Dissektion und Isolierung der Maus-Dorsalwurzelganglien

Zusammenfassung

Dorsale Wurzelganglien (DRG) enthalten primäre sensorische Neuronenzellen und leiten periphere sensorische Signale an das Rückenmark weiter. Dieses Protokoll beschreibt eine Methode zur DRG-Dissektion der Maus, die eine standardisierte Isolierung strukturell intakter Ganglien, anatomische segmentale Identifikation, intuitive Anleitung für Anfänger und reduzierte prozedurale Gewebeschäden unterstützt.

Zusammenfassung

Dorsalwurzelganglien (DRG), die die Zellkörper primärer sensorischer Neuronen enthalten, dienen als kritische Relaisstrukturen für die Übertragung sensorischer Signale von peripheren Geweben zum Rückenmark. Sie spielen eine wesentliche Rolle in Studien zu Schmerzen, Nervenschäden und neurodegenerativen Erkrankungen. Die Aufnahme intakten DRG-Gewebes ist entscheidend für die Untersuchung der funktionellen Eigenschaften, molekularen Expression und pathologischer Veränderungen sensorischer Neuronen. Aufgrund ihrer geringen Größe und der tiefen Lage im Wirbelkanal stellen jedoch eine genaue Identifizierung und Isolierung von DRG erhebliche technische Herausforderungen dar. In dieser Studie entwickelten wir ein standardisiertes Protokoll zur Isolierung von Maus-DRG. Diese Methode liefert eine detaillierte Beschreibung der anatomischen Lokalisierung von DRG, der Exposition des Wirbelkanals und der wichtigsten Schritte bei der Ganglienisolierung. Das gesamte Verfahren wird mit repräsentativen Bildern und Videoaufnahmen illustriert. Dieser Ansatz unterstützt die Erfassung strukturell intakter DRG mit anatomischer Anleitung zur segmentalen Identifikation und eignet sich für H&E-Färbungen sowie Immunfluoreszenzanalysen. Im Vergleich zu früheren DRG-Dissektionsmethoden ermöglicht diese Methode eine standardisierte Wiederherstellung segmentspezifischer Ganglien, bietet intuitive anatomische Anleitungen für Anfänger und reduziert prozedurale Gewebeverletzungen.

Einleitung

Dorsale Wurzelganglien (DRG), die die Zellkörper primärer sensorischer Neuronen enthalten, sind essentielle Strukturen zur Übertragung peripherer sensorischer Signale – einschließlich mechanischer, thermischer und nozizeptiver Reize – an das Rückenmark ^1,2,3. Obwohl derzeit hochwertige Ressourcen zur Beschreibung der DRG verfügbar sind, ist dennoch eine detaillierte prozedurale Anleitung erforderlich, um eine genaue Identifizierung und Isolierung von DRG von thorakalen zu sakralen Segmenten innerhalb einer einzelnen Probe zu unterstützen und gleichzeitig das Risiko von DRG-Schäden während der Gewebeentnahme zu minimieren.

DRG-Neuronen sind Schlüsselkomponenten des peripheren sensorischen Weges. Ihre Axone verzweigen sich, wobei sich ein Ast zu peripheren Geweben erstreckt und der andere in das dorsale Horn des Rückenmarks hineinragt und so eine entscheidende Rolle bei der Schmerzübertragung, Nervenverletzungen, Entzündungsreaktionen und der Pathogenese verschiedener neurologischer Erkrankungen spielt⁴. Darüber hinaus hat DRG in Forschungsbereichen wie Nervenverletzungsreparatur, Mechanismen chronischer Schmerzen, sensorische neuronale Plastizität und Neuroimmunregulation^erhebliche Aufmerksamkeit erregt^. Eine Vielzahl experimenteller Studien erfordert intaktes DRG-Gewebe für Anwendungen wie immunhistochemische Färbungen, RNA-Sequenzierungsanalysen, primäre neuronale Kultur und elektrophysiologische Studien⁷. Daher ist die Aufnahme strukturell intakten und genau segmentidentifizierten DRG-Gewebes grundlegend für die Untersuchung sensorischer neuronaler Schaltkreise, neuronaler molekularer Eigenschaften und pathologischer Veränderungen.

DRG befinden sich in der Nähe der intervertebralen Foramina und sind über die dorsalen Wurzeln mit dem Rückenmark verbunden. Aufgrund ihrer geringen Größe, der Einschließung in knochigen Strukturen und der Komplexität der umgebenden Anatomie stellt eine intakte Isolierung erhebliche technische Herausforderungen dar. Darüber hinaus erhöht das Fehlen klarer anatomischer Orientierungspunkte und standardisierter Verfahren das Risiko von strukturellen Schäden oder segmentaler Fehlidentifikation während der Gewebeentnahme.

Im Vergleich zu bestehenden DRG-Dissektionsmethoden von Maus bietet die in dieser Studie etablierte Methode mehrere Vorteile. Erstens erfordern zuvor berichtete Methoden der Maus-DRG-Isolation in der Regel die Entfernung der Wirbelsäule vom Tier, gefolgt von Segmentierung und Mittellinienöffnung der isolierten Wirbelsäule, woraufhin die DRG aus der intervertebralen Foramina dissektioniert werden. Während dieses Prozesses kann die Durchtrennung der Wirbelsäule und wiederholtes Schneiden leicht mechanische Schäden am DRG verursachen und auch dazu führen, dass bestimmte Segmente verschwinden oder die segmentale Identifikation^unklar ist. Im Gegensatz dazu wird unsere Methode direkt in situ in der Maus durchgeführt, ohne vorherige Isolierung oder Durchtrennung der Wirbelsäule, wodurch das Risiko eines DRG-Verlusts während der Gewebeentnahme reduziert wird. Während des gesamten Eingriffs werden die Instrumente hauptsächlich auf die knöchernen Strukturen und Bindegewebe rund um das DRG angewendet, anstatt das Ganglion direkt zu greifen oder zu ziehen, wodurch dessen Integrität erhalten bleibt.

Zweitens fehlen bestehende Methoden oft klare, stabile anatomische Orientierungspunkte zur Identifikation verschiedener DRG-Segmente. Da die mit dem DRG verbundenen Nerven während der Entfernung der Wirbelsäule häufig durchschnitten werden, wird es schwierig, den segmentalen Ursprung einzelner DRG anhand des Nervenverlaufs und der Verzweigungsmuster genau zu bestimmen. Im Gegensatz dazu wird unsere Methode direkt in situ bei der Maus durchgeführt und bewahrt daher die natürlichen anatomischen Beziehungen zwischen dem DRG, den verbundenen Nerven und den umliegenden Strukturen, was die Identifikation verschiedener DRG-Segmente anhand von Nervenverbindungen und lokalen anatomischen Orientierungspunkten ermöglicht. Wir schlagen die Verwendung der morphologischen Merkmale von L2 und L3 als wichtige anatomische Bezugspunkte vor, zusammen mit der anatomischen Beziehung zwischen L3–L5 und dem Ischiasnerv, gefolgt von sequentieller Identifikation benachbarter Segmente sowohl in der rostralen als auch in der Kaudalrichtung.

Darüber hinaus liefert diese Methode eine relativ systematische Beschreibung der wichtigsten Schritte, einschließlich der Exposition der Wirbelsäule und des Wirbelkanals, Öffnung des Wirbelkanals mit anschließender Exposition des Rückenmarks, der Exposition des DRG sowie der stereomikroskopgesteuerten Lokalisierung und Dissektion. Der Arbeitsablauf ist klar und die anatomischen Orientierungspunkte sind klar definiert, was insbesondere für Anfänger die prozedurale Standardisierung und Reproduzierbarkeit verbessern kann. Das mit dieser Methode gewonnene DRG behält eine gute Gewebeintegrität und eignet sich daher gut für nachgelagerte Analysen, einschließlich Immunfluoreszenz und H&E-Färbung.

In dieser Studie etablierten wir eine standardisierte Dissektions- und Isolationsmethode für Maus-DRG und lieferten schematische Illustrationen für anatomische Lokalisierung, zusammen mit repräsentativen Bildern und Videodokumentation des Probenahmeverfahrens. Diese Methode unterstützt die Isolierung von DRG vom thorakalen auf den sakralen Niveau in einer einzelnen Probe und reduziert das Risiko von DRG-Schäden während der Gewebeentnahme.

Protokoll

Alle Tierversuche wurden strikt gemäß dem vom Institutional Animal Care and Use Committee des Shanghai East Hospital genehmigten Protokolls durchgeführt. Die in dieser Studie beschriebenen Dissektionsverfahren wurden an erwachsenen C57BL/6 Mäusen (männlich oder weiblich, 12 Wochen alt, 25–30 g) durchgeführt. Abbildung 1 zeigt die in diesem Protokoll verwendeten Zerlegungsinstrumente.

1. Vorbereitung

HINWEIS: Für perfusionsfixierte Proben sollten geeignete Schutzmaßnahmen getroffen werden, um eine Exposition gegenüber Fixativ zu vermeiden. Führen Sie die Sektion in einer Dampfhaube oder auf einer gut belüfteten Werkbank durch und tragen Sie während des gesamten Eingriffs geeignete persönliche Schutzausrüstung, einschließlich Handschuhe, Schutzkleidung und Schutzbrille.

1. Halten Sie die Mäuse unter einem 12-Stunden-Licht/12-Stunden-Dunkelzyklus bei einer Umgebungstemperatur von etwa 24 °C und einer relativen Luftfeuchtigkeit von 55 %, mit ad-libitum-Zugang zu Nahrung und Wasser.
2. Vor Beginn der Dissektion wird die Maus in einer Kohlendioxidkammer eingeschläfert, bis die Atmung vollständig eingestellt ist. Bestätigen Sie den Tod, legen Sie das Tier dann in die Rückenposition auf ein Sektionsbrett und sichern Sie die Gliedmaßen mit Nadeln, um eine stabile Haltung zu halten.
3. Besprühen Sie das Fell mit 70 % Ethanol über den thorakoabdominalen Bereich, um die Haarkontamination zu reduzieren und ein sauberes Operationsfeld zu erhalten.
4. Verwenden Sie eine Schere, um die Haut entlang der Mittellinie von Thorax und Bauch zu öffnen. Verlängern Sie den Schnitt kranial entlang der ventralen Mittellinie, um den Thoraxkäfig vollständig freizulegen. Heben Sie das untere Ende des Brustbeins an und schneiden Sie die Brustwand entlang beider Seiten des Rippenbogens durch, um die Brusthöhle zu öffnen und das Herz freizulegen. Entfernen Sie bei Bedarf einen Teil des Brustbeins und der Rippen, um einen klaren Blick auf das Herz zu erhalten.
5. Mache mit einer Schere einen kleinen Schnitt im rechten Vorhof, um einen Auslass für Blut zu schaffen und zu perfusieren. Füllen Sie eine 20-ml-Spritze mit vorgekühltem PBS (4 °C) und führen Sie die Nadel langsam in den linken Ventrikel nahe der Herzspitze. Stabilisiere die Nadel und vermeide es, die Ventrikelwand zu durchbohren.
6. Die Perfuse kühlte PBS langsam und gleichmäßig vor, bis die Leber blass wird, der Abfluss frei ist und der Großteil des Blutes ausgewaschen ist. Ersetzen Sie das PBS dann durch 20 ml vorgekühltes 4%-Paraformaldehyd (4 °C) und setzen Sie die Durchströmung langsam und gleichmäßig fort, bis die Gliedmaßen steif werden, der Schwanz sich kräuselt und das Gewebe von rot zu blass wechselt, was darauf hindeutet, dass die Fixierung weitgehend abgeschlossen ist.
7. Nach der Perfusion ziehen Sie die Nadel heraus, entfernen Sie eventuelle Restflüssigkeiten aus der Brusthöhle und beginnen Sie sofort mit der Gewebeentnahme. Wenn für nachgelagerte Analysen unfixiertes Gewebe benötigt wird, perfundieren Sie nur mit vorgekühltem PBS und lassen Sie den 4%-Paraformaldehyd-Fixierungsschritt weg.
   HINWEIS: Halten Sie während des gesamten Eingriffs eine langsame, gleichmäßige und gleichmäßige Perfusionsrate, um einen Herzriss oder durch übermäßigen Druck verursachte Gewebeschwellungen zu vermeiden. Führen Sie alle oben genannten Verfahren bei Raumtemperatur durch.

2. DRG und angrenzende Nerven (Abbildung 2)

1. Freilegung der Wirbelsäule und des Wirbelkanals (3–5 Min.)
   1. Stelle die Maus in die Bauchlage und befestige sie auf dem Dissektionsbrett. Machen Sie mit einer Schere einen Längsschnitt entlang der Mittellinie der dorsalen Haut und verlängern den Schnitt vom Schwanz zum Hals.
   2. Verwenden Sie eine Schere, um die dorsale Haut vom darunterliegenden Bindegewebe zu trennen, und reflektieren Sie die Haut seitlich auf beiden Seiten, um die dorsale Muskulatur vollständig freizulegen. Wischen Sie Haare, die an der Bindegewebeoberfläche haften, mit saugfähigem Papier ab oder spülen Sie das Operationsfeld mit Kochsalzlösung, um den Operationsbereich sauber zu halten.
   3. Schneiden Sie die Dorsalmuskeln und das Bindegewebe längs entlang beider Seiten der Wirbelsäule auf, um die Wirbelstrukturen vollständig freizulegen.
      HINWEIS: Verhindern Sie, dass die Schere während des Einschnitts des dorsalen Gewebes zu tief in die Brust- oder Bauchhöhle eindringt, da dies nachfolgende Sektionsverfahren beeinträchtigen kann.
   4. Reinigen Sie vorsichtig das Bindegewebe und den Restmuskel, die die Wirbelsäule bedecken, mit einem Knochenrongeur. Wenn Restgewebe die Sichtbarkeit beeinträchtigt, schneiden Sie es bei Bedarf mit einer Schere, um die vollständige Freilegung der Wirbelsäule zu erreichen. Anschließend schneidet man die Halswirbel von der dorsalen Seite mit einer Schere durch, um das Schädelende der Wirbelsäule vom Kopf zu lösen und die folgenden Schritte zu erleichtern.
2. Öffnen Sie den Wirbelkanal und legen Sie das Rückenmark frei (Abbildung 3; 8–10 min).
   1. Führe mikrogebogene Schere in den Wirbelkanal auf Halswirbelniveau ein und schneide an beiden Seiten der Laminae, um den Kanal zu öffnen.
      HINWEIS: Achten Sie darauf, während des Eingriffs eine Verletzung des Rückenmarks zu vermeiden.
   2. Entfernen Sie die dorsalen Laminae, um die dorsale Seite des Rückenmarks schrittweise freizulegen.
   3. Schneiden Sie weiterhin die dorsalen Laminae entlang der Längsachse der Wirbelsäule mit einer mikroskopisch gebogenen Schere ab, die sich schrittweise vom Thoraxbereich bis zum Sakralbereich erstreckt, um die dorsale Seite des Rückenmarks vollständig freizulegen.
3. Belichtung der DRG (Abbildung 4; 8–10 Min.)
   1. Nachdem die dorsale Oberfläche des Rückenmarks vollständig freigelegt ist, verwenden Sie einen Knochenrongeur, um die Wirbelkanalstrukturen auf beiden Seiten vorsichtig seitlich zu öffnen, und wechseln Sie die Manipulation zwischen der linken und rechten Seite ab.
   2. Sobald der Wirbelkanal auf beiden Seiten vollständig getrennt ist, beobachten Sie das DRG innerhalb der intervertebralen Foramina unter einem Stereomikroskop.
4. Identifikation des DRG (Abbildung 5; 8–10 Min.)
   1. Sobald der Wirbelkanal beidseitig vollständig reflektiert und das Rückenmark vollständig freigelegt ist, untersuchen Sie die Dorsalwurzelnervenbündel, die von der dorsalen Oberfläche des Rückenmarks ausgehen, mit einem Stereomikroskop. Folgen Sie den dorsalen Wurzeln seitlich und identifizieren Sie die DRG nahe den intervertebralen Foramina als ovale oder ovale Strukturen.
   2. Bestätigen Sie bei der Identifizierung, dass das DRG an der Schnittstelle zwischen der dorsalen Wurzel des Spinalnervs und dem intervertebralen Foramen liegt, und beachten Sie, dass es an jedem Spinalsegment als beidseitiges Paar angeordnet ist. Identifizieren Sie das DRG als ein Ganglion, das von den Zellkörpern sensorischer Neuronen gebildet wird, wobei eine Seite in das dorsale Horn des Rückenmarks eintritt und die andere Seite in periphere Gewebe hineinragt.
   3. Verwenden Sie ein Stereomikroskop, um die DRG als schwache gelbe oder grau-weiße, leicht geschwollene Struktur mit einer volleren Form und vergleichsweise deutlichen Grenzen zu identifizieren.
5. Durchführung von segmentaler Identifikation und Analyse des DRG (Abbildung 6; 8–10 Min)
   1. Verwenden Sie eine mikrochirurgische Zange unter einem Stereomikroskop, um das dorsale Wurzelnervenbündel sanft anzuheben und so eine vollständige Freilegung des angeschlossenen DRG zu erreichen.
   2. Verwenden Sie folgende Merkmale, um die segmentale Identität der DRG zu bestimmen: Benennen Sie DRG, die mit mehrfach verzweigten Nervenfasern (>2 Äste) verbunden sind, als L2 und mehr kraniale DRGs und DRG, die mit bifurkierten Nervenfasern verbunden sind (nur zwei Zweige), als L3 und mehr kaudale DRGs. Als Nächstes werden die übrigen DRG-Segmente nacheinander ober- und unterhalb identifiziert, entsprechend den Positionen der intervertebralen Foramina.
      HINWEIS: Die Nervenfasern, die vom L3–L5 DRG ausgehen, verschmelzen zum Ischiasnerv.
   3. Verwenden Sie mikrochirurgische gebogene Schere oder mikrochirurgische Pinzette, um das Bindegewebe und die Nervenfasern um die DRG sorgfältig zu trennen und das Ganglion schrittweise von seinen Ansätzen an das Gewebe um das intervertebrale Foramen zu befreien.
   4. Durchschneiden Sie die dorsalen Wurzelnervenfasern, die das DRG mit dem Rückenmark verbinden, und trennen Sie gleichzeitig das Nervenbündel, das sich zur Peripherie erstreckt, um das Ganglion zu isolieren.
   5. Isolieren Sie das DRG sorgfältig mit einer mikrochirurgischen Pinzette. Falls eine Langzeitkonservierung und eine anschließende Immunfluoreszenzanalyse erforderlich sind, wird das isolierte DRG sofort in ein 0,5-mL-Zentrifugenrohr mit 4 % Paraformaldehyd gelegt und das Gewebe für 3 Stunden fixiert. Nach der Fixierung wird das Gewebe 3 × 5 Minuten mit 0,1 M PBS (Hauptbestandteile: NaCl, KCl, Na2HPO4 und KH2PO4) gewaschen und das Gewebe in eine 30%ige Saccharoselösung übertragen, bis es nach unten absinkt. Abschließend wird das Gewebe in OCT eingebettet und bei −80 °C zur langfristigen Erhaltung gelagert.

3. Bestätigen Sie die Ganglionkomponenten.

1. Ergebnisse der H&E-Färbung (Abbildung 7)
   1. Fixieren Sie das isolierte DRG sofort in einem herkömmlichen histologischen Fixativ, zum Beispiel 4%-Paraformaldehyd. Nach der Fixierung wird das Gewebe mit 0,1 m Phosphatpuffer abgespült, Dehydrierung, Reinigung und Paraffineinbettung gemäß den üblichen histologischen Verfahren durchgeführt und 4–6 μm Gewebeschnitte für die nachgeschaltete Färbungsanalyse vorbereitet.
   2. Führen Sie Hämatoxylin- und Eosin-(H&E)-Färbungen an den Schnitten durch, um die Gesamtstruktur und zelluläre Morphologie des DRG zu bewerten. Verwenden Sie die gefärbten Schnitte, um die zellulären Komponenten und die Gewebeorganisation des Ganglions zu identifizieren und die Qualität des entnommenen DRG zu bestimmen.
   3. Untersuchen Sie die mit H&E gefärbten Schnitte unter dem Mikroskop und bestätigen Sie, dass das DRG überwiegend aus zahlreichen sensorischen neuronalen Zellkörpern besteht. Identifizieren Sie Neuronen mit großen, runden bis eiförmigen Somata und beobachten Sie deren deutlich sichtbare Kerne sowie die markanten Nukleoli in einigen Neuronen. Bestätigen Sie außerdem das Vorhandensein von eng angrenzenden Satellitenglialzellen, die die Neuronen in einer charakteristischen ringartigen Anordnung umgeben.
   4. Untersuchen Sie das Innere des Ganglions und identifizieren Sie die Nervenfaserbündel und Bindegewebesepta, um sicherzustellen, dass die gesamte Gewebestruktur intakt und klar organisiert ist. Überprüfen Sie, dass die zellulären Grenzen gut definiert sind und keine offensichtliche Gewebestörung oder strukturelle Desorganisation vorliegt.
   5. Bestätigen Sie eine erfolgreiche DRG-Isolierung bei der H&E-Färbung durch erhaltene Gesamtstruktur, klar definierte zelluläre Morphologie und keine erkennbaren mechanischen Schäden. Probenschäden erkennen Sie durch Beobachtung einer gestörten zellulären Architektur, undeutlichen Geweberändern oder lokaler Gewebezerstörung, die während der Dissektion oder Verarbeitung auftritt. Nutzen Sie diese H&E-Ergebnisse als praktische Grundlage zur Bewertung der Qualität der DRG-Sammlung und der Integrität des Gewebes.
2. Ergebnisse der Immunfluoreszenzfärbung von TUBB3 (Abbildung 8)
   1. Fixiere das isolierte DRG sofort in 4 % Paraformaldehyd für 3 Stunden. Sobald die Fixierung abgeschlossen ist, spülen Sie das Gewebe dreimal mit 0,1 M PBS ab und lassen Sie 5 Minuten pro Wasch ein. Als Nächstes wird das Gewebe in eine 30%ige Saccharoselösung gelegt, bis es sich am Boden absetzt, in OCT eingebettet und gefrorene Schnitte bei 8–12 μm für die nachgeschaltete Immunfluoreszenzfärbung aufgeteilt.
   2. Erhitze die Schnitte auf Zimmertemperatur, spüle sie 3 × 5 Minuten in PBS aus und führe die Antigenentnahme mit Tris-EDTA-Antigenentnahme durch. Lassen Sie die Stücke natürlich auf Zimmertemperatur abkühlen, waschen Sie sie erneut 3 × 5 Minuten mit PBS und blockieren Sie mit 5 % BSA für 30–60 Minuten bei Zimmertemperatur. Nach dem Blockierungsschritt wird der fluorophor-markierte TUBB3-Hauptantikörper aufgetragen und die Abschnitte über Nacht bei 4 °C inkubiert. Am nächsten Tag werden die Schnitte dreimal mit PBS gewaschen, die Kerne mit DAPI gefärbt, die Schnitte montiert und Bilder mit einem Fluoreszenzmikroskop aufgenommen.
   3. Untersuchen Sie die DRG-Schnitte und überprüfen Sie, ob gut erhaltene Exemplare eine deutliche Ganglionkontur, intakte Gewebestruktur und geordnete Zellanordnung aufweisen. Beobachte die TUBB3-Immunfluoreszenz hauptsächlich in sensorischen neuronalen Zellkörpern und Nervenfasern, um die gesamte neuronale Verteilung im Ganglion zu definieren. Verwenden Sie DAPI-Gegenfärbung, um die größeren TUBB3-positiven Zellen als sensorische Neuronen zu identifizieren, und beachten Sie, dass die kleinen, DAPI-positiven Kerne, die um diese Zellen verteilt sind, ein morphologisches Muster zeigen, das mit Satellitengliazellkernen übereinstimmt. Identifizieren Sie dissektions- oder verarbeitungsbedingte Schäden durch gestörte Gewebekontinuität, unregelmäßige TUBB3-Signallokalisation, schlecht definierte neuronale Morphologie oder fokale Zunahmen des Hintergrundsignals.
   4. Wenden Sie die TUBB3-Immunfluoreszenzfärbung als ergänzenden Indikator für die Integrität des DRG-Gewebes an. Eine erfolgreiche DRG-Isolierung wird durch das Vorhandensein einer erhaltenen Ganglienumriss, deutliche Fluoreszenzsignale in sensorischen neuronalen Zellkörpern und Nervenfasern, klare zelluläre Morphologie und minimale Hintergrundfärbung erkannt.

Ergebnisse

Eine erfolgreiche DRG-Isolierung erfordert die Erhaltung der Ganglionintegrität, ohne offensichtliche Kompression, Zerquetschung oder Risse. Heben Sie die seitlich verbundenen Nervenfasern vorsichtig an, lösen Sie das Ganglion schrittweise von den umliegenden Geweben und durchschneiden Sie die verbundenen Nervenfasern erst, nachdem das Ganglion vollständig mobilisiert ist, damit es intakt entfernt werden kann. Vermeiden Sie während des Eingriffs direkte Traktion auf den Ganglionkörper mi...

Diskussion

DRG spielen als Schlüsselkomponenten des peripheren sensorischen Nervensystems eine entscheidende Rolle bei der Übertragung mechanischer, thermischer und nozizeptiver Sinnesinformationen an das zentrale Nervensystem ^9,10,11. DRG-Neuronen zeigen eine charakteristische pseudounipolare Morphologie, wobei sich ein Prozess auf periphere Gewebe ausbreitet und der andere in das dorsale Horn des Rückenm...

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
0,5 mL Zentrifugenröhrchen	Nicht spezifiziert	Nicht spezifiziert	Verwendet für die feste DRG-Lagerung
20 mL Spritze	Nicht spezifiziert	Nicht spezifiziert	Verwendet für die Herzdurchspülung
30% Saccharoselösung	Nicht spezifiziert	Nicht spezifiziert	Verwendet für die Gewebeentwässerung vor der OCT-Einbettung
4% Paraformaldehyd	Servicebio	G1101
5% BSA	Solarbio	SW3015
70% Ethanol	Nicht spezifiziert	Nicht spezifiziert	Verwendet, um Haarkontamination vor der Dissektion zu reduzieren
Saugpapier	Nicht spezifiziert	Nicht spezifiziert	Verwendet, um Haare aus dem Bindegewebe zu entfernen
Erwachsene C57BL/6 Mäuse	Vital River	Nicht spezifiziert	männlich oder weiblich; 12 Wochen alt; 25–30 g
Alexa Fluor 488-konjugiertes Ziegen-Anti-Kaninchen-IgG	Servicebio	GB25303
Anti-TUBB3-Antikörper	Proteintech	CL488-66375	Verwendet für TUBB3-Immunfluoreszenz
Kohlendioxidkammer	Nicht spezifiziert	Nicht spezifiziert	Verwendet für die Euthanasie
DAPI	Servicebio	G1012
Dissektionsbrett	Nicht spezifiziert	Nicht spezifiziert	Verwendet, um die Maus während der Dissektion zu fixieren
Fluoreszenzmikroskop	Nicht spezifiziert	Nicht spezifiziert	Verwendet für die Bildgebung immunofluorescence-gefärbter Abschnitte
Friedman-Pearson Knochenrongeur	RWD	S21022-14	Aus dem Manuskript entnommen: Knochenrongeur (RWD, S21022-14)
H&E-Färbelösungs-Kit	Servicebio	G1005
Mikrochirurgische gebogene Schere	ASSI	SDCT16R8	Aus dem Manuskript entnommen: mikrogekurvte Schere (ASSI, SDCT16R8)
Mikrochirurgische Pinzette	Fine Science Tools	11254-20	Aus dem Manuskript entnommen: mikrochirurgische Pinzette (FST, 11254-20)
OCT-Compound	Sakura Finetek	Nr. 4583
PBS	Servicebio	G2156
Stifte	Nicht spezifiziert	Nicht spezifiziert	Verwendet, um die Gliedmaßen auf dem Dissektionsbrett zu fixieren
Salzlösung	Nicht spezifiziert	Nicht spezifiziert	Verwendet, um das Operationsfeld zu spülen
Schere	Fine Science Tools	14060-09	Aus dem Manuskript entnommen: Schere (FST, 14060-09)
Stereomikroskop	Leica Microsystems, Wetzlar, Deutschland	10447197	Aus dem Manuskript entnommen: Stereomikroskop (Leica, 10447197)
Tris-EDTA Antigen-Retrieval-Lösung	Solarbio	C1038