Zellkultur, Behandlung und Transfektion
Die humane nasopharyngeale Karzinom-(NPC-)Zelllinie C666-1 (RRID: CVCL_M597) und die nicht maligne humane nasopharyngeale epitheliale Zelllinie NP69 (RRID: CVCL_F755) wurden von einem kommerziellen Anbieter bezogen. Beide Zelllinien wurden mittels Short-Tandem-Repeat-(STR-)Profilierung authentifiziert und vor der Verwendung auf Mykoplasmenkontamination getestet und als frei davon bestätigt. Zur routinemäßigen Kultur wurden C666-1-Zellen in RPMI-1640-Medium, ergänzt mit 10 % fetalem Kälberserum (FBS) und 1 % Penicillin-Streptomycin, kultiviert. NP69-Zellen wurden in keratinozytenfreiem Medium, ergänzt mit 10 % FBS, 10 ng/mL rekombinantem epidermalem Wachstumsfaktor und 1 % Penicillin-Streptomycin, kultiviert. Ruscogenin (Rus; Reinheit ≥ 98 %) wurde von einem kommerziellen Anbieter bezogen. Beide Zelllinien wurden in einem befeuchteten Inkubator bei 37 °C unter 5 % CO₂ gehalten. Für Behandlungen wurden die Zellen 24 h lang Ruscogenin (Rus) in variierenden Konzentrationen (10, 20, 50 µM) ausgesetzt22. Für die Transfektion wurden Plasmide, die die lysinspezifische Demethylase 1A für die Überexpression (oe-KDM1A) und einen entsprechenden negativen Kontroll-Vektor ohne Insert (oe-NC) enthielten und von einem kommerziellen Anbieter bezogen wurden, in C666-1-Zellen transfiziert, sobald die Zellkonfluenz 70–80 % erreicht hatte. Konkret wurden 2,5 µg Plasmid-DNA und 5 µL eines lipidbasierten Transfektionsreagenzes jeweils in 150 µL Medium mit reduziertem Serumanteil verdünnt, vorsichtig gemischt, 20 Minuten bei Raumtemperatur inkubiert und anschließend gemäß Herstellervorschrift jeder Vertiefung einer 6-Loch-Platte zugegeben. Die Zellen wurden 48 h bei 37 °C inkubiert, und die Transfektionseffizienz wurde anschließend überprüft.
Cell-Counting-Kit-8 (CCK-8)-Test
Die Zellviabilität nach Rus-Behandlung wurde mittels CCK-8-Assay quantifiziert. Hierzu wurden Zellen zunächst in 96-Well-Platten ausgesät und über Nacht kultiviert. Der Assay wurde durch Zugabe von 10 µL CCK-8-Lösung gestartet, und nach 2-stündiger Inkubation wurde die resultierende farbige Veränderung als optische Dichte (OD) bei 450 nm mithilfe eines Plattenlesegeräts gemessen.
Koloniebildungs-Assay
Zur Beurteilung der klonogenen Überlebensfähigkeit wurden C666-1-Zellen in 6-Loch-Platten ausgesät und 14 Tage lang kultiviert. Nach der Inkubationszeit wurden die entstandenen Kolonien 10 min mit 100 % Methanol fixiert und anschließend 30 min mit 0,5 % Kristallviolett angefärbt. Die Anzahl der gefärbten Kolonien wurde dann durch mikroskopische Bildaufnahme und Zählung quantifiziert.
Western Blot
Für die Western-Blot-Analyse wurde zunächst Gesamtprotein mit RIPA-Puffer aus Zellen extrahiert, und die resultierenden Lysate wurden zentrifugiert (12.000 × g), um den Überstand zu gewinnen. Zur Quantifizierung der Proteinkonzentration wurde ein BCA-Assay verwendet. Gleichmäßige Mengen an Gesamtprotein (30 µg pro Lane) wurden geladen und mittels 10%iger Natrium-Dodecylsulfat-Polyacrylamid-Gelelektrophorese (SDS-PAGE) getrennt. Nach der Trennung wurden die Proteine bei konstanter Spannung von 100 V für 90 min auf Eis auf Polyvinylidenfluorid- (PVDF-)Membranen übertragen. Die Membranen wurden anschließend 2 h bei Raumtemperatur in 5%iger Rinderserumalbumin (BSA) in Tris-gepufferter Salzlösung mit 0,1% Tween 20 (TBST) blockiert. Danach wurden die Membranen über Nacht bei 4 °C mit den folgenden primären Antikörpern im Blockierpuffer (alle 1:1000 verdünnt) inkubiert: Ki67, PCNA, MMP2, MMP9, Bcl-2, Bax, KDM1A, SLC7A11, GPX4, ACSL4, TFR1 und β-Aktin. Schließlich wurden nach einer 2-stündigen Inkubation mit HRP-konjugierten sekundären Antikörpern die immunreaktiven Banden mittels eines verbesserten Chemilumineszenz-(ECL-)Nachweismittels sichtbar gemacht, und eine dichtometrische Analyse wurde mit Bildanalyse-Software durchgeführt.
Wund-Scratch-Assay
Für den Wundheilungs-Assay wurden C666-1-Zellen in 6-Well-Platten bis zu einer Konfluenz von 80 % kultiviert. Eine einheitliche Wunde wurde durch Abkratzen mit einer 200-µL-Pipettenspitze in die Zellschicht eingeführt. Abgelöste Zellen wurden durch eine PBS-Waschung entfernt, anschließend wurde das Kulturmedium durch serumfreies Medium ersetzt und die Zellen 24 Stunden inkubiert. Bilder des Wundbereichs wurden mit einem Lichtmikroskop nach 0 h und 24 h aufgenommen, um die Zellmigration zu beurteilen.
Transwell-Assay
Die Zellinvasion wurde mithilfe von Transwell-Kammern (8-µm-Porengröße), die zuvor mit 50 µL Basalmembran-Matrix beschichtet worden waren, bewertet. Die invasive Kapazität von C666-1-Zellen wurde unter Verwendung von Transwell-Kammern untersucht. Die oberen Einsätze wurden mit in serumfreiem Medium suspendierten Zellen besiedelt, während die unteren Kammern DMEM mit 10 % FBS enthielten. Nach einer 24-stündigen Inkubation wurden die auf der apikalen Seite der Membran verbliebenen Zellen vorsichtig entfernt. Zur Quantifizierung wurden die Zellen auf der basolateralen Oberfläche mit Methanol fixiert, mit 0,1 % Kristallviolett angefärbt und anhand von Bildern, die per Lichtmikroskopie aufgenommen wurden, gezählt.
Durchflusszytometrie
Die Apoptose wurde mittels Durchflusszytometrie quantifiziert. Zur Probenvorbereitung wurden C666-1-Zellen gesammelt, mit eiskaltem PBS gewaschen und anschließend in 100 µL Bindungspuffer resuspendiert. Die Zellen wurden dann gleichzeitig mit Annexin-V-FITC (20 µg/mL) und Propidiumiodid (PI) gefärbt. Die Färbung erfolgte 15 Minuten lang auf Eis und lichtgeschützt. Unmittelbar danach wurden die Daten auf einem Durchflusszytometer erfasst, um den Prozentsatz apoptotischer Zellen zu bestimmen.
Nachweis der Caspase-3-Aktivität
Die Aktivität von Caspase-3 wurde mit einem kommerziellen Testkit gemäß den Herstelleranweisungen gemessen. Kurz gesagt, wurden C666-1-Zellen lysiert und die Überstände nach einer Zentrifugation bei 14.000 × g gesammelt. Nach einer zweistündigen Inkubation mit dem bereitgestellten Reagenz wurde die Absorption jedes Überstands bei 405 nm quantifiziert.
RT-qPCR
Gesamt-RNA wurde aus C666-1-Zellen unter Verwendung eines kommerziellen RNA-Extraktionsreagenz isoliert. Die erhaltene RNA wurde anschließend mit einem kommerziellen Kit gemäß Herstellervorschrift in cDNA erster Strang umgeschrieben. Die Genexpressionsanalyse erfolgte im Anschluss mittels quantitativer PCR (qPCR) an einem Echtzeit-PCR-System unter Verwendung einer auf SYBR Green basierenden Master-Mix-Lösung. Zur Bestimmung der relativen Transkriptmengen wurde die comparative-Ct-Methode (2⁻△△Ct) angewandt. Die für die Amplifikation verwendeten Primersequenzen lauteten: β-actin (Forward: 5'-CATGTACGTTGCTATCCAGGC-3'; Reverse: 5'-CTCCTTAATGTCACGCACGAT-3') und KDM1A (Forward: 5'-TGACCGGATGACTTCTCAAGA-3'; Reverse: 5'-GTTGGAGAGTAGCCTC AAATGTC-3').
Test auf thiobarbitursäurereaktive Substanzen (TBARS)
Zur Messung der Lipidperoxidation wurden zunächst Supernatanten aus C666-1-Zellen durch Präzipitation (15 % TCA, 500 mM BHA) und Zentrifugation für 10 min bei 10.000 × g gewonnen. Diese Supernatanten wurden anschließend mit 0,375 % Thiobarbitursäure umgesetzt und 10 min bei 100 °C erhitzt, um das MDA-TBA-Addukt zu bilden. Der Gehalt an diesem Addukt, ein Indikator für Lipidperoxidation, wurde durch Messung der Absorption bei 532 nm in einem Mikroplattenreader bestimmt23.
Nachweis von lipidreaktiven sauerstoffhaltigen Spezies (ROS)
Die Lipidperoxidation wurde mithilfe eines fluoreszierenden Probes für Lipidperoxidation nachgewiesen. C666-1-Zellen wurden in 6-Well-Platten ausgesät, über Nacht kultiviert und anschließend der fluoreszierenden Sonde (2 µM) ausgesetzt. Diese Sonde zeigt bei Oxidation eine Fluoreszenzverschiebung von rot nach grün. Das Verhältnis der grünen zu roten Fluoreszenz wurde mittels eines Laser-Scanning-Konfokalmikroskops und einer Bildanalyse-Software analysiert. Das dargestellte Verhältnis der grünen zu roten Fluoreszenz war deutlich definiert und diente als quantitativer Indikator für die Lipidperoxidationsniveaus24.
Nachweis von Fe2+
Der intrazelluläre Gehalt an zweiwertigem Eisen (Fe2⁺) wurde mithilfe eines fluoreszierenden intrazellulären Eisenprobes bestimmt. C666-1-Zellen wurden 10 Minuten lang mit einer 10 µM fluoreszierenden Probe inkubiert. Nach dem Waschen mit PBS zur Entfernung überschüssiger Probe wurden die Zellen mittels Fluoreszenzmikroskopie analysiert.
Molekulare Docking-Analyse
Das molekulare Docking ist eine entscheidende computergestützte Methode, die die Entwicklung neuer Wirkstoffe ermöglicht, indem sie die Bindungsaffinität und Wechselwirkung zwischen einem Liganden und seinem Zielprotein durch die Bewertung ihrer Bindungsmodi vorhersagt25. Über die RCSB PDB-Webseite (https://www.rcsb.org/) wurde die dreidimensionale Struktur von KDM1A (PDB-ID: 6NQU) bezogen. Zur Vorbereitung der KDM1A-Proteinstruktur wurden Wasser entfernt und irrelevante kleine Liganden beseitigt. Die molekulare Docking-Simulation wurde mithilfe von Docking-Software unter Anwendung des Lamarck’schen genetischen Algorithmus durchgeführt, und die Visualisierung erfolgte unter Nutzung von Molekülvisualisierungssoftware26.
Statistische Analyse
Alle Experimente wurden mit mindestens drei unabhängigen biologischen Wiederholungen durchgeführt, und die Ergebnisse werden als Mittelwert ± Standardabweichung (SD) dargestellt. Die statistische Analyse wurde mit statistischer Analyse-Software durchgeführt. Unterschiede zwischen mehreren Gruppen wurden mittels einfaktorieller Varianzanalyse (ANOVA) gefolgt von Tukeys Post-hoc-Test für multiple Vergleiche bewertet. Ein P-Wert von weniger als 0,05 wurde als Hinweis auf einen statistisch signifikanten Unterschied angesehen.