Eine Telemetrie-Methode mit temperaturkontrolliertem Mantel zur Überwachung der kardiorespiratorischen Adaptation während der körperlichen Betätigung bei Ratten

Zusammenfassung

Dieses nicht-invasive, mit einer Weste ausgestattete Telemetrieprotokoll ermöglicht die gleichzeitige Überwachung der kardiorespiratorischen und lokomotorischen Anpassung während der Bewegung bei Ratten. Durch den Verzicht auf chirurgische Implantation erlaubt dieser Ansatz wiederholte physiologische Messungen an denselben Tieren und stellt somit ein zuverlässiges Werkzeug für die Forschung und Lehre in der Trainingsphysiologie dar.

Zusammenfassung

Die Beurteilung der kardiorespiratorischen Anpassung während körperlicher Belastung ist nicht nur entscheidend für die Untersuchung physiologischer Anpassungen an körperliches Training, sondern auch unerlässlich für die präklinische Forschung, da Messungen im Ruhezustand zugrundeliegende physiologische Phänomene verschleiern können. Herkömmliche präklinische Methoden wie chirurgisch implantierte Telemetriesysteme oder hermetische Messkammern weisen jedoch erhebliche Einschränkungen auf. Um diese Nachteile zu überwinden, stellen wir eine operationsfreie Methode unter Verwendung eines bekleideten Telemetriesystems vor, die eine gleichzeitige Überwachung von Herzfrequenz (HR), Atemfrequenz (RespR) und lokomotorischer Aktivität (AL) bei Ratten während erzwungenen Laufbandtrainings ermöglicht. Das Protokoll umfasst einen zweiphasigen Akklimatisierungsprozess, der sowohl eine angemessene Laufleistung der Tiere als auch die Integrität der Daten sicherstellt: Zunächst die Gewöhnung an das Tragen der Telemetriejacke, die Sensoren für die respiratorische induktive Plethysmographie und Oberflächen-EKG-Elektroden integriert; anschließend eine zweiwöchige (fünf Tage pro Woche) Gewöhnung an das Laufbandtraining. Wir erläutern detailliert die Geräteverfahren und wesentlichen Qualitätskontrollschritte, einschließlich der Echtzeit-Signalüberprüfung, um den Stress für die Tiere zu minimieren und verlässliche, rauscharme physiologische Daten zu gewährleisten. Außerdem stellen wir repräsentative Beispiele für Signale bereit, um Nutzern zu helfen, eine hohe Datenqualität zu erreichen – insbesondere während Belastungsprotokollen, aber auch in anderen experimentellen Kontexten. Bei korrekter Anwendung ermöglicht dieses Protokoll eine zuverlässige Überwachung bei Geschwindigkeiten bis zu 40 cm·s⁻¹ und erlaubt so die Quantifizierung von Veränderungen in HR, RespR und AL im Vergleich zum Ausgangswert. Dadurch, dass chirurgische Eingriffe nicht mehr erforderlich sind, hält sich dieses Protokoll stark an die ethischen Grundsätze der 3R-Prinzipien (Reduzieren, Verfeinern, Ersetzen). Obwohl sich die vorgestellten Techniken auf die Belastung konzentrieren, ergeben sich potenzielle Anwendungen in zahlreichen weiteren Bereichen, darunter die umfassende kardiorespiratorische Charakterisierung, das Training im Umgang mit Versuchstieren, das Monitoring des Tierwohls sowie die Physiologie, Pharmakologie oder Lehre.

Einleitung

Die Entwicklung von Modellen, die wertvolle Einblicke in das dynamische Gebiet der Trainingsphysiologie ermöglichen, ist in vielen Bereichen von großer Bedeutung, beispielsweise im Bereich Training und Leistung oder bei der Prävention von Erkrankungen und der Rehabilitation. Zu den physiologischen Effekten, die mit körperlicher Aktivität assoziiert sind, zählt das Verständnis der Anpassungen der Herz- und Atemfunktionen, das im sportlichen (Training/Leistung) sowie im klinischen Kontext (Prävention/Rehabilitation) entscheidend ist, um gezielte und individuell angepasste Trainings- bzw. Rehabilitationsprogramme zu entwickeln. Daher ist es unerlässlich, die Mechanismen der kardiorespiratorischen Anpassungen an körperliche Belastung weiter aufzuklären. Zu diesem Zweck werden tierexperimentelle Modelle, darunter Nagetiere, in der präklinischen Forschung zunehmend genutzt, um die Wirkung von körperlicher Aktivität auf Herz- und Atemfunktionen zu untersuchen. Diese Modelle ermöglichen nicht nur die Beurteilung kardiorespiratorischer Anpassungen an körperliche Belastung¹, sondern sind auch unverzichtbar, um potenziell im Ruhezustand verborgene pathophysiologische Phänomene zu erforschen^2,3. Dennoch stellt die Erfassung relevanter physiologischer Daten während körperlicher Aktivität eine erhebliche technologische Herausforderung dar. Damit die erhobenen Daten physiologisch aussagekräftig sind, muss der Erfassungsprozess so wenig invasiv wie möglich sein. Im Idealfall sollte die Überwachung erfolgen, ohne die Aktivitäten des Patienten oder Tieres zu beeinträchtigen, und die Messungen dürfen nicht durch Bewegungsartefakte verfälscht werden. Derzeit erfüllt kein einziges Messgerät in der präklinischen Forschung alle diese wesentlichen Anforderungen vollständig.

Darüber hinaus sollte ein ideales Gerät den ethischen Grundsätzen der 3R (Reduzieren, Verfeinern, Ersetzen) entsprechen, die die präklinische Tierversuchsforschung leiten⁴. Diese Grundsätze sowie der gegenwärtige sozioökonomische Kontext der Tiernutzung in Forschung und Lehre unterstreichen die Notwendigkeit, Werkzeuge und Untersuchungsmodelle zu entwickeln, die eine effizientere und verantwortungsvollere Nutzung von Tieren ermöglichen. Zu diesem Zweck erscheint die Entwicklung und Anwendung tragbarer Geräte und Sensoren als vorrangig.

Heutzutage können die derzeit verfügbaren Hauptmethoden zur direkten Beurteilung der Herz- und Atemfunktion bei Nagetieren aufgrund praktischer Einschränkungen nicht effektiv in Trainingsprotokollen eingesetzt werden. Beispielsweise gelten ungehinderte Ganzkörper-Plethysmographiekammern als genaue und nicht-invasive Methode für longitudinale, wiederholte Messungen der Atemfunktion bei wachen Tieren⁵. Obwohl sie unter Ruhebedingungen zuverlässige Messungen liefern, erzeugt aktive Fortbewegung Druckartefakte und Signalrauschen, die die Interpretation der Atemdaten während körperlicher Betätigung beeinträchtigen können. Ebenso ist die implantierte Radiotelemetrie als Goldstandard zur Untersuchung der Herzfunktion bei frei beweglichen Nagetieren etabliert⁶ und kann zur Überwachung von EKG- und hämodynamischen Parametern verwendet werden^2,7. Allerdings bringt sie wichtige Einschränkungen mit sich, insbesondere im Zusammenhang mit der chirurgischen Implantation von Sensoren und Sendern. Insbesondere postoperative Schmerzen und Beeinträchtigungen aufgrund der Operationswunde oder des implantierten Geräts selbst müssen durch geeignete Pflegeprotokolle berücksichtigt werden^6,8,9. In jüngerer Zeit konzentrieren sich zunehmend Studien auf nicht-invasive Methoden. So wurden beispielsweise Untersuchungen mit tragbaren, extern verwendeten EKG-Radiotelemetrie-Geräten bei Meerschweinchen¹⁰, berührungslosen, auf dem Dopplerprinzip basierenden Geräten zur Erfassung der Atemaktivität¹¹ oder tragbaren Biosensoren¹² durchgeführt. Diese Überwachungstechniken beschränken sich bisher jedoch auf das Stadium des Machbarkeitsnachweises und müssen weiterentwickelt werden, bevor sie im größeren Maßstab eingesetzt werden können. Die jackenbasierte Telemetrie, die üblicherweise als nicht-invasive Lösung zur kardiopulmonalen Beurteilung bei großen Tieren wie Hunden oder Primaten verwendet wird^13,14, wurde kürzlich an Laborratten^15,16,17 und juvenile Minischweine angepasst¹⁸. Das in Abbildung 1A–F dargestellte System besteht aus einem nicht-invasiven, gering belastenden Radiogerät, das in einer vom Tier getragenen Jacke befestigt ist. Es ermöglicht die kombinierte Überwachung der Herzaktivität mittels Oberflächen-EKG, der Atemfunktion mittels Ateminduktiver Plethysmographie (RIP) und der motorischen Aktivität mittels Beschleunigungsmessung (Accelerometrie). Frühere Studien haben die Fähigkeit dieses Systems nachgewiesen, kardiopulmonale Variablen im Vergleich zu invasiven Methoden effektiv zu überwachen^15,16. Kürzlich wurde zudem über den Einsatz als ergänzende, nicht-chirurgische Überwachungsmethode in verschiedenen Kontexten berichtet, darunter pharmakologische Untersuchungen unter sozialisierten Bedingungen^17,19 oder Kardiopathiemodelle²⁰.

Abbildung 1: Aufbau der Hauptkomponenten des beschichteten Telematiksystems. (A) Instrumentierte Jacke auf ihrem Anpassrohr platziert, (B) Ag/AgCl-Pflaster zur EKG-Überwachung, (C) Funk-Sender zur Datensammlung und -übertragung, (D) Tier mit der Jacke und dem Sender, (E) Erfassungssystem zur Datenspeicherung und Ausführung der Telemetrie-Software, (F) über ein Ethernet-Kabel verbundener Computer, der die Telemetrie-Software über eine webbasierte Benutzeroberfläche (UI) anzeigt. Bitte klicken Sie hier, um eine vergrößerte Version dieser Abbildung anzusehen.

Basierend auf einer früheren Evaluationsstudie²¹ und einem Habituationprotokoll²² stellt das hier vorgeschlagene Protokoll eine verfeinerte, nicht-invasive Methodik unter Verwendung eines jackenartigen Telemetriesystems vor, das die gleichzeitige Überwachung von Herzfrequenz, Atemfrequenz und motorischer Aktivität bei Ratten während eines progressiven Trainings ermöglicht.

Protokoll

Alle Experimente wurden in Übereinstimmung mit den europäischen (L276-33 2010/63/EU) und französischen (AGRG1231951D) Vorschriften zum Schutz und zur Verwendung von Labor­tieren durchgeführt. Die in-vivo-Verfahren dieser Studie wurden von dem Ethik­ausschuss #012 (Universität Grenoble Alpes) genehmigt, der vom französischen Ministerium für Hochschulbildung und Forschung unter den Referenzen APAFIS#31347-2021042914221915 v2 und APAFIS #52237-2024112821304952 v5 akkreditiert ist.

Abbildung 2: Übersicht über das experimentelle Protokoll. (A) Globales experimentelles Protokoll, einschließlich der Gewöhnungs- und Trainingsphasen. Der Zeitplan ist beispielhaft und sollte anhand von Echtzeitaufzeichnungen und der effektiven Gewöhnung während des Experiments angepasst werden. Insbesondere können Tiere während der „Akklimation im Tierhaltungsraum“ an die Handhabung gewöhnt werden. (B) Typisches Trainingsprotokoll, bestehend aus einer 60-minütigen Stabilisierungsphase nach Anlegen der Ausrüstung, einer Basislinienaufzeichnung nach 3-minütiger Ruhe auf dem Laufband, einer Aufwärmphase, einem stufenweisen Belastungsanstieg und einer Erholungsphase. Die für die Datenanalyse relevanten Zeiträume sind durch hellrote Quadrate gekennzeichnet. Die angegebenen Geschwindigkeitsstufen sind Vorschläge und sollten an das spezifische Tiermodell und die experimentellen Zielsetzungen angepasst werden. Bitte klicken Sie hier, um eine vergrößerte Version dieser Abbildung anzusehen.

1. Tiermodell

1. Verwenden Sie Ratten von zugelassenen Lieferanten, die eine Woche lang unter Haltungsbedingungen (1 bar; 24 °C; 40–70 % Luftfeuchtigkeit; 12-h-Licht/Dunkel-Wechsel) in konventionellen Käfigen paarweise akklimatisiert wurden, mit freiem Zugang zu Futter und Wasser sowie Bereitstellung von Anreicherungsmaterialien (Nistmaterial, Beißobjekte, Pappröhren).
2. Kennzeichnen Sie die Tiere individuell (mit Tinte am Schwanz).

2. Geräteverfahren

1. Enthaarung: Dauer 1–2 min pro Tier
   1. Schneiden Sie das Fell des Tieres einmal pro Woche, um eine erfolgreiche EKG-Aufzeichnung zu gewährleisten.
   2. Um den Stress und die Anästhesie am Tag des Experiments zu minimieren, sollte dieser Vorgang am Tag davor durchgeführt werden; er kann jedoch auch am selben Tag erfolgen.
   3. Methode A (optionale Anästhesie): Verabreichen Sie eine gasförmige Anästhesiemischung (1,5–5 % Isofluran, 20 % Sauerstoff und Luft) und positionieren Sie die Ratte in ventraler Rückenlage (auf dem Bauch liegend).
   4. Die Dauer der Anästhesie sollte minimal gehalten werden, typischerweise 2–5 min, ausreichend nur zum Scheren des Fells.
   5. Sorgfältig die Haare an der dorsalen und lateralen Brust abschneiden (Abbildung 3A), mit einem Schermesser, und markieren Sie den Schwanz mit Tinte.
      HINWEIS: Eine vollständige Erholung und die Wiederaufnahme der Bewegungsfähigkeit treten typischerweise innerhalb von 5–10 Minuten nach Beendigung der Anästhesie ein.
   6. Stellen Sie sicher, dass das Tier diesen Zustand erreicht hat, bevor es in seinen Heimkäfig zurückgebracht wird.
   7. Methode B (keine Anästhesie): Alternativ den Ratten manuell fixieren, und zwar nur für die minimale Zeitdauer, die zum Abschneiden des Fells erforderlich ist, typischerweise weniger als 2 min.
   8. Halten Sie das Tier fest, aber schonend, und vermeiden Sie übermäßigen Druck auf den Thorax.
   9. Sorgfältig die Haare an der dorsalen und lateralen Brust abschneiden (Abbildung 3A), mit einem Schermesser, und markieren Sie den Schwanz mit Tinte.
      HINWEIS: Wenn das Tier Anzeichen starker Belastung zeigt, ist es unverzüglich freizulassen und eine Erholungsphase einzulegen, bevor der Eingriff erneut versucht wird. Bei Anwendung dieser Methode wird empfohlen, eine zweite Person hinzuzuziehen.
   10. Reinigen Sie den abgeschnittenen Bereich mit Wasser, um Sebum zu entfernen, das von der Ratte produziert wurde’s Haut und stellen Sie sicher, dass die Stelle gründlich trocken ist. Trocknen Sie die Stelle mit Mull.
2.  Tierversuchsausrüstung: 3–5 min pro Tier
   HINWEIS: Die folgenden Schritte beschreiben den Vorgang zum Anlegen der Weste, Sensoren und des telemetrischen Geräts am Tier, wodurch der Bedarf an physischer Fixierung minimiert wird.
   1. Wählen Sie die geeignete Jackengröße anhand des Gewichts, des Geschlechts und der spezifischen Stammes des Tieres entsprechend den Auswahltabellen und Größenangaben des Herstellers aus.²³.
   2. Platzieren Sie die instrumentierte Jacke vorsichtig auf dem Jackenanpassungswerkzeug (achten Sie darauf, die Sensoren und Kabel nicht zu beschädigen).
   3. Platzieren Sie den Rucksack über die Kerbe an der Oberseite des Montagewerkzeugs.Abbildung 4A). Stellen Sie das Anpasswerkzeug auf seinen rechteckigen Unterbau (Abbildung 4B) und das Tier vor die breiteste Öffnung (Trichtereingangsseite) stellen (Abbildung 4C).
   4. Falls die Ratte nicht durch das Einsetzwerkzeug gehen möchte, motivieren Sie das Tier, indem Sie einen Anreiztunnel oder ihren Wohnkäfig vor den Ausgang stellen.
   5. Sobald der Kopf des Tieres auf der anderen Seite austritt und die Vorderpfoten sichtbar werden: halten Sie die Ratte und das passende Werkzeug mit einer Hand fest; führen Sie mit der anderen Hand die Pfoten durch die jeweiligen Öffnungen auf der Vorderseite der Jacke, um diese korrekt zu positionieren und am Tier zu befestigen (Abbildung 4D).
   6. Schieben Sie die Hülle vorsichtig am Tier entlang nach unten, während Sie das Montagewerkzeug nach und nach entfernen, und lassen Sie das Tier vollständig durch das Werkzeug in Richtung Ausgang hindurchschlüpfen.
   7. Stellen Sie sicher, dass die Jacke korrekt positioniert ist, ohne Hautfalten, und überprüfen Sie, ob die Größe gemäß den Empfehlungen zur Überprüfung der Jackenpassform angemessen ist.
   8. Falls erforderlich, die Jacke durch eine passende Größe ersetzen. Tiere, die trotz Größenanpassung nicht sicher oder bequem angepasst werden können, sollten von der Studie ausgeschlossen werden.
   9. Wenn das Tier die gewünschte Ebene des Anpassungswerkzeugs erreicht hat, entfernen Sie das Motivationselement aus seinem Sichtfeld, sofern eines verwendet wurde.
      HINWEIS: Dadurch wird verhindert, dass die Ratte weiterhin durch das Gerät hindurchläuft.
   10. Nachdem die Ratte auf der Laborbank platziert wurde, den Rucksack abhängen (Abbildung 4E) und entfalten Sie die Jacke (Abbildung 4F).
   11. Führen Sie die EKG-Ag/AgCl-Elektrode mit dem roten (positiven) Aufkleber durch die linke Öffnung der Jacke, die mit einem roten Kreuz markiert ist (Abbildung 4G) und führen Sie die schwarze (negative) Elektrode in die rechte Öffnung ein.
   12. Platzieren Sie die Elektroden in Ableitung II, indem Sie die schwarze (negative) Elektrode hinter dem rechten Vorderglied und die rote (positive) Elektrode an der linken seitlichen Brustwand im enthaarten Bereich unterhalb des RIP-Brustbands anbringen.Abbildung 3B, C).
   13. Tragen Sie 0,1 bis 0,3 mL EKG-Gel mit der Spritze und dem Katheter punktgenau auf den schwarzen Punkt jedes Elektrodenpads auf. Drücken Sie vorsichtig, damit die Elektroden vollständig auf der Haut des Tieres haften.Abbildung 4H).
   14. Schließen Sie die verwendeten Sensoren (Plethysmographie-/EKG-Elektroden) an den Sender an und platzieren Sie den Telemetriesender und den Batteriepack im Rucksack auf dem Rücken des Tieres (Abbildung 4I–J).
   15. Klappen Sie die Rückseite der Jacke nach unten, um die Elektronik/Kabel zu schützen, Reibung zu verringern und sie geschützt zu halten. Klappen Sie den Rucksack zur Rückseite der Ratte hin (über die gefaltete Jacke) und befestigen Sie ihn am distalen/posterioren Teil der Jacke mit dem HakenAbbildung 4K).
       HINWEIS: Das Gel wird nach dem Einsetzen der Elektroden aufgetragen, um ein Verrutschen der Elektroden während der Platzierung durch die Öffnungen der Jacke zu verhindern. Eine vorherige Auftragung des Gels ist nicht ratsam, da sie die Reibung verringert und die präzise Positionierung der Elektroden erheblich erschwert.
3. Initiierung der Signalakquisition und Überprüfung der Signalqualität
   1. Stellen Sie das Telemetriesystem im selben Raum wie die Aufzeichnungseinheit auf (in einem Abstand von bis zu 10 Metern) und im direkten Sichtfeld, idealerweise oberhalb des Tieres oder in derselben Ebene positioniert.
   2. Starten Sie das System und öffnen Sie die Telemetrieprogrammsoftware.
   3. Starten Sie die Datenaufnahme gemäß der Herstelleranleitung.²⁴. Überprüfen Sie die Qualität des EKG- und Atemsignales und nehmen Sie gegebenenfalls erforderliche Anpassungen vor (siehe Abbildung 5).

Abbildung 3: Ansichten einer anästhetisierten Ratte. (A) Dorsale und laterale Brustbereiche, die anzeigen, wo das Fell entfernt werden sollte (Schritt 2.1): 1) die gestrichelte Linie zeigt die minimale obere Grenze an, und 2) Doppelpfeile zeigen die minimale Länge des rasierten Bereichs an. (B) Empfohlene Platzierung der Ableitungen nach Einthoven II mit der schwarzen (negativen) Elektrode hinter dem rechten Vorderglied und der roten (positiven) Elektrode an der linken seitlichen Brustwand innerhalb des rasierten Bereichs, unterhalb des Brustbands am RIP. (C) Platzierung der Ableitungen nach Einthoven I, wobei die Elektroden horizontal über die Brust positioniert sind, die rote (positive) hinter dem linken Vorderglied und die schwarze (negative) hinter dem rechten Vorderglied. Die Konfiguration nach Einthoven II liefert typischerweise die höchste QRS-Amplitude und die klarste Auflösung der P-Welle bei Ratten. Bitte klicken Sie hier, um eine vergrößerte Version dieser Abbildung anzusehen.

Abbildung 4: Schritt-für-Schritt-Anleitung zum Anlegen der Weste, Elektroden und elektronischen Vorrichtung am Ratte (Abschnitt 2). (A–B) Legen Sie die Weste auf das Anpassrohr. (C–D) Führen Sie das Tier durch das Anpassrohr und in die Weste hinein. (E–F) Öffnen Sie den Rucksack und entfalten Sie die Weste. (G) Führen Sie die EKG-Elektrode mit dem roten (positiven) Aufkleber durch die linke Öffnung der Weste, die mit einem roten Kreuz markiert ist, und geben Sie 0,1 bis 0,3 mL leitfähiges Gel hinzu. (H) Massieren Sie vorsichtig, damit die Elektroden vollständig auf der Haut des Tieres haften. (I–J) Schließen Sie die verwendeten Sensoren (Plethysmographie-/EKG-Elektroden) an den Sender an und setzen Sie diesen in die Tasche ein. (K) Sichern Sie den Rucksack mithilfe des roten Hakens. Bitte klicken Sie hier, um eine vergrößerte Version dieser Abbildung anzusehen.

3. Entfernung und Lagerung der Ausrüstung​dauer - Zeitbedarf 1 min pro Tier

1. Stellen Sie die Ratte auf die Laborbank oder halten Sie sie in der Hand. Lösen Sie den Haken vom Rucksack. Klappen Sie die Rückseite der Jacke auf, um Zugang zu den Kerben und Elektroden zu erhalten. Entfernen Sie diese vorsichtig.
2. Entnehmen Sie die Sender-Batterie-Einheit aus dem Rucksack. Trennen Sie die Kabel von dieser Einheit.
3. Entfernen Sie die Vorderpfoten aus den Öffnungen. Lassen Sie die Ratte vorwärts laufen, während Sie die Jacke mit dem Rucksack festhalten.
4. Setzen Sie nach Beendigung die Kunststoffabdeckungen auf die Elektroden auf, um das Austrocknen des Gels zu verhindern. Überprüfen Sie die Kabelsensoren; ersetzen Sie die Jacken, falls sie beschädigt oder abgenutzt sind. Lassen Sie die Jacke vor der Aufbewahrung in der individuellen Hülle trocknen.
5. Reinigen Sie die Hardware mit alkoholfreiem Desinfektionsmittel und einem Tuch; stellen Sie sicher, dass alle Teile trocken sind. Trennen Sie den Sender von der Batterie, um eine Entladung zu verhindern.
   HINWEIS: Die Jacke kann beim selben Tier wiederverwendet werden, sofern die Größe dem Gewicht des Tieres entspricht und die Sensoren nicht beschädigt sind (siehe entsprechenden Abschnitt in der Diskussion für weitere Informationen).

4. Akklimation an das Tragen der Telemetrieweste

HINWEIS: Die Sitzungen wurden gemäß dem folgenden Verfahren organisiert.

1. Rüsten Sie das Tier gemäß den in den "Tierische Ausrüstung" Abschnitt.
2. Stellen Sie sicher, dass die Jacke fest, aber bequem sitzt. Beginnen Sie die Aufnahme und bringen Sie das Tier in seinen Heimkäfig zurück.
3. Am ersten Gewöhnungstag beschränken Sie die Zeit, in der das Tier die Ausrüstung trägt, auf einige Stunden. Führen Sie häufige klinische Kontrollen durch, um das Tier zu überwachen.’s-Zustand. Erhöhen Sie allmählich die tägliche Tragedauer der Ausrüstung durch das Tier.
4. Verringern Sie die Beobachtungshäufigkeit schrittweise, wenn keine Anzeichen von Unbehagen beobachtet werden. Setzen Sie diese Steigerung fort, bis die Habituationzeit der geplanten Aufzeichnungsdauer der Studie entspricht.
5. Beenden Sie die Aufnahme und nehmen Sie dem Tier die Ausrüstung gemäß dem empfohlenen Verfahren ab. Überprüfen Sie die Qualität der aufgezeichneten Daten und bewerten Sie das Tier.’s Erholung und allgemeines Wohlbefinden, bevor es in den Aufzuchtraum zurückgebracht wird.
   HINWEIS: Die zuvor beschriebenen Schritte stellen einen standardisierten Rahmen dar, der an die spezifischen Anforderungen der Studie angepasst werden sollte.

5.  Gewöhnung an Laufbandtraining

1. Bereiten Sie das Tier gemäß dem zuvor beschriebenen Abschnitt „Tierausstattung“ vor. Beginnen Sie die Aufzeichnung.
2. Bringen Sie das Tier für eine Stabilisierungsphase von 60 Minuten nach der Ausrüstung in seinen Käfig zurück, um eine vollständige physiologische Stabilisierung nach dem Anlegen der Weste gemäß zuvor etablierter Empfehlungen sicherzustellen^17,18,19.
3. Setzen Sie das Tier auf das stehende Laufband und warten Sie 3 Minuten. Beginnen Sie mit einer ersten langsamen Geschwindigkeitsstufe von 5 oder 10 cm·s^-1 für 1,5 Minuten.
4. Erhöhen Sie die Laufgeschwindigkeit stufenweise um jeweils 5 cm·s^-1 alle 2 Minuten und motivieren Sie das Tier in den frühen Phasen mithilfe elektrischer Schocks des Laufbands mit einer typischen Intensität von 0,2 mA zum Laufen.
5. Bringen Sie das Tier am Ende der Belastung in seinen Käfig zurück. Warten Sie 30 Minuten, bevor Sie die Ausrüstung entfernen.
6. Wiederholen Sie dieses Gewöhnungsprotokoll auf dem Laufband über einen Zeitraum von 2 Wochen, 5 Tage pro Woche, wobei sich die Laufgeschwindigkeit und die Belastungsdauer allmählich erhöhen.
   HINWEIS: Die Gesamtdauer dieses Prozesses sollte von 5 Minuten (am ersten Gewöhnungstag) bis hin zu 25 Minuten (am letzten Gewöhnungstag) progressiv ansteigen.
7. Überwachen Sie die erreichte Laufgeschwindigkeit sowie die Anzahl der Schocks, um Intensität und Dauer der Belastung während der zweiwöchigen Gewöhnungsphase anzupassen.
8. Als humanes Endpunkt beenden Sie die Sitzung, wenn das Tier 10 Schocks oder eine kumulative Schockdauer von 10 s erreicht hat. Bringen Sie das Tier in seinen Käfig zurück und überwachen Sie sein Verhalten visuell.
   HINWEIS: Eine repräsentative Abbildung einer Ratte, die das mit der Weste ausgestattete Telemetriesystem tragend auf dem Laufband läuft, ist in Abbildung 6 dargestellt.

Abbildung 5: Typische EKG- und Atemspuren während der Signalqualitätsüberprüfung (Schritt 2.3). EKGs wurden mit 500 Hz/24-Bit und Atemvolumina mit 200 Hz/32-Bit aufgezeichnet. (A) Das Diagramm zeigt ein EKG hoher Qualität (deutlich erkennbare P-, QRS- und T-Wellen, geringes Rauschen, 3-s-Fenster mit Amplitude > 0,5 mV). (B) Das Diagramm zeigt ein Atemsignal hoher Qualität (deutlich erkennbare Atemzyklen in Ruhe, 20-s-Fenster, mit Amplitude > 0,5 bel. E.). (C) Das Diagramm zeigt ein EKG geringer Qualität (starke Störungen wie 50/60-Hz-Rauschen mit Amplitude > 0,5 mV, Basislinienwanderung oder kleine/flache QRS-Komplexe, 1,5-s-Fenster). (D) Das Diagramm zeigt ein Atemsignal geringer Qualität (starke Basislinienwanderung mit Amplitude > 5 bel. E., erschwert die Identifikation, 12-s-Fenster). Das Atemsignal spiegelt relative Änderungen des Thorax- und Bauchumfangs wider, gemessen mittels respiratorischer induktiver Plethysmographie (RIP); es wird in willkürlichen Einheiten (bel. E.) angegeben, da in diesem Protokoll keine Volumenkalibrierung durchgeführt wurde. Bitte klicken Sie hier, um eine vergrößerte Version dieser Abbildung anzusehen.

6. Physiologische Überwachung während des dreieckigen Protokolls

1. Bereiten Sie das Tier gemäß dem zuvor beschriebenen Abschnitt „Tierpräparation“ vor. Starten Sie die Aufzeichnung und warten Sie auf die Stabilisierung nach der Präparation im Heimkäfig (empfohlen: 60 min), gefolgt von einer 3-minütigen Ruhephase auf dem Laufband vor den Basislinienmessungen (BL) (Abbildung 2B).
2. Lassen Sie das Tier eine Eingewöhnungsphase bei geringer Geschwindigkeit durchlaufen (5 min bei 5 cm·s^-1), bevor der Belastungstest beginnt.
3. Setzen Sie das Tier nacheinander verschiedenen Geschwindigkeitsstufen aus, typischerweise 10, 20, 30 und 40 cm·s^-1, jeweils 5 min pro Stufe.
4. Nach der Belastung bringen Sie die Tiere zurück in ihre Käfige, wobei die Ausrüstung weiterhin angebracht bleibt, um eine kontinuierliche Überwachung der Herz- und Atemfunktionen während der Erholungsphase zu ermöglichen.
   HINWEIS: Ein typisches Belastungsprotokoll zur Bestimmung der maximalen Geschwindigkeit ist das dreiecksförmige Protokoll. Es besteht aus einer progressiven Steigerung der Geschwindigkeit (z. B. von 10 bis 40 cm·s^-1 maximal) alle 5 min, angepasst nach Qin et al.²⁵. Die Auswahl der Geschwindigkeitsstufen, einschließlich der Anzahl der Stufen und ihrer spezifischen Bereiche, muss an die Versuchsziele und die gewünschte physiologische Belastung angepasst werden.

7. Aufzeichnung physiologischer Variablen und Datenanalyse

1. Bestücken Sie das Tier mit dem ummantelten Telemetrie-Gerät und verwenden Sie Telemetrie-Software, um verschiedene Variablen zu überwachen, darunter unter anderem die Herzfrequenz (HR), angegeben in Schlägen pro Minute (bpm), die aus der EKG-Aufzeichnung berechnet wird, die Atemfrequenz (RespR) in Atemzügen pro Minute (brpm) oder das Aktivitätsniveau (AL) in mG.  
2. Beenden Sie die Aufzeichnung am Ende des Experiments nach der Erholungsphase.
   HINWEIS: mG entspricht   und ist definiert als  mit , den dynamischen Komponenten der Beschleunigung.
3. Befolgen Sie den zuvor validierten Ansatz²¹, bei dem gezeigt wurde, dass ein automatisierter Workflow zuverlässige physiologische Daten ohne manuelle Eingriffe liefert.
4. Stellen Sie sicher, dass im Telemetrie-Software die Ausschluss-Schwellenwerte für das RR-Intervall (85 ms bis 6 s) und die Dauer des Atemzyklus (0,15 bis 10 s) großzügig gesetzt sind, um einen vollständig automatisierten Datenbereinigungs-Workflow ohne manuelle Bearbeitung zu gewährleisten und somit vom Bediener abhängige Entscheidungen zu minimieren.
5. Überprüfen Sie die Signalqualität und passen Sie gegebenenfalls die Detektionsparameter in der Software an, um die Zykluserkennung für ein bestimmtes Tier zu optimieren, ohne einzelne Zyklen manuell zu bearbeiten.
6. Bilden Sie Mittelwerte der Variablen alle 10 s für jedes Tier und geben Sie die Ergebnisse als Mittelwert ± SEM an. Markieren Sie spezifische Zeitabschnitte von Interesse innerhalb der Telemetrie-Software.
7. Definieren Sie den Grundwert als die letzten 30 s der 3-minütigen Ruhephase nach dem Platzieren des Tieres auf dem Laufband, wenn das Aktivitätsniveau unter 10 mG fällt.
8. Bezeichnen Sie für den Belastungsprotokoll die letzten 30 s jedes erfolgreich abgeschlossenen Geschwindigkeitsniveaus. Schließen Sie Daten von allen nicht erfolgreich abgeschlossenen Niveaus und allen nachfolgenden Niveaus aus.
   HINWEIS: Das Ausschließen fehlgeschlagener Niveaus führt zu einer progressiven Verringerung der Stichprobengröße in den höheren Geschwindigkeitsstufen.

Ergebnisse

Die in der Sektion „repräsentative Ergebnisse“ beschriebenen Ergebnisse wurden an 20 erwachsenen Wistar-Ratten (männlich; 250–400 g) erzielt.

Abbildung 5 veranschaulicht den Unterschied zwischen typischen hoch- und niedrigqualitativen telemetrischen Signalen, die von einem ruhenden Tier aufgezeichnet wurden. Abbildung 5A und Abbildung 5B Beispiele für hoch– qualitativ hochwertige Daten. Das Elektrokardiogramm (EKG) in Abbildung 5A von hoher Qualität ist und gut aufgelöste P-, QRS- und T-Wellen/-Komplexe aufweist, wobei eine minimale Basislinienverschiebung oder Netzstörungen vorhanden sind. Ebenso das Atemsignal in Abbildung 5B weist die erwartete Qualität auf, mit klaren, gut aufgelösten Atemzyklen. Umgekehrt Abbildung 5C und Abbildung 5D zeigen Beispiele für Signale von geringer Qualität. Das EKG von geringer Qualität in Abbildung 5C ist gekennzeichnet durch hohe elektrische Störungen, wie wie auffällige Netzstörungen von 50/60 Hz oder erhebliche Basislinienwanderungen. Das Signal zeigt zudem abgeschwächte oder fehlende Komplexe (kleine oder flache QRS-Komplexe), was die genaue Trennung der Herzzyklen erschwert. Das qualitativ schlechte Atemsignal in Abbildung 5D leidet ebenfalls unter starken Basislinien-Drifts und gedämpften Zyklen, was die zuverlässige Identifizierung von Atemzyklen erheblich erschwert, selbst wenn sich das Tier in Ruhe befindet.

Abbildung 6: Aufnahme einer Wistar-Ratte während körperlicher Betätigung (Schritt 6). Die Ratte läuft auf einem Einzelspur-Laufband (Laufbandgeschwindigkeit = 20 cm·s^-1) und trägt die Telemetrieweste, Elektroden und die elektronische Vorrichtung. Bitte klicken Sie hier, um eine vergrößerte Version dieser Abbildung anzusehen.

Die in Abbildung 7A–C dargestellten Daten wurden an vier männlichen Wistar-Ratten gewonnen, die bei Ankunft zwischen 330 und 340 g wogen und 10 Wochen alt waren. Die Ratten trugen den Telemetriemantel an fünf aufeinanderfolgenden Tagen (Tag 1 bis Tag 5). Jede Sitzung bestand aus der Ausrüstung des Tieres, gefolgt von einer dreistündigen Aufzeichnung im Heimkäfig. Die Videoanalyse wurde manuell durchgeführt, um Verhaltensweisen zu identifizieren, die mit physiologischen Schwankungen assoziiert waren.

Die ersten beiden Gewöhnungssitzungen verursachten einen stärker ausgeprägten Stress, gekennzeichnet durch erhöhte Herzfrequenz (HF) (zwischen 400 und 500 Schläge pro Minute) und Atemfrequenz (AF) während der ersten Stunde nach dem Anlegen. Diese Phasen hoher physiologischer Aktivierung gingen einher mit intensiver erkundender Aktivität (Schnüffeln, häufiges Aufstellen auf den Hinterbeinen) und Pflegeverhalten, wie über die Kamera beobachtet. Umgekehrt sollte, sofern korrekt durchgeführt, das zuvor beschriebene Gewöhnungsprotokoll über 3–5 Tage diese anfängliche Reizung abschwächen.

Am dritten Tag der Gewöhnung kehrten HF und Atemfrequenz schneller zu ihren Ausgangswerten zurück und stabilisierten sich etwa 35 Minuten nach der Anpassung bei etwa 350 bpm bzw. 100 brpm.

Abbildung 7: Physiologische Stabilisierung über aufeinanderfolgende Gewöhnungstage (Schritt 4). Die Darstellungen zeigen (A) Herzfrequenz (HR; bpm), (B) Atemfrequenz (RespR; brpm) und (C) Aktivitätsniveau (AL; mG) während der einstündigen Stabilisierungsphase nach Anlegen der Telemetrieweste. Die Daten wurden über 5 aufeinanderfolgende Gewöhnungstage hinweg erhoben (n=4; Männchen, unabhängige Kohorte). Die Daten sind als Mittelwert ± SEM dargestellt, jeweils berechnet alle 5 Minuten. Fett gedruckte Linien markieren den ersten Gewöhnungstag (lila kreisförmige Markierungen) und den letzten Gewöhnungstag (grüne dreieckige Markierungen). Bitte klicken Sie hier, um eine vergrößerte Version dieser Abbildung anzusehen.

Die Ergebnisse wurden an zwei experimentellen Gruppen mit jeweils acht Ratten erhalten, die das Laufband-Eingewöhnungsverfahren erfolgreich abgeschlossen hatten. Diese Tiere wurden in zwei unabhängige Experimente einbezogen, die von verschiedenen Forschern durchgeführt wurden. In der ersten Gruppe (Gruppe 1; blaue Linien) konnten alle Tiere mit der Jacke bis zur Geschwindigkeit von 30 cm·s^-1 laufen, wobei 7 von 8 Tieren die höchste Geschwindigkeit von 40 cm·s^-1 erreichten, ohne die maximale Anzahl elektrischer Schocks zu erreichen. Umgekehrt mussten in der zweiten Gruppe (Gruppe 2; orangefarbene Linien) 7 von 8 Tieren bei 20 cm·s^-1 gestoppt werden, da sie das humane ethische Endpunkt-Kriterium von 10 elektrischen Schocks erreicht hatten.

Abbildung 8 zeigt individuelle Beispiele aus den beiden Gruppen. Der Trainingsprotokoll für Ratte 0 wurde vorzeitig abgebrochen. Ihre Erholungsphase begann, als das Laufband angehalten wurde, was geschah, bevor das Tier die Geschwindigkeitsstufe von 20 cm·s^-1 absolvieren konnte. Im Gegensatz dazu schloss Ratte 1 das Trainingsprotokoll erfolgreich ab und zeigte eine schrittweise physiologische Anpassung nach einem anfänglichen Anstieg zu Beginn des Laufbandtrainings. Diese Anpassung zeichnete sich durch einen progressiven Anstieg der HF (Abbildung 8A), Atemfrequenz (AF, Abbildung 8B) und der Aktivitätslevel (AL, Abbildung 8C) über die verschiedenen Geschwindigkeitsstufen hinweg aus, wobei die erhöhte physiologische Aktivität bis zum erfolgreichen Abschluss der 40 cm·s^-1-Stufe aufrechterhalten blieb. Nach dem Anhalten des Laufbands begann die Erholungsphase, gekennzeichnet durch einen Rückgang der HF (Abbildung 8A), AF (Abbildung 8B) und AL (Abbildung 8C), die schrittweise auf Ausgangswerte zurückkehrten.

Abbildung 8: Individuelle physiologische Reaktionen während des dreieckigen Belastungsprotokolls (Schritt 6). Die Darstellungen zeigen (A) Herzfrequenz (HF; bpm), (B) Atemfrequenz (AF; brpm) und (C) Aktivitätslevel (AL; mG) für zwei Versuchstiere: Ratte 1 (männlich), die die maximale Geschwindigkeitsstufe absolvierte und somit eine angemessene Ausbildung zeigte, und Ratte 0 (männlich), die die Aktivität in der Geschwindigkeitsstufe von 20 cm·s^-1 beendete. Durchgezogene Linien kennzeichnen Phasen, in denen das Tier lief, während gestrichelte Linien die Erholungsphase nach Beendigung der Laufbandaktivität darstellen. Die Aufwärmphase bezieht sich auf die 5-minütige Periode mit 5 cm·s^-1 nach dem Start des Laufbandes und vor dem eigentlichen Beginn des Tests. Die Daten sind als Mittelwert dargestellt, der alle 30 Sekunden berechnet wurde. Bitte klicken Sie hier, um eine vergrößerte Version dieser Abbildung anzusehen.

Wie in Abbildung 9 berichtet, wurden die Basislinienmessungen für Gruppe 1 auf dem Laufband erfasst als: HF bei 395±14 bpm, Atemfrequenz bei 177±15 Atemzüge/min und AL bei 15±2 mG. Das Überwachungsgerät maß einen initialen physiologischen Anstieg infolge des Starts des Laufbandes im Vergleich zur Basislinie als: HF (+26 %, +101 bpm) (Abbildung 9A), Atemfrequenz (+46 %, +82 Atemzüge/min) (Abbildung 9B) und AL (+1210 %, +189 mG) (Abbildung 9C). Ein durch die Belastung von 40 cm·s^-1 ausgelöster physiologischer Anstieg wurde für Gruppe 1 gemessen als: HF (+28 %, +110 bpm) (Abbildung 9A), Atemfrequenz (+71 %, +126 Atemzüge/min) (Abbildung 9B) und AL (+2839 %, +443 mG) (Abbildung 9C) im Vergleich zur Basislinie (BL). Für Gruppe 2 wurden vergleichbare BL-Werte erfasst: HF bei 399±18 bpm, Atemfrequenz bei 150±15 Atemzüge/min und AL bei 11±3 mG. Das Überwachungsgerät maß einen durch die Belastung bis zu 20 cm·s^-1 ausgelösten physiologischen Anstieg im Vergleich zur Basislinie als: HF (+23 %, +90 bpm), Atemfrequenz (+81 %, +122 Atemzüge/min) und AL (+1555 %, +171 mG). Werte für höhere Geschwindigkeiten werden für diese Gruppe nicht verglichen, da nur ein Tier diese Geschwindigkeitsstufen erreichte (Abbildung 9D).

Trotz dieser Unterschiede zeigten beide Gruppen einen starken anfänglichen Anstieg der HF, Atemfrequenz und AL zu Beginn der Laufbandnutzung, gefolgt von einem progressiven und vergleichbaren Anstieg dieser Parameter mit steigender Laufbandgeschwindigkeit.

Abbildung 9: Physiologische Parameter und Erholungsprofile in unabhängigen Versuchsgruppen. Die Diagramme zeigen (A) Herzfrequenz (HR; bpm), (B) Atemfrequenz (RespR; brpm) und (C) Aktivitätsniveau (AL; mG) während einer forcierten Belastungsstufe des dreieckigen Protokolls (Schritt 6) sowie der anschließenden Erholungsphase. Dargestellt sind Daten für Gruppe 1 (blau; n = 8 Männchen) und Gruppe 2 (orange; n = 8 Männchen), die aus zwei unabhängigen Versuchen stammen, die zu unterschiedlichen Zeitpunkten von verschiedenen Experimentatoren durchgeführt wurden. (D) Die Anzahl der Tiere, die die Geschwindigkeitsstufe abgeschlossen haben. Die Daten sind als Mittelwert ± SEM dargestellt, mit Ausnahme von Panel D, das Tieranzahlen angibt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

Diskussion

This protocol presents a simple and non-invasive method for monitoring cardiorespiratory system adaptation in rodents during an incremental exercise test (IET)²⁵. This approach is particularly relevant not only for studying exercise physiology, but also for protocols aimed at revealing functional alterations induced by pathological models that may not be apparent at rest^2,3.

Although the protocol is designed for easy implementation, special attention must be paid to the selection of the appropriate jacket size. The habituation phases to the jacket and treadmill are the most critical steps. Furthermore, checking signal quality before recording begins is essential. To ensure data reliability, these various points may require adjustment or troubleshooting. These checkpoints are detailed below.

Jacket fit verification

If an animal manages to remove its jacket during the habituation period or appears uncomfortable, re-examine the fit to ensure the correct size has been selected, referring to the manufacturer's sizing recommendations²³. If the animal can be equipped with the jacket but doubts remain about the fit, try passing a finger between the jacket and the animal’s shoulder to check that the thoracic bands are not excessively compressing the animal’s body. A finger should pass through easily, and the fabric should remain soft when the jacket is gently stretched. If inserting a finger is difficult or excessive pressure from the fabric is noticed, remove the jacket as the animal is likely being compressed. Conversely, a jacket that is too large will not remain in place for long after fitting and is easy for the animal to remove. Even if an oversized jacket can be fitted, it will tend to shift backward behind the shoulder blades. If the jacket moves even slightly, the animal may place a paw through the outer edge and eventually remove the entire device.

Acclimatization & Jacket fitting

The acclimatization phase is a critical step for minimizing stress on the day of the experiment. Indeed, even non-invasive procedures or routine handling can induce temporary stress responses^26,27. The acclimatization period allows both the animals and the experimenters to become familiar with the procedure, and enables the animals to progressively adapt to the additional weight of the telemetry device (approximately 15 g), which represents less than 10% of the body weight of an adult rat within the recommended weight range.

While a five-day habituation period has been employed in this protocol, it represents an indicative duration and can be adjusted as needed. Indeed, the results in Figure 7A–C show that HR, RespR and AL values recorded after 1 h of stabilization plateaued after three days, corroborating earlier studies^17,19,21 that successfully utilized a three-day protocol. In any case, the absence of normalization of cardiac and respiratory functions during a habituation session should be considered a strong indicator of animal discomfort, and therefore, insufficient habituation. If such a phenomenon occurs regardless of the fit of the jacket, it is strongly recommended to check the rats' environment and housing conditions to eliminate potential stressors^28,29. Furthermore, it is essential to distinguish transient behaviors, such as attempts to gnaw the jackets or secretion of porphyrins (red tears), primarily induced by exposure to an unfamiliar situation²⁶, from persistent reluctance to wear the jacket, which remains exceptional. In the former case, the frequency of these behaviors should decrease as habituation progresses, indicating the animal’s gradual acceptance of the procedure. In the latter case, the reluctance to wear the jacket does not diminish and repeated exposure may constitute negative reinforcement. In the experiments presented in this article, only one of the 16 rats attempted to gnaw the jacket on the first day of acclimatization and this behavior was not observed in subsequent sessions. While all animals ultimately tolerated the jacket, the possibility remains that a specific individual might consistently refuse to wear it, necessitating its exclusion.

Treadmill habituation and triangular protocol

Although the proposed habituation protocol is commonly used^30,31; the contrasting outcomes obtained from the two separate experiments reflect the natural variability across individual and cohort responses. Despite undergoing the same standardized habituation, Group 2 reached the ethical shock limit at lower speed stages, suggesting insufficient adaptation to reach the targeted exercise speeds. Notably, the average heart rate was higher in Group 2 than in Group 1 at the 20 cm.s⁻¹ stage despite similar baseline values, which may reflect a heightened stress response, lower cardiovascular fitness, or individual variability; however, the limited sample size (n=1 in Group 2 beyond this speed) precludes any definitive interpretation. This underscores the necessity of continuous monitoring during habituation to adjust the protocol dynamically and account for environmental factors or cohort-specific characteristics that drive inter-experiment variability. To ensure adequate preparation, each animal's advancement and number of shocks received over the ten-day period should be tracked throughout the habituation period, allowing for protocol adjustments based on regular reassessments of individual progress toward the target maximum speeds of the incremental test. As a general indication, animals typically require the first two to three sessions to adapt to treadmill running at low speeds (below 10–20 cm.s⁻¹), before progressively tolerating higher speeds (20–30 cm.s⁻¹) over the intermediate sessions (day 3 to 6). By the final habituation sessions, well-adapted animals should be capable of sustaining the target speed (around 40 cm.s⁻¹) before day 10 for the full session duration without reaching the shock limit. A pre-test incremental session is recommended to verify each animal's capability to reach the target speed. This step serves as a final check to allow extension of the habituation period for animals that fail to complete it satisfactorily. Ultimately, it is critical to ensure that habituation sessions remain sub-maximal; they should not constitute physical training or influence performance during the subsequent IET^30,31. Rather than representing a methodological failure, the inclusion of both outcomes here is intentional, as it provides users with a realistic illustration of the range of responses that can be expected in practice. This protocol serves a dual purpose: acclimatizing the animals to the equipment and identifying those unable to perform the required exercise. While 'non-runners' are frequently not mentioned in published reports, the literature suggests that more than 10% of rats may fail to complete habituation³². Consequently, these individuals should be identified early and excluded from the study. Given the potential for animal exclusion due to both treadmill non-compliance and jacket refusal, including one or two additional animals per cohort to maintain a statistically robust sample size is recommended.

Signal quality

Another frequent troubleshooting scenario involves addressing poor recorded signal quality (as illustrated in Figure 6, "representative results"). If poor ECG quality persists after 2–3 min (the time required for the gel to establish proper contact between the skin and the electrodes), the following corrective actions can be taken: 1. Check for interference: Ensure that no skin folds, jacket folds or fur regrowth are interfering with electrode contact. 2. Improve conductivity: Gently massage the skin over the electrodes. If necessary, apply additional conductive gel directly to the black dots in the center of the adhesive side of the electrodes. 3. Inspect equipment: Carefully examine the electrodes and wires for any signs of damage, and consider replacing the electrodes if signal quality remains poor or if damage is apparent. If the RIP signal is noisy, first verify the jacket size and the integrity of the internal sewn sensors. If the size is inappropriate or the sensors are damaged, the jacket must be replaced, as this is the only effective solution for restoring signal quality. Overall signal quality may decrease at higher speeds compared to baseline recordings, due to motion-induced mechanical noise manifesting as increased baseline wander and motion artifacts. The influence of these artifacts and the corresponding mitigation strategies has been thoroughly described elsewhere²¹.

This study uses a rodent-specific jacket for multimodal physiological assessment (cardiac, ventilatory, and actigraphy) during incremental exercise on a treadmill. Previous studies have demonstrated that this device yields results comparable with invasive methods for assessing cardiac^16,33,34 and ventilatory¹⁵ functions, which are established as the gold standard. However, most of these invasive methods are generally incompatible with exercise protocols performed in freely moving animals. Only the use of implantable telemetry sensors (for a review see³⁵) makes this type of experimentation possible. However, implanting these sensors requires extensive surgery, which may compromise animal welfare through postoperative pain, location of surgical wounds, or discomfort related to the device bulk, and may ultimately alter the animal's phenotype or ability to perform exercise^8,9,36. In this context, preserving the animal’s physical integrity during the investigation represents a major advantage of this method. Furthermore, while specialized metabolic treadmills allow for the measurement of oxygen consumption () and carbon dioxide production (), they do not provide direct functional indices of cardiac or respiratory performance. The external telemetry system used in this protocol is compatible with this equipment, addressing this gap by effectively complementing the endpoints accessible through these methodologies. Finally, although treadmill speed is often used as a proxy for mechanical work performed during IET, the integration of an accelerometer enables direct measurement of actigraphy, thereby providing richer data on animal activity and allowing movement analysis beyond simple locomotion speed.

Beyond exercise physiology, this jacketed telemetry system may have broader applications in experimental settings requiring non-surgical ambulatory cardiorespiratory monitoring. Following appropriate acclimatization, prolonged recordings have been implemented up to 48 h³³, thereby opening perspectives for circadian or sleep-related physiology studies, as well as longitudinal monitoring protocols. In addition to the exercise protocol presented here, this technology has already been applied in other contexts, including cardiovascular phenotyping in disease models, where ECG-derived parameters and heart rate variability have recently been reported in rat models of ischemic cardiomyopathy²⁰ and of chronic kidney disease-associated cardiovascular dysfunction³⁷, illustrating its applicability beyond acute exercise settings. Such an approach may also be of interest for other preclinical applications involving spontaneous or challenge-induced activity, including seizure or epilepsy models, safety pharmacology studies^17,19, and post-surgical recovery monitoring³⁸. Although these applications were not specifically evaluated in the present study, they illustrate the versatility and translational potential of this non-surgical monitoring platform. The current method presents several limitations that require consideration. First, the proposed protocol is generic and designed for healthy animals. Therefore, the fit and tolerance of the jacket may vary depending on animal size, body composition, strain, sex, and physiological condition, potentially limiting its applicability in very small, obese, or diseased animals. Moreover, researchers working with specific models (e.g., obese animals) must adapt the exercise program independently of the measurement system.

Conducting a preliminary test on a small cohort of animals to thoroughly evaluate potential constraints before performing the main experiment is highly recommended. It should also be noted that this protocol was developed using a proprietary jacketed telemetry system. While the general principles described here are broadly applicable, performance characteristics such as signal quality, jacket fit, and data output format may differ from those of other telemetry platforms. Researchers are therefore encouraged to validate their specific system before performing the main experiment. In addition, considering the ethical and societal aspects of preclinical research, the use of a mild aversive stimulus (low-intensity electrical stimulation) to control exercise, as presented here, may be questioned. Despite increasing regulatory scrutiny, this approach remains the most widely used method. As recently reviewed by Okamoto et al.³⁹, it is still the preferred option when precise control of exercise intensity and duration is required. Conversely, when strict control of exercise is not essential, some studies propose replacing electrical stimulation with potentially less aversive stimuli, including compressed air, tactile cues, or noise (for a review see⁴⁰). Similarly, the use of reward-based paradigms as an alternative to aversive stimuli has been explored for more than a decade⁴¹; however, standardized exercise protocols relying solely on positive reinforcement have not yet been established. The potential applications of this method are considerable, spanning both specific research contexts and educational settings. In research settings, this approach is broadly applicable to studies requiring a controlled exercise protocol to assess cardiorespiratory function. Its main applications include: i) Performing exercise tests comparable to those used in humans to accurately evaluate the adaptive capacity of the cardiorespiratory system in healthy and pathological conditions; ii) Standardizing training or rehabilitation protocols across various animal models of experimental disease; iii) Facilitating the longitudinal monitoring of the physiological effects induced by training or rehabilitation over extended periods; iv) detecting physiological alterations, such as those associated with heart failure, that may not be apparent in animals at rest. From a pedagogical perspective, this model offers substantial advantages for university practical training, thereby directly or indirectly adhering to the 3Rs principles⁴ : “Refinement”, “Reduction” and “Replacement” in the use of animals. It promotes “Refinement” through its completely non-invasive nature, thereby preserving the animal’s physical integrity, unlike traditional methods for studying cardiorespiratory physiology. Furthermore, such a multi-modal approach allows students to study cardiac and respiratory physiology using a single system during one session, providing an integrated illustration of physiological homeostasis. This indirectly contributes to a “Reduction” in animal numbers. In an educational context, this system could also support “Replacement” by enabling the creation of realistic physiological databases to complement practical training and simulation-based learning in physiology education to illustrate a wide range of physiological scenarios⁴². Indeed, for educational purposes, the troubleshooting scenarios described in this protocol are particularly valuable, as they provide examples derived from real-world experimental conditions in which inter-individual variability and technical challenges can be illustrated. As universities increasingly complement or replace animal use with simulation tools, it is relevant to have access to such examples. Additionally, enriching the physiological recordings with video data obtained during the present protocol can provide students with visual context, including examples of unresponsive animals, thereby enhancing interpretation and learning.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
Kamera Fisheye 6 MPX	Reolink, Hong Kong, China	FE-W	Wird zur Beobachtung der Tiere während der Gewöhnung verwendet.
Haarschneider	Aesculap Schermaschinen, Suhl, Deutschland	Clipper Aesculap Exacta GT416	Wird zur Haarentfernung verwendet. Ein alternativer netz- oder batteriebetriebener Haarschneider mit 0,1-mm-Schneidfähigkeit ist geeignet.
Computer mit Webbrowser	Jeder Anbieter	N/V	Wird zum Öffnen der Telemetrie-Software und zur Videoaufnahme verwendet. Jeder Computer mit einem aktuellen Webbrowser kann verwendet werden.
Einweg-Aderhaut-EKG-Elektroden mit Klebefläche	ETISENSE, Lyon, Frankreich	ELEC-R-1PAIR	Oberflächen-Ag/AgCl-Elektroden, die unter der Weste zur EKG-Aufzeichnung eingeführt werden.
EKG-Kontaktgel	ASEPT INMED, QUINT-FONSEGRIVES, Frankreich	Uni Gel ECG, 251005	Wird verwendet, um den Kontakt und die Haftung der EKG-Elektroden zu verbessern. Jedes handelsübliche EKG-Kontaktgel ist geeignet.
Gasanästhesieanlage	TEM SEGA, Saint-Médard-en-Jalles, Frankreich	Portico Veterinär-Gasanästhesieanlage mit ISOTEC 3 Verdampfer	Wird zur Anästhesie der Tiere während des Haarschneidens verwendet. Jede vergleichbare Anästhesieanlage für Nagetiere kann verwendet werden.
Gaze	Jeder Anbieter	N/V	Wird zum Trocknen der rasierten Stelle nach der Reinigung verwendet. Jede sterile oder nicht sterile saugfähige Gaze ist geeignet.
Instrumentierte Weste	ETISENSE, Lyon, Frankreich	JKT-RAT-T1	Telemetrieweste mit Atemsensoren, die zur Befestigung der Elektroden und des Senders dient. Erhältlich in verschiedenen Größen je nach Gewicht und Stamm der Tiere; siehe Auswahltabellen des Herstellers für die richtige Größenwahl23.
Intravenöser Katheter ohne Nadel	TERUMO, Laguna, Philippinen	SURFLO 22G 0,85x25 SR+OX2225C1	Wird zur präzisen Gelapplikation verwendet. Kann wiederverwendet werden. Jede vergleichbare Spritze und jeder Katheter sind geeignet.
Isofluran	Virbac, Santé Animale, Frankreich	Vetflurane, 401346	Veterinärformulierung von Isofluran, verwendet für die Inhalationsanästhesie während des Haarschneidens (1,5–5 % in 20 % Sauerstoff und Luft). Jede andere gleichwertige veterinärmedizinische Isofluran-Formulierung kann verwendet werden. Anwendung gemäß lokalen Vorschriften.
Westeinsetzwerkzeug	ETISENSE, Lyon, Frankreich	FTUB-R-BD	Optionales Werkzeug, das das Anlegen der Weste am Tier mit minimaler Fixierung erleichtert.
Motorisiertes Laufband	BIOSEB, Vitrolles, Frankreich	BX-TM	Ein- oder mehrspuriges motorisiertes Laufband, das elektrische Reize von 0,2 mA liefert.
Permanentstift mit wasserfester Tinte	Jeder Anbieter	N/V	Wird zur Kennzeichnung des Schwanzes zur individuellen Tieridentifikation verwendet. Jeder ungiftige, wasserfeste Permanentstift ist geeignet.
Oberflächendesinfektionsmittel	Franklab, Montigny le Bretonneux, Frankreich	FB Spray, 10515	Wird zur Reinigung der Geräte nach Gebrauch verwendet. Jedes alkoholfreie Oberflächendesinfektionsmittel ist geeignet.
Spritze ohne Nadel (1 oder 5 mL)	BD, Pont-de-Claix, Frankreich	BD Plastipak,303172	Wird zur präzisen Gelapplikation verwendet. Kann wiederverwendet werden. Jede vergleichbare Spritze und jeder Katheter sind geeignet.
Telemetrie-Software	ETISENSE, Lyon, Frankreich	LASA-Software v2.17 oder neuere Version	Webbasierte Software zur Erfassung und Analyse physiologischer Daten.
Telemetriesystem zur Erfassung physiologischer Daten	ETISENSE, Lyon, Frankreich	DECRO-Systeme: SYS-NANOACQ4, SYS-S2, SYS-S1 oder gleichwertig	Erhältlich in verschiedenen Konfigurationen je nach Anzahl der Tiere.
Telemetriesender und Akkupack zur Erfassung physiologischer Daten	ETISENSE, Lyon, Frankreich	EMET-HD-ACQ-REVG	Telemetriesender zur Aufzeichnung von EKG, Atemsignalen und 3D-Beschleunigung mit wiederaufladbarem Akku (12 Stunden kontinuierliche Akkulaufzeit).
Videoaufnahmesoftware	Reolink, Hong Kong, China	Reolink Client v8.17.6 oder neuere Version	Wird zur Videoaufnahme verwendet. Verfügbar für Windows oder Mac