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Methodenartikel

Erhaltung der In-vivo-Gewebekomplexität in einem Maus-Riechnervensystem-Modell mittels Ganzpräparat-Analyse zur Untersuchung der neuronalen Regeneration

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DOI:

10.3791/72036

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18. August 2026

 ,  ,  , 
1Griffith Institute for Biomedicine and Glycomics, Griffith University, 2Clem Jones Centre for Neurobiology and Stem Cell Research, Griffith University

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Dieses Protokoll beschreibt einen vollständigen Arbeitsablauf zur Erhaltung der anatomischen Komplexität des olfaktorischen Nervensystems der Maus. Hier haben wir den gesamten Arbeitsablauf detailliert beschrieben, einschließlich der Dissektion, der Gewebepräparation und der Bildgebung. Dieses Protokoll kann verwendet werden, um das olfaktorische System unter normalen oder pathologischen Bedingungen zu untersuchen, einschließlich seiner natürlichen Reparaturmechanismen.

Zusammenfassung

Im Zeitalter der dreidimensionalen (3D) Bildgebung gilt die herkömmliche Immunhistochemie als stark eingeschränkt für die Untersuchung von Pathologie und komplexer menschlicher Anatomie. Da lediglich dünne Schnitte analysiert werden, können größere Strukturen und wesentliche Aspekte der Geweearchitektur wichtige kontextuelle Details verlieren, was zu unvollständigen oder irreführenden Interpretationen führen kann. Zwar haben zweidimensionale (2D) Schnitte zum grundlegenden Verständnis der Histarchitektur beigetragen, doch reichen sie nicht aus, um die tatsächliche dreidimensionale Realität biologischer Gewebe abzubilden.

Eine zunehmende Zahl von Studien in verschiedenen anatomischen Regionen verwendet mittlerweile Techniken, die intakte anatomische Einheiten isolieren – sogenannte Flat-Mount-, Ganzpräparat- oder en-face-Präparationen – kombiniert mit hochauflösender fluoreszenzmikroskopischer Bildgebung. Diese Ansätze ermöglichen eine umfassendere Visualisierung und Interpretation der strukturellen Organisation. Dies ist insbesondere im olfaktorischen Nervensystem von Bedeutung, wo zur Erfassung komplexer zellulärer Mechanismen, die der bemerkenswerten Regenerationsfähigkeit zugrunde liegen, ein Kontext in voller Dicke erforderlich ist. Dünne Schnitte bergen das Risiko, entscheidende pathophysiologische Merkmale zu übersehen, die bislang nur ungenügend definiert sind.

Angesichts dieser Einschränkungen und der Wissenslücke bezüglich der zellulären Interaktionen, die die olfaktorische Regeneration antreiben, war die Entwicklung einer verfeinerten Ganzpräparat-Technik, die in der Lage ist, die Komplexität des vollständigen Gewebes zu erhalten, unerlässlich. Vollständige Riechschleimhäute wurden als Vollschnittproben isoliert, begleitet von einem optimierten Protokoll zur Antikörperpenetration. Mithilfe hochauflösender Bildgebung (EVIDENT SpinSR) und 3D-Rekonstruktion konnte die zelluläre Interaktion in vivo genau visualisiert werden.

Einleitung

Das olfaktorische Nervensystem (ONS) stellt ein einzigartiges und gut etabliertes Modell zur Untersuchung der Mechanismen der neuronalen Regeneration dar, da es über die gesamte Lebensdauer hinweg die einzigartige Fähigkeit zur Neuronalerneuerung beibehält1. Dennoch bleibt das Potenzial für die klinische Übertragung dieser neuroreparativen Fähigkeit aufgrund erheblicher Wissenslücken hinsichtlich des Verhaltens der Zellen im olfaktorischen System begrenzt2,3,4. Die zellulären Reaktionen und die anatomische Organisation des ONS, einschließlich primärer olfaktorischer Neuronen, olfaktorischer ensheathing-Zellen (OECs) und perineuraler Fibroblasten, wurden in mehreren tierexperimentellen Studien beschrieben, die auf der Untersuchung ultradünner (<2 µm) Gewebeschnitte in Kombination mit schweren physikalischen Verletzungsmodellen am ONS von Nagetieren beruhen1,2. Die Tiere in diesen Studien wurden üblicherweise 10 Tage nach der Verletzung getötet, wodurch nur ein kurzer Zeitraum für die Beobachtung eines einzigen, spezifischen Zeitpunkts im Verlauf der umfangreichen und komplexeren Umstrukturierung des Gewebes nach einer Neuralverletzung zur Verfügung stand2. In diesen Studien wurde berichtet, dass OECs und Fibroblasten nach dem Absterben der Axone als kontinuierliche Kanäle entlang der Verletzungsstelle erhalten blieben.

Obwohl aufschlussreich, lieferte der verwendete Ansatz aufgrund der zahlreichen oben erläuterten Einschränkungen lediglich einen groben konzeptionellen Überblick auf oberflächlicher Ebene des Riechnervs und schloss damit eine umfassende Beurteilung der tatsächlichen zellulären Organisation innerhalb des intakten Riechnervs aus3. Folglich könnten wichtige räumliche Beziehungen übersehen worden sein.

Die Erhaltung der dreidimensionalen Gewebestruktur ist entscheidend für eine genaue anatomische und zelluläre Analyse und wurde bereits erfolgreich auf mehrere Organe und Krankheitsbilder angewandt4,5,6,7,8,9,10,11,12. Ganzpräparat-Ansätze wurden verwendet, um die neuronale Organisation in der Riechschleimhaut abzubilden13,14, die Visualisierung zellulärer Interaktionen mit einer vollständigen ONS-Struktur, einschließlich einer erhaltenen Lamina propria, ist jedoch bisher nicht gelungen.

In dieser Studie etablieren wir eine Arbeitsabfolge unter Verwendung eines Mausmodells mit Ganzpräparat-Gewebeprozessierung, Immunfärbung, hochauflösender Bildgebung und dreidimensionaler Rekonstruktion, die eine detaillierte Analyse der ONS-Architektur ermöglicht. Dieses Protokoll wurde entwickelt, um eine Lücke in den bisher veröffentlichten Methoden zu schließen, da es eine volldicke Riechschleimhaut einschließlich der Lamina propria erhält und konserviert und somit die Untersuchung zellulärer Interaktionen erlaubt. Bemerkenswerterweise kann diese verfeinerte Methode zur Gewebeentnahme und -verarbeitung auf verschiedene Modelle des Riechsystems angewandt und mit diesen kombiniert werden.

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Protokoll

Alle Experimente mit Tieren und transgenetisch veränderten Zellen wurden mit Genehmigung des Ausschusses für Biosicherheit der Griffith University (NLRD/003/2020_var3) und des Tierethikausschusses der Griffith University (MHIQ/04/23/AEC) gemäß den Richtlinien des australischen Bundesamtes für Gentechnikregulierung (OGTR) durchgeführt.

HINWEIS: Insgesamt 15 erwachsene Labor-Mäuse (8–9 Wochen) beiderlei Geschlechts wurden in der Studie verwendet. Konkret handelte es sich um S100β-DsRed-transgene Mäuse, bei denen alle Riechnervenscheidentzellen (OECs) das leuchtend rote Protein DsRed unter Kontrolle des S100β-Promotors exprimieren. S100β ist Teil einer größeren Familie kalziumbindender Proteine und wird üblicherweise in Gliazellen des zentralen Nervensystems, wie den OECs, exprimiert. Dieses Modell war für die Zwecke dieser Experimente optimal, da es eine einfache Lokalisierung der Zielzellpopulationen mittels endogener Fluoreszenzsignale ermöglichte. Die S100β-DsRed-transgenen Mäuse waren zuvor erzeugt worden, und es wurde gezeigt, dass die Verwendung dieser transgenen Mäuse im Vergleich zur Immunhistochemie eine verbesserte Detektion von OECs bei der Analyse fixierten Gewebes ermöglicht15,16,17,18.

1. Sammlung der Köpfe und Gewebefixierung

  1. Töten Sie die Tiere durch Inhalation steigender CO2-Konzentration zu den experimentellen Zeitpunkten.
  2. Stellen Sie den Tod durch das Fehlen der Hornhaut- und Flexionsreflexe an den Gliedmaßen fest, gefolgt von einer Halswirbelfraktur, oder gemäß dem genehmigten standardisierten Arbeitsprotokoll (SOP) sicher.
  3. Entfernen Sie den gesamten Kopf und die Kiefer mit einer Schere.
  4. Entfernen Sie die Haut vom Schädel und die Knorpel an der Nasenspitze, um die Nasenhöhle freizulegen und eine effiziente Penetration des Fixierungsmittels sicherzustellen.
    ANMERKUNG: Es wurde beobachtet, dass dieser Schritt, bei dem der vorderste Teil des Nasenknorpels des Tieres entfernt wird, entscheidend ist, um eine korrekte Fixierung des Gewebes innerhalb der Nasenhöhle zu ermöglichen.
  5. Spülen Sie die Köpfe schnell mit 1× PBS, um überschüssiges Blut zu entfernen.
  6. Fixieren Sie das Gewebe durch eine Übernacht-Inkubation (12–18 h) in 4 % Paraformaldehyd, mindestens jedoch 6 h (ausreichende Zeit zur Fixierung des interessierenden Gewebes) bei 4 °C auf einem Rollapparat.
    ACHTUNG: Paraformaldehyd ist eine gefährliche Chemikalie, die Formaldehyd-Dämpfe freisetzt. Es ist toxisch bei Inhalation, Hautkontakt und oraler Aufnahme; verursacht Reizungen der Augen, Haut und Atemwege; und gilt als vermutetes Karzinogen. Handhaben Sie es ausschließlich in einem Abzug unter Verwendung geeigneter persönlicher Schutzausrüstung (PPE), einschließlich Handschuhe, Laborkittel und Augenschutz. Die sichere Entsorgung von gefährlichen Chemikalien und biologischen Abfällen, die während des Protokolls anfallen, muss gemäß den institutionellen und örtlichen Vorschriften erfolgen.
    ​ANMERKUNG: Während der Optimierungsphase stellten wir fest, dass 6 h ausreichten, um das interessierende Gewebe zu fixieren; jedoch führte eine längere Dauer von mehr als 12 h wahrscheinlich zu einer Überfixierung und Degradation der Schleimhautstrukturen.
  7. Nehmen Sie die Köpfe aus dem Fixierungsmittel heraus und waschen Sie sie 3 h lang bei Raumtemperatur (20–25 °C) in 1× PBS auf einem Rollapparat.
  8. Lagern Sie die Köpfe in frischem PBS bei 4 °C und entnehmen Sie das Ganzpräparat des Schleimhautgewebes innerhalb von 48 h.

2. Gewinnung von Geweben im Ganzpräparat

  1. Führen Sie die Gewebegewinnung unter einem Mikroskop durch.
  2. Köpfe mit einem Skalpell entlang der mittleren Sagittalebene halbieren.
  3. Exponieren Sie das Innere der Nasenhöhle (Abbildung 1). Identifizieren Sie die anatomischen Regionen und sammeln Sie das Mukusgewebe, das die gesamte anatomische Sektion auskleidet (Abbildung 1B).
  4. Mit einem Knochenmesser vorsichtig den septalen Knochen brechen und entfernen, der teilweise die Schleimhöhlung bedeckt.
    HINWEIS: Siehe Abbildung 2A; Dieser Schritt ist entscheidend, um die konkave Kavität unterhalb des Knochens freizulegen, durch deren dorsale Wand die Axonbündel verlaufen (Abbildung 1B).
  5. Sobald dieser Bereich freigelegt ist, verwenden Sie gebogene Pinzette, um das Gewebe vorsichtig zu lösen und aus der konkaven dorsalen Wand herauszuschaben. Heben Sie das Gewebe von dem darunterliegenden Knochen an und lösen Sie vorsichtig die verbleibende Riechschleimhaut, um die intakte Ganzpräparation zu gewinnen.
    HINWEIS: In diesem Schritt war äußerste Vorsicht erforderlich, um ein Einreißen des Gewebes zu vermeiden.
  6. Gewinnen Sie das gewünschte Gewebe aus beiden Nasenlöchern: Die Schleimhaut bedeckt das Septum, die dorsalen linken und rechten Wände sowie die Lamina cribrosa der Nasenhöhle (Abbildung 1A, B). Gewebe von beiden Nasenlöchern einschließlich Septum, dorsalen Wänden und Siebbein sammeln, um den anatomischen Bereich zu isolieren, der die primären Riechstrukturen enthält (Abbildung 2C).
  7. Die gesammelten Gewebe in PBS 1× waschen und unerwünschte Gewebeteile, einschließlich Knochenfragmente, entfernen. Die Gewebe bei 4 °C in PBS 1× für spätere immunhistochemische Analysen aufbewahren.
    HINWEIS: Falls das Gewebe langfristig gelagert wird, sollte es in einer Lösung aus PBS 1× und 0,001 % (Gew./Vol.) Natriumazid bei 4 °C aufbewahrt werden.

3. Optimiertes Färbeprotokoll

HINWEIS: Häufig verwendete Färbeprotokolle sind in der Regel für dünne bis mitteldicke Schnitte optimiert (z. B. bis zu 50 µm). Daher musste das Protokoll an das deutlich dickere Gewebe angepasst werden.
​Ein entscheidender Schritt bestand darin, das Gewebe während des gesamten Färbeprozesses in Eppendorf-Röhrchen schwimmend zu halten und die Röhrchen auf einen Rollapparat zu stellen, während die Reagenzien eindringen. Die Färbeschritte wurden folglich nicht mit dem Gewebe auf einem Bildgebungsschieber durchgeführt. Stattdessen erfolgte die Färbung zunächst im schwebenden Zustand und anschließend wurde das Gewebe auf Bildgebungsschiebern montiert. Diese Maßnahmen stellten sicher, dass das Gewebe sich nicht faltete und die Reagenzien sowie Antikörper in den gesamten Bereich eindringen konnten.

  1. Entfernen Sie das Gewebe aus der Lagerung und geben Sie es in ein Eppendorf-Röhrchen mit Blockierungslösung (die verwendete Lösung hängt von der spezifischen Färbung ab).
    ​HINWEIS: Blockierungslösung: 3 % BSA, 0,3 % Triton X-100 in PBS. Eine weitere wichtige Anpassung war die Dauer, für die das Gewebe jedem Reagenz und Antikörpercocktail ausgesetzt war.
  2. Belassen Sie das Gewebe 3 h bei Raumtemperatur auf einem Rollapparat in der Blockierungslösung.
    HINWEIS: Es zeigte sich, dass es nicht notwendig war, die Konzentration der ausgewählten Antikörper und Färbelreagenzien (Tabelle 1) zu erhöhen, wenn die Expositionszeit im Vergleich zum Standardverfahren der Immunhistofärbung an Dünnschnitten verlängert wurde. Dadurch wurde auch der Verbrauch teurer Antikörperreagenzien minimiert. Die Inkubationen erfolgen in einem 1,5-mL-Eppendorf-Röhrchen, bei dem der Deckelhalter entfernt wurde, damit es auf einem Rollapparat rollen kann. Das Reagenzvolumen betrug 500 µL.
  3. Inkubieren Sie das Gewebe 72 h bei 4 °C mit den Primärantikörpern auf dem Rollapparat.
  4. Waschen Sie das Gewebe zweimal (jeweils 1,5 h) mit 1× PBS bei Raumtemperatur auf dem Rollapparat.
  5. Inkubieren Sie das Gewebe mit Sekundärantikörper (in Aluminiumfolie eingewickelt) und Kernfärbung zunächst mindestens 4 h bei Raumtemperatur auf einem Rollapparat und anschließend über Nacht (12–18 h) bei 4 °C auf dem Rollapparat.
  6. Waschen Sie das Gewebe zweimal (jeweils 1,5 h) mit 1× PBS bei Raumtemperatur auf dem Rollapparat.

4. Vorbereitung der Objektträger

  1. Entfernen Sie das Gewebe vorsichtig aus dem Eppendorf-Röhrchen
  2. Platzieren Sie das Gewebe unter dem Mikroskop auf einem Objektträger und stellen Sie sicher, dass keine Falten im Gewebe vorhanden sind.
    HINWEIS: Es ist möglich, die Orientierung des Gewebes unter dem Mikroskop ohne Fluoreszenz zu erkennen. Die Lamina-propria-Seite des Schleimhautgewebes sollte so auf dem Objektträger platziert werden, dass das Epithel zur Glasoberfläche zeigt und die Lamina propria zur Deckglasseite weist. Die Lamina propria kann anhand der Anwesenheit dicker Nervenbündel identifiziert werden, die ohne Färbung sichtbar sind. Die korrekte Orientierung – Lamina propria zur Deckglasseite, Epithel zur Objektträgeroberfläche – erleichtert die Färbung sowie den Bildgebungsprozess.
  3. Decken Sie die Objektträger mit einem fluoreszenztauglichen Eindeckmedium ab und versiegeln Sie sie.
  4. Die Objektträger können nach dem Trocknen über Nacht (12–18 h) bei Raumtemperatur im Dunkeln bei 4 °C gelagert werden

5. Bildaufnahme und Nachbearbeitung

  1. Erwerb von immunfluoreszenten Aufnahmen mit niedriger Vergrößerung
    1. Führen Sie während der Bildaufnahme ein automatisches Zusammensetzen (Stitching) mittels linearer Alpha-Überblendung durch.
      ​HINWEIS: Die Anzahl der Z-Stack-Bilder sollte entsprechend der Dicke der Probe angepasst werden, um eine vollständige Abdeckung des Gewebevolumens sicherzustellen.
    2. Nehmen Sie benachbarte Sichtfelder mit einer Überlappung von 15 % auf. Erstellen Sie Kachelbilder (Tiled Images) unter Verwendung eines Schlangenlinien-Aufnahmemusters (meander acquisition pattern).
    3. Passen Sie die Gesamtanzahl der optischen Schichten entsprechend der Gewebedicke an.
    4. Stellen Sie die Bildkalibrierung auf 215,594 nm/Pixel sowohl auf der X- als auch auf der Y-Achse ein. Erwerben Sie die Bilder als Z-Stacks mit einer Z-Schrittgröße von 0,8 µm.
    5. Platzieren Sie das montierte, ganzflächig präparierte Gewebe auf dem Objekttisch des konfokalen Mikroskops. Erstellen Sie Übersichtsbilder unter Verwendung eines 30x-Objektivs (NA 1,04).
  2. Erwerb von immunfluoreszenten Aufnahmen mit hoher Vergrößerung.
    1. Erstellen Sie detaillierte Aufnahmen unter Verwendung eines 60×-Objektivs (NA 1,5). Stellen Sie die Bildkalibrierung auf 107,923 nm/Pixel sowohl auf der X- als auch auf der Y-Achse ein. Erwerben Sie Z-Stack-Bilder mit einer Z-Schrittgröße von 0,41 µm.
    2. Passen Sie die Gesamtanzahl der optischen Schichten entsprechend der Gewebedicke an. Erfassen Sie die Bilder aus einem einzelnen Sichtfeld.
      ​HINWEIS: Für 60×-Aufnahmen ist kein Bild-Stitching erforderlich, da jeder Datensatz aus einem einzigen Sichtfeld besteht.
  3. Erwerb histologischer Referenzbilder
    1. Nehmen Sie H&E-gefärbte mittelsagittale Mauskopfschnitte mit einem Objektträger-Scanning-Mikroskop unter Hellfeldbeleuchtung auf.
    2. Erwerben Sie die Bilder mit einem 40×-Objektiv (NA 0,95) und einer Kamera-Vermehrung von 0,63×, was einer effektiven Vergrößerung von 25,2× entspricht.
    3. Bestätigen Sie eine Pixelkalibrierung von 136,905 nm/Pixel sowohl auf der X- als auch auf der Y-Achse. Erstellen Sie das Bild als einzelne Fokusebene.
    4. Setzen Sie Kachelbilder automatisch mittels eines Schlangenlinien-Aufnahmemusters und linearer Alpha-Überblendung zusammen.
  4. Erwerb von übersichtsartigen immunfluoreszenten Referenzbildern
    1. Erwerben Sie ergänzende Übersichtsimmunfluoreszenzbilder unter Verwendung eines 10x-Objektivs.
    2. Erfassen Sie die Probe als einzelnen Z-Schnitt, indem Sie während der Bildaufnahme eine Überlappung der Kacheln von 0 % verwenden.
    3. Stellen Sie die Bildkalibrierung auf 647,249 nm/Pixel sowohl auf der X- als auch auf der Y-Achse ein. Erstellen Sie anschließend ein Übersichtsbild, das die gesamte anatomische Region von Interesse umfasst.
  5. Bildverarbeitung und Erstellung der endgültigen Abbildungen.
    1. Exportieren Sie die erfassten Bilddatensätze in eine Bildanalyse-Software. Erzeugen Sie Projektionen mit maximaler Intensität (Maximum Intensity Projections, MIPs) aus den Z-Stack-Datensätzen.
    2. Wählen Sie Regionen von Interesse (ROIs) für die nachfolgende Analyse und die Abbildungsvorbereitung aus.
    3. Kombinieren Sie übersichtsartige immunfluoreszente Bilder mit den entsprechenden H&E-Bildern, um anatomische Referenzabbildungen zu erzeugen. Überprüfen Sie anschließend die Ausrichtung und die anatomische Übereinstimmung zwischen den Fluoreszenz- und histologischen Datensätzen, bevor Sie die Abbildungen erstellen.
      HINWEIS: Das gesamte Bild-Stitching sollte automatisch während der Bildaufnahme unter Verwendung vordefinierter Mikroskopeinstellungen erfolgen und bedarf keiner zusätzlichen Nachbearbeitung. In unserem Fall wurde die 3D-Darstellung mit der Imaris-Software erzeugt: Das Oberflächenrekonstruktions-Plugin, basierend auf der Schwellenintensität für jeden erfassten Kanal, wurde zur Erstellung der 3D-Rekonstruktion verwendet. Schließlich wurden die endgültigen Bilder in Adobe Illustrator zusammengestellt.

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Ergebnisse

Unsere hier vorgestellte Ganzpräparat-Methode ermöglichte die Isolierung und vollständige Erhaltung der Riechschleimhaut. In unserem Fall lag der Schwerpunkt darauf, zelluläre und anatomische Veränderungen auf makroskaliger (vollständige anatomische Ansicht) und mikroskaliger (zellulärer Ebene) Ebene zu verstehen.

Der Ganzpräparat-Ansatz ermöglicht es uns, sowohl das Epithel als auch die Lamina propria zu gewinnen und die räumlichen Beziehungen zwischen Axonbündeln, olfaktorischen Ensheathing-...

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Diskussion

In den letzten Jahrzehnten hat sich langsam das Zeitalter der dreidimensionalen Darstellung etabliert, wobei zahlreiche innovative Ansätze im wissenschaftlichen Bereich entwickelt wurden. So haben dreidimensionale Rekonstruktionsverfahren, die durch die Entwicklung komplexer Ganzpräparat-Bildgebungsmethoden in Kombination mit hochauflösenden Fluoreszenzmikroskopen ermöglicht wurden, ein besseres Verständnis mehrerer vollständig durchgehender Gewebearchitekturen erbracht. Diese dreidimensionalen Darstellungsverfahren wurd...

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Offenlegungen

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde finanziert durch Mittel der Clem Jones Foundation, der Perry Cross Spinal Research Foundation und der Motor Accident Insurance Commission an JSTJ und RR, durch ein Stipendium des National Injury Insurance Scheme Queensland an RR sowie durch ein Stipendium der Perry Cross Spinal Research Foundation an FO. Ein Teil dieses Projekts wurde durch das „Griffith University Post-Graduate Research Scholarship (GUPRS)“ und das „Griffith University International Postgraduate Research Scholarship (GUIPRS)“ an FO unterstützt.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Rinderserumalbumin (BSA)Sigma-AldrichA3294-50GImmunhistochemie
Adobe IllustratorVersion 28.5
Anti-Beta-III-Tubulin-Antikörper – Neuronaler MarkerAbcamab18207
Anti-PDGFR-beta-Antikörper [APB5]Abcamab91066
bisBenzimid H 33342 TrihydrochloridSigma Aldrich14533
DECKGLÄSCHEN 24X50MM NR. 1,5 100 STÜCKBio-strategyEPBRCS245015GPImmunhistochemie
Esel-Anti-Kaninchen-IgG (H+L), hochgradig kreuzadsorbiertes sekundäres Antikörper, Alexa Fluor 488Thermo FisherA-21206
Dumont #15A Knochenquetsche – EpoxidbeschichtetDaniels Health Laboratory Products P/L11215-02Gewebedissection
Dumont #7 Pinzette – Biologie/DumostarDaniels Health Laboratory Products P/L11297-10Gewebedissection
Ziege-Anti-Ratte-IgG (H+L), kreuzadsorbiertes sekundäres Antikörper, Alexa Fluor™ 647Thermo FisherA-21247
Imaris-SoftwareImarisVersion 9.5.0Bildgebung
Mayo-DissektionschereProSciTech420SSGewebedissection
ParaformaldehydSigma-AldrichP6148-500GGewebeprozessierung
Phosphatgepufferte Kochsalzlösung, sterile PBS-Tabletten (PBS)Thermo Fisher Scientific18912014Gewebeprozessierung
ProLong Glass Antifade Mounting-MediumThermo Fisher ScientificP36980Immunhistochemie
Skalpellklinge #23Skalpellklingen Swann MortonCOS240BGewebedissection
Skalpellgriff #4ProSciTechT134Gewebedissection
NatriumazidSigma-AldrichS2002-25GGewebeprozessierung
SaccharoseChem-Supply57-50-1Gewebeprozessierung
TOMO-AdhäsionsmikroskopobjektträgerProSciTechGEMS63705-09Immunhistochemie
Triton X-100Sigma-AldrichX100-100mLImmunhistochemie

Referenzen

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Dreidimensionale BildgebungVollschichtgewebehochauflösende MikroskopieAntikörperpenetration3D-RekonstruktionRiechschleimhaut

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