Methodenartikel

Isofluranunterstützte Elektroakupunktur in einem Rattenmodell der Oligoasthenozoospermie

DOI:

10.3791/71878

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16. Juni 2026

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1Ningxia Medical University School of Traditional Chinese Medicine, 2Medical College of Acu-Moxi and Rehabilitation, Guangzhou University of Chinese Medicine, 3Key Laboratory of Dryness Syndrome in Chinese Medicine, Ministry of Education, Ningxia Regional Key Laboratory of Integrated Traditional Chinese and Western Medicine for Prevention and Treatment of Regional High Incidence Disease, Ningxia Medical University

In diesem Artikel

Zusammenfassung

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Dieses Protokoll beschreibt die Etablierung eines adenininduzierten Oligoasthenozoospermie-Modells bei Ratten sowie die anschließende Verabreichung der Elektroakupunktur bei CV3, CV4, ST36 und SP6 unter Isoflurananästhesie. Die Ergebnisse wurden mittels computergestützter Spermienanalyse für Zahl und Beweglichkeit sowie durch Hodenhistologie mit Hämatoxylin- und Eosinfärbungen bestätigt.

Zusammenfassung

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Oligoasthenozoospermie ist eine der häufigsten Formen männlicher Fortpflanzungsstörungen. In Nagetierstudien stellt die konsequente Durchführung der Elektroakupunktur (EA) über wiederholte Sitzungen hinweg eine technische Herausforderung dar, insbesondere bei der Kombination von Abdominalmittel- und Hintergliedmaßenakupunkten, bei denen stabiler Elektrodenkontakt entscheidend ist. Zhongji (CV3), Guanyuan (CV4), Zusanli (ST36) und Sanyinjiao (SP6) wurden ausgewählt, weil diese Punkte häufig in Akupunkturprotokollen bei Unfruchtbarkeit und Samenauffälligkeiten verwendet werden und die Mittellinie des Bauchs plus die Hintergliedmaßenkonfiguration zur standardisierten Elektrodenpaarung passt. Dieser Bericht beschreibt ein praktisches Protokoll zur Etablierung eines adenininduzierten Rattenmodells der Oligoasthenozoospermie und zur Verabreichung von isofluran-assistierter EA mit gepaarter Stimulation von CV3–CV4 und ST36–SP6. Männliche Sprague-Dawley-Ratten erhielten täglich Adenin durch Gavage für 28 Tage, um Fortpflanzungsstörungen zu induzieren. Anschließend wurde EA täglich 28 Tage lang unter Inhalationsanästhesie verabreicht, wobei 3 % Isofluran zur Einleitung und 1,5 % zur Maskenpflege verwendet wurden, um eine stabile Nadeleinsetzung und Elektrodenpaarung (CV3–CV4 und ST36–SP6) mit definierten Stimulationsparametern (2 Hz, 1,5 mA, 30 Min) zu ermöglichen. Die Behandlungseffekte wurden mittels computergestützter Samenanalyse für Spermienzahl und -beweglichkeit bewertet, ergänzt durch Hodenhämatoxylin- und Eosin-(HE)-Histologie. Repräsentative Ergebnisse zeigen, dass Adeninexposition die Spermienzahl und -beweglichkeit verringerte und die Architektur des seminiferösen Tubulus störte, während EA mit einer teilweisen Erholung sowohl der Samenparameter als auch der Hodenmorphologie assoziiert war. Dieses Protokoll bietet eine klare Referenz für Studien, die eine konsistente EA-Abgabe sowie eine Samen-/histologische Verifikation in einem Rattenmodell der Oligoasthenozoospermie erfordern.

Einleitung

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Männliche Faktoren tragen wesentlich zur Unfruchtbarkeit bei und machen etwa die Hälfte aller unfruchtbaren Paare aus, wobei Auffälligkeiten in Spermienzahl und -beweglichkeit zu den häufigsten klinischen Befunden gehören 1,2. Oligoasthenozoospermie, gekennzeichnet durch eine verminderte Spermienkonzentration und eine beeinträchtigte Beweglichkeit, ist eine der häufigsten Formen männlicher Fortpflanzungsstörungen 3,4. Trotz der Verfügbarkeit von assistierten Fortpflanzungstechniken und empirischen medizinischen Therapien bleiben wirksame Strategien zur Verbesserung der Samenqualität begrenzt, was die Notwendigkeit weiter präklinischer Untersuchungenunterstreicht 5,6,7. Diese klinischen und translationalen Bedürfnisse motivieren die Entwicklung reproduzierbarer experimenteller Arbeitsabläufe zur Untersuchung männlicher Fortpflanzungsstörungen unter kontrollierten Bedingungen.

Akupunkturinterventionen wurden sowohl in klinischen als auch experimentellen Kontexten auf Samenauffälligkeiten und männliche Unfruchtbarkeit untersucht8. Obwohl klinische Studien potenzielle Vorteile für bestimmte Samenparameter andeuten, variieren deren Designs, Interventionsprotokolle und Ergebnismaße stark9. Die Elektroakupunktur (EA) eignet sich besonders für die Laborforschung, da sie kontrollierte Stimulationsparameter und eine gleichmäßigere Regulation als manuelle Akupunktur bietet, was die Bewertung behandlungsbedingter Veränderungen messbarer reproduktiver Ergebnisse erleichtert 10,11,12. Dieser prozedurale Vorteil macht EA gut geeignet für strukturierte präklinische Arbeitsabläufe in der männlichen Fortpflanzungsforschung.

Tiermodelle sind zentral für diese Bewertung, aber die Modellauswahl bleibt ein zentrales methodisches Thema in der Oligoasthenozoospermieforschung. Eine kürzlich durchgeführte systematische Übersichtsarbeit stellte fest, dass busulfan-induzierte Modellierungsmethoden umstritten sind und erhebliche Heterogenität in den Bewertungsindizes aufweisen, was die Notwendigkeit klarerer Verfahren und konsistenterer Werte hervorhebt13. Adeninbasierte Modelle bieten einen praktischen experimentellen Ansatz, da Adenin-Gavage bei Ratten eine Fortpflanzungsstörung auslösen kann, einschließlich reduzierter spermienbezogener Endpunkte und histologischer Schäden im Hodengewebe14,15. In unseren vorherigen Arbeiten wurde ein Adenin-induziertes Oligoasthenozoospermie-Rattenmodell mit EA an einem Shu-Mu-Gehirn-Nieren-Akupunkt-Set (Epangsanxian, BL23, GB25 und KI3) behandelt, zusammen mit Nicht-Akupunktur- und positiven Medikamentenkontrollbedingungen, mit erweiterten Endpunkten, die Organkoeffizienten und Serumhormonspiegel umfassten, die durch ELISA16 quantifiziert wurden. Aufbauend auf dieser experimentellen Grundlage und unter Berücksichtigung der Heterogenität bei Akupunktur-Auswahl, Kontrolldesign, Stimulationsparametern und Ergebnismaßen in bestehenden EA-Studien wurde das vorliegende Protokoll entwickelt, um den methodischen Arbeitsablauf für eine stabile EA-Gabe zu verfeinern und zu erweitern.

Dementsprechend konzentriert sich das aktuelle Protokoll auf die Abgabe und adressiert zwei praktische Variablen, die für wiederholte EA-Sitzungen bei Nagetieren entscheidend sind. Zunächst beschreiben wir zur Verhinderung von Nadelverschiebungen und intermittierendem Elektrodenkontakt durch Tierbewegung und Drahtzug, ein isofluran-erhaltenes Verfahren, das die Positionierung während der Stimulation stabilisiert und einen zuverlässigen Elektrodenkontakt während der Sitzungen gewährleistet; Dies ist besonders wichtig, wenn man Bauchmittellinienpunkte mit Hintergliedmaßen kombiniert. Zweitens wählten wir auf Grundlage früherer Übersichten und Akupunktur-Verschreibungsanalysen 9,17, die CV4, SP6, ST36 und CV3 als häufige Reproduktionsakupunkte in Unfruchtbarkeits- und Samenabnormitätsprotokollen identifizierten, CV3, CV4, ST36 und SP6 und wandten gepaarte Stimulation auf CV3-CV4 und ST36-SP6 an. Diese Konfiguration, die die Mittellinie des Bauchs und die Hintergliedmaßen kombiniert, standardisiert Elektrodenverbindungen, minimiert die Variabilität durch instabile Bleianhaftung und unterstützt reproduzierbare EA-Abgabe über wiederholte Behandlungssitzungen. Um einen protokollorientierten Umfang aufrechtzuerhalten und zuvor gemeldete endokrine, mechanistische oder positive Kontrollmodule zu vermeiden, ist die Ergebnisverifizierung auf einen primären Samen- und Hodenauswertsatz beschränkt. Dieser Satz umfasst computergestützte Spermienanalyse und Hoden-HE-Färbung, die ausreichen, um eine erfolgreiche Phänotyp-Induktion und behandlungsassoziierte Veränderungen in diesem Workflow zu bestätigen.

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Protokoll

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Alle Tierverfahren entsprachen den institutionellen Richtlinien für die Pflege und Nutzung von Labortieren und wurden vom Ethikausschuss der Ningxia Medical University genehmigt (Genehmigung Nr. IACUC-NYLAC-2021-130). Männliche Sprague-Dawley-Ratten, 8 Wochen alt und mit einem Gewicht von 180–220 g, wurden vom Experimental Animal Center der Ningxia Medical University (Lizenznummer SYXK (Ning) 2020-0001). Die Tiere wurden unter Standardlaborbedingungen bei 22–24 °C und 52%–56% relativer Luftfeuchtigkeit mit einem 12-Stunden-Licht/12-Stunden-Dunkelzyklus untergebracht und hatten freien Zugang zu Futter und Wasser.

1. Tiervorbereitung, Gruppenzuweisung und Adenin-induzierte Modellentwicklung

  1. Gewöhnen Sie die Ratten 7 Tage vor dem Experiment an und überwachen Sie täglich ihren allgemeinen Zustand.
  2. Nach der Akklimatisierung werden neun Ratten eindeutige Identifikationsnummern zugewiesen und sie zufällig im Verhältnis 1:1:1 in drei Gruppen verteilt, wobei eine computergenerierte Randomisierungssequenz verwendet wird: eine Kontrollgruppe (n = 3), eine Modellgruppe (n = 3) und eine EA-Gruppe (n = 3). Verwenden Sie jede Ratte als Versuchseinheit und beziehen alle Tiere und Proben in die Endanalyse ein, sofern nicht vordefinierte Ausschlusskriterien erfüllt sind.
  3. Führen die Forscher weiterhin computergestützte Samenanalysen und histologische Beurteilungen mit Blindheit für die Gruppenzuweisung durch.
    HINWEIS: Die Forscher, die EA durchführen, dürfen nicht geblendet werden, da die Intervention sichtbare, gruppenspezifische Verfahren beinhaltet.
  4. Bereiten Sie eine 20 mg/ml-Suspension von Adenin in normaler Kochsalzlösung mit 0,5 % (w/v) Gummi arabicum als Suspendierungsmittel vor und während der Schüttung sorgfältig vor, um Sedimentation zu verhindern.
  5. Verabreichen Sie der Kontrollgruppe Normalsalzlösung und Adenin-Suspension der Modell- und EA-Gruppe per Gavage bei 10 mL/kg, entsprechend 1 mL/100 g Körpergewicht, einmal täglich für 28 aufeinanderfolgende Tage. Verwenden Sie eine Adenin-Dosis von 200 mg/kg/Tag.
  6. Zeichnen Sie während der gesamten Modellierungsphase das Körpergewicht und den allgemeinen Zustand auf.
    HINWEIS: Adenin wird als Suspension verabreicht und setzt sich während der Handhabung ab. Halten Sie während der Gavage kontinuierliches Rühren aufrecht, um die Niederschlagung zu minimieren, die sonst zu Dosierungsinkonsistenzen und einer Verstopfung der Gavage-Nadel führen kann. Wenn eine Verstopfung auftritt, schweben Sie die Lösung gründlich wieder auf und setzen Sie die Schalnadel vor dem Fortsetzen wieder ein.

2. Isofluran-Anästhesie bei der Elektroakupunktur-Verabreichung (Abbildung 1)

  1. Bereiten Sie ein Isofluran-Anästhesiesystem mit Induktionskammer, Nasenmaske und Heizkisse vor.
  2. Führen Sie eine Anästhesie mit 3 % Isofluran in der Induktionskammer ein, bis die spontane Aktivität deutlich abnimmt.
  3. Übertragen Sie die Ratte in die Heizkisse in der Rückenposition und halten Sie während der gesamten EA eine Anästhesie mit 1,5 % Isofluran.
  4. Bestätigen Sie eine ausreichende Anästhesie durch reduzierte spontane Bewegung und Verlust des Blinzelreflexes bei regelmäßiger Atmung.

3. Treue der Stimulationsabgabe und Qualitätskontrolle

  1. Verwenden Sie ein Wärmekissen, um die Körpertemperatur während der gesamten Sitzung zu halten und die physiologische Variabilität durch Unterkühlung zu verringern.
  2. Wenden Sie bei allen Tieren und Sitzungen konsequente Anästhesie-Einstellungen an, verwenden Sie 3 % Isofluran für die Einleitung und 1,5 % Isofluran für die Erhaltung. Halten Sie die Anästhesietiefe auf dem nötigen Mindestniveau, um Problemen zu vermeiden, während Sie regelmäßig atmen.
  3. Setzen Sie sterile Einweg-Akupunkturnadeln (0,25 mm × 13 mm) vertikal an den ausgewählten Akupunkturpunkten ein. Setzen Sie die Nadeln in Tiefen von etwa 2 mm bei CV3 und CV4, 7 mm bei ST36 und 5 mm bei SP6 ein.
  4. Nach dem Einführen der Nadel und dem Anschließen der Elektrode wird visuell bestätigt, dass jede Nadel stabil bleibt, ohne sichtbare Lockerung durch Atmung oder Bewegung der Gliedmaßen. Wenn eine Verschiebung auftritt, wird die Nadel vertikal auf die ursprüngliche Tiefe wieder eingesetzt und vor der Wiederaufnahme der Stimulation stabiler Kontakt mit der Elektrode überprüft.
  5. Klemmen Sie die Elektrodenleitungen nahe dem proximalen Ende des Nadelgriffs an, führen und sichern Sie sie dann, um die Traktion zu minimieren, da das Bleigewicht und das Ziehen häufige Ursachen für Ablösung sind.
  6. Bestätigen Sie die wirksame Stimulation, indem Sie ein leichtes lokales Muskelzittern am Akupunkt ohne grobe Körperbewegung beobachten. Wenn kein Tremor vorhanden ist, überprüfen Sie erneut und bestätigen Sie den Kontakt der Elektrode und die Nadelplatzierung erneut.
  7. Führe eine einzelne standardisierte Kontrolle in der Mitte der Sitzung bei 15 Minuten durch. Falls nötig, richten Sie die Nadeln neu aus und bestätigen Sie einen leichten lokalen Tremor, bevor Sie fortfahren, um die Variabilität der Stimulation zwischen Tieren zu verringern.
    HINWEIS: Beim Anschließen des EA-Geräts schneiden Sie die Kabel am proximalen Ende des Nadelgriffs an, um den Halt durch das Kabelgewicht zu verringern. Falls nötig, sichern Sie die Leine und/oder die Nadel mit Klebeband, um ein Ablösen während der Sitzung zu vermeiden.

4. Elektroakupunkturbehandlung (Abbildung 2)

  1. Beginnen Sie die EA am Tag nach der 28-tägigen Adenin-Gavage-Phase und verabreichen Sie sie einmal täglich für 28 aufeinanderfolgende Tage.
  2. Unter Isofluran-Anästhesie werden der Unterbauch und die Hintergliedmaßen freigelegt und Zhongji (CV3), Guanyuan (CV4), Zusanli (ST36) und Sanyinjiao (SP6) anhand von anatomischen Orientierungspunkten lokalisiert.
  3. Setzen Sie sterile Einweg-Akupunkturnadeln (0,25 mm × 13 mm) vertikal in Tiefen von 2 mm bei CV3 und CV4, 7 mm bei ST36 und 5 mm bei SP6 ein.
  4. Verbinden Sie ein Elektrodenpaar mit CV3 und CV4 und das andere Paar an ST36 und SP6.
  5. Elektrische Stimulation bei 2 Hz und 1,5 mA für 30 Minuten liefern. Verwenden Sie diese Parameter, um die zuvor bei Adenin-induzierten Oligoasthenozoospermie16 verwendeten Parameter abzugleichen.
  6. Führen Sie die in Abschnitt 3 beschriebenen Qualitätskontrollprüfungen an, einschließlich einer einzigen Kontrolle mitten in der Sitzung mit 15 Minuten.
    HINWEIS: Lokalisieren Sie Rattenakupunkturen mit Bezug auf Yong Tangs Experimental Acupuncture and Moxibustion Science18, Anhang II ("Akupunkturpunkte häufig bei Versuchstieren verwendet"), zusammen mit vergleichenden anatomischen Orientierungspunkten. Da Rattenakupunkturen diskrete anatomische Bereiche statt fester geometrischer Punkte darstellen, sollten Sie eine konsistente Körperposition, feste anatomische Bezugspunkte und millimeterbasierte Oberflächenmessungen zwischen Tieren und Sitzungen verwenden. Lokalisieren Sie Zhongji (CV3) auf der ventralen Mittellinie, etwa 33 mm caudal zum Zentrum des Nabels. Lokalisieren Sie Guanyuan (CV4) auf der ventralen Mittellinie, etwa 25 mm kaudal zur Mitte des Nabels, nahe den subkutanen oberflächlichen Arterien der Bauchwand. Lokalisieren Sie Zusanli (ST36) auf der posterolateralen Seite des Knies, etwa 3 mm distal vom Fibularkopf. Lokalisieren Sie Sanyinjiao (SP6) an der medialen Seite des Hinterglieds, etwa 10 mm proximal zur Spitze des medialen Malleolus. Wenden Sie dieselben Lokalisationsreferenzen, Körperposition, Einführungswinkel und Einführungstiefe konsequent auf alle Tiere und Behandlungssitzungen an.

5. Probenentnahme

  1. Schnellen Sie die Ratten 24 Stunden nach der letzten EA-Sitzung.
  2. Intensive Anästhesie wird durch intraperitoneale Injektion von 2 % Pentobarbitalnatrium mit 2 mL/kg vor der Gewebeentnahme induziert. Bestätigen Sie die tiefe Anästhesie durch das Fehlen des Pedalrückzugsreflexes und spontaner Bewegungen.
  3. Euthanasiere die Ratte durch Enthauptung unter Tiefennarkose, nach institutionell genehmigten Protokollen.
  4. Setzen Sie die Fortpflanzungsorgane sofort aseptisch frei. Isolieren Sie eine Cauda-Epididymis für die Spermienanalyse und entfernen Sie einen Hoden für die histologische Untersuchung.
  5. Fixieren Sie den Hoden in 4 % Paraformaldehyd für mindestens 24 Stunden vor der histologischen Verarbeitung.

6. Spermienanalyse

  1. Entfernen Sie das umgebende Fett aus der Cauda Epididymis und legen Sie das Gewebe sofort in 2 ml Salzlösung, die auf 37 °C vorgewärmt ist.
  2. Inkubieren Sie das Gewebe 5 Minuten in einem 37 °C starken Wasserbad, zerkleinern Sie es mit einer Augenschere, filtern Sie die Suspension durch ein 200-Mesh-Sieb und mischen Sie das Filtrat vorsichtig.
  3. Laden Sie einen 10-μL-Aliquot der Spermiensuspension in eine vorgewärmte Zählkammer und analysieren Sie Spermienzahl und -beweglichkeit mit einem computergestützten Samenanalysesystem (CASA).
  4. Verwenden Sie für alle Proben innerhalb eines Experiments denselben Kammertyp, dieselbe Erwärmungsbedingungen und dieselbe Aufnahmeeinstellungen.

7. Histologische Untersuchung des Hodengewebes

  1. Fixieren Sie das Hodengewebe in 4 % Paraformaldehyd für mindestens 24 Stunden. Schneide den Zielbereich ab und stecke ihn in beschriftete Kassetten.
  2. Dehydrieren Sie die Proben durch eine graduierte Ethanolserie, reinigen Sie sie mit Xylol, infiltrieren Sie sie mit Paraffin, betten sie ein und segmentieren Sie sie bei 4 μm.
  3. Lassen Sie die Abschnitte in einem 40 °C Wasserbad schwimmen, montieren Sie sie auf Folien und trocknen Sie sie in einem 60 °C Ofen.
  4. Für die Färbung von Hämatoxylin und Eosin entwachst man die Schnitte mit Xylen, rehydratiert sie durch graduales Ethanol, färbt sie 5–10 Minuten mit Hämatoxylin und 1–5 Minuten mit Eosin, dann dehydriert, klärt und montiert.
  5. Untersuchen Sie die Organisation des seminiferen Tubulus und die spermatogene Zellanordnung unter konstanten Vergrößerungseinstellungen in allen Gruppen.

8. Bewertung der Modellbildung und behandlungsassoziierter Veränderungen

  1. Bestätigen Sie die Modellbildung durch eine Verringerung der Spermienzahl und -beweglichkeit sowie die desorganisierte Struktur des seminiferen Tubulus im Vergleich zur Kontrollgruppe.
  2. Behandlungsassoziierte Veränderungen durch erhöhte Spermienzahl und -beweglichkeit sowie partielle Wiederherstellung der Morphologie des seminiferösen Tubulus in der EA-Gruppe im Vergleich zur Modellgruppe bestätigen.
  3. Definieren Sie technisch kompromittierte Proben, wie solche mit verzögerter Spermienverarbeitung, Kammerladeversagen oder minderwertigen Schnitten, die nichts mit der Modellierung zu tun haben, als Ausschlusskriterien. Dokumentiere alle Ausschlüsse während der Analyse.

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Ergebnisse

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Spermienanalyse (Abbildung 3)
Epididymal-Spermiensuspensionen wurden mit einem computergestützten Samenanalysesystem analysiert, um Spermienzahl und -beweglichkeit zu quantifizieren. In diesem repräsentativen Datensatz reduzierte die Adenin-Verabreichung beide Parameter im Vergleich zur Kontrollgruppe deutlich, was die erfolgreiche Modellbildung bestätigte. Die EA-Intervention erhöhte anschließend die Spermienzahl und -beweglichkeit im Vergleich zur Modellgruppe (Abbildung 3

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Diskussion

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Angesichts der multifaktoriellen Ätiologie der Oligoasthenozoospermie und der begrenzten Wirksamkeit verfügbarer pharmakologischer Behandlungen haben Akupunktur und EA als wiederholbare, nicht-pharmakologische Interventionen Aufmerksamkeit erlangt19. Die vorhandene klinische und präklinische Literatur deutet auf mehrere plausible Mechanismen hin, durch die Akupunktur oder EA die männliche Fortpflanzungsfunktion beeinflussen kann, darunter die Modulation der neuroe...

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Offenlegungen

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Die Autoren geben keine konkurrierenden finanziellen oder nicht-finanziellen Interessen an.

Danksagungen

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Diese Arbeit wurde vom National Natural Science Foundation of China Regional Science Fund (82460972) 2024 und dem National Natural Science Foundation of China Regional Science Fund 2022 (82260967) unterstützt; das zentrale Forschungs- und Entwicklungsprogramm 2022 der Autonomen Region Ningxia Hui (2022BEG02040); das Erstklassige Disziplinenbauprojekt der Schule für Traditionelle Chinesische Medizin der Ningxia Medizinischen Universität (ZY0019110305); das wichtige Forschungs- und Entwicklungsprogramm 2023 des Yanchi County (2023YCYDCT003); und das Sonderprogramm für Wissenschaft und Technologie zum Nutzen der Menschen in der Autonomen Region Ningxia Hui (2024CMG03054).

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
AdenineBeijing Solarbio Science & Technology Co.Ltd.A8330
CASA computer-assisted semen analysis systemNanning Songjing Tianlun Biotechnology Co.,Ltd.VICOS-SPERM
ZentrifugeSartoriusA-14C
DifferenzierungsflüssigkeitShanghai Biyuntian Biotechnology Co.,LtdC0163M
Einweg-sterile AkupunkturnadelnHanyi-Marke0,25 mm ´ 13 mm
TrocknungsmaschineLeicaHI1220
Elektrischer StimulatorChangzhou Yingdi Electronic Medical Device Co., LtdKWD-808I
Elektronische WaageHangzhou Youheng Weighing Equipment Co.,LtdHLD-6002
Eosin Y-FärbelösungLanke BiotechBS248
Hämalaun-FärbelösungZhuhai Beso Biotechnology Co. LTDBA-4041
IsofluranRWD Life Science Co., Ltd.R510-22-10
MikrotomLeicaRM2255
Neutraler BalsamBeijing Zhongshan Jinqiao Biotechnology Co.,LtdZli-9555
ParaffineinbettungsmaschineLeicaHistoCore Arcadia H
SD-RattenAnimal Center of Ningxia Medical University8 Wochen alt, Männlich, 180-220 g
DiapositivscannerLeicaAperio LV1
Kleintier-NarkosemaschineRWD Life Science Co., Ltd.R500
Vortex-OszillatorHaimen Qilin Bell Instrument Manufacturing Co.,LtdQL-902
WärmepadDongguan Hongda Electronics Co., Ltd.45W-80X28CM

Referenzen

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Oligoasthenozoospermia ModelElectroacupuncture ProtocolIsoflurane AnesthesiaRat Reproductive DysfunctionAdenine Induced ModelSperm MotilitySperm CountAcupuncture AcupointsSemen AnalysisTesticular Histology

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