Die Blutentnahme aus der Schwanzarterie bei Ratten unter Isofluran-Anästhesie ermöglicht eine schonende, kontrollierte Gewinnung vergleichsweise großer Blutmengen. Die schnelle Erholung und die Eignung für wiederholte Entnahmen machen diese Methode ideal für Längsschnittstudien, die zuverlässige physiologische Parameter erfordern.
Schnellbericht
Blutentnahme aus der Schwanzarterie bei mit Isofluran anästhesierten Ratten reduziert Stress und verbessert die Zuverlässigkeit
In diesem Artikel
Zusammenfassung
Zusammenfassung
Diese Methode beschreibt die Blutentnahme aus der Schwanzarterie bei mit Isofluran anästhetisierten Ratten. Die Verwendung von Isofluran minimiert Abwehrbewegungen und ermöglicht dadurch ein kontrolliertes, stressarmes Verfahren sowohl für das Tier als auch für den Forscher. Weitere Vorteile sind die schnelle Erholung der Tiere nach der Blutentnahme aufgrund der kurzen Wirkdauer von Isofluran, die Möglichkeit, vergleichsweise große Blutmengen an einer einzigen Punktionsstelle zu gewinnen, sowie die Eignung der Technik für wiederholte Blutabnahmen. Zudem könnte der schnelle arterielle Blutfluss die Wahrscheinlichkeit von Koagulationsartefakten verringern, obwohl dies in der vorliegenden Studie nicht spezifisch untersucht wurde. Die Ergebnisse wurden im Rahmen einer pharmakokinetischen Studie ermittelt. Die Blutentnahme war bei allen Tieren erfolgreich, was einer Erfolgsquote von 100 % entspricht. 24 h nach der Blutentnahme wurde kein signifikanter Gewichtsverlust beobachtet, und die Tiere erholten sich rasch, ohne sichtbare Anzeichen von Belastung oder verfahrensbedingte Komplikationen aufzuweisen. Insgesamt eignet sich dieser Ansatz hervorragend für experimentelle Bedingungen, die eine zuverlässige und reproduzierbare Blutentnahme mit minimalem Handling-Stress erfordern. Nach einer kurzen Einarbeitungsphase erwies sich das Verfahren als zuverlässig für den routinemäßigen experimentellen Einsatz. Bei der Planung von Experimenten und der Interpretation der Ergebnisse sollte jedoch der mögliche Einfluss der Isoflurananästhesie auf Blutgas-, Stoffwechsel- und endokrine Parameter berücksichtigt werden.
Einleitung
Die Blutentnahme ist eine Schlüsseltechnik in der experimentellen Forschung mit Ratten zur Beurteilung physiologischer und pharmakokinetischer Parameter. Empfohlene Techniken umfassen Schnitt in den Schwanz, Entnahme aus der lateralen Schwanzvene, der Safenvene, der sublingualen Vene, der Vena jugularis, dem retroorbitalen Sinus sowie die Katheterisierung1,2,3,4,5,6,7. Die Wahl des Verfahrens hängt jedoch von den gewünschten Ergebnissen ab, und jedes Verfahren weist inhärente Einschränkungen auf.
Die Blutentnahme aus der seitlichen Schwanzvene und die Schwanzinzision können nur begrenzte Volumina liefern, während die retroorbitale Entnahme, obwohl effizienter, invasiver ist, die Erholung beeinträchtigt1 und Risiken von Gewebeschäden4,8 sowie ethische Bedenken mit sich bringt. Für die Entnahme aus der Vena saphena ist eine Fixierung und das Rasieren der Punktionsstelle erforderlich2, was Stress auslösen und die experimentellen Ergebnisse beeinflussen kann. Wiederholte Blutabnahmen aus der Vena saphena können aufgrund der kurzen Venenlänge und der raschen Blutstillung ebenfalls schwierig sein. Gleiches gilt für die sublinguale Vene. Obwohl über die Punktionsentnahme aus der Vena jugularis große Blutmengen schnell gewonnen werden können, besteht die Gefahr einer Lungenverletzung mit Pneumothorax. Außerdem muss die Punktionsentnahme aufgrund der Nichtsichtbarkeit der Vene blind erfolgen6.
In diesem Zusammenhang gewinnen verfeinerte Methoden, die das Leid der Tiere minimieren und gleichzeitig eine hohe Probenqualität sicherstellen, zunehmend an Bedeutung. Die Blutentnahme aus der Schwanzarterie unter Isofluran-Narkose bietet einen solchen Ansatz. Die Verwendung einer kurzwirksamen Inhalationsnarkose reduziert den Stress durch Handhabung und ermöglicht ein kontrolliertes Vorgehen. Zudem wird durch die arterielle Blutentnahme die Gewinnung hochwertiger Blutproben erwartet, wobei das Risiko von Koagulationsartefakten aufgrund des schnellen Blutflusses verringert ist. Die Technik eignet sich besonders für wiederholte Entnahmen und Längsschnittstudien, da die Tiere sich rasch erholen und die physiologische Belastung minimiert wird. Insgesamt verbindet diese Methode technische Zuverlässigkeit mit verbesserter Tierwohlfahrt und ist daher gut geeignet für experimentelle Ansätze, die präzise und reproduzierbare Blutmessungen erfordern.
Protokoll
Alle Experimente, die die vorgestellte Methode betreffen, wurden von dem Ethikkomitee der Medizinischen Universität Wien und vom österreichischen Ministerium für Bildung, Wissenschaft und Forschung genehmigt.
1. Vorbereitung
HINWEIS: Bereiten Sie alle erforderlichen Materialien vor der Anästhesie vor, um einen reibungslosen und effizienten Ablauf zu gewährleisten.
- Füllen Sie die Spritze mit 3,2 % Citrat (Menge hängt von den gewünschten Parametern ab), um eine Blutgerinnung zu verhindern.
- Stellen Sie den Sauerstofffluss auf 0,5 L/min ein und leiten Sie ihn in die Induktionskammer und die Maske.
- Verschließen Sie den Schlauch, der mit der Maske verbunden ist, um sicherzustellen, dass das Induktionsgas und Sauerstoff ausschließlich in die Kammer geleitet werden.
- Nehmen Sie die Ratte aus dem Käfig und legen Sie sie in die Induktionskammer.
- Schließen Sie den Deckel der Induktionskammer, und stellen Sie sicher, dass der Schwanz oder die Füße der Ratte nicht eingeklemmt werden.
- Stellen Sie das Isofluran auf 3 % ein (abhängig vom Schlauchsystem) und halten Sie diesen Wert so lange aufrecht, bis die Ratte den Verlust der spontanen Bewegung und des Aufrechterhaltungsreflexes zeigt.
- Wippen Sie die Kammer vorsichtig hin und her, um den Verlust des Aufrechterhaltungsreflexes zu bestätigen.
- Verschließen Sie den Schlauch, der mit der Box verbunden ist, um das Gas und den Sauerstoff zur Maske umzuleiten.
- Öffnen Sie den Deckel der Kammer und nehmen Sie die Ratte heraus.
- Platzieren Sie die Ratte in Rückenlage auf der Heizplatte (38 °C), wobei ihre Nase in der Maske positioniert ist (Abbildung 1).
- Reinigen Sie den Schwanz mit Wasser und trocknen Sie ihn mit Papiertuch.
- Desinfizieren Sie den Schwanz mit Alkohol.
- Überprüfen Sie das Fehlen des interdigitalen Reflexes, indem Sie zwischen den Zehen des Hintergliedmaßes der Ratte zwicken und das Fehlen einer Wegzugsreaktion bestätigen.
Abbildung 1: Rattenposition. Die Ratte liegt auf dem Rücken, wobei ihre Nase in die Anästhesiemaske eingeführt ist. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.
2. Blutentnahme
HINWEIS: Die Arterie befindet sich an der ventralen Seite des Schwanzes. Die optimale Punktionsstelle liegt zwischen dem mittleren und dem distalen Teil des Schwanzes. Die Arterie wird hauptsächlich anhand ihrer anatomischen Position identifiziert, aber bei schwach pigmentierten Ratten (z. B. Sprague Dawley) kann die ventrale Schwanzarterie gelegentlich als schwach bläulich erscheinendes Gefäß sichtbar sein. In diesem Fall lässt sich die ventrale Schwanzarterie gewöhnlich an der Basis des Schwanzes anhand ihrer anatomischen Lage in der ventralen Mittellinie leicht identifizieren. Sobald sie lokalisiert ist, kann ihrem Verlauf distal bis zur geplanten Punktionsstelle gefolgt werden.
- Folgen Sie der Arterie von proximal nach distal.
- Orientieren Sie die Nadelöffnung nach oben.
- Stechen Sie die Nadel in einem Winkel von etwa 30 ° ein (Abbildung 2).
- Führen Sie die Nadel kranial und anschließend parallel zum Schwanz fort (Abbildung 2).
- Ziehen Sie das Blut in die Spritze (Abbildung 2).
HINWEIS: Wenn sich die Nadel leicht vorwärts bewegen lässt, entnehmen Sie das erforderliche Blutvolumen gemäß den geltenden Richtlinien. Falls der Blutdruck zu niedrig für die Entnahme ist, verringern Sie die Isofluran-Konzentration auf 2,5 % und wiederholen Sie den Vorgang, ohne die Nadel aus der Einstichstelle zu entfernen. Bei jeder weiteren Blutentnahme sollte die Einstichstelle kranial zur vorherigen Stelle liegen. - Drücken Sie mit einem Tupfer auf die Injektionsstelle, bevor Sie die Nadel entfernen.
- Schalten Sie die Gasanästhesie aus und überprüfen Sie die Einstichstelle.
HINWEIS: Sobald die Blutung gestoppt ist, bringen Sie die Ratte in ihren Heimkäfig zurück.
Abbildung 2: Einstichstelle. Die Einstichstelle befindet sich ventral zwischen dem mittleren und dem distalen Drittel des Schwanzes, und die Nadel sollte in einem Winkel von 30° eingeführt werden. Bitte klicken Sie hier, um eine vergrößerte Version dieser Abbildung anzusehen.
3. Blutverarbeitung
- Geben Sie das gesammelte Blut in ein Reagenzglas.
- Lagern Sie das Blut auf Eis, bis zur Zentrifugation.
Ergebnisse
Die in dieser Methodenpublikation präsentierten Daten wurden im Rahmen einer pharmakokinetischen Studie gewonnen. Es wurden ausschließlich männliche Sprague-Dawley-Ratten im Alter von 6–8 Wochen mit einem Körpergewicht zwischen 393 g und 429 g einbezogen. Am Tag 0 wurde eine einzelne Blutprobe (0,3 mL) aus der Schwanzarterie entnommen. Das Körpergewicht wurde unmittelbar vor der Blutentnahme sowie erneut 24 Stunden nach der Probenentnahme erfasst. Das Anästhetikum wurde rasch ausgeatmet, und die Tiere erholten sich schnell. Kurz danach begannen sie zu fressen und zeigten keine Anzeichen einer beeinträchtigten allgemeinen Wohlbefindens. Die Ratten zeigten keine Anzeichen von Stress oder Angst, wenn sie für nachfolgende Blutentnahmen aus dem Käfig genommen wurden. Auch in den Tagen nach dem Eingriff wurde kein defensives Verhalten beobachtet. Bei korrekter Durchführung des Verfahrens waren keine Hämatome am Schwanz sichtbar. Die Tiere zeigten weder unmittelbar nach der Blutentnahme noch in den folgenden Tagen Schmerzäußerungen, und die Entnahmestellen am Schwanz waren bei Berührung schmerzfrei. Innerhalb von 24 Stunden nach der Blutentnahme wurde kein Gewichtsverlust beobachtet. Das mittlere Körpergewicht stieg von 409 g am Tag 0 auf 419 g am Tag 1, was einer mittleren Gewichtszunahme von 2,6 % ±± 1,1 % entspricht, was darauf hindeutet, dass die Blutentnahme gut vertragen wurde (Abbildung 3).
Abbildung 3: Körpergewichtsänderung. Körpergewicht (g) vor (d0) und 24 h nach (d1) der Blutentnahme bei Ratten (n = 12). Es wurde kein Gewichtsverlust nach der Blutentnahme beobachtet. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.
Diskussion
Die vorgestellte Methode zur Blutentnahme aus der Schwanzarterie eignet sich besonders für Studien, die wiederholte Blutabnahmen oder vergleichsweise große Blutprobenmengen erfordern. Im Vergleich zur Entnahme aus der Schwanzvene ermöglicht die Technik die Gewinnung größerer Blutmengen an einer einzigen Punktionsstelle und bietet möglicherweise praktische Vorteile bei wiederholten Abnahmen, da wiederholte Venenpunktionen aufgrund von Hämatombildung und verminderter Venenzugänglichkeit schwieriger werden können. Gemäß den Empfehlungen der Gesellschaft für Versuchstierkunde / Society of Laboratory Animal Science (GV-SOLAS) und der Federation of European Laboratory Animal Science Associations (FELASA) sollte eine einzelne Blutentnahme 10 % des zirkulierenden Blutvolumens nicht überschreiten, während wiederholte tägliche Entnahmen auf etwa 1 % des zirkulierenden Blutvolumens pro 24 Stunden begrenzt sein sollten, gefolgt von einer angemessenen Erholungsphase. Die beschriebene Technik ermöglicht es, diese empfohlenen Entnahmemengen zuverlässig und reproduzierbar zu erzielen, wodurch sie sowohl für einzelne als auch für wiederholte Blutentnahmeprotokolle geeignet ist.
Eine ideale Blutentnahmetechnik sollte ausreichende Blutmengen für die geplanten Analysen bereitstellen, gleichzeitig den prozeduralen Stress minimieren und hochwertige Proben sicherstellen. Die Blutentnahme aus dem retroorbitalen Venenplexus und der sublingualen Vene kann aufgrund von Gewebetrauma zu Gerinnungsproblemen führen8,9, was für Gerinnungsstudien suboptimal wäre. Ebenso könnten Tropfmethoden – wie das "Melken" der Schwanzvene – zu einer probenbedingten Gerinnung führen. Im Vergleich zu diesen Entnahmemethoden zeigt arterielles Blut, das über die Schwanzarterie gewonnen wird, eine geringere Neigung zu vorzeitiger Gerinnung. Dies könnte auf den schnellen Sammelvorgang, das Fehlen von Gewebetrauma sowie den unmittelbaren Kontakt des Blutes mit Citrat in der Spritze zurückzuführen sein, wodurch die Gerinnung wirksam verhindert wird. Andere Techniken, wie die Punktion der Vena jugularis, bergen das Risiko von Organschäden1,6, und die empfohlenen Katheterisierungsverfahren erfordern eine Vollnarkose, gefolgt von postoperativer Pflege und Wundversorgung. Regelmäßiges Spülen des Katheters ist notwendig, um Verstopfungen zu vermeiden, und es besteht stets die Gefahr, dass die Tiere den Katheter entfernen.
Die Blutentnahme aus der Arteria caudalis erfordert eine kurze Sedierung, da die Tiere in Rückenlage gebracht werden müssen und die Punktion schmerzhaft ist, wodurch Abwehrbewegungen wahrscheinlich werden. Die Anwendung von Isofluran-Anästhesie minimiert Abwehrbewegungen und ermöglicht es, den Eingriff kontrolliert und effizient durchzuführen. Dadurch kann die Blutentnahme rasch abgeschlossen werden, wodurch die Belastung für das Tier im Vergleich zu Venenentnahmetechniken aus der Schwanzvene, bei denen es länger dauern kann, die gewünschte Blutmenge zu gewinnen, verringert wird. Das Fehlen von Abwehrbewegungen reduziert zudem die Wahrscheinlichkeit wiederholter Nadelstiche. Wichtig ist, dass die Tiere den Eingriff nicht bewusst wahrnehmen, sich schnell erholen und in der Regel unmittelbar nach der Probenentnahme ihr normales Verhalten wieder aufnehmen1. Nach der Blutentnahme erholten sich die Tiere rasch von der Isofluran-Narkose und nahmen in der Regel kurz danach ihr normales Verhalten wieder auf. In der vorliegenden Studie zeigte die Körpergewichtsmessung 24 Stunden nach der Blutentnahme im Vergleich zum Ausgangswert eine leichte Zunahme, was darauf hindeutet, dass die Nahrungsaufnahme durch den Eingriff nicht negativ beeinflusst wurde und eine komplikationslose Kurzzeiterholung unterstützt.
Es ist bekannt, dass Isofluran den Blutdruck senkt10,11, was die venöse Blutentnahme aufgrund einer verminderten venösen Füllung erschweren kann. Im Gegensatz dazu erfordert die venöse Blutentnahme ohne Anästhesie eine Fixierung1,2, die erheblichen Stress auslösen und möglicherweise die experimentellen Ergebnisse beeinflussen kann. Abgesehen davon führt Stress zu einer Vasokonstriktion, wodurch die Blutentnahme ebenfalls erschwert werden kann. Ein vermindertes Blutdruckniveau kann zudem die arterielle Blutentnahme beeinträchtigen; nach unserer Erfahrung lässt sich dieses Problem jedoch leicht durch Anpassung der Isoflurankonzentration bewältigen, wodurch ein ausreichender Blutfluss für die Entnahme aufrechterhalten wird.
Isofluran ist jedoch bekannt dafür, physiologische Parameter, insbesondere Blutgaswerte, aufgrund einer Atemdepression zu beeinflussen12,13. Isofluran kann die Atemfunktion und den Gasaustausch beeinträchtigen und dadurch die arteriellen Sauerstoff- und Kohlendioxidgehalte verändern. Mehrere Studien haben gezeigt, dass Isofluran auch metabolische und endokrine Parameter beeinflussen kann, darunter Blutglukose, Laktat, Insulin, Corticosteron und den Lipidstoffwechsel14,15,16. Dennoch hat sich gezeigt, dass Isofluran im Vergleich zu mehreren anderen Anästhesieprotokollen weniger Veränderungen bei stressbezogenen Parametern hervorruft und bietet zudem die Vorteile einer schnellen Induktion, einer kurzen Erholungszeit und einer präzisen Steuerung der Anästhesietiefe, wodurch es sich besonders gut für routinemäßige Blutentnahmen eignet14. Daher sollte der potenzielle Einfluss von Isofluran bei der Planung und Interpretation von Experimenten berücksichtigt werden, da unter Narkose gewonnene arterielle Blutproben möglicherweise nicht die Ausgangsbedingungen der Physiologie genau widerspiegeln. Für pharmakokinetische Studien sind diese Effekte jedoch oft von geringerer Relevanz im Vergleich zu dem Nutzen, reproduzierbare Blutproben zu erhalten und gleichzeitig stressbedingte Belastungen durch Handhabung zu minimieren.
Ein zusätzlicher Aspekt ist die berufliche Exposition des Experimentators gegenüber Isofluran. Da das System nicht vollständig geschlossen ist, besteht während des Eingriffs ein Risiko der Exposition gegenüber anästhetischem Gas. Die Arbeit unter einer laminarer Luftströmung erzeugenden Haube oder mit geeigneten Absaugsystemen würde die Exposition minimieren, jedoch ist eine solche Ausrüstung möglicherweise nicht in allen experimentellen Umgebungen verfügbar.
Insgesamt stellt die beschriebene Technik eine wertvolle Alternative zu herkömmlichen Blutentnahmemethoden dar, die eine erwartet gute Probenqualität mit reduziertem Stress und verbesserten Handhabungsbedingungen kombiniert. Sie bietet klare Vorteile hinsichtlich des Tierschutzes und der prozeduralen Effizienz. Ihre Eignung hängt letztendlich von der spezifischen Forschungsfrage ab, ist jedoch besonders vorteilhaft in experimentellen Ansätzen, bei denen zuverlässige Blutparameter und eine minimale physiologische Störung entscheidend sind.
Offenlegungen
Der Autor hat keine Interessenkonflikte offenzulegen.
Danksagungen
Der Autor möchte gerne danken Katharina Tillmann dafür, dass sie sie dazu inspiriert hat, diese Methode zu veröffentlichen.
Materialien
| Name | Unternehmen | Katalognummer | Kommentare |
|---|---|---|---|
| Anästhesiesystem | Dräger | https://www.draeger.com/en-us_us/Productfinder/Anaesthesia/Anaesthesia-Machines#products | Gasanästhesie |
| Citrat-Vakuumröhrchen (Natriumcitrat 3,2 %) | Greiner Bio-One | 454332 | Antikoagulans |
| Eppendorf-Röhrchen 1,5 mL | Eppendorf | 3,01,25,150 | Blutlagerung |
| Isofluran-Flüssigkeit (Isospire) | Dechra | Gasanästhesie | |
| Kanüle (25 G ´ 5/8'') | BD Microlance | 300600 | Blutentnahme |
| Spritze 1 mL (Tuberkulin-Luer) | Chirana | CHTUB01 | Blutentnahme |
| Thermomaquet 2000 | Maquet | Thermomaquet 2000 | Heizsystem |
| Zelletten-Zellulosetampon 5 cm ´ 4 cm | Lohmann&Rauscher | Hämostase |
Referenzen
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