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Methodenartikel

Murines Modell der vaginalen Ko-Kolonisierung mit Candida albicans und Streptococcus agalactiae

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DOI:

10.3791/72557

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21. August 2026

 , 
1Department of Immunology and Microbiology, University of Colorado Anschutz Medical Campus

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Dieses Protokoll beschreibt eine Methode, um Mäuse vaginal mit Candida albicans und Streptococcus agalactiae zu koinfizieren. Es kann verwendet werden, um polymikrobielle Wechselwirkungen, Wirt-Mikrobe-Interaktionen sowie die Wirtsantworten auf diese Organismen zu untersuchen.

Zusammenfassung

Verschiedene Mikroben werden aus dem menschlichen Vaginaltrakt isoliert, und viele der Organismen, die diesen Lebensraum besiedeln, können zwischen kommensaler und pathogener Lebensweise wechseln. Faktoren wie die Zusammensetzung der Mikrobiota und die Wirtsumgebung beeinflussen Krankheitsverläufe; die Mechanismen, die diese Ergebnisse bestimmen, sind jedoch noch nicht gut verstanden. In dieser Arbeit beschreiben wir ein murines Modell, um Interaktionen zwischen verschiedenen Lebensräumen und die Wirtsantwort auf Candida albicans und Streptococcus agalactiae (Gruppe-B-Streptococcus, GBS) zu untersuchen, pathobionte Keime, die den weiblichen Genitaltrakt (FGT) besiedeln. Neuere Erkenntnisse deuten darauf hin, dass die Besiedlung durch C. albicans ein Risikofaktor für das Tragen von GBS darstellt, da beide häufig gemeinsam isoliert werden. Während der Schwangerschaft kann die Besiedlung mit GBS zu schwerwiegenden Komplikationen wie Chorioamnionitis und Totgeburt führen. GBS kann auch auf einen Fetus in utero oder ein Neugeborenes während der Geburt übertragen werden und ist eine der Hauptursachen für neonatale Meningitis. Die Besiedlung des Vaginaltrakts ist eine entscheidende Voraussetzung für GBS-Erkrankungen, und dieser Nischenraum wirkt zahlreichen selektiven Druckfaktoren entgegen, von denen einige möglicherweise durch die Besiedlung mit C. albicans beeinflusst werden. Dieses Protokoll beschreibt ein Modell zur gleichzeitigen vaginalen Co-Besiedlung mit C. albicans und GBS, das auf einer Antibiotikabehandlung und einer Einzeldosis von 17β-Östradiol zur Etablierung der C. albicans-Besiedlung basiert, gefolgt von der Beendigung der Antibiotikagabe und der Inokulation mit GBS. Die mikrobiellen Lasten im Vaginallumen werden im Verlauf des Experiments mittels Lavage quantifiziert, und die Belastungen im gesamten FGT werden durch Dissektion, Homogenisierung und Ausstrich von Vagina, Zervix und Uterus bestimmt. Diese Methode ermöglicht die Untersuchung der Mechanismen, durch die direkte und indirekte polymikrobielle Interaktionen den Lebensstil und die Pathogenese dieser beiden Organismen sowie die immunologische Landschaft des Wirts im FGT beeinflussen.

Einleitung

Streptococcus agalactiae (Gruppe-B-Streptococcus, GBS) ist ein grampositiver bakterieller Pathobiont, der mehrere polymikrobielle Standorte besiedelt, darunter den gastrointestinalen und den Vaginaltrakt. Während eine Vaginalbesiedelung in der Regel asymptomatisch verläuft, kann GBS während der Schwangerschaft vom Vaginaltrakt aus in die Gebärmutter aufsteigen und intakte Fruchtblasen durchdringen, wodurch eine Infektion der Fruchtwassers und der Plazenta verursacht wird. Daher stellt es einen primären Risikofaktor für ungünstige Schwangerschaftsverläufe, fetale Infektionen und neonatale Erkrankungen dar1,2. Als eine der Hauptursachen für invasive Infektionen bei Neugeborenen ist es entscheidend, Faktoren zu charakterisieren, die das Übertragungs- und Infektionsrisiko beeinflussen. Die antibiotische Prophylaxe während der Geburt kann die vertikale Übertragung und die früh einsetzende GBS-Erkrankung bei Neugeborenen reduzieren3,4; sie ist jedoch mit zunehmenden Raten von Antibiotikaresistenzen sowie möglichen Langzeiteffekten im Zusammenhang mit der Gabe von Antibiotika während der pränatalen Phase oder im frühen Leben assoziiert5,6,7,8. Diese Faktoren machen die Entwicklung gezielterer präventiver und therapeutischer Maßnahmen notwendig.

Neuere Erkenntnisse haben gezeigt, dass die Zusammensetzung des Mikrobioms und polymikrobielle Interaktionen die Homöostase sowie die Wahrscheinlichkeit von Erkrankungen beeinflussen9. Eine Dominanz von GBS im vaginalen Mikrobiom des Menschen ist mit einer Abnahme der Lactobacillus-Abundanz verbunden, und es wurden art- und stammesspezifische Interaktionen beobachtet , die vielfältige Auswirkungen auf die Kolonisation in vitro und in vivo haben können10,11. Zuvor hat unsere Forschungsgruppe ein murines Modell der vaginalen GBS-Kolonisation entwickelt, um Wirt- und Bakterienfaktoren der GBS-Fitness zu untersuchen12. Dies beinhaltet die Behandlung von Mäusen mit einer Einzeldosis 17β-Ostradiol, gefolgt von einer intravaginalen Inokulation mit GBS am folgenden Tag. Dieses Modell wurde verwendet, um die Bedeutung von GBS-Oberflächenproteinen, regulatorischen Signalnetzwerken und Toxinsekretion für die Aufrechterhaltung der Kolonisation und das Eindringen in Gewebe des weiblichen Genitaltrakts (FGT) zu charakterisieren. Darüber hinaus haben wir festgestellt, dass GBS komplexe Wechselwirkungen mit anderen Bakterien im Vaginaltrakt eingeht, darunter Akkermansia muciniphila und Enterococcus faecalis13,14,15, was verdeutlicht, wie Lebensweise und Persistenz von GBS durch das Vorhandensein benachbarter Mikroben beeinflusst werden.

Während dieses bestehende Modell bereits angepasst wurde, um interbakterielle Wechselwirkungen zu untersuchen, waren zusätzliche Modifikationen erforderlich, um andere Mikroben zu analysieren. Pilze sind ein bisher wenig erforschter Bestandteil des vaginalen Mikrobioms, und mit dem hier vorgestellten Modell verfolgten wir das Ziel, ein Werkzeug zur Untersuchung der Pilzbesiedlung sowie pilzbakterieller Wechselwirkungen in vivo zu entwickeln. Der am häufigsten aus dem menschlichen Vaginaltrakt isolierte Pilz ist Candida albicans, der bis zu 70 % der Individuen besiedelt16. C. albicans ist polymorph und kann eine Morphogenese durchlaufen, bei der er zwischen Hefeform mit Knospung und fadenförmigen Morphotypen wechselt. Die Filamentbildung ist mit einem spezifischen Genexpressionsrepertoire assoziiert17,18. Einige dieser hyphenspezifischen Gene wurden kürzlich als Faktoren beschrieben, die im Kontext einer polymikrobiellen Besiedlung einen Fitnessvorteil verleihen19,20,21.

Mehrere Studien berichteten über die gleichzeitige Isolierung von C. albicans und GBS in menschlichen Vaginalabstrichen, und unsere Forschungsgruppe hat kürzlich festgestellt, dass Personen, die mit C. albicans besiedelt sind, signifikant höhere Raten einer GBS-Besiedlung aufweisen22. Wir haben eine entwickelt in vivo System zur Untersuchung der dreigliedrigen Interaktionen zwischen kommensalen Pilzen, Bakterien und dem Wirt. Pilzstudien an konventionellen Mäusen erfordern typischerweise eine antibiotische Behandlung, um die bakteriell vermittelte Kolonisationsresistenz zu überwinden und eine dauerhafte Kolonisation zu etablieren.23. Um dies zu erreichen, ohne die Besiedlungsfähigkeit von GBS zu beeinträchtigen, behandeln wir Mäuse mit einem Antibiotikacocktail und impfen sie anschließend mit C. albicansund nachdem die Besiedlung etabliert ist, entziehen wir das Antibiotikum, um eine anschließende Kolonisation durch GBS zu ermöglichen. Dies wurde so optimiert, dass beide C. albicans und GBS besiedeln den Vaginaltrakt in ähnlicher Belastung und zu vergleichbaren Zeitpunkten, wodurch direkte Interaktionen im Vaginaltrakt möglich werden. Dieses Protokoll beschreibt eine Methode, Mäuse mit Antibiotika vorzubehandeln und 17β-Östradiol, Besiedlung mit beiden Pilzen und Bakterien herstellen und Spül- sowie Gewebeproben für anschließende Analysen sammeln.

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Protokoll

Die Tierversuche, die in dieser Arbeit vorgestellt werden, wurden von dem Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) der University of Colorado Anschutz unter dem Protokoll #00316 genehmigt und entsprechend durchgeführt. Im unten stehenden Zeitplan bezeichnet Tag 0 den Tag der Inokulation mit S. agalactiae.

1. Verabreichen Sie Antibiotika vor der Inokulation.

  1. Stellen Sie eine konzentrierte Lösung mit jeweils 50 mg/mL Ampicillin, Neomycin und Gentamycin in Mastrinkwasser her. Sterilisieren Sie die Antibiotikalösung mit einem 0,22-µm-Filter.
  2. Geben Sie die Antibiotikalösung in das Mastrinkwasser in einer Verdünnung von 1:100, indem Sie 1 mL der Lösung pro 99 g Wasser hinzufügen.
  3. Ersetzen Sie das Wasser nach 7 Tagen, indem Sie die Schritte 1.1 und 1.2 wiederholen.
  4. Führen Sie die Antibiotikabehandlung mindestens 7–10 Tage vor Versuchsbeginn durch, überschreiten Sie jedoch nicht insgesamt 14 Tage Antibiotikabehandlung.

2. Synchronisieren Sie die Östruszyklen der Maus (Tag -3).

  1. Fügen Sie 0,5 mg pro Maus von 17β-Östradiol sowie eine kleine Überschussmenge, um die Anlagerung der Suspension an die Röhrchenwände auszugleichen, einem sterilen 50-mL-Konischglas hinzu. Verschließen Sie das Konischglas fest und wirbeln Sie es kurz an, um Klumpen aufzubrechen.
    ACHTUNG: Da 17β-Östradiol über dermale oder mukosale Kontakte in den Körper gelangen kann, sollte dieses Reagenz sorgfältig gehandhabt und geeignete persönliche Schutzausrüstung getragen werden.
  2. Sterilisieren Sie 100 µL Sesamöl pro 0,5 mg 17β-Östradiol mittels eines 0,45-µm-Filters direkt in das Konischglas, das 17β-Östradiol enthält. Die Konzentration beträgt 5 mg/mL. Verschließen Sie das Gefäß fest und wirbeln Sie die Lösung gründlich an, um eine homogene Suspension herzustellen.
  3. Bereiten Sie sterile 1-mL-Spritzen (einen pro Maus) vor, indem Sie den Kolben bis zur 0,15-mL-Markierung herunterziehen und die Spritzen so abstellen, dass der Kolben nach unten und die Luer-Lock-Spitze nach oben zeigt.
  4. Ziehen Sie die 17β-Östradiol-Suspension mit einer neuen sterilen 10-mL-Spritze und einer sterilen 18G-1,5”-Nadel auf und füllen Sie damit die vorbereiteten 1-mL-Spritzen jeweils mit 100 µL der Suspension.
  5. Verschließen Sie jede 1-mL-Spritze mit einer sterilen 26G-0,5”-Nadel.
  6. Bereiten Sie eine 100-µL-Sesamölsuspension vor, die 0,5 mg 17β-Östradiol enthält, und verabreichen Sie jede Maus eine Dosis durch intraperitoneale Injektion einen Tag vor der Inokulation mit C. albicans.

3. Inokulieren Sie Mäuse mit C. albicans (Tag -2).

  1. Am Tag vor der Inokulation (demselben Tag wie der 17β-Estradiol-Applikation) eine 5 mL Übernachtkultur von C. albicans in Hefe-Pepton-Dextrose-Bouillon in einem 30 °C Inkubator bei 250 U/min schütteln.
  2. Am Tag der Inokulation ein Aliquot der Übernachtkultur in ein steriles Mikrozentrifugenröhrchen überführen und bei ≤10.000 × g für 7–8 s oder bis sich ein Pellet gebildet hat, zentrifugieren.
  3. Das Überstand entfernen und das Pellet in steriler, phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) resuspendieren.
  4. Mit einem Hämozytometer die Konzentration der Suspension bestimmen.
  5. Ein Aliquot der Suspension in ein neues steriles Mikrozentrifugenröhrchen überführen, erneut pelletieren und in frische sterile PBS suspendieren, um eine Endkonzentration von 109 C. albicans-Zellen/mL in einem Endvolumen von mindestens 10 µL pro Maus zu erreichen. Zum Beispiel: Wenn die Konzentration 2 × 108 Zellen/mL beträgt und 10 Mäuse vorhanden sind, 500 µL pelletieren und in 100 µL resuspendieren.
  6. Jede Maus intravaginal mit 10 µL C. albicans, suspendiert in PBS bei 109 Zellen/mL (107 Zellen/Maus), inokulieren.
    1. Jede Maus fixieren, indem die Haut am Nacken mit Daumen und Zeigefinger der nicht-dominanten Hand festgehalten und das Handgelenk so gedreht wird, dass der Rücken der Maus in der Handfläche liegt. Mit Ring- und kleinem Finger den Schwanz fixieren.
    2. 10 µL der C. albicans-Suspension in eine sterile Pipettenspitze aufziehen. Die Spitze etwa 5–10 mm in das Vaginallumen einführen, wobei die Einführtiefe an die Anatomie der Maus angepasst wird.
    3. Das C. albicans-Inokulum in die Vagina abgeben und die Pipettenspitze zurückziehen.
    4. Nach dem Loslassen des Nackenfells die Maus am Schwanz halten, um den Hinterleib anzuheben. Die Maus etwa 1 Minute lang auf ihren beiden Vorderpfoten laufen lassen oder bis das C. albicans-Inokulum nicht mehr sichtbar ist.

4. Ersetzen Sie das Trinkwasser (Tag -1).

  1. Am Tag nach der Inokulation mit C. albicans, was mit dem Tag vor der Inokulation mit S. agalactiae zusammenfällt, überführen Sie die Mäuse in saubere Käfige.
  2. Stellen Sie sicher, dass die Mäuse frisches Wasser ohne Antibiotika erhalten.

5. Quantifizierung der C. albicans-Belastung im Vaginallumen (Tag -1).

  1. Am Tag -1 pro Maus ein steriles Mikrozentrifugenröhrchen und 100 µL sterile PBS vorbereiten.
  2. Jede Maus gemäß Schritt 3.6.1 fixieren.
  3. 50 µL PBS in eine sterile Pipettenspitze aufziehen. Die Spitze etwa 1–5 mm in das Vaginallumen einführen und das gesamte PBS-Volumen 3–5 Mal auf- und abpipettieren. Die PBS-Lösung in ein steriles Mikrozentrifugenröhrchen abgeben.
  4. Schritt 5.3 wiederholen, um insgesamt 100 µL Spülflüssigkeit zu gewinnen.
  5. Das Mikrozentrifugenröhrchen vortexen und anschließend zehnfache serielle Verdünnungen bis zu einer 1:10.000-Verdünnung in steriler PBS herstellen.
  6. Je 10 µL der verdünnten Suspensionen und 25 µL der unverdünnten Spülflüssigkeit auf Candida-selektiven chromogenen Agarplatten ausplattieren.
  7. Die Platten 48 h bei 30 °C inkubieren. C. albicans-Kolonien erscheinen glatt und in türkis- bis grüner Farbe.

6. Inokulieren Sie Mäuse mit S. agalactiae (Tag 0).

  1. Einen Tag vor der Inokulation (am selben Tag wie der Austausch des Trinkwassers) eine 3 mL Übernachtkultur ansetzen S. agalactiae in Todd-Hewitt-Brühe (THB) bei 37 °C in Ruhekultur °C-Inkubator
  2. Am Tag der Inokulation verdünnen Sie die Übernachtkultur 1:10 in 4 mL THB und inkubieren sie statisch bei 37 °C-Inkubator, bis es die mittlere log-Phase erreicht (optische Dichte bei 600 nm [OD600] von 0,4–0,5 in etwa 1,5–2 h.
  3. Überführen Sie die Kultur in der mittleren log-Phase in ein steriles 15-mL-Konischglas und zentrifugieren Sie bei 3.000 × g für 5 min oder bis sich ein Pellet bildet.
  4. Entfernen Sie den Überstand durch Absaugen und suspendieren Sie das Pellet anschließend in 300 µL steriler PBS
  5. Verwenden Sie das resuspendierte Pellet, um mindestens 100 µL von S. agalactiae Suspension pro Maus zuzüglich weiterer 500 µL, in steriler PBS bei OD600 0,4 (circa 108 koloniebildende Einheiten [CFU]/mL; ≥1,5 mL insgesamt für 10 Mäuse
    HINWEIS: Einige S. agalactiae Stämme können sich in ihrem OD unterscheiden600-zu-KBE/mL-Verhältnis. Bestimmen Sie, welcher OD600 entspricht 108 KBE/mL im Voraus.
  6. Überführen Sie die Suspension in ein neues steriles 15-mL-Konischgefäß und zentrifugieren Sie bei 3.000 × g für 5 min oder bis sich ein Pellet bildet.
  7. Überschüssige Flüssigkeit abpipettieren und das Pellet in 1/10th des Anfangsvolumens steriler PBS (wenn 1,5 mL der Suspension pellettiert wurden, in 150 µL). Diese Suspension wird 109 KBE/mL und dienen als bakterielle Inokulum.
  8. Serienverdünnen und 50 plattieren µL des Inokulums auf Todd-Hewitt-Agar, anschließend die Platten bei 37 °bei 24 °C für 24 h, um die genaue Inokulumkonzentration zu bestimmen.
  9. Intravaginal jedes Mäuschen mit 10 µL von S. agalactiae in PBS bei 10 suspendiert9 KBE/mL (107 KBE/Maus) unter Verwendung derselben Technik wie in den Schritten 3.6.1–3.6.4.

7. Quantifizierung der Belastung durch C. albicans und S. agalactiae im Vaginallumen (Beginn am Tag +1).

  1. Beginnend einen Tag nach der Inokulation mit S. agalactiae, sammeln Sie 100 µL Vaginallavage-Flüssigkeit und verdünnen Sie diese seriell mithilfe der gleichen Technik wie in den Schritten 5.1–5.5.
  2. Plattieren Sie jeweils 10 µL der verdünnten Suspensionen und 25 µL der unverdünnten Lavage-Flüssigkeit dupliziert auf Candida-selektiven und StrepB-selektiven chromogenen Agarplatten.
  3. Bebrüten Sie die Candida-Platten bei 30 °C für 48 h. C. albicans-Kolonien erscheinen glatt und in türkis- oder grüner Farbe.
  4. Bebrüten Sie die StrepB-Platten bei 37 °C für 24 h. S. agalactiae-Kolonien erscheinen glatt und in rosa oder mauve Farbe.
  5. Wiederholen Sie die Schritte 7.1–7.4 täglich oder in einem geeigneten zeitlichen Abstand, um die mikrobielle Belastung im Vaginallumen zu überwachen.

8. Quantifizierung der Belastung mit C. albicans und S. agalactiae in den Geweben des weiblichen Genitaltrakts (Versuchsendpunkt).

  1. Bereiten Sie drei 2-mL-Verschlussröhrchen vor, die mit jeweils etwa 0,4–0,5 g Zirkonia-Kügelchen mit 1 mm Durchmesser und 500 µL sterilem PBS pro Maus zur Gewebesammlung (Vagina, Zervix und Uterus) gefüllt sind. Bereiten Sie außerdem je ein steriles Mikrozentrifugenröhrchen und 100 µL steriles PBS pro Maus zur Sammlung der Lavage vor. Notieren Sie das Gewicht jedes Verschlussröhrchens, um es später als Referenz zur Berechnung der Gewebemengen zu verwenden.
  2. Töten Sie die Maus mit einer institutionell genehmigten Methode, wie beispielsweise CO2-Asphyxie und Halswirbelbruch. Desinfizieren Sie die Schere und die Pinzette mit 70 %igem Ethanol.
  3. Heben Sie das Hinterende der Maus am Schwanz an und sammeln Sie die Vaginalavage mit der in den Schritten 5.3–5.4 beschriebenen Technik.
  4. Besprühen Sie den Bauch der Maus mit 70 %igem Ethanol und öffnen Sie mit der desinfizierten Schere die Bauchhöhle. Heben Sie mit der Pinzette die Haut nach hinten und verschieben Sie den Darm, um die Gewebe des Genitaltrakts freizulegen.
  5. Entfernen Sie mit der desinfizierten Schere die Harnblase sowie das viszerale Fett und die Membranen, die den Uterus verdecken. Trennen Sie die Uterushörner von den Eierstöcken, indem Sie zwischen dem Uteruskörper und jedem Eierstock schneiden.
  6. Fassen Sie mit der desinfizierten Pinzette den Vaginaltrakt an der Stelle unterhalb der Zervix. Heben Sie ihn an, bis der gesamte Vaginaltrakt sichtbar ist, und führen Sie mit der desinfizierten Schere einen Querschnitt so nah wie möglich an der Vulva durch, wobei Sie jegliches Hautgewebe vermeiden. Entfernen Sie den gesamten Genitaltrakt und legen Sie ihn in eine sterile 10-cm-Petri-Schale.
  7. Nehmen Sie eine sterile Rasierklinge, um zwei Querschnitte unterhalb und oberhalb der Zervix durchzuführen und so Vagina, Zervix und Uterus voneinander zu trennen. Zerkleinern Sie jedes Gewebe durch zusätzliche 2–5 sagittale und transversale Schnitte. Geben Sie jedes Gewebe in das jeweils vorbereitete Verschlussröhrchen.
  8. Wiegen Sie jedes Verschlussröhrchen und berechnen Sie das Gewicht jedes Gewebes, indem Sie den in Schritt 8.1 ermittelten Wert abziehen. Verschließen Sie jedes Röhrchen fest, behandeln Sie es 1 Minute lang mit dem Bead-Beater bei 3.450 U/min, legen Sie die Röhrchen 1 Minute lang auf Eis und behandeln Sie sie erneut 1 Minute lang mit dem Bead-Beater bei 3.450 U/min.
  9. Verdünnen Sie jedes Gewebelysat und jede Lavageprobe seriell und pipettieren Sie sie entsprechend der in den Schritten 5.5–5.6 beschriebenen Methode aus. Inkubieren Sie die Platten wie in den Schritten 7.3–7.4 beschrieben.

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Ergebnisse

Um die vaginale Kolonisation durch GBS und C. albicans zu charakterisieren, wurden Mäuse intravaginal mit dem C. albicans-Stamm SC5314 oder einer PBS-Kontrolllösung (Fahrzeugkontrolle) infiziert, gefolgt von einer Infektion mit dem GBS-Stamm COH1. Dieser Stamm repräsentiert hypervirulente Isolate des kapsulären Serotyps III, Sequenztyp 17, die am häufigsten mit invasiven neonatalen Erkrankungen und Meningitis assoziiert sind1. Mäuse, die einen Tag nach der Infektion keine GBS-Kol...

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Diskussion

Die vaginale Besiedlung durch GBS stellt ein erhebliches Risiko für die Gesundheit von Mutter, Fötus und Neugeborenen dar. In-vivo-Modelle sind unerlässlich, um die Faktoren der Besiedlung zu verstehen und präventive Therapeutika zu entwickeln. In dieser Arbeit beschreiben wir ein murines Modell, mit dem Mäuse vaginal gleichzeitig mit GBS und C. albicans besiedelt werden, um die mikrobiellen Lasten im Vaginallumen und im weiblichen Genitaltrakt (FGT) zu bewerten und relevante Gewebe für weitere nachgesc...

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Offenlegungen

Die Autoren haben keine Interessenkonflikte anzugeben.

Danksagungen

Wir danken dem Office of Laboratory Animal Resources an der University of Colorado Anschutz, einschließlich des Facility Managers und des engagierten Personals des Vivariums. Diese Arbeit wurde durch die NIH-Zuschüsse R01AI153332 und R21AI188719 an K.S.D. unterstützt.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
0.22 µm-FilterSigma-AldrichSLGSR33SB
0.45 µm-FilterSigma-AldrichSLHAR33SB
1-mL-Luer-Lock-SpritzeMcKesson16-S1C
1,0-mm-Zirkonia-PerlenResearch Products International9835
10-mL-Luer-Lock-SpritzeMcKesson16-S10C
17β-ÖstradiolSigma-AldrichE8875ACHTUNG: 17β-Östradiol kann über die Haut und Schleimhäute aufgenommen werden. Tragen Sie geeignete persönliche Schutzausrüstung (PSA) und seien Sie vorsichtig beim Umgang.
18G-1,5"-NadelBD305196
2-mL-SchraubverschlussröhrchenFisher Scientific02-681-374
26G-0,5"-NadelMcKesson16-N2605
AgarAlpha BiosciencesA01-102
AmpicillinResearch Products InternationalA40040
CHROMagar CandidaCHROMagarCA222
CHROMagar StrepBCHROMagarSB282
GentamycinVWR Life Science0304
NeomycinResearch Products InternationalN20040
phosphatgepufferte KochsalzlösungFisher ScientificBP2944
SesamölSigma-AldrichS3547
Todd-Hewitt-BrüheResearch Products InternationalT47500
Hefe-Pepton-Dextrose-BrüheBD242810

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