Methodenartikel

Wohlfahrtsorientierte manuelle Fixierungstechnik zur Substanzverabreichung und Blutentnahme bei Mäusen

21 Ansichten

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DOI:

10.3791/72535

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25. August 2026

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1Department of Hematology, Oncology, and Tumor Immunology, Charité – Universitätsmedizin Berlin, 2Taskforce Refinement C3R, Charité – Universitätsmedizin Berlin, 3Department of Hepatology and Gastroenterology, Charité – Universitätsmedizin Berlin, 4Julius Wolff Institute for Biomechanics and Musculoskeletal Regeneration, Berlin Institute of Health at Charité – Universitätsmedizin Berlin, 5Research Facilities of Experimental Medicine, Charité – Universitätsmedizin Berlin

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Dieses Protokoll beschreibt eine neuartige manuelle Fixierungsmethode zur Immobilisierung von Mäusen während Injektionen oder Blutentnahmen, um den Stress zu verringern und das Wohlergehen während der Eingriffe zu verbessern.

Zusammenfassung

Tierversuche bleiben in der biomedizinischen Forschung unverzichtbar und tragen wesentlich zum Verständnis von Krankheitsmechanismen sowie zur Bewertung der Wirksamkeit und Sicherheit von Arzneimitteln und chemischen Substanzen bei, wobei Nagetiere zu den am häufigsten verwendeten Laborlebewesen gehören. Zu den häufigsten Eingriffen im Laboralltag zählen das Anfassen und Fixieren von Tieren während Verfahren wie Injektionen und Blutentnahmen, die routinemäßig an wachen Mäusen ohne Sedierung oder Anästhesie durchgeführt werden. Eine sachgemäße Fixierung ist notwendig, um die Sicherheit sowohl des Tieres als auch des Versuchspersonals zu gewährleisten. Herkömmliche Fixierungsmethoden wie die manuelle Fixation oder die Verwendung von Fixierrohren sind jedoch dafür bekannt, akute Stressreaktionen bei Mäusen auszulösen, was das Tierwohl beeinträchtigt und möglicherweise die experimentellen Ergebnisse beeinflusst. Um die Weiterentwicklung im Rahmen des 3R-Prinzips zu fördern und das Tierwohl zu verbessern, beschreibt dieses Protokoll die Anwendung eines neu entwickelten Tunnelverfahrens für Injektionen und Blutentnahmen bei Mäusen. Der Tunnel stellt eine sanftere, dennoch sichere Fixierungsmethode im Vergleich zu herkömmlichen Techniken dar. Diese tierwohlorientierte Fixierungsmethode kann problemlos bei Standardverfahren wie intraperitonealen und intravenösen Injektionen sowie Blutentnahmen eingesetzt werden und minimiert dabei den Stress sowie die Belastung der Laborversuchstiere während der Handhabung.

Einleitung

Tierversuche spielen weiterhin eine zentrale Rolle in der biomedizinischen Forschung und tragen maßgeblich zum Verständnis von Krankheitsmechanismen sowie zur Bewertung der Wirksamkeit und Sicherheit von Arzneimitteln und chemischen Substanzen bei. Nagetiere stellen die am häufigsten verwendeten Labortierarten dar; in der Europäischen Union wurden 2023 etwa 3,5 Millionen Mäuse und 0,5 Millionen Ratten zu wissenschaftlichen Zwecken eingesetzt1. Eine zunehmende gesellschaftliche Sensibilisierung für das durch experimentelle Verfahren verursachte Leid hat zu gesetzlichen Anforderungen geführt, das Wohlergehen von Versuchstieren in Forschungsstudien gemäß dem 3R-Prinzip2,3 zu verbessern. Da ein vollständiger Ersatz von Tierversuchen durch alternative Methoden derzeit noch nicht möglich ist, ist die Optimierung bestehender experimenteller Verfahren besonders wichtig, um das Leid der Tiere zu verringern. Das Handling, einschließlich fixierender Halterungen bei Eingriffen wie Injektionen, gehört zu den häufigsten Interventionen, denen Labortiere sowohl in der routinemäßigen Pflege als auch während Experimenten ausgesetzt sind.

Die herkömmliche fixierende Fixierung zur intraperitonealen Injektion besteht darin, die Haut und das Fell am Nacken mit Daumen und Zeigefinger fest zu greifen, den Schwanz zu sichern und die Tiere umzudrehen, um den Bauch für die Injektion freizulegen. Diese Position ist unnatürlich und kann Atembeschwerden verursachen, was bei den Tieren Angst auslöst4. Verschiedene verbesserte Fixiertechniken wurden bereits beschrieben, darunter beispielsweise die sogenannte Drei-Finger-Methode, bei der der Druck auf den Nackenbereich im Vergleich zu klassischen Nackengriff-Techniken verringert ist4. Eine andere Methode vermeidet weitgehend eine vollständige Immobilisierung: Hier können die Tiere sich an einem Drahtgitter festhalten, während Schwanz und Hintergliedmaßen fixiert werden, um Zugang zum unteren Bauchraum für Injektionen zu ermöglichen5. Dennoch weisen beide Verfahren Einschränkungen auf. Bei der Drei-Finger-Methode müssen die Tiere weiterhin angehoben und in eine unnatürliche Position gebracht werden, was Stressreaktionen auslösen kann. Die alternative Technik bietet hingegen unzureichenden Schutz vor Bissen gestresster oder abwehrender Tiere und kann die zur Durchführung der Injektionen verfügbare Zeit begrenzen. Neben potenziellen Bissverletzungen besteht auch ein erhöhtes Risiko für unsachgemäße Fixierung oder versehentliche Nadelstichverletzungen. Die Immobilisierung für intravenöse Injektionen oder Blutentnahmen aus der Schwanzvene erfordert den Einsatz von Fixiergeräten, die die Tiere fixieren, ohne sie festzuhalten, sodass die Hände für die Durchführung der Eingriffe frei sind. Fixiergeräte sind im Allgemeinen aus durchsichtigem Acryl hergestellte Röhren mit einem geschlossenen Ende, das Zugangsschlitze oder -öffnungen für den Schwanz bietet, und einem offenen Ende zum Einführen der Mäuse, das mit verstellbaren Stopfen gesichert werden kann. Dazu müssen die Tiere am Schwanz gepackt und rückwärts in das Fixiergerät hineingezogen werden, damit der Schwanz durch die Zugangsschlitze geführt werden kann. Dies ist ein stressiger Vorgang, der durch den eher geringen Durchmesser der Fixiergeräte verschärft wird, der notwendig ist, um zu verhindern, dass sich die Mäuse während der Eingriffe umdrehen, was zu Verletzungen führen könnte6,7.

Dieses Protokoll beschreibt die Verwendung einer neu entwickelten Anwendungsröhre für Injektionen und Blutentnahmen bei Mäusen, die eine schonendere, dennoch sichere Fixierung ermöglicht. Die Röhre besteht aus einem starren äußeren Rahmen und einem herausnehmbaren Plüsch-Innenfutter, das einen weichen, dunklen Raum schafft, der einer Höhle ähnelt. Im Vergleich zu herkömmlichen Fixiervorrichtungen wurde die Röhre bewusst mit größeren Abmessungen konstruiert, um einen auf Maß zugeschnittenen Vetbed Isobed-Einsatz aufzunehmen, der eine weiche, komfortable Innenoberfläche bietet und das Sicherheitsgefühl der Tiere stärkt, ohne dabei die notwendige Fixierung einzuschränken (Abbildung 1A–B). Beide Enden der Röhre sind offen, sodass die Mäuse einfach von vorne hineinlaufen und an der Rückseite wieder austreten können. Befinden sich die Tiere erst einmal in der Röhre, können sie sich nicht umdrehen, während der Schwanz für intravenöse Injektionen oder Blutabnahmen weiterhin zugänglich bleibt (Abbildung 1C). Für intraperitoneale Injektionen kann der kaudale Bauchbereich erreicht werden, indem die Röhre schräg positioniert wird (Abbildung 1D) und der Schwanz des Tieres an der Wurzel gehalten wird, während gleichzeitig sanfter Druck auf den sakralen Bereich ausgeübt und das Hinterende der Maus nach oben gebogen wird (Abbildung 1C). Diese Methode ist für Mäuse und Versuchspersonen alike weniger belastend, da keine manuelle Fixierung erforderlich ist.

Eine frühere Studie zeigte, dass die Verwendung des Tunnels für intraperitoneale Injektionen Stresslevel nachhaltig senkt und das Wohlbefinden von Mäusen selbst in experimentellen Modellen mit häufigen intraperitonealen Injektionen verbessert8. In dieser Studie wurde der Applikationstunnel ebenfalls erfolgreich für intravenöse Injektionen und Blutentnahmen aus der Schwanzvene sowohl bei männlichen als auch weiblichen Mäusen getestet.

Protokoll

Alle in diesem Protokoll beschriebenen Verfahren wurden von der zuständigen lokalen Behörde (Landesamt für Gesundheit und Soziales Berlin (LAGeSo); Genehmigungsnummer 2022-077-G) geprüft und genehmigt und wurden gemäß den ARRIVE 2.0-Leitlinien durchgeführt. Alle in dieser Studie verwendeten Materialien sind in der Tabelle der Materialien aufgelistet.

1. Intravenöse Verabreichung

HINWEIS: Diese Methode beschreibt einen tierschutzgerechten manuellen Fixieransatz für die intravenöse Applikation bei Mäusen. Intravenöse Injektionen dürfen nur durch geschultes Personal unter Einhaltung der institutionellen Richtlinien sowie etablierter Sicherheits- und Hygienemaßnahmen durchgeführt werden.

  1. Vorbereitung der Tiere
    ACHTUNG: Tragen Sie beim Arbeiten mit Tieren stets die vom Institut vorgeschriebene persönliche Schutzausrüstung (PSA) (z. B. Kittel, Handschuhe, Hauben, Masken).
    1. Stellen Sie den Wurfkäfig unter eine rote Lampe, um eine Vasodilatation zu fördern und die Sichtbarkeit der Schwanzvenen zu verbessern. Belassen Sie den Käfig hierfür 10–15 Minuten unter der Lampe.
  2. Vorbereitung des Arbeitsbereichs
    1. Reinigen Sie den Applikationstunnel mit 70 %igem Ethanol. Lassen Sie den Ethanol etwa 5 Minuten vollständig verdunsten.
    2. Platzieren Sie ein gerolltes Stück gewaschener und autoklavierter Unterlage (schneiden Sie ein Vetbed Isobed auf die benötigte Größe zu) innerhalb des Tunnels (Abbildung 1B).
    3. Drücken Sie mit den Fingern den Eingang des Tunnels vorsichtig zusammen, bis die verbleibende Öffnung etwa die Breite zweier benachbarter Finger hat. Eine stärkere Kompression der Unterlage vermeiden.
    4. Positionieren Sie den Applikationstunnel auf der Arbeitsfläche und legen Sie ein zusätzliches flaches Stück Unterlage vor den Tunnelleingang.
    5. Bereiten Sie die Injektionsspritze mit einer 27G-Nadel, die die gewünschte Injektionslösung enthält, vor und stellen Sie sie neben den Tunnel. Stellen Sie sicher, dass Tupfer und Desinfektionsmittel in Reichweite sind.
  3. Wohlfahrtsgerechte Fixierung in einem Tunnel
    1. Überführen Sie die Maus mit einem Handhabungsrohr aus dem Wurfkäfig.
    2. Lassen Sie die Maus freiwillig in den Applikationstunnel eintreten, indem Sie das Handhabungsrohr direkt vor die Tunnelluke positionieren (Abbildung 1C).
      HINWEIS: Manche Mäuse betreten zunächst das Stück Unterlage vor dem Applikationstunnel, bevor sie freiwillig in den Tunnel eintreten. Um zu verhindern, dass die Maus zu tief in den Tunnel läuft, kann der Schwanz vorsichtig am Ansatz gehalten werden.
    3. Innerhalb des Tunnels verharrt die Maus typischerweise in der gerollten Unterlage, ohne sich umzudrehen.
      HINWEIS: Falls Mäuse den Tunnel nicht betreten, könnte die Öffnung zu eng sein; komprimieren Sie die Unterlage am Eingang leicht. Falls die Tiere zu klein sind und sich umdrehen, ziehen Sie die gerollte Unterlage enger oder fügen Sie eine zusätzliche Schicht hinzu (Abbildung 1B).
  4. Intravenöse Injektion
    HINWEIS: Die intravenöse Injektion erfolgt nach etablierten, konventionellen Verfahren zur Schwanzveneninjektion.
    1. Strecken Sie den Schwanz vorsichtig, indem Sie die Spitze halten, und desinfizieren Sie die gewünschte Injektionsstelle. Drehen Sie den Schwanz um etwa 90°, um die seitlichen Schwanzvenen dorsal zu positionieren.
    2. Führen Sie die Injektion am distalen Ende des Schwanzes durch, um bei Bedarf weitere Versuche an proximaleren Stellen zu ermöglichen.
      ENTSCHIDENDER SCHRITT: Führen Sie die Nadel in einem Winkel von etwa 15–20° relativ zum Schwanz ein, wobei die Nadel fast parallel zum Schwanz verlaufen sollte. Führen Sie die Nadel nur geringfügig über die Schneide hinaus vor, da die Schwanzvenen oberflächlich liegen. Eine korrekte Platzierung der Nadel zeigt sich durch geringen Widerstand während der Injektion und sichtbaren Fluss der Injektionslösung durch die Vene. Injizieren Sie das gewünschte Volumen langsam und gleichmäßig (≤5 mL/kg über 13 s). Nach dem Herausziehen der Nadel wird die Injektionsstelle mit einem sterilen Tupfer leicht komprimiert, um Blutungen zu verhindern.
      ACHTUNG: Entsorgen Sie benutzte Nadeln/Spritzen unverzüglich in stich- und auslaufsicheren Abwurfbehältern für Kanülen. Vermeiden Sie das Nachsetzen von Nadelkappen, um Stichverletzungen zu verhindern.
  5. Freisetzung und positive Verstärkung
    1. Bringen Sie den Tunnel mit der Maus zurück in den Wurfkäfig und lassen Sie das Tier freiwillig aus dem gegenüberliegenden Ende des Tunnels austreten (Abbildung 1C).
    2. Bieten Sie im Wurfkäfig Leckerbissen an, um die positive Verstärkung und die Gewöhnung an das Verfahren zu unterstützen.
  6. Reinigung und Pflege
    1. Entfernen Sie die innere Unterlage aus dem Applikationstunnel. Reinigen Sie den Applikationstunnel mit 70 %igem Ethanol.
    2. Falls die Unterlage sauber bleibt, kann sie für nachfolgende Experimente wiederverwendet werden. Falls sie kontaminiert oder sichtbar verschmutzt ist, waschen und autoklavieren Sie sie vor der Wiederverwendung.
      HINWEIS: Verwenden Sie eine Unterlage pro Versuchsgruppe. Ersetzen Sie die Unterlage zwischen verschiedenen Experimenten, zwischen männlichen und weiblichen Tieren sowie immer dann, wenn dies die hygienischen Vorgaben des Instituts erfordern.

2. Intraperitoneale Verabreichung

HINWEIS: Diese Methode beschreibt einen tierschutzgerechten manuellen Fixieransatz für die intraperitoneale Applikation bei Mäusen. Intraperitoneale Injektionen dürfen nur durch geschultes Personal und gemäß den institutionellen Richtlinien sowie etablierten Sicherheits- und Hygieneprotokollen durchgeführt werden. Um den Zugang zum Injektionsbereich zu erleichtern, wird ein Applikationstunnel in Kombination mit einer schrägen Plattform (Keil) verwendet, wodurch das Hinterende der Mäuse nach oben angehoben wird.

  1. Vorbereitung des Arbeitsbereichs
    1. Reinigen Sie den Applikationstunnel und Keil mit 70 %igem Ethanol. Lassen Sie das Ethanol etwa 5 Minuten vollständig verdampfen.
    2. Platzieren Sie ein gerolltes Stück gewaschener und autoklavierter Unterlage (schneiden Sie ein Vetbed Isobed auf die erforderliche Größe zu) in das Tunnelrohr (Abbildung 1B).
    3. Mit den Fingern die Auskleidung am Tunneleingang vorsichtig zusammendrücken, bis die verbleibende Öffnung etwa der Breite zweier benachbarter Finger entspricht. Die Auskleidung nicht weiter zusammendrücken.
    4. Platzieren Sie den Applikationstunnel auf dem Keil (Abbildung 1D) auf die Arbeitsfläche und legen Sie eine zusätzliche flache Auskleidung vor den Tunneleingang.
    5. Bereiten Sie die Injektionsspritze mit einer 27G-Nadel, die die gewünschte Injektionslösung enthält, vor und stellen Sie sie neben den Tunnel.
  2. Wohlorientierte Fixierung in einem Tunnel
    ACHTUNG: Tragen Sie beim Arbeiten mit Tieren stets die vom Institut geforderte persönliche Schutzausrüstung (PSA) gemäß den Anforderungen der Biosicherheit und Hygiene (z. B. Kittel, Handschuhe, Hauben, Masken).
    1. Überführen Sie die Maus mit einem Handhabungsrohr aus dem Heimkäfig. Lassen Sie die Maus freiwillig in den Applikationstunnel eintreten, indem Sie das Handhabungsrohr direkt vor der Öffnung des Tunnels positionieren (Abbildung 1C).
      HINWEIS: Manche Mäuse betreten vorzugsweise zuerst die vor dem Applikationstunnel platzierte Unterlage, bevor sie den Tunnel freiwillig betreten. In diesem Fall sollte die Maus zunächst den Tunnel betreten, bevor der Tunnel auf den Keil gesetzt wird.
    2. Sobald die Maus im Inneren ist, halten Sie die Basis des Schwanzes vorsichtig zwischen Zeigefinger und Daumen fest, um zu verhindern, dass die Maus zu weit in den Tunnel hineinkriecht. Die Maus verharrt in der Regel innerhalb des aufgerollten Innenfutters, ohne sich umzudrehen.
      HINWEIS: Falls die Mäuse den Tunnel nicht betreten, ist die Öffnung möglicherweise zu klein; verringern Sie die Weite leicht, indem Sie die Auskleidung am Tunneleingang leicht zusammendrücken. Falls die Mäuse zu klein sind und dazu neigen, umzukehren, ziehen Sie die aufgerollte Auskleidung enger oder fügen Sie eine zusätzliche Schicht hinzu (Abbildung 1B).
  3. Intraperitoneale Injektion
    1. Halten Sie die Schwanzwurzel mit Daumen und Zeigefinger einer Hand festAbbildung 1C). Üben Sie sanften Druck auf den Sakralbereich mit dem Mittelfinger derselben Hand aus und drehen Sie den Schwanz leicht nach oben. Dies stabilisiert das Tier und ermöglicht einen freien Zugang zum kaudalen Bauchbereich.
    2. ENTSCHENDES SCHREIT: Führen Sie die Injektion durch, indem Sie die Spritze parallel zur Arbeitsfläche halten und in den deutlich sichtbaren kaudalen Bauchbereich einführen.
    3. Nach der Injektion langsam den Druck verringern und den Schwanz loslassen.
      ACHTUNG: Verwenden Sie gebrauchte Nadeln/Spritzen unverzüglich in stichsicheren, auslaufsicheren Spitzenbehältern. Versuchen Sie nicht, Spritzen erneut zu verkappen, um Nadelstichverletzungen zu vermeiden.
  4. Freisetzung und positive Verstärkung
    1. Bringen Sie den Tunnel mit der Maus in den Heimkäfig zurück und lassen Sie das Tier freiwillig aus dem gegenüberliegenden Ende des Tunnels austretenAbbildung 1C).
    2. Bieten Sie Leckereien im Heimkäfig an, um die positive Verstärkung und die Gewöhnung an das Verfahren zu unterstützen.
  5. Reinigung und Wartung
    1. Entfernen Sie die Innenhülle aus dem Applikationstunnel. Reinigen Sie den Applikationstunnel und den Keil mit 70 %igem Ethanol.
    2. Falls das Innenfutter sauber bleibt, kann es für nachfolgende Experimente wiederverwendet werden. Falls es kontaminiert oder sichtbar verunreinigt ist, sollte es vor der Wiederverwendung gewaschen und autoklaviert werden.
      HINWEIS: Verwenden Sie eine neue Auskleidung pro Versuchsgruppe. Ersetzen Sie die Auskleidung zwischen verschiedenen Experimenten, zwischen männlichen und weiblichen Tieren sowie immer dann, wenn dies durch die institutionellen Hygienevorschriften erforderlich ist.

3. Blutentnahme aus der Schwanzvene

HINWEIS: Diese Methode beschreibt einen tierschutzgerechten manuellen Fixieransatz zur Blutentnahme aus der Schwanzvene bei Mäusen. Alle Verfahren müssen von geschultem Personal gemäß den institutionellen Richtlinien sowie anerkannten Sicherheits- und Hygieneprotokollen durchgeführt werden.

  1. Vorbereitung des Arbeitsbereichs
    1. Reinigen Sie den Applikationstunnel mit 70 %igem Ethanol. Lassen Sie das Ethanol etwa 5 Minuten vollständig verdunsten.
    2. Platzieren Sie ein gerolltes Stück gewaschener und autoklavierter Unterlage (schneiden Sie ein Vetbed Isobed auf die erforderliche Größe zu) innerhalb des Tunnels (Abbildung 1B).
    3. Drücken Sie mit den Fingern die Unterlage am Tunneleingang vorsichtig zusammen, bis die verbleibende Öffnung etwa der Breite zweier benachbarter Finger entspricht. Drücken Sie die Unterlage nicht weiter zusammen.
    4. Positionieren Sie den Applikationstunnel auf der Arbeitsfläche und legen Sie eine zusätzliche flache Unterlage vor den Tunneleingang.
    5. Stellen Sie sicher, dass Lanzetten, Blutentnahmemikroröhrchen, Tupfer und Desinfektionsspray leicht zugänglich sind.
  2. Wohlfahrtsgerechte Fixierung in einem Tunnel
    ACHTUNG: Tragen Sie beim Arbeiten mit Tieren stets die vom Institut vorgeschriebene persönliche Schutzausrüstung (PSA) entsprechend den Anforderungen an Biosicherheit und Hygiene (z. B. Kittel, Handschuhe, Hauben, Masken).
    1. Überführen Sie die Maus mittels eines Handhabungsrohrs aus ihrem Heimkäfig. Lassen Sie die Maus freiwillig in den Applikationstunnel eintreten, indem Sie das Handhabungsrohr direkt vor die Tunnelfront positionieren (Abbildung 1C).
      HINWEIS: Manche Mäuse betreten zunächst bevorzugt die vor dem Applikationstunnel liegende Unterlage, bevor sie freiwillig in den Tunnel eintreten. Das zu tiefe Hineinlaufen der Maus in den Tunnel kann verhindert werden, indem man vorsichtig den Schwanzansatz festhält.
    2. Im Inneren positioniert, verbleibt die Maus typischerweise innerhalb der gerollten Unterlage, ohne sich umzudrehen.
      HINWEIS: Falls Mäuse den Tunnel nicht betreten, könnte die Öffnung zu klein sein; drücken Sie die Unterlage am Tunneleingang leichter zusammen. Falls die Mäuse zu klein sind und dazu neigen, sich umzudrehen, ziehen Sie die gerollte Unterlage fester zusammen oder fügen Sie eine zusätzliche Schicht hinzu (Abbildung 1B).
  3. Blutentnahme
    1. Strecken Sie den Schwanz vorsichtig durch Halten der Spitze gerade und desinfizieren Sie die vorgesehene Entnahmestelle. Drehen Sie den Schwanz um etwa 90°, um die seitlichen Schwanzvenen dorsal zu positionieren.
    2. KRITISCHER SCHRITT: Durchstechen Sie die seitliche Vene mit einer Lanzette. Sammeln Sie die Blutstropfen mittels Mikroröhrchen oder Kapillare.
      ACHTUNG: Entsorgen Sie benutzte Lanzetten unverzüglich in stichsicheren, auslaufsicheren Spitzglasbehältern. Versuchen Sie nicht, Lanzetten erneut zu verkappen, um Stichverletzungen zu vermeiden.
    3. Nach der Entnahme wird die Einstichstelle mit einem sterilen Tupfer vorsichtig gedrückt, um die Blutung zu stillen.
  4. Freisetzung und positive Verstärkung
    1. Bringen Sie den Tunnel mit der Maus zurück in den Heimkäfig und lassen Sie das Tier freiwillig aus dem gegenüberliegenden Ende des Tunnels austreten (Abbildung 1C).
    2. Geben Sie Leckerbissen in den Heimkäfig, um eine positive Verstärkung zu fördern und die Gewöhnung an das Verfahren zu unterstützen.
  5. Reinigung und Pflege
    1. Entfernen Sie die innere Unterlage aus dem Applikationstunnel. Reinigen Sie den Applikationstunnel mit 70 %igem Ethanol.
    2. Falls die Unterlage sauber bleibt, kann sie für nachfolgende Experimente wiederverwendet werden. Falls sie kontaminiert oder sichtbar verschmutzt ist, waschen und autoklavieren Sie sie vor der Wiederverwendung.
      HINWEIS: Verwenden Sie eine Unterlage pro Versuchsgruppe. Wechseln Sie die Unterlage zwischen verschiedenen Experimenten, zwischen männlichen und weiblichen Tieren sowie immer dann, wenn dies die hygienischen Vorgaben des Instituts erfordern.

Ergebnisse

Um den Einfluss der neuen Fixierungstechnik auf das Wohlbefinden von Mäusen zu bewerten, wurden Blutprobenentnahmen aus der Schwanzvene und intravenöse Injektionen gemäß dem beschriebenen Protokoll durchgeführt. Männliche und weibliche Wildtyp-C57BL/6-Mäuse wurden entweder im Anwendungstunnel oder in einem herkömmlichen Fixiergerät den Verfahren unterzogen und anschließend auf Anzeichen von Schmerz und Stress untersucht. Die Maus-Grimassen-Skala (MGS) wurde verwendet, um das Stressniveau der Tiere nach der Blutentnahme aus der Schwanzvene zu bestimmen. Die MGS ist ein weit verbreitetes Bewertungssystem, das die Aktivität der Gesichtsmuskulatur als Reaktion auf schmerzhafte oder belastende Eingriffe analysiert9,10. Zur Bestimmung der Werte wurden unmittelbar nach der Freilassung der Mäuse aus dem Fixiergerät oder Tunnel Fotografien angefertigt (repräsentative Abbildungen siehe Abbildung 2). Zwei erfahrene Beobachter, die auf die Beurteilung von Mausverhalten spezialisiert sind, bewerteten drei Parameter der Gesichtsmimik (schematische Darstellungen in Abbildung 2C): Augenringverengung (Schließen des Augenlids und Verengung des Augenringbereichs; eine Falte kann um das Auge sichtbar sein), Nasenwölbung (Wölbung am Nasenrücken und vertikale Falten an der Nasenseite können auftreten) und Ohrposition (Ohren drehen sich nach außen und/oder nach hinten weg vom Gesicht und können sich falten, sodass eine ‚spitze‘ Form entsteht; der Abstand zwischen den Ohren vergrößert sich). Die Schnurrhaareposition und die Wangevorsprung wurden nicht bewertet, da die dunkle Fellfarbe der Mäuse eine zuverlässige Beurteilung erschwerte. Jeder Parameter wurde anhand einer Dreipunkteskala von 0 bis 2 bewertet (0 = nicht vorhanden, 1 = mäßig vorhanden, 2 = eindeutig vorhanden), und die drei Gesichtsparameter wurden durchschnittlich zu einem mittleren MGS-Wert pro Tier zusammengefasst. Um die Zuverlässigkeit sicherzustellen, wurde jedes Tier unabhängig und verblindet von beiden Beobachtern bewertet, und die beiden MGS-Werte wurden anschließend gemittelt, um einen endgültigen MGS-Wert pro Tier zu erhalten. Sowohl weibliche als auch männliche Mäuse wiesen eine signifikante Verringerung des MGS-Werts auf, wenn die Blutentnahme im Anwendungstunnel im Vergleich zum herkömmlichen Fixiergerät durchgeführt wurde (Abbildung 2A–B).

Eine separate Gruppe von Mäusen erhielt eine intravenöse Injektion von 100 µL 0,9 %iger Natriumchlorid-Lösung (NaCl), wobei das Auftreten von hörbaren Vokalisationen sowie Versuche, sich in der Fixiervorrichtung umzudrehen, dokumentiert wurden. Mäuse äußern sich durch hörbare Quietschlaute als Zeichen schwerer Belastung, insbesondere bei Schmerz, Angst und während defensiven Verhaltens11,12,13. Zudem reagieren Mäuse auf physikalische Fixierung natürlicherweise mit Panik, was zu einem Fluchtverhalten führt, um den eingeschränkten Raum zu verlassen. Daher wurden Versuche, sich um 180 Grad in der Fixiervorrichtung zu drehen, als Anzeichen von Angst gewertet. Sowohl bei weiblichen als auch bei männlichen Mäusen ließen sich häufiger hörbare Vokalisationen und Versuche, sich umzudrehen, beobachten, wenn die intravenösen Injektionen innerhalb einer Fixiervorrichtung im Vergleich zum Anwendungstunnel durchgeführt wurden (Abbildung 3).

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Abbildung 1: Neuartiger Applikationstunnel. (A) Repräsentative Bilder, die den Größenunterschied zwischen einem herkömmlichen Fixiergerät und dem neuartigen Applikationstunnel veranschaulichen. (B) Die Innenauskleidung des Tunnels besteht aus einem passgenau zugeschnittenen Stück gerolltem Vetbed, das eine weiche, stützende und dunkle Umgebung bietet. Falls die Mäuse zu klein sind und dazu neigen, sich umzudrehen, kann die gerollte Auskleidung enger gerollt werden, um den verfügbaren Platz zu verringern. (C) Verschiedene Handhabungsschritte im Applikationstunnel, einschließlich Eintritt und Austritt, sichere und komfortable Fixierung sowie Zugang zum Bauchraum und Schwanz. (D) Eine zusätzliche Keilvorrichtung zur Durchführung intraperitonealer Injektionen innerhalb des Tunnels. Der Keil erhöht den Winkel des Tunnels relativ zum Bediener, wodurch der Zugang zum Bauchbereich erleichtert wird. Bitte klicken Sie hier, um eine vergrößerte Version dieser Abbildung anzusehen.

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Abbildung 2: Maus-Grimassen-Skala nach der Blutentnahme aus der Schwanzvene. Männliche oder weibliche Mäuse wurden entweder innerhalb eines Anwendungstunnels oder eines herkömmlichen Fixiergeräts einer Blutentnahme unterzogen. Bilder zur Bewertung der Maus-Grimassen-Skala wurden unmittelbar nach dem Verlassen des Fixiergeräts oder Tunnels aufgenommen und anschließend unabhängig voneinander von zwei erfahrenen Versuchspersonen ausgewertet, die nicht über die Gruppenzugehörigkeit der Mäuse informiert waren. Dabei wurden Orbitalkontraktion, Nasenwölbung und Ohrlage beurteilt. Für jedes Tier wurde basierend auf den beiden Bewertungen ein Durchschnittswert berechnet. (A) Weibliche Mäuse (Tunnel n = 5; Fixiergerät n = 8). (B) Männliche Mäuse (Tunnel n = 11; Fixiergerät n = 11). Dieses Diagramm wurde angepasst nach Schlutt et al., 2026, PLOS ONE. Die ursprünglichen Daten, ursprünglich als Balkendiagramm unter einer CC BY 4.0-Lizenz veröffentlicht, wurden hier modifiziert und als Box-und-Whisker-Diagramm neu dargestellt. (C) Schematische Darstellung der Gesichtsaktions-Einheiten, erzeugt mittels eines vom Autor entwickelten Textprompts mit ChatGPT Image 2 (OpenAI; verfügbar unter https://chatgpt.com/); das endgültige Bild wurde von den Autoren auf wissenschaftliche Richtigkeit überprüft und genehmigt. Die Daten sind als Box-und-Whisker-Diagramme dargestellt (Minimum bis Maximum); die Linie kennzeichnet den Mittelwert. Mann-Whitney-Test, p-Werte < 0,05 wurden als signifikant angesehen. Bitte klicken Sie hier, um eine vergrößerte Version dieser Abbildung anzusehen.

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Abbildung 3: Hörbare Vokalisationen und Versuche, sich umzudrehen, nach intravenöser Injektion. Männliche oder weibliche Mäuse erhielten eine intravenöse Injektion von 100 µL 0,9%iger NaCl entweder innerhalb des Applikationstunnels oder in einem herkömmlichen Fixierungsgerät. Während des Eingriffs wurden Vorkommnisse hörbarer Vokalisationen und Versuche, sich innerhalb der Fixiervorrichtung umzudrehen, dokumentiert (ja/nein). Alle Gruppen n = 10. Die Daten werden als gestapelte Balken-Kontingenzdiagramme dargestellt. Der exakte Fisher-Test wurde verwendet; p-Werte < 0,05 wurden als signifikant angesehen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

Abbildung 1, Zusatzmaterial: Intraperitoneale Injektion bei Ratten unter Verwendung einer größeren Version des Applikationstunnels. Ein Applikationstunnel mit einem Durchmesser von 15 cm wurde für die intraperitoneale Injektion bei Ratten verwendet. Der Eingriff wurde gemäß dem gleichen Protokoll durchgeführt, das für Mäuse beschrieben wurde. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.

Diskussion

Diese Fixierungstechnik wurde für die Verabreichung von Substanzen und die Blutentnahme entwickelt, um einen Best-Practice-Ansatz für das Tierwohl zu unterstützen. Einige wissenschaftliche Gemeinschaften zeigen sich weiterhin zurückhaltend gegenüber verfeinerten Handhabungs- und Fixierungsmethoden, die von lang etablierten Standardverfahren abweichen, insbesondere wenn zusätzlicher Zeitaufwand und mehr Aufwand erforderlich sein könnten. Die Reduzierung von Stress bei Labor­tieren ist jedoch nicht nur aus tierethischer Sicht wünschenswert, sondern trägt auch erheblich zum experimentellen Erfolg bei, indem sie die Datenvariabilität verringert, stressbedingte physiologische Veränderungen minimiert und fehlgeschlagene Versuche sowie Ausscheidungen von Tieren reduziert. Dieses Protokoll stellt eine einfach zu implementierende Methode vor, die das Tierwohl deutlich verbessert und gleichzeitig eine sichere Fixierung sowie einen händefreien Zugang für sichere Applikations- und Entnahmeverfahren gewährleistet.

Ein entscheidender Schritt im Protokoll ist der sichere Eintritt in den Applikationstunnel und die stabile Positionierung darin. Für den freiwilligen Eintritt werden zwei Ansätze empfohlen: entweder der direkte Eintritt aus dem Transferrohr in den Tunnel oder das vorherige Platzieren der Mäuse aus dem Transferrohr auf die vorgelegte weiche Einlage, von der aus sie den Tunnel betreten können. Der optimale Ansatz hängt vom Verhalten der Tiere ab, weshalb beide Methoden evaluiert werden sollten. Die bevorzugte Variante ist diejenige, bei der die Mäuse am schnellsten und mit der geringsten Zurückhaltung eintreten. Zögern die Mäuse, den Tunnel zu betreten, sollten mehrere Faktoren berücksichtigt werden: (1) Die Eintrittsöffnung könnte zu eng sein; in diesem Fall kann die Einlage leicht komprimiert werden, um die Öffnung zu vergrößern; (2) Geruchssignale von der Innenverkleidung können die Akzeptanz beeinflussen; daher sollten die Einlagen vorzugsweise den vertrauten Käfiggeruch bewahren, wobei jedoch eine Trennung zwischen Versuchsgruppen, Käfigen und Geschlechtern sichergestellt werden muss, und verschmutztes Material sollte ersetzt werden, um störende Gerüche zu vermeiden; (3) Es wurde gezeigt, dass sich Mäuse auf Oberflächen mit Farben, die ihrer Fellfarbe ähneln, sicherer fühlen14; daher könnte es vorteilhaft sein, die Farbe der Einlage an die Fellfarbe der Tiere anzupassen; und (4) die Positionierung der Tunneleinfahrt in Richtung der Käfigwand könnte den Eintritt fördern, da die Mäuse weiterhin den Heimkäfig und ihre Käfigkameraden sehen können. Eine mögliche Einschränkung des Applikationstunnels besteht darin, dass er auf den freiwilligen Eintritt des Tieres angewiesen ist, was als kurze Verzögerung vor Behandlung oder Probennahme empfunden werden könnte. In dieser Studie betraten die Mäuse den Tunnel jedoch schnell und zuverlässig, typischerweise innerhalb von 2–10 s, sodass die Durchführung der Eingriffe in einem engen und reproduzierbaren Zeitfenster möglich war. Obwohl dieser Ansatz etwas mehr Zeit in Anspruch nehmen kann als die herkömmliche Nackenfaltenfixierung, sollte der geringfügige Anstieg der Handhabungszeit gegen die erhebliche Verbesserung des Tierwohls abgewogen werden, die durch die Reduktion des stressbedingten Belastungsniveaus erreicht wird. Zudem ist das Einsetzen in herkömmliche Fixiervorrichtungen ebenfalls mit Handhabungszeit verbunden, da Mäuse häufig dem Einsetzen widerstehen, was letztlich keinen relevanten Unterschied ergibt. In weniger als 5 % der Fälle betrat die Maus den Tunnel nicht freiwillig. Obwohl die oben beschriebenen Maßnahmen im Allgemeinen ausreichten, um den Eintritt zu fördern, konnte das Tier gegebenenfalls sanft in den Tunnel hineingeführt werden. Auch in diesen Fällen bietet die weiche Innenverkleidung einen Vorteil für das Tierwohl gegenüber herkömmlichen Fixiervorrichtungen.

Sobald die Mäuse sich im Tunnel befinden, können sie sich sicher an der Innenauskleidung festhalten. Dies ist aus Tierschutzgründen äußerst vorteilhaft, da sich gezeigt hat, dass fixierte Mäuse niedrigere Stresslevel aufweisen, wenn ihnen während der Handhabung die Möglichkeit zum Festhalten an einer Oberfläche geboten wird4. Gleichzeitig kann der Bediener den Schwanzansatz sicher festhalten, ohne dass die Maus versucht, sich umzudrehen. Wichtig ist, dass die Innenauskleidung das Tier eng umschließt. Falls die Mäuse zu klein sind und sich innerhalb des Tunnels drehen neigen, können schnelle Anpassungen durch strafferes Aufrollen der Auskleidung oder Hinzufügen einer zusätzlichen Schicht vorgenommen werden. Für Experimente mit Tieren unterschiedlicher Größe (z. B. aufgrund von Alter, Geschlecht oder Ernährung) können auch Tunnel mit verschiedenen Durchmessern verwendet werden (siehe Druckvorlagen8).

Injektionen und Blutentnahmen sollten stets durch geschultes Personal durchgeführt werden. Dennoch erwies sich der Anwendungstunnel sowohl für hocherfahrene als auch für weniger erfahrene Anwender als wirksam. Insbesondere berichtete das unerfahrene Personal von weniger erfolglosen Versuchen, wodurch wiederholte Eingriffe und verlängerte Verfahren reduziert wurden. Die Anwender gaben außerdem an, sich beim Fixieren der Mäuse im Tunnel wohler und sicherer zu fühlen als beim Erlernen herkömmlicher Handfixationstechniken. Dies stellt einen erheblichen Vorteil für Labore mit häufigem Personalwechsel dar, da die Methode leicht zu erlernen ist und sowohl den Tieren als auch dem Experimentator zugutekommt. Diese Beobachtungen stimmen mit zuvor beschriebenen Verbesserungen beim Handhabungskomfort und der Sicherheit der Techniker im Zusammenhang mit verfeinerten Handhabungstechniken wie der Tunnel- und der Cup-Handhabung überein15.

Wichtig ist, dass die hier beschriebene Methode auch bei nicht trainierten Mäusen wirksam ist, und alle vorgestellten Ergebnisse wurden an Tieren ohne vorherige Gewöhnung erzielt. Frühere Studien haben gezeigt, dass die Gewöhnung und medizinische Schulung der Tiere Stressreaktionen bei Mäusen verringern kann, indem sie sie mit den geplanten Verfahren vertraut machen16,17. Ein Trainingsprotokoll, das den Einsatz eines Tunnels einschließt, könnte die Stressniveaus daher weiter senken, insbesondere wenn häufige Eingriffe erforderlich sind, die andernfalls negative Assoziationen mit dem Tunnel hervorrufen könnten. Ein solches Trainingsprogramm wurde bereits erfolgreich in einer früheren Studie angewandt, wodurch wir den Tunnel für wiederholte intraperitoneale Injektionen über mehrere Wochen nutzen konnten8. Gerade bei Studien, die wiederholte Injektionen erfordern, könnte der Tunnel eine wesentliche Verbesserung darstellen. Verfeinerte Handhabungstechniken unter Verwendung von Transferröhren und verminderter Fixierung haben gezeigt, dass sie positive Effekte auch nach wiederholter Nackenfixierung oder intraperitonealer Injektion aufrechterhalten, einschließlich einer erhöhten Bereitschaft, mit den Versuchspersonal zu interagieren, und einer verminderten angstähnlichen Verhaltensweise in standardisierten Verhaltensuntersuchungen18,19. Ebenso führten wiederholte Injektionen, die innerhalb des Tunnels durchgeführt wurden, bei Mäusen nicht zu einer Erhöhung stressbezogener Parameter8.

In der Praxis haben sich Futterbelohnungen als wirksam erwiesen, um die Gewöhnung durch positive Verstärkung zu fördern, ein wohlbekanntes Prinzip in der Tierausbildung. Daher wird empfohlen, am Ende jeder Handhabungssitzung eine kleine Belohnung anzubieten. Beim Testen des Tunnels reichten bereits sehr geringe Mengen, wie beispielsweise ein einzelnes Haferkorn, und stören wahrscheinlich nicht die normale Ernährung der Tiere. Falls die Nahrungsaufnahme von Bedeutung ist, beispielsweise in Stoffwechselstudien, sind auch aromatisierte Leckerbissen erhältlich, die mit speziellen Diäten (z. B. ketogene Diäten) verträglich sind. Wichtig ist, dass Leckerbissen als zusätzliche Verfeinerungsmaßnahme betrachtet werden sollten, die die Gewöhnung verbessern, und nicht als Voraussetzung für die erfolgreiche Nutzung des Applikationstunnels. Sobald die Tiere mit dem System vertraut sind, betraten sie den Applikationstunnel wiederholt freiwillig, ohne eine Futterbelohnung zu erhalten.

Die hier beschriebene Methode weist bestimmte Einschränkungen hinsichtlich des Zugangs zu spezifischen Körperregionen auf. Während der Schwanz leicht und sicher für intravenöse Injektionen und Blutentnahmen zugänglich ist und der kaudale Bauchbereich für intraperitoneale Injektionen geeignet ist, ist der Zugang zu den seitlichen Körperregionen für subkutane Applikationen begrenzt. Auch die orale Verabreichung sollte sorgfältig überlegt werden. Die konventionelle orale Gavage ist mit diesem System nicht kompatibel, da die erforderliche Halsstreckung nicht erreicht werden kann. Feinere Methoden der oralen Verabreichung, bei denen Mäuse Substanzen freiwillig von einer Pipettenspitze aufnehmen (z. B. vermischt mit Kondensmilch)20, könnten jedoch über die offene Seite des Tunnels möglich sein. In solchen Fällen muss sichergestellt werden, dass der Kopf deutlich sichtbar bleibt und die Maus nicht zu tief im Futteral oder Tunnel positioniert ist, um die vollständige Aufnahme der Substanz zu bestätigen.

Im Vergleich zu bestehenden Fixierungstunneln bietet der hier beschriebene Applikationstunnel klare Vorteile für das Tierwohl. Obwohl eine Fixierung häufig für sichere Applikations- und Probenentnahmeverfahren erforderlich ist, gilt sie auch als einer der stärksten Stressfaktoren, denen Nagetiere während experimenteller Verfahren ausgesetzt sind.7,21,22. Frühere Studien haben bereits gezeigt, dass die Ersetzung der herkömmlichen Schwanzbefestigung und -fixierung durch verfeinerte Methoden wie Tunnel- oder Schopphandling die Tierwohlfahrt signifikant verbessert. Mäuse, die mit diesen verfeinerten Methoden gehandhabt werden, zeigen geringere Angstzustände und eine größere Bereitschaft, mit den Versuchspersonen zu interagieren, im Vergleich zu Mäusen, die am Schwanz aufgehoben werden.23,24. Die Nutzung des Anwendungstunnels, der freiwillig von den Mäusen betreten wird, stellt eine konsequente Weiterentwicklung der Tunnel-Handhabung dar. Die Schmerzskala von Mäusen, die den Anwendungstunnel verlassen, zeigt an, dass die Tiere sich nicht eingeengt oder gefangen fühlen. Obwohl die intraperitoneale Injektionsmethode, bei der die Mäuse sich am Käfiggitter festhalten, der beschriebenen Grifftechnik zur Anhebung des Beckenbereichs ähnelt5, wobei die erstere auf dem Fluchtverhalten der Tiere basiert. Auf einem Gitter halten Mäuse mit ihren Pfoten fest und ziehen sich vor dem Griff der Versuchsperson fort, was zu einer Fixierung und damit verbundenem Stress führt. Zudem erhöht diese Art der Fixierung den Tonus der Bauchmuskulatur, was die Schmerzwahrnehmung durch Nadelstiche verstärkt. Im Gegensatz dazu stellt der Einsatz eines Tunnelverfahrens eine verbesserte Fixierungsmethode dar, und die Ergebnisse zeigen eine Verringerung stressassoziiierter Parameter, darunter niedrigere Schmerzgrimmasscores, weniger hörbare Vokalisationen und ein erhaltenes Interaktionsverhalten gegenüber den Versuchspersonen.811,12,13Obwohl ultraschallakustische Vokalisationen (USVs) zunehmend als ethologisch relevante Kommunikationssignale anerkannt werden, bleibt ihre Verwendung als Marker für Stress bei adulten Mäusen weiterhin Gegenstand der Untersuchung, da USVs stark kontextabhängig sind und auch im Rahmen normaler physiologischer Verhaltensweisen auftreten.25.

Trotzdem legen jüngste Befunde nahe, dass die Aufzeichnung ultraschallakustischer Laute (USL) ein vielversprechender, nicht-invasiver und reproduzierbarer Ansatz zur Beurteilung von Verhaltensreaktionen auf Fixierung darstellen könnte26. Die Einbindung von USL-Aufzeichnungen in zukünftige Studien könnte daher eine zusätzliche objektive Messgröße bieten, um Stress- und Emotionsreaktionen weiter zu charakterisieren. Insbesondere deuten diese Ergebnisse darauf hin, dass der Anwendungstunnel im Vergleich zu herkömmlichen Fixiervorrichtungen ein sichereres und weniger belastendes Fixierverfahren für routinemäßige Anwendungen und Probenentnahmen ermöglicht. Wichtig ist, dass die weiche Innenbeschichtung – im Gegensatz zu klaren Acryl-Fixiervorrichtungen – es den Mäusen erlaubt, die Oberfläche sicher zu greifen, was gemäß den Empfehlungen des NC3Rs als wichtige Verbesserung des Tierschutzes gilt27. Deutlich weniger Versuche, sich umzudrehen, wurden im Inneren des Tunnels beobachtet, was sowohl das Wohlergehen als auch die Sicherheit bei der Handhabung verbessert. Bei herkömmlichen Kunststoff-Fixiervorrichtungen sind Versuche, sich umzudrehen, häufig mit Harnabgabe verbunden, wodurch das Fell nass wird und der Komfort zusätzlich beeinträchtigt wird. Dieses Problem trat mit dem Anwendungstunnel weitgehend nicht mehr auf.

Die möglichen Anwendungen dieser Methode sind vielfältig. Hervorzuheben ist, dass die verbesserte Fixierungsmethode nicht auf Mäuse beschränkt ist, sondern auch bei Ratten angewendet werden kann, sofern ein Tunnel mit größerem Durchmesser verwendet wird (Supplementary Figure 1). Nagetiere sind die am häufigsten verwendeten Labortierarten in zahlreichen wissenschaftlichen Disziplinen, und die Fixierung zur Verabreichung von Substanzen sowie zur Probenentnahme ist in vielen Laboren ein Routineverfahren. Allerdings hat sich gezeigt, dass Fixierungsstress nicht nur das Wohlergehen der Tiere beeinträchtigt, sondern auch die wissenschaftlichen Ergebnisse erheblich beeinflussen kann, einschließlich des Verhaltens28,29 und physiologischer Mechanismen wie der Immunfunktion30. Daher ist die Minimierung stressbedingter Variabilität sowohl für die wissenschaftliche Validität als auch aus ethischen Gründen in der Tierversuchsforschung unerlässlich. Durch die Verringerung des stressbedingten Belastungsniveaus bei gleichzeitig sicherer und praktikabler Handhabung kann der Anwendungstunnel die experimentelle Qualität und Reproduzierbarkeit erheblich verbessern und gleichzeitig das Wohlergehen der Tiere steigern.

Offenlegungen

A.S., J.K.U. und L.H. besitzen in Deutschland ein Gebrauchsmuster für den Injektionstunnel (Registrierungsnummer 20 2024 100 448). Alle übrigen Autoren geben an, keine Interessenkonflikte zu haben.

Danksagungen

Wir danken dem Personal unserer Tierhaltung und den Tierschutzbeauftragten der Charité, insbesondere Dr. André Dülsner, für ihre Unterstützung; der Charité 3R für die finanzielle Unterstützung zur Verbreitung des Anwendungstunnels; sowie allen Mitgliedern der Charité 3R Refinement Taskforce für hilfreiche Diskussionen.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Allergie-Lanzetten, sterilHeinz Herenz Medizinalbedarf GmbH, Hamburg, Deutschland1110106
Anwendungstunnel mit optionalem KeilEigenentwicklung, 3D-gedruckter TunnelDruckvorlagen verfügbar unter https://osf.io/vsjnb.
Blutentnahmeröhrchen: Microvette 100 EDTA K3E, 100 µL SARSTEDT AG & Co. KG, Nümbrecht, Deutschland20.1278.100
Transparente HandhabungsröhreDatesand Group, Stockport, GroßbritannienGZCHTUBE-100Größe: 50 x 3 x 100 mm
Ethanol, ≥70 %Carl Roth GmbH + Co. KG, Karlsruhe, DeutschlandT913.1
Inject-F Einweg-Injektionsspritze mit Feindosierung, 1 mL B.Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Deutschland9166017V
HaferSchapfen Mühle GmbH Co.KG, Ulm, DeutschlandW100197autoklaviert
Infrarotlampe Sanitas SIL 06Beurer Europe GmbH, Ulm, Deutschland61424
Weiche Innenschicht: Original Vetbed Isobed SLVetbed Deutschland, Mudersbach, Deutschland1999981passend zugeschnitten
Softasept ISO 70 % DesinfektionssprayB.Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Deutschland19905
Sterican 27 G x ¾ sterile Einweg-Hypodermie-NadelnB.Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Deutschland4657705BGröße: 0,40 mm x 20 mm
Wattestäbchen: Medizinische Applikatoren FIWA appFink & Walter GmbH, Merchweiler, Deutschland329012

Referenzen

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