
    7. Führen Sie die Nadel in die Glaskörperkammer bis zur vorgegebenen Tiefe ein. Ziehen Sie sich leicht zurück, um den intraokularen Druck zu verringern und eine Verstopfung der Nadelspitze durch das Gewebe zu verhindern.
    8. Injizieren Sie ein Gesamtvolumen von 1,5 μL AAV-Lösung (bei 2,4 x 1013 GC/ml), die als fünf aufeinanderfolgende Injektionen von jeweils 300 nL (mit einer Rate von 50 nl/s) verabreicht wird. Halte zwischen den Injektionen 5 Sekunden Pause, um die Diffusion zu ermöglichen und den Reflux zu minimieren. Nach der letzten Injektion warten Sie 30 Sekunden, bevor Sie die Nadel langsam zurückziehen. Wiederholen Sie dasselbe Verfahren im kontralateralen Auge mit identischen Parametern, wobei Sie darauf achten, Trauma und Reflux zu minimieren.
    9. Verabreichen Sie Ketoprofen (10 mg/kg, subkutan) unmittelbar nach der Operation.
    10. Lassen Sie die Mäuse sich mindestens 2 Wochen erholen, um eine ausreichende virale Expression sicherzustellen, bevor sie in die Verhaltenseinrichtung überführt werden.
  2. Radfahraktivität und CNO-Verwaltung (Abbildung 1A)
    1. Hausmäuse einzeln in Käfigen mit laufenden Rädern. Erfassen Sie die Radfahraktivität mit einem automatisierten Datenerfassungssystem.
    2. Die Mäuse wurden für 4–7 Tage in einen 12:12-Stunden-Hell-Dunkel-Zyklus eingebunden. Stabile Einzug bestätigen und dann die Tiere in konstante Dunkelheit (DD) überführen.
    3. Bestimmen Sie den Beginn der Aktivität mit einer Analysesoftware. Definieren Sie den Beginn der Aktivität als CT12 bei nachtaktiven Nagetieren. Berechnen Sie CT4 entsprechend.
    4. Am 8. Tag der DD erhalten Mäuse intraperitoneale Injektionen von CNO (1 mg/kg) oder Kochsalzlösung bei CT4 bei schwachem roten Licht.
    5. Bringen Sie die Tiere zurück in ihre Hauskäfige und halten Sie sie unter ständiger Dunkelheit. Erfassen Sie die Bewegungsaktivität kontinuierlich 8 Tage lang.
    6. Bestimmen Sie den Aktivitätsbeginn und führen Sie Regressionsanalysen vor und nach der Injektion durch. Berechnen Sie Phasenverschiebungen als Differenz zwischen prognostizierter und beobachteter Aktivitätsbeginn.
  3. SCN c-Fos Immunhistochemie nach chemogenetischer Aktivierung
    1. Trainierte Mäuse zu einem 12:12-Stunden-Licht-Dunkel-Zyklus und entließ sie in ständige Dunkelheit. Am zweiten Tag in DD verabreichen Sie CNO bei CT6. Perfusere Tiere 30 Minuten nach der Injektion.
      Hinweis: CT4 wurde in Verhaltensexperimenten eingesetzt, um die Möglichkeit zu minimieren, dass sich CNO-Effekte bis in die subjektive Nacht erstrecken, da CNO mehrere Stunden aktiv bleiben kann. Im Gegensatz dazu wurde CT6 für Immunfärbungsexperimente verwendet, um die akuten Auswirkungen von CNO auf die zirkadiane Uhr zu bewerten, wobei die Tiere 30 Minuten nach der Injektion perfundiert wurden.
    2. Seziere das Gehirn und fixiere es über Nacht mit 4 % Paraformaldehyd bei 4 °C. Kryoprotect in 30 % Saccharose, bis das Gewebe absinkt. Schnitt koronal bei 40 μm.
    3. Schnitte in Blocklösung inkubieren, gefolgt von einer primären Antikörperinkubation über Nacht bei 4 °C. Waschen und mit sekundären Antikörpern 1 Stunde inkubieren. Gegenfärbe mit DAPI und Montiersektionen.
    4. Nehmen Sie Bilder mit konsistenten Mikroskopeinstellungen auf. Verarbeiten Sie Bilder mit Analysesoftware. Identifizieren Sie AAV-infizierte Regionen durch mCherry-positive Zellen.

2. Spektrale Strategie

  1. Überführen Sie Wildtypmäuse in die Verhaltenseinrichtung und halten sie einzeln in Käfigen mit laufenden Rädern unter, wie oben beschrieben. Tiere unter ständiger Dunkelheit (DD) halten, um die frei laufende zirkadiane Aktivität zu überwachen.
  2. Am 8. Tag in DD, zur circadianen Zeit 6 (CT6), entferne den Käfig aus dem lichtdichten Schrank und setze die Maus einem 15-minütigen Lichtimpuls aus.
  3. Setzen Sie Mäuse entweder einem Blaulichtimpuls aus (λmax = 470 nm; 1,8 × 1014–2,2 × 1014 Photonen/cm2/s) oder einem violetten Lichtimpuls (λmax = 385 nm; 1,45 × 1014–3,3 × 1014 Photonen/cm2/s), wobei die Intensität in der Mitte und allen vier Ecken des Käfigs auf Augenhöhe des Tieres gemessen wird.
  4. Für beide Wellenlängenbedingungen halten Sie Mäuse in ihren Heimkäfigen mit entferntem Käfig. Positioniere Käfige direkt unter einer festen Lichtquelle, sodass das Zentrum des Lichtstrahls mit dem Käfigzentrum ausgerichtet ist, um eine gleichmäßige Beleuchtung zu gewährleisten.
  5. Bringen Sie die Käfige nach Lichteinwirkung bei ständiger Dunkelheit sofort wieder an ihre ursprüngliche Position. Führen Sie die Aufzeichnung der Radbewegung ununterbrochen zur Analyse der Phasenverschiebung fort.

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Ergebnisse

Opn4Cre/+ -Mäuse, die AAV-DREADD ausdrückten und bei CT4 Kochsalzlösung erhielten, zeigten keine signifikante Phasenverschiebung in der Radbewegung (n = 5; Abbildung 1B). Im Gegensatz dazu führte die Verabreichung des CNO bei CT4 zu einer signifikanten Phasenverzögerung beim Aktivitätsbeginn (Mittelwert ± SEM: 5,03 ± 0,48 H; n = 5; Abbildung 1C, D), was zeigt, dass die DREADD-Aktivierung in dieser zir...

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Diskussion

Die Ergebnisse zeigen, dass die Aktivierung von ipRGCs während des subjektiven Tages zirkadiane Phasenverschiebungen bei Mäusen auslösen kann, eine Zeit, die typischerweise durch eine verminderte Empfindlichkeit gegenüber photischer Stimulation gekennzeichnet ist. Ein chemogenetischer Ansatz ermöglichte eine selektive Aktivierung von ipRGCs unabhängig von externem Licht und erzeugte robuste Phasenverzögerungen im Radlaufverhalten. Diese Aktivierung induzierte auch eine akute c-Fos-Expres...

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Offenlegungen

Die Autoren erklären keine konkurrierenden Interessen.

Danksagungen

Die Autoren danken den Mitgliedern des SLCR am NIMH und dem Johns Hopkins Biology Mouse Tri-Lab für hilfreiche Diskussionen. Finanzierungsquellen: National Institute of Mental Health Grant  ZIAMH002964 (S.H.)

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
AAV2-hSyn-DIO-hM3D(Gq)-mCherryAddgene44361Cre-abhängiger viraler Vektor, der den exzitatorischen DREADD (hM3Dq) codiert, der mit mCherry für die selektive ipRGC-Aktivierung verschmolzen ist
Anti-c-Fos-Antikörper (kaninchenmonoklonal)Cell Signaling Technology2250SPrimärantikörper zur Detektion von c-Fos als Marker für neuronale Aktivierung
Anti-tdTomato-Antikörper (Ziege)LSBioLS-C340696Primärantikörper zur Detektion der mCherry/tdTomato-Reporterexpression
Blue LED driverThorlabsLEDD1BStromversorgung zur Kontrolle der Intensität und Ausgabe des blauen LED
Blue LED light sourceThorlabsM470L5LED-Quelle, die blaues Licht (λmax ≈ 470 nm) für photische Stimulation emittiert
ClockLab softwareActimetricsVersion 6.0.53Software für die Erfassung und Analyse zirkadianer Lokomotoraktivitätsdaten
Clozapine-N-oxid (CNO)Sigma-AldrichC0832-5MGLigand zur Aktivierung von hM3Dq DREADD-Rezeptoren in vivo
DAPIInvitrogen62248Fluoreszierende nukleäre Färbung zur Markierung von Zellkernen
Donkey anti-goat Alexa Fluor 555InvitrogenA21432Fluoreszierende Sekundärantikörper zur Detektion von Ziegen-Primärantikörpern
Donkey anti-rabbit Alexa Fluor 488InvitrogenA21206Fluoreszierende Sekundärantikörper zur Detektion von Kaninchen-Primärantikörpern
Fluoromount-GInvitrogen00-4958-02Einbettmedium zur Erhaltung der Fluoreszenz in Gewebeschnitten
ImageJ (Fiji) softwareNIHVersion 2.16.0/1.54gOpen-Source-Software zur Bildverarbeitung und quantitativen Analyse
Opn4cre MäuseThe Jackson LaboratryRRID:IMSR_JAX:035925Mäuse, die für chemogenetische Aktivierung verwendet werden
Violet LED driverMightexSLA-1000-2Stromversorgung zur Steuerung der violetten LED-Ausgabe
Violet LED light sourceMightexBLS-LCS-0385-04-22LED-Quelle, die violettes Licht (λmax ≈ 385 nm) für wellenlängenspezifische Stimulation emittiert
Wild-Typ-MäuseThe Jackson LaboratryJackson strain #101043Mäuse, die für das violette Licht-Experiment verwendet werden

Referenzen

  1. Hattar S, Liao HW, Takao M, Berson DM, Yau KW. Melanopsin-containing retinal ganglion cells: architecture, projections, and intrinsic photosensitivity. Science. 2002;295(5557):1065–70.
  2. Jones JR, Simon T, Lones L, Herzog ED. SCN VIP neurons are essential for normal light-mediated resetting of the circadian system. J Neurosci. 2018;38(37):7986–95.
  3. Coursey PJ. Daily light sensitivity rhythm in a rodent. Science. 1960;131:33–35.
  4. Kornhauser JM, Ginty DD, Greenberg ME, Mayo KE, Takahashi JS. Light entrainment and activation of signal transduction pathways in the SCN. Prog Brain Res. 1996;111:133–46.
  5. Ding JM, Weber ET, Faiman LE, Rea MA, Gillette MU. Resetting the biological clock: mediation of nocturnal circadian shifts by glutamate and NO. Science. 1994;266(5191):1713.
  6. Mintz EM, Gillespie CF, Price KM, Albers HE. Activation of NMDA receptors in the suprachiasmatic nucleus produces light-like phase shifts of the circadian clock in vivo. J Neurosci. 1999;19(12):5124–30.
  7. Shirakawa T, Moore RY. Glutamate shifts the phase of the circadian neuronal firing rhythm in the rat suprachiasmatic nucleus in vitro. Neurosci Lett. 1994;178(1):47–50.
  8. Shibata S, Watanabe A, Hamada T, Ono M, Watanabe S. N-methyl-D-aspartate induces phase shifts in circadian rhythm of neuronal activity of rat SCN in vitro. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 1994;267(2):R360–R364.
  9. Asai M, Yamaguchi S, Isejima H, Jonouchi M, Moriya T, et al. Visualization of mPer1 transcription in vitro: NMDA induces a rapid phase shift of mPer1 gene in cultured SCN. Curr Biol. 2001;11(19):1524–27.
  10. Sladek M, Sumova A. Modulation of NMDA-mediated clock resetting in the suprachiasmatic nuclei of mPer2 (Luc) mouse by endocannabinoids. Front Physiol. 2019;10:361.
  11. Shibata S, Moore RY. Neuropeptide Y and optic chiasm stimulation affect suprachiasmatic nucleus circadian function in vitro. Brain Res. 1993;615(1):95–100.
  12. Jones JR, Tackenberg MC, McMahon DG. Manipulating circadian clock neuron firing rate resets molecular circadian rhythms and behavior. Nat Neurosci. 2015;18(3):373–75.
  13. Kim S, McMahon DG. Light sets the brain’s daily clock by regional quickening and slowing of the molecular clockworks at dawn and dusk. Elife. 2021;10:e70137.
  14. de Vries MJ, Treep JA, de Pauw ES, Meijer JH. The effects of electrical stimulation of the optic nerves and anterior optic chiasm on the circadian activity rhythm of the Syrian hamster: involvement of excitatory amino acids. Brain Res. 1994;642(1-2):206–12.
  15. Rusak B, Groos G. Suprachiasmatic stimulation phase shifts rodent circadian rhythms. Science. 1982;215(4538):1407–09.
  16. Duy PQ, Komal R, Richardson ME, Hahm KS, Fernandez DC, et al. Light has diverse spatiotemporal molecular changes in the mouse suprachiasmatic nucleus. J Biol Rhythms. 2020;35(6):576–87.
  17. Liu A, Milner ES, Peng YR, Blume HA, Brown MC, et al. Encoding of environmental illumination by primate melanopsin neurons. Science. 2023;379(6630):376–81.
  18. Milner ES, Do MTH. A population representation of absolute light intensity in the mammalian retina. Cell. 2017;171(4):865–876.e16.
  19. Komal R, Beier C, Nath A, et al. ipRGC properties prevent light from shifting the SCN clock during daytime. Nature. 2026;650(8103):942–50. .
  20. Jewett ME, Rimmer DW, Duffy JF, Klerman EB, Kronauer RE, et al. Human circadian pacemaker is sensitive to light throughout subjective day without evidence of transients. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 1997;273(5):R1800–R1809.
  21. Revell VL, Molina TA, Eastman CI. Human phase response curve to intermittent blue light using a commercially available device. J Physiol. 2012;590(19):4859–68.

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