Zuverlässige Erstellung eines murinalen abdominalen Aortenaneurysma-Modells unter Verwendung von Elastinsensibilisierung und perivaskulärer Elastase

Zusammenfassung

Dieses Protokoll bietet eine wiederholbare und zuverlässige Methode zur Induzierung von abdominalen Aortenaneurysmen (AAAs) bei C57BL/6-Mäusen mittels Elastinsensibilisierung und perivaskulärer Elastase-Anwendung als AAA-Modell, das eine Immunsensibilisierungskomponente integriert.

Zusammenfassung

Der Abbau der elastischen Lamellärmatrix in der Bauchaortenwand ist ein histopathologisches Merkmal von abdominalen Aortenaneurysmen (AAA). Wachsende Belege deuten auf den Abbau von Elastin und verwandte Immunantworten des Wirts in die Pathogenese von AAA hin. Eine effektive Modellierung dieser Prozesse ist wichtig, um das Verständnis und die Behandlung dieser häufigen Krankheit zu verbessern. Während frühere AAA-Modelle Elastin-disruptive Techniken zur Aneurysma-Einleitung verwendeten, erklärt die einmalige Verwendung von Elastase in vielen dieser Modelle nicht die fortlaufende Immunantwort gegen Elastin und dessen Abbauprodukte (EDP). Um diese anhaltende Immunantwort zu modellieren, entwickelten wir ein Modell, das C57BL/6-Mäuse durch subkutane Injektion von EDP sensibilisiert, 7 Tage vor der Aneurysma-Induktionsoperation. Die Aneurysma-Induktionsoperation erfolgt mit der Exposition der abdominalen Aorta und der Anwendung der topischen Elastase im periaortischen Kompartiment, mit dem Ziel, Elastin und EDP auf der Mausaorta freizulegen. Mit diesen exponierten Haufen sollte das Tier eine Immunantwort gegen diese Antigene auslösen, gegen die es zuvor sensibilisiert war. Die wiederholte "Auffrischungs"-EDP-Injektion 7 Tage später dient dazu, diese Immunantwort zu verbreiten. Hier beschreiben wir das Protokoll für die zuverlässige Herstellung von AAA bei C57BL/6-Mäusen mittels multipler Sensibilisierungen mit EDP, gefolgt von einer AAA-Induktionsoperation mit perivaskulärer Elastase-Anwendung. Dieses Modell kann schnell und zu moderaten Kosten erstellt werden, wobei bei 82 % der Mäuse >30 % Aortendilation mittels Videomikrometrie und 73 % durch Ultraschallmessung sowie >50 % Dilatation bei 64 % durch Videomikrometrie und 27 % durch Ultraschall erreicht werden, gemessen am Tag 21 nach der Einleitungsoperation. Diese Technik ist zudem mit einer intraoperativen Überlebensrate von 95 % verbunden.

Einleitung

Abdominalaortenaneurysma (AAA) betrifft weltweit >35 Millionen Menschen und 4–8 % der Männer im Alter von 65 bis 80 Jahren. Der Riss, die verheerendste Komplikation der AAA, tritt typischerweise auf, wenn die mechanische Wandbelastung des Aneurysmas die Stärke des Aortengewebes übersteigt, was zu massiven Blutungen und einer Gesamtsterblichkeitsrate von 80−90 ^{% führt.} Die aktuelle Behandlung zielt auf Prävention ab, mit Ultraschalluntersuchungen von Hochrisikopersonen und chirurgischen Reparaturen, wenn das Risiko eines Rupturs das Reparaturrisiko übersteigt, typischerweise bei 5,5^{cm Durchmesser.} Allerdings sind die meisten AAAs asymptomatisch, und viele werden zufällig mit⁶ diagnostiziert. Daher sollten Anstrengungen unternommen werden, um Hochrisikopatienten zu identifizieren und nicht-chirurgische Behandlungen zu entwickeln, um das Wachstum von AAA und damit das Risiko eines Risses zu verringern.

Um medizinische Behandlungen für AAA zu entwickeln, muss die Pathogenese besser verstanden werden. Derzeit werden mehrere experimentelle Modelle verwendet, darunter Kleintiermodelle mit Angiotensin-II-Infusion⁷, Xenografting⁸, Calciumchlorid-Anwendung⁹ und Infusion¹⁰ und/oder topischer Anwendung von Elastase¹¹. Jedes dieser Modelle verwendet ein anderes Verständnis der pathologischen Grundlage von AAA, und die meisten wurden seit der Einführung modifiziert, verbessert oder mit anderen Methoden kombiniert.

Wichtig ist, dass die AAA-Histologie den Verlust der normalen lamellenartigen Elastinmatrix zeigt, die auch im Lungengewebe bei chronisch obstruktiver Lungenerkrankungen^{beobachtet wird 12,13}. Der Abbau von Elastin durch die Matrix-Metalloproteinase-Aktivität stellt eine wichtige Verbindung zwischen AAA-Pathogenese und Rauchen dar, dem wichtigsten modifizierbaren Risikofaktor für AAA-Bildung^12,14. Bemerkenswert ist, dass reduziertes Aortenelastin, Elastinfaserstörungen und erhöhte zirkulierende Elastinpeptide im humanen AAA beobachtet werden und mit einer erhöhten AAA-Wanddehnbarkeit^15,16 assoziiert sind. Daher ist die Anregung des Elastinabbaus entscheidend, um ein übersetzbares AAA-Modell zu schaffen. Bestehende AAA-Modelle, die auf Elastinabbau basieren, sind zwar wirksam, können aber durch hohe Tiersterblichkeitsraten, insbesondere in Modellen, die Aortenkanüle¹⁷ verwenden, sowie durch inkonsistente Aneurysmenbildung, insbesondere in Modellen, die ausschließlich auf topische Elastaseanwendung¹⁸ angewiesen sind, erschwert werden. Darüber hinaus unterliegen alle Modelle, die auf Einleitungsoperationen angewiesen sind, Lernkurven und technischer Unterschiede des Bedieners.

Um diese Probleme zu lösen, nutzen wir die Immunantwort des Wirts, um Tiere durch Injektion von Elastinabbauprodukten (EDP) auf Elastin zu sensibilisieren. Eine Woche später erfolgt die Aneurysma-Einleitungsoperation in standardisierter schrittweiser Form, bei der periaortische Anwendung von Elastase EDP-Gruppen erzeugt wird, gegen die der sensibilisierte Wirt eine Immunantwort auslösen kann. Eine anschließende "Booster"-EDP-Sensibilisierung, eine Woche nach der Einleitungsoperation, stellt sicher, dass die Immunantwort des Wirts fortbesteht. Wiederholte Immunsensibilisierung ermöglicht eine zuverlässige Aortendilation. Wir verwenden ein Maus-AAA-Modell aufgrund geringerer Kosten, einfacher Wartung, schneller Krankheitsentwicklung und technischer Konsistenz.

Dieses Modell führt nicht zuverlässig zu einem Aortenriss und ist daher nicht für die Untersuchung von Faktoren im Zusammenhang mit AAA-Ruptur gedacht. Dieses Modell führt jedoch zuverlässig zu einer progressiven Aortendilation bis 21 Tage nach der Einleitungsoperation. Daher eignet sich das Modell am besten zur Untersuchung therapeutischer Methoden, die die Aortendilation während der Entstehung des Aneurysma reduzieren oder umkehren können.

Protokoll

1. Ultraschallbildgebung

1. Bereite die Maus vor
   1. Setze die Maus in die Anästhesie-Einleitungskammer.
   2. Verabreichen Sie inhaliertes Isofluran mit 1,8−2 % und Sauerstoff, bis die Maus betäubt ist. Stellen Sie sicher, dass Anästhesiegasbehälter mit dem Anästhesieapparat verbunden sind, um die Exposition des Bedieners gegenüber flüchtigen Anästhetika bei Verwendung von Isofluran zu verringern.
   3. Legen Sie die Maus in Rückenposition auf eine auf 37 °C erhitzte Bühne, wobei die Nase der Maus in den Anästhesiekegel gelegt wird.
   4. Klebe die Hintergliedmaßen mit Etikettierband an die Bühne.
   5. Tragen Sie ein Haarentfernungsmittel mit einem Baumwollspitzenapplikator auf den Bauch auf und warten Sie 30 Sekunden.
   6. Entfernen Sie das Bauchhaar mit einem 5 cm x 5 cm großen Baumwoll-Mullpad.
   7. Lege erwärmtes Ultraschall-Transmissionsgel auf den Bauch der Maus.
2. Setzen Sie eine 38-MHz-Ultraschallsonde auf den Bauch und identifizieren Sie den Beckengirtel.
3. Identifizieren Sie die Aorta als eine röhrenförmige Mittellinienstruktur, die nicht komprimierbar ist und moderat nach hinten gerichteten Druck durch die Ultraschallsonde ausgeübt wird.
   HINWEIS: Die untere Vena cava (IVC) erscheint als luminale Struktur rechts von der Aorta der Maus und ist komprimierbar, wenn moderat nach hinten gerichteten Druck über die Ultraschallsonde ausgeübt wird.
4. Missen Sie den vorder-hinteren Durchmesser der Abdomina-Aorta bis zum Punkt der Bifurkation.
5. Bewegen Sie die Sonde proximal entlang der Aorta und identifizieren Sie die linke Nierenvene, die vor der Aorta verläuft und in die IVC eintritt.
6. Messen Sie den vorder-hinteren Durchmesser der abdominalen Aorta nur caudad bis zu dem Punkt, an dem die linke Nierenvene vorne zur Bauchaorta kreuzt.
7. Bewegen Sie die Sonde proximal und identifizieren Sie das Zwerchfell.
   HINWEIS: Das Zwerchfell kann als hyperechoischer Band identifiziert werden, der nur über die Leber befestigt ist.
8. Messen Sie den vorder-hinteren Durchmesser der Abdomina-Aorta bis zu dem Punkt, an dem sie in den Bauch eintritt.
9. Setzen Sie die Maus in ihren Käfig oder in einen Erholungskorb, der mit Handtüchern ausgelegt ist und auf eine auf 37 °C erhitzte Bühne gestellt wird.
10. Überwachen Sie die Maus, bis sie aus der Narkose erwacht.

2. Anfängliche Elastinsensibilisierung

1. Bereiten Sie die Elastinabbauprodukte (EDP) vor, während Sie persönliche Schutzausrüstung tragen, einschließlich Handschuhen, Augenschutz und Gesichtsmasken.
   1. Erhalten Sie eine Formulierung von muriner Pankreaselastase in PBS-Suspension mit 0,475 Einheiten/mL (4,75 Einheiten/mg-Protein).
   2. Nimm 168 μL der Elastase und gib es 5 mg Mauselastin hinzu. Fügen Sie weitere 200 μL 1x phosphatgepufferte Kochsalzlösung (PBS) zu dieser Mischung hinzu und pipette dann zum Mischen.
   3. Inkubieren Sie die Elastase-Elastin-Mischung bei 37 °C für 20 Minuten mit intermittierendem sanftem Rühren.
   4. Füge 632 μL kaltes 1X PBS zur Elastase-Elastin-Mischung hinzu.
   5. Fügen Sie 1 ml vollständiges Freund-Adjuvant hinzu.
2. Setze die Maus in die Anästhesie-Einleitungskammer.
3. Verabreichen Sie inhaliertes Isofluran mit 1,8−2 % und Sauerstoff, bis die Maus betäubt ist.
4. Legen Sie die Maus in Bauchlage auf eine auf 37 °C erhitzte Bühne mit der Nasennase der Maus in die Narkosenkegel.
5. Injizieren Sie 50 μL EDP subkutan in jede Flanke, sodass jede Maus insgesamt 100 μL EDP erreicht.
6. Legen Sie die Maus in einen Erholungskorb, der mit Handtüchern ausgelegt ist und auf eine auf 37 °C erhitzte Bühne gestellt wird.
7. Überwachen Sie die Maus, bis sie aus der Narkose erwacht.

3. Vorbereitung auf die Operation

1. Bereitet die chirurgischen Werkzeuge vor.
   1. Stellen Sie ein OP-Set zusammen: 2 gezahnte Pinzette, 1 scharfe gerade Pinzette, 1 scharf geneigte Pinzette, 1 Nadeltreiber, Schere, mindestens 3 selbsthaltende Magnetretraktoren, 1 Hauttacker und 1 Polypropylen-Flaschendeckel.
   2. Fügen Sie dem Set unmittelbar vor der Operation eine 4-0 geflochtene Polyglykolsäurenaht steril hinzu.
   3. HINWEIS: 3-0 oder 5-0 Nahtgrößen reichen ebenfalls aus.
   4. Fülle den Polypropylen-Flaschendeckel mit sterilem erwärmtem 1X PBS.
      HINWEIS: Eine Flasche steriles 1X PBS wird für Nachfüllungen in einem Heizbehälter bei 37 °C aufbewahrt.
2. Bereite die Elastase vor.
   1. Verdünnen Sie 27 μL 5,1 mg/mL (≥4,0 Einheiten/mg) Schweinepankreaselastase in 73 μL 1x PBS für ein Endvolumen von 100 μL für die Operation an 10 Mäusen (10 μL/Maus).
   2. Bereiten Sie den OP-Saal vor.
   3. Ein Autoklav, ein Becher aus Applikatoren mit Baumwollspitzen, spitzenförmigen Applikatoren mit Baumwollspitze und 5 cm x 5 cm Gaze, die vor der Operation neben die OP-Tabletts gelegt werden.
   4. Stellen Sie eine magnetische chirurgische Bühne auf ein auf 37 °C eingestelltes Heizpad auf einem Mikroskopbühnen. Tape das Heizkissen auf der Mikroskop-Bühne, aber lasse das magnetische Bauteil ungebunden, damit es während der Operation neu positioniert werden kann.
   5. Legen Sie ein saugfähiges Pad oder Papiertuch auf das Heizkissen. Falten Sie eine 5 cm x 5 cm große Mullbinde in der Mitte und legen Sie sie unter den Nasenkegel der Anästhesie.
   6. Platzieren Sie einen 30-ml-Becher mit Haarentfernungsmittel, einen 30-ml-Becher mit 5 % Povidon-Jod, eine Tube Augenschmiermittel, OP-Tape, nicht-sterile 5 cm x 5 cm Mullbinde, nicht sterile Baumwoll-Applikatoren, versiegelte 5 cm x 5 cm Alkoholabstriche, eine Rolle selbstklebende Lebensmittelfolie und eine Sprühflasche mit 70 % Ethanol in der Nähe des OP-Bereichs.
   7. Nehmen Sie 1,3 mg/mL Buprenorphin in eine 1-mL-Spritze mit einem Volumen von 75 μL pro Maus, für eine Dosis von 3,25 mg/kg in einer 30-g-Maus.
3. Bereite die Maus auf die Operation vor.
   1. Messen und notieren Sie das Mausgewicht in Gramm.
   2. Setze die Maus in die Anästhesie-Einleitungskammer.
   3. Verabreichen Sie inhaliertes Isofluran mit 1,8−2 % und Sauerstoff, bis die Maus betäubt ist.
   4. Legen Sie die Maus in Rückenposition auf eine auf 37 °C erhitzte Bühne, wobei die Nase der Maus in den Anästhesiekegel gelegt wird.
   5. 75 μL Buprenorphin subkutan injizieren.
   6. Klebe die Hintergliedmaßen mit Etikettierband an die Bühne.
   7. Tragen Sie ein Haarentfernungsmittel mit einem Baumwollspitzenapplikator auf den Bauch auf und warten Sie 30 Sekunden.
   8. Entfernen Sie das Bauchhaar mit einem 5 cm x 5 cm großen Baumwoll-Mullpad.
   9. Tragen Sie Augenschmiermittel auf die Augen der Maus auf.
   10. Trage Povidon-Jod mit einem 5 cm x 5 cm großen Mullpad auf den Bauch der Maus auf und lass es trocknen.
   11. Wischen Sie den Bauch mit den 5 cm x 5 cm großen Alkoholabströchern ab. Tragen Sie Povidonjod erneut auf und lassen Sie es trocknen.
   12. Teste die Narkose, indem du die Zehe der Maus kneifst und keine Reaktion sicherstellst.
   13. Legen Sie eine Folie mit Klebefolie über die chirurgische Stufe.
   14. Besprühen Sie die chirurgische Phase mit 70 % Ethanol und lassen Sie sie trocknen.
   15. Waschen Sie Ihre Hände und ziehen Sie sterile chirurgische Handschuhe an.

4. Chirurgischer Eingriff (7 Tage nach der ersten Elastin-Sensibilisierung)

1. Die Bauchaorta freizulegen.
   1. Machen Sie einen Hautschnitt mit einer Schere oder einem Skalpell entlang der Bauchmittellinie über ~3 cm, beginnend 0,5−1 cm Cephalad bis zum Penis und bis 0,5 cm caudad zum Xiphoid.
   2. Greifen Sie die Haut mit einer gezahnten Pinzette und ziehen Sie vorsichtig nach oben, um die Linea alba zu erkennen, die als avaskuläre Ebene zwischen den Rectusmuskeln erscheint.
   3. Mit einer Schere schneiden Sie die Linea alba ein, während Sie weiter an der Haut ziehen. Achten Sie darauf, nur die Linea alba abzuschneiden, um intraabdominale Strukturen zu vermeiden.
   4. Setzen Sie magnetische selbsthaltende Retraktoren ein, wobei einer die rechte Seite der Bauchwand zurückzieht, einer die linke Seite der Bauchwand und einer die Strukturen im Schwanzbereich des Schnitts, wie die Blase und die Samenbläschen, zurückzieht.
   5. Mit befeuchteten, mit Baumwollspitzen befeuchteten Applikatoren entfernen Sie den Darm von sich weg und bedecken Sie ihn mit einer feuchten 5 cm x 5 cm großen Mullbinde. Alternativ können Sie den Darm mit einer aufgerollten, feuchten 5 cm x 5 cm großen Mullbinde auf die linke Seite des Bauches einpacken.
      HINWEIS: Je nach Anatomie der Maus und der Platzierung der Retraktoren kann der Darm für eine optimale Visualisierung ausgeweidet oder in entgegengesetzte Richtung gepackt werden.
   6. Identifizieren Sie die IVC und die abdominale Aorta in der Mittellinie posterior.
   7. Mit Baumwollspitzenapplikatoren gelangen Sie durch vorsichtiges Öffnen der Gewebeebene, die die hinteren Gefäßstrukturen bedeckt, in das Retroperitoneum.
      HINWEIS: Nach hinten gerichteter Druck auf das interessierte Gewebe, gefolgt vom Auseinanderziehen der Spitzen der Baumwollapplikatoren, sorgt für einen stärkeren Trakt. Für einen sanfteren Halt drehen Sie die Spitzen der Baumwollapplikatoren in entgegengesetzte Richtungen.
   8. Platzieren Sie die seitlichen Retraktoren tiefer, um einen besseren Grip und bessere Sichtbarkeit der Aorta zu erhalten.
   9. Verwenden Sie weiterhin Baumwollspitzenapplikatoren, um die IVC- und die infrarenale abdominale Aorta vorsichtig zu trennen, wobei die lateralen Ansätze der Aorta in diesem Stadium nicht gelöst werden.
   10. Entwickeln Sie weiterhin die Ebene zwischen IVC und Aorta, bis ein dreieckiger Raum zwischen Aorta und IVC sichtbar wird (Abbildung 1).
       HINWEIS: Dieser Schritt ist in der Regel am einfachsten nur über die linke Nierenvene zu führen.
   11. Mit stumpfer Dissektion oder scharfer Pinzette lösen Sie die lateralen Aortenansätze, indem die Aorta vom Bindegewebe und der lumbalen Muskulatur links der Maus getrennt wird.
   12. Platzieren Sie die schräg, scharfe Zange in den zwischen Aorta und IVC entstandenen Raum und öffnen und schließen Sie die Pinzetten vorsichtig wiederholt, um die hinteren Aortenansätze zu öffnen.
   13. Mit derselben Öffnungs- und Schließtechnik entwickelt man die hintere Ebene entlang der Aorta und arbeitet von der Kopf- bis zum Schwanzplan.
   14. Erstellen Sie ein Video-Mikrometriebild der gesamten Aorta und speichern Sie es für die Analyse.
2. Trage perivaskuläre Elastase auf.
   1. Mit einer Pipette wird 10 μL Elastaselösung entlang der Länge der freiliegenden Aorta abgegeben.
      HINWEIS: Durch das Zerlegen der Gewebe medial und lateral zur Aorta entsteht eine Rinne, in der sich die Elastase sammelt.
   2. Legen Sie befeuchtete 5 cm x 5 cm große Mullpads über den offenen Bauch und lassen Sie die Elastaselösung 10 Minuten lang inkubieren.
   3. Entfernen Sie die Mullbindenbedeckung und spülen Sie den Bauch dreimal mit sterilem 1X PBS, um die restliche Elastaselösung zu entfernen.
3. Schließe den Bauch.
   1. Bauchorgane werden in ihre ursprünglichen Positionen zurückgesetzt. Beobachten Sie und entfernen Sie jegliches Verdrehen oder Verklemmen des Darms.
   2. Mit einer gezahnten Pinzette zieht man den Musculus rectus und die Faszie von der Haut ab, um eine 0,25 cm lange Hautlappe zu bilden.
   3. Schließen Sie die Bauchfaszie mit einer 4-0 geflochtenen Polyglykolsäurenaht (oder ähnlicher) in einfacher laufender Form, wobei Sie darauf achten, die Ecken des Schnitts einzubauen und zwischen den Bissen nicht mehr als 2 mm zu verlaufen.
   4. Heften Sie die darüberliegende Haut mit 3−4 Klammern zusammen.

5. Postoperative Versorgung

1. Nehmen Sie die Maus aus der Operationsphase und legen Sie sie in einen Erholungskorb, der mit Handtüchern ausgelegt ist und auf eine auf 37 °C erhitzte Bühne gelegt wird.
2. Überwachen Sie die Maus, bis sie aus der Narkose erwacht.
3. Überwachen Sie die Maus täglich postoperativ über 4 Tage und beobachten Sie den allgemeinen Gesundheitszustand sowie den Zustand des Bauchschnitts.
4. Postoperativ wird ein Wiederholungsultraschall wie oben beschrieben durchgeführt, um das Wachstum des Aneurysmas zu überwachen.
5. Entfernen Sie die Klammern eine Woche nach der Operation oder zur Zeit des Ultraschalls in Woche 1.

6. Wiederholte Elastin-Sensibilisierung (7 Tage nach Aneurysma-Einleitungsoperation)

1. Führen Sie die oben beschriebenen Schritte für die anfängliche Elastinsensibilisierung durch, indem Sie die EDP-Lösung auf dieselbe Weise vorbereiten, mit einer einzigen Substitution des unvollständigen Freundschen Adjuvants anstelle des vollständigen Freundschen Adjuvans.

7. Gewebeentnahmeverfahren

1. Entnehmen Sie Gewebe am postoperativen Tag 21 für verschiedene Analysen.
2. Bereiten Sie die Maus auf die gleiche Weise vor wie bei der Einleitungsoperation.
3. Die Aorta erneut auf die gleiche Weise wie bei der Einleitungsoperation freilegen und dabei darauf achten, keine Proben zu beschädigen, die für histologische Analysen entnommen werden sollen.
   HINWEIS: Zu diesem Zeitpunkt hat die Maus adhäsive Narben entwickelt, daher könnte eine stärkere Verwendung einer scharfen Dissektion mit der Pinzette statt einer stumpfen Dissektion notwendig sein.
4. Erhalte Video-Mikrometriebilder.
5. Führen Sie eine Herzpunktion durch, um Blut für die Analyse zu sammeln und die Maus einzuschläfern.
6. Perfundieren Sie die Maus zur Analyse und tragen Sie geeignete persönliche Schutzausrüstung, einschließlich Handschuhen, Augenschutz und Gesichtsmasken.
   1. Wenn die Gewebe für eine Durchflusszytometrie- (oder ähnliche) Analyse vorgesehen sind, perfundieren Sie den linken Ventrikel mit 1X PBS ohne Gefäßdilatator bei 100−120 mm Hg für ein Volumen von 8 mL.
   2. Wenn das Gewebe für PCR-Analysen vorgesehen ist, wird der linke Ventrikel mit 1X PBS und Gefäßdilatator (0,1 mM Adenosin und 0,01 mM Natriumnitroprussid) perfundiert, gefolgt von einer RNA-Stabilisierungslösung.
   3. Wenn die Gewebe für histologische Analysen vorgesehen sind, wird der linke Ventrikel mit 1x PBS und einem Gefäßdilatator perfundiert, gefolgt von 10 % gepuffertem Formalinphosphat.
7. Entnehmen Sie das gewünschte Gewebe und achten Sie darauf, keine strukturell für die histologischen Analyse vorgesehenen Gewebe zu beschädigen. Markieren Sie die Ausrichtung mit Nähten oder Markierungsmitteln.

Ergebnisse

Insgesamt haben sich 28 männliche C57BL/6J-Mäuse diesem Operationsprotokoll unterzogen, wobei eine perioperative Mortalität durch eine IVC-Verletzung (3,6 %) erfolgte. Es gab drei weitere verzögerte Sterblichkeiten, von denen einer durch einen Schnittbruch und die anderen beiden aus unbekannten Gründen erfolgte, was einer Gesamtüberlebensrate von 21 Tagen von 85,7 % ergibt. Die durchschnittliche Zeit von der Einleitung der Anästhesie bis zum Ende der Anästhesiegabe betrug 46,4 ± 8,0 Minu...

Diskussion

Seit seiner ersten Beschreibung bei Ratten im Jahr 1990 wurde das elastasebasierte AAA-Modell mehrfach modifiziert und bei verschiedenen Tieren verwendet: 10,19,20,21,22,23. Zu den Modifikationen gehört die Aortenkanulation, die wahrscheinlich die Sterblichkeit erhöht und eine traumatische Ko...

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
1 mL Tuberculin Spritzen	Becton Dickinson	309628
10% gepuffertes Formalinphosphat	Fisher Chemical	SF100-4
70% Isopropylalkohol-Tupfer	Cardinal Health	S-16183
Gewinkelte scharfe Zange	Dumont	I I25 I-35
AutoClip 9mm (Hautklammer)	MikRon	427630
Betadine	Atlantis Consumer Healthcare	67618-155-16
Baumwollgazepflaster	Dynarex Corporation	3223
Wattebausch-Applikator	Puritan Medical Products	25-806 2WC
Elastase aus Schweinepankreas (≥4,0 Einheiten/mg Protein)	Sigma-Aldrich	E1250	Gespeichert in wässriger Lösung bei 4 °C
Elastase aus Mäusepankreas (4,75 Einheiten/mg Protein)	Elastin Products Co., Inc.	MS838	Gespeichert in wässriger Lösung (0,1 mg in 1 mL PBS) bei 4 °C
Elastin	MP Biomedicals	101636	Gespeichert in wässriger Lösung bei 4 °C
Enersight Desktop Software	Leica	https://www.leica-microsystems.com/products/microscope-software/p/enersight/
Ethiqa XR (erweiterte Freisetzung von Buprenorphin)	Fidelis	NDC 86084-100-30
Augenschmiermittel	OptixCare	Opx-4242
Flexacam i5 (Stereo)	Leica	https://www.leica-microsystems.com/products/microscope-cameras/p/12730536-leica/
Freund’s komplettes Adjuvans	MP Biomedicals	642851	Gespeichert in wässriger Lösung bei 4 °C
Freund’s unvollständiges Adjuvans	MP Biomedicals	642861	Gespeichert in wässriger Lösung bei 4 °C
Handschuhe (steril)	Encore	7824PF
Hypodermische Nadeln (23 G)	Becton Dickinson	305145
Hypodermische Nadeln (27 G)	Becton Dickinson	305109
Isospire (Isofluran)	Dechra Veterinary	07-894-8943
Etikettierband	Fisher Scientific	15959
Masken	Dukal Corp.	1540
Nadelhalter	Scanlan	6006-36
Omnicon F/air Anästhesiegasbehälter	A.M. Bickford Inc.	80120
Press'N Seal	Glad	12587704417
RC2 Nagetier-Kreislauf-Controller	VetEquip Incorporated	922100
RNAlater-Stabilisierungslösung	ThermoFisher Scientific	AM7021
Schere	Fine Science Tools	14005-12
Hautklammern (Clips)	MikRon	205016
Kleiner Nagetier-Wärmer-Heizer	Stoelting	53851
Kleine Nagetier-Wärmer-Bühne	Stoelting	53812
Stereomikroskop M60	Leica	https://www.leica-microsystems.com/products/light-microscopes/stereo-microscopes/p/leica-m80/
Gerade scharfe Zange	Dumont	I I 25 I-30
SurgiSuite selbsthaltender magnetischer Retraktor-Satz und Bühne	Kent Scientific	13-005-180
Tahoe Tragbarer Sauerstoff-Konzentrator	Vetland Medical	595-2300A
Zahnzange	Fine Science Tools	11043-08, 11042-08
Vevo 2100 Ultraschall	FUJIFILM Visualsonics	EDU00496
Visorb-Polyglykolsäure-Naht	CP Medical	397A
VWR-Absorbentien	VWR	95057-860