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Methodenartikel

Vesikostomie im Rattenmodell für eine Niederdruck-Harnableitung in der Forschung zur neurogenen Blase

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DOI:

10.3791/72631

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28. August 2026

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1Department of Pediatric and Adolescent Surgery, Landeskrankenhaus - University Clinic, Paracelsus Medical Private University, 2Institute of Molecular Regenerative Medicine, Paracelsus Medical Private University, 3Department of Urology and Andrology, Landeskrankenhaus - University Clinic, Paracelsus Medical Private University

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Dieses Protokoll beschreibt eine standardisierte Methode zur Durchführung einer kutanen Vesikostomie und zum postoperativen Wundmanagement bei Ratten, die eine kontinuierliche Harnableitung bei niedrigem Druck für die präklinische Forschung zur Rückenmarkverletzung ermöglicht.

Zusammenfassung

Die Ratte ist das primäre Tiermodell für präklinische Forschung zu spinaler Rückenmarksverletzung (SCI)-bedingter neurogener Dysfunktion der unteren Harnwege (nLUTD). Aufgrund ihrer anatomischen und funktionellen Ähnlichkeit mit dem Menschen bilden Ratten zentrale pathologische Folgen einer SCI eng ab. Dennoch bleibt eine entscheidende translationale Lücke bestehen: Während das Standard-Blasenmanagement beim Menschen in der Regel auf kontinuierlicher oder intermittierender Katheterisierung beruht, sind vergleichbare Ansätze bei Nagetieren nicht praktikabel. Die gängige Praxis der manuellen Blasenentleerung erzeugt außergewöhnlich hohe intravesikale Drücke, die methodische Verzerrungen hervorrufen können, indem sie unabhängig voneinander eine pathologische Umbildung der Harnblase nach SCI fördern. Dieses Protokoll beschreibt die kutane Vesikostomie bei Ratten sowie das postoperative Wundmanagement, um ein kontinuierliches, niederdruckiges Harnableitungssystem für die präklinische SCI-Forschung einzurichten. Die kutane Vesikostomie – die chirurgische Anlage eines Stomas zwischen dem Blasendom und der unteren Bauchwand – ermöglicht eine kontinuierliche Harnableitung und sorgt somit für eine Drainagebahn mit geringem Widerstand, wobei die Harnröhre umgangen wird. Auf diese Weise können übermäßige Harnretention und hohe intravesikale Drücke vermieden werden, was dem klinischen Konzept der kontinuierlichen niederdruckigen Dekompression während der frühen posttraumatischen Phase mit suprapubischer oder transurethraler Harnableitung entspricht, wobei jedoch zu beachten ist, dass die normalen Speicher- und Kontinenzmechanismen aufgehoben sind. Therapeutische Effekte, die andernfalls durch wiederholte Überfüllung und manuelle Blasenentleerung unter hohem Druck verschleiert würden, können so leichter nachgewiesen werden. Darüber hinaus bietet die Vesikostomie einen konzeptionellen Ansatz, um geschlechtsbezogene Einschränkungen in der präklinischen SCI-Forschung zu verringern. Die deutlich größere Harnröhrenlänge bei männlichen Nagetieren führt zu einem höheren Ablaufwiderstand, wodurch die manuelle Blasenentleerung erheblich erschwert wird und die meisten präklinischen Studien effektiv auf weibliche Tiere beschränkt bleiben, obwohl männliche Patienten bei klinischen SCI-Fällen überwiegen. Als alternative Ableitungsstrategie hat die Vesikostomie das Potenzial, die experimentellen Blasenmanagement-Paradigmen zu erweitern und die translationale Relevanz zukünftiger Studien zu verbessern, wobei ihre Durchführbarkeit und Ergebnisse bei männlichen Ratten in entsprechenden Folgearbeiten noch zu belegen sind.

Einleitung

Eine gesunde Blasenfunktion beruht auf der koordinierten Aktivität des Blasenmuskels und des Harnröhrenschließmuskels, die über ein komplexes neuronales Netzwerk ermöglicht wird, an dem Gehirn, zentrales Nervensystem (CNS) und peripheres Nervensystem (PNS) beteiligt sind und das eine bewusste Kontrolle der unteren Harnwege (LUT) erlaubt1,2. Die Komplexität dieser Mechanismen und ihrer schaltkreisartigen Architektur3 macht die Blasenfunktion anfällig für eine Vielzahl von Verletzungen und Erkrankungen. Entsprechend leiden nahezu alle Patienten nach einer Rückenmarksverletzung (SCI) unter gestörter Blasenempfindung und -kontrolle4,5. Der Begriff neurogene Blase umfasst ein breites Spektrum an Funktionsstörungen beim Speichern und/oder Entleeren des Urins, abhängig von den Merkmalen der Verletzung. Insbesondere suprasakrale Läsionen führen zu einer Überaktivität des Detrusors in Kombination mit einer Schließmuskelüberaktivität, häufig verbunden mit einem Koordinationsverlust zwischen beiden – als Detrusor-Schließmuskel-Dyssynergie (DSD) bezeichnet –, was zu übermäßiger Harnretention und hohen intravesikalen Drücken führt6,7. Dies kann die unteren Harnwege schwer schädigen, die Integrität der oberen Harnwege (UUT) gefährden und, wenn unbehandelt, lebensbedrohliche Komplikationen verursachen8. Eine intermittierende oder kontinuierliche Harnableitung mittels Katheterisierung stellt derzeit den Standard bei der Blasenmanagement nach einer Rückenmarksverletzung beim Menschen dar und verhindert eine Blasenüberfüllung durch ein sicheres, druckfreies Verfahren9,10,11,12.

Da derzeit keine wirksame Behandlung für Rückenmarkverletzungen (SCI) verfügbar ist und die damit verbundene neurogene Harnblasenfunktionsstörung (nLUTD) vorwiegend symptomatisch behandelt wird, bleibt die Entwicklung neuartiger therapeutischer Strategien eine wichtige Forschungspriorität. Tierversuchsmodelle ermöglichen die Untersuchung von Krankheitsmechanismen auf einem Komplexitätsniveau, das dem des Menschen vergleichbar ist, und bieten dabei bei standardisierten experimentellen Bedingungen eine außergewöhnliche intraindividuelle Homogenität13. Unter diesen Modellen ist die Ratte das primäre präklinische Modell, in dem der Großteil der SCI-Studien durchgeführt wird14,15. Diese Vorliebe beruht auf der anatomischen und funktionellen Ähnlichkeit zum Menschen, der reproduzierbaren pathologischen Reaktion sowie der weiten Verbreitung. Dennoch bleibt eine bedeutende translatationale Lücke bestehen, die die Interpretation und klinische Relevanz von aus Nagetiermodellen gewonnenen Befunden zur Harnblase möglicherweise einschränkt.

Obwohl Ratten nach einer Rückenmarkverletzung (SCI) eine neurogene untere Harnwegsdysfunktion (nLUTD) entwickeln, die wesentliche Merkmale aufweist, die auch beim Menschen beobachtet werden, unterscheidet sich das Blasenmanagement zwischen den Arten erheblich. Da eine intermittierende Katheterisierung und andere dauerhafte Harnableitungsmethoden bei Ratten im Allgemeinen nicht durchführbar sind, erfolgt die Harnentleerung routinemäßig durch manuelle Blasenkompression16. Diese Technik, die dem Credé-Manöver17 ähnelt, das in der klinischen Praxis generell nicht empfohlen wird, erzeugt deutlich erhöhte intravesikale Drücke. Folglich könnte sie methodische Verzerrungen verursachen, indem sie unabhängig voneinander eine pathologische Blasenremodelierung nach einer SCI begünstigt, wodurch die Übertragbarkeit experimenteller Ergebnisse verringert oder echte therapeutische Effekte verschleiert werden. Eine weitere Einschränkung ergibt sich aus geschlechtsbedingten anatomischen Unterschieden. Die deutlich größere Harnröhrenlänge bei männlichen Nagetieren führt zu einem höheren Abflusswiderstand, wodurch die manuelle Blasenkompression erheblich erschwert wird und die meisten präklinischen SCI-Studien effektiv auf weibliche Tiere beschränkt sind14. Da der Großteil der klinischen SCI-Fälle bei Männern auftritt18,19, unterstreicht diese Diskrepanz zusätzlich die Notwendigkeit alternativer Blasenmanagementstrategien in präklinischen Rattenmodellen der SCI.

Die kutane Vesikostomie beinhaltet die chirurgische Anlage eines Stomas zwischen der Harnblase und der unteren Bauchwand, indem das Blasendach bis an die Haut vorgeschoben und mit Nähten befestigt wird. Dadurch wird eine kontinuierliche Harnableitung ermöglicht, wobei ein Ableitungsweg mit niedrigem Druck erhalten bleibt und die Harnröhre umgangen wird. Die kutane Vesikostomie wird hauptsächlich bei Kindern mit komplexen Erkrankungen eingesetzt oder wenn herkömmliche Ableitungsmöglichkeiten nicht geeignet sind; sie bietet eine zuverlässige Harnumleitung mit geringem Pflegeaufwand und einer niedrigen Komplikationsrate20,21,22. Neben ihrer klinischen Anwendung wurde die Vesikostomie auch erfolgreich an Nagetiermodellen durchgeführt23,24,25,26, jedoch nicht im Kontext einer Rückenmarksverletzung.

In einer kürzlichen Studie16 haben wir die translationsrelevanten Einschränkungen, die mit der manuellen Blasenentleerung in präklinischen SCI-Modellen verbunden sind, adressiert und die Vesikostomie bei Ratten zusammen mit einem postoperativen Wundmanagementprotokoll eingeführt, das eine verlängerte Nachbeobachtung ermöglichte. Der direkte Vergleich der beiden Methoden der Blasenpflege zeigte stärkere strukturelle Veränderungen der Blase nach manueller Blasenentleerung, während Tiere mit Vesikostomie bei mehreren Parametern Werte aufwiesen, die näher an denen gesunder Kontrolltiere lagen. Insbesondere stieg die Dicke der Blasenwand von einem Mittelwert von 768,26 µm (SD 28,05) bei gesunden Ratten auf 1181,94 µm (SD 289,56) zwei Monate nach der SCI mit manueller Blasenentleerung, wobei einige Tiere Werte von bis zu 1485 µm erreichten. Im Gegensatz dazu zeigten Ratten, die mittels Vesikostomie versorgt wurden, eine mittlere Dicke der Blasenwand von 963,08 µm (SD 68,82), und nur ein Tier überschritt 1000 µm.

Diese Studie stellt einen standardisierten Protokollablauf zur Durchführung einer Vesikostomie bei Ratten bereit, einschließlich perioperativer Versorgung und postoperativer Wundbehandlung, um in der präklinischen Rückenmarkverletzungs-Forschung eine reproduzierbare, kontinuierliche Harnableitung bei niedrigem Druck zu ermöglichen. Das Protokoll soll die Nachvollziehbarkeit der Technik erleichtern und Forschern helfen, deren Eignung für Studien einzuschätzen, bei denen eine manuelle Blasendruckentleerung bei hohem Druck methodische Verzerrungen verursachen könnte, oder bei denen die Einbeziehung männlicher Tiere wünschenswert ist. Ziel dieses Projekts war es, ein standardisiertes Vesikostomie-Protokoll für Ratten mit einer Rückenmarkverletzung (SCI) zu etablieren und dessen Durchführbarkeit sowie Sicherheit über einen zweimonatigen Nachbeobachtungszeitraum zu bewerten. Zusätzlich wurde ein standardisierter postoperativer Wundbehandlungsplan angewandt, um hautbezogene Komplikationen zu minimieren und die Stomapatenz durch regelmäßige Kalibrierung aufrechtzuerhalten.

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Protokoll

Drei Monate alte weibliche Lewis-Ratten wurden für diese Studie verwendet. Obwohl dieses Protokoll hauptsächlich entwickelt wurde, um eine manuelle Blasenentleerung nach einer Rückenmarksverletzung (SCI) zu vermeiden, werden hier keine Details zum Kontusionsverfahren der SCI bereitgestellt, da diese bereits früher beschrieben wurden. Alle Verfahren wurden von der österreichischen Behörde für Tierversuche (BMWFW-2022-0.062.928 und BMWFW-2023-0.848.340) genehmigt und in Übereinstimmung mit den lokalen Richtlinien für den Tierversuch sowie den ARRIVE-Richtlinien durchgeführt. Insgesamt benötigt das Vesikostomieverfahren etwa 15 Minuten.

1. Präoperative Vorbereitung

  1. Bereiten Sie einen sterilen Arbeitsbereich vor, einschließlich eines Mikroskops oder einer Vergrößerungsbrille (2,5–3,5× Vergrößerung), aller benötigten chirurgischen Instrumente und einer Heizplatte.
  2. Erwärmen Sie die Heizplatte im Voraus auf 30 °C–35 °C (handwarm) und halten Sie diese Temperatur während des gesamten Eingriffs aufrecht. Ersetzen Sie die Heizplatte, falls ihre Temperatur während längerer chirurgischer Eingriffe unter 30 °C sinkt.

2. Tierpräparation

  1. Anästhesie
    1. Verwenden Sie ein allgemeines Anästhesie-Regime, das für den chirurgischen Eingriff geeignet ist.
    2. Bereiten Sie eine frische anästhetische Mischung vor, die Medetomidin (0,15 mg/kg), Midazolam (2 mg/kg) und Fentanyl (0,005 mg/kg) gemäß der angegebenen Berechnungstabelle (Tabelle 1) enthält. Wählen Sie die Anästhesiedosis und das entsprechende endgültige Injektionsvolumen basierend auf dem Körpergewicht, das dem exakten Gewicht des Tieres am nächsten liegt, und verabreichen Sie die Mischung intramuskulär mit einer 1-mL-Spritze, die mit einer 27G-Nadel ausgestattet ist.
  2. Chirurgische Vorbereitung
    1. Wenn die Ratte anästhesiert ist, rasieren Sie den unteren Bauchbereich bis hin zur Vaginalregion.
    2. Waschen Sie das Operationsfeld zweimal mit warmer Seifenlauge.
    3. Waschen Sie das Operationsfeld zweimal mit warmem, klarem Wasser.
    4. Desinfizieren Sie das Operationsfeld zweimal mit einer Mischung aus 7,5 % Povidon-Iod und 70 % Alkohol, einschließlich der Vaginalregion.
    5. Verabreichen Sie 1,5 mg Enrofloxacin und 0,2 mg langwirksames Meloxicam, gelöst in 0,2 mL vorgewärmter 0,9 %iger Natriumchlorid-Lösung (NaCl), subkutan.
    6. Verabreichen Sie 3 mL vorgewärmte 0,9 %ige NaCl subkutan, um Flüssigkeitsverlust auszugleichen.
    7. Tragen Sie 2 % Dexpanthenol-Augensalbe auf beide Augen auf, um eine Hornhauttrockenheit zu verhindern.
    8. Platzieren Sie das Tier in Rückenlage auf der vorgewärmten Heizplatte und stellen Sie das Operationsmikroskop oder die Vergrößerungsbrille entsprechend ein.
    9. Überprüfen Sie die ausreichende chirurgische Tiefe der Anästhesie, indem Sie an beiden Hinterbeinen einen nozizeptiven Rückzugsreflex testen, bevor Sie mit der Operation beginnen.
    10. Falls der Rückzugsreflex noch vorhanden ist, warten Sie 2 Minuten und wiederholen Sie den nozizeptiven Rückzugsreflextest. Setzen Sie dieses Verfahren in 2-Minuten-Abständen fort, bis der Reflex fehlt.
Körpergewicht
(g)		Medetomidin (1 mg/mL), mLMidazolam
(5 mg/mL), mL		Fentanyl
(0,05 mg/mL), mL		Gesamtvolumen
(mL)
1000,0150,040,0100,065
1250,0190,050,0130,082
1500,0230,060,0150,098
1750,0260,070,0180,114
2000,0300,080,0200,130
2250,0340,090,0230,147
2500,0370,100,0250,163
2750,0410,110,0280,179
3000,0450,120,0300,195
3250,0490,130,0330,212
3500,0520,140,0350,227
3750,0560,150,0380,244
4000,0600,160,0400,260
4250,0630,170,0430,276
4500,0670,180,0450,292
4750,0710,190,0480,309
5000,0740,200,0510,325
5250,0780,210,0530,341
5500,0820,220,0550,357
5750,0860,230,0580,374
6000,0890,240,0600,389

Tabelle 1: Dosierung der intramuskulären Anästhesie für Ratten. Volumina von Medetomidin (1 mg/mL), Midazolam (5 mg/mL) und Fentanyl (0,05 mg/mL), die zur Herstellung der intramuskulären Anästhesiemischung für Ratten mit einem Gewicht von 100–600 g erforderlich sind. Das gesamte Injektionsvolumen entspricht der Summe der einzelnen Arzneimittelvolumina.

3. Vorbereitung der Harnblase

  1. Um eine spannungsfreie Vesicostomie zu ermöglichen, führen Sie einen 3 mm langen medianen Längsschnitt in der Haut mit einer Klinge Nr. 11 durch, wobei Sie die Haut mit hakigen (Adson-)Pinzetten stabilisieren, etwa zwei Drittel der Strecke zwischen dem zweiten und dritten Zitzenpaar (von kaudal nach kranial gezählt). Dieser Schnitt entspricht der Höhe des Harnblasengewölbes.
  2. Identifizieren Sie die subkutanen Bauchmuskeln und die Linea alba. Schneiden Sie die äußere Faszie mit der Klinge auf, dissezieren Sie die Bauchmuskelschichten stumpf mit Mikroscheren und schneiden Sie dann vorsichtig das Peritoneum an, um die Bauchhöhle mit hakigen Mikro-Pinzetten zu öffnen.
  3. Um die Harnblase innerhalb der Bauchhöhle zu identifizieren, heben Sie sanft beide Seiten der Bauchmuskelschichten an der Schnittstelle an, um die Sicht zu verbessern und die Harnblase unter dem Fettgewebe zu lokalisieren. Falls die Harnblase nicht identifiziert werden kann, führen Sie eine transurethrale Katheterisierung durch und wiederholen Sie die Lokalisation.

4. Transurethrale Katheterplatzierung

  1. Füllen Sie die Harnblase über einen transurethralen Katheter, um die Identifizierung der Harnblase zu erleichtern.
  2. Tragen Sie Gleitgel auf einen 24G-Periphervenenkatheter (ohne Stilette) und auf den Harnröhrenmeatus auf. Heben Sie die periurethrale Haut mit einer kleinen gezahnten Pinzette an und führen Sie den Katheter in einem Winkel von etwa 110° ein, um eine schonende Platzierung zu ermöglichen.
  3. Führen Sie den Katheter atraumatisch durch die Harnröhre bis zur Höhe des Schambeins fort. Senken Sie den Katheter ab, bis er parallel zum Körper des Tieres liegt, und schieben Sie ihn vorsichtig weiter in die Harnblase hinein. Wenn nach etwa 1 cm in die Harnröhre ein Widerstand spürbar ist, ziehen Sie den Katheter vollständig zurück und wiederholen Sie die Einführung. Wenn der Katheter mindestens 2 cm problemlos vorgeschoben werden kann, fahren Sie mit dem Befüllen der Harnblase fort.
  4. Bestätigen Sie eine erfolgreiche Katheterplatzierung, indem Sie langsam Natriumchlorid in die Harnblase infundieren, ohne Widerstand zu spüren. Falls die Katheterplatzierung fehlschlägt, verstopft die Spritze, und ein leichtes Zurückziehen des Katheters führt zum Austreten von Natriumchlorid aus der Harnröhre.

5. Positionierung der Harnblase

  1. Füllen Sie die Harnblase mit maximal 400 µL vorgewärmter 0,9%iger NaCl-Lösung. Stellen Sie sicher, dass das Befüllen reibungslos verläuft, ohne erhöhten Infusionsdruck. Überwachen Sie das Befüllen der Harnblase visuell und bestätigen Sie, dass die Harnblase zentral in der Bauchhöhle bleibt. Beachten Sie, dass das physiologische Blasenvolumen von Alter, Körpergewicht und Stamm des Tieres abhängt und variieren kann. Bei 12 Wochen alten Lewis-Ratten (LEW/Crl) mit einem Gewicht von 200–230 g beträgt das maximale physiologische Blasenvolumen etwa 500 µL. Lassen Sie den transurethralen Katheter an Ort und Stelle und füllen Sie die Harnblase bei Bedarf erneut auf.
  2. Untersuchen Sie die Harnblase und identifizieren Sie die geplante Vesikostomiestelle unterhalb des Blasengewölbes an der ventralen Blasenwand.
  3. Setzen Sie zwei oberflächliche Haltefäden aus 6-0 umhülltem Vicryl an den Positionen 3 und 9 Uhr auf beiden Seiten der geplanten Inzisionsstelle. Sichern Sie die Fadenenden mit Klemmen, um die Position der Harnblase zu stabilisieren.

6. Blasenvesikostomie

  1. Fassen Sie die Harnblasenkuppel vorsichtig mit hakenförmigen Mikro-Forceps und führen Sie einen 3 mm langen Längsschnitt mit einer Klinge Nr. 11 durch. Stellen Sie sicher, dass der Schnitt alle Schichten der Harnblasenwand durchtrennt, um eine sofortige Harnentleerung zu ermöglichen.
  2. Überprüfen Sie den Schnitt und vergrößern Sie ihn gegebenenfalls mit einer Mikroschere auf etwa 3 mm.
  3. Verwenden Sie die Haltefäden, um die Harnblase für die Nahtpositionierung auszurichten. Entfernen Sie den transurethralen Katheter.
  4. Beginnen Sie die Naht mit 6-0 umhülltem Vicryl an der 12-Uhr-Position, indem Sie den Faden von der luminalen Seite der Harnblasenwand durch die Haut führen, wobei die Muskelschicht ausgeschlossen wird. Setzen Sie die weiteren Nähte an den Positionen 6, 8, 10, 2 und 4 Uhr, bis die Harnblasenöffnung vollständig an die Haut angenähert ist. Entfernen Sie die Haltefäden, sobald die Harnblase sicher fixiert ist.
  5. Betrachten Sie die Vesikostomie als abgeschlossen, sobald die Harnblasenschleimhaut vollständig an die Bauchhaut angelegt ist, ohne sichtbare Lücken, und die 3–5 mm große Vesikostomieöffnung problemlos mit einem Kalibrierstab intubiert werden kann.
  6. Platzieren Sie vier Nahtfäden aus rostfreiem Stahldraht in einem Abstand von etwa 4–5 mm zum stomalen Rand, um das Tier am Lecken oder Kauen der Operationsstelle zu hindern. Führen Sie jeden Draht mit einer 20G-Nadel durch die Haut, sichern Sie ihn mit zwei einfachen Überhandknoten und kürzen Sie die Drahtenden auf etwa 2 mm.

7. Kalibrierung und Wundverband

  1. Reinigen Sie die umgebende Haut mit sauberem Wasser, gefolgt von einer 10-minütigen Inkubation mit einem für die Schleimhaut verträglichen Antiseptikum, wie beispielsweise einer 0,2%igen Natriumhypochlorit-Lösung.
  2. Führen Sie einen sterilen Kalibrierstab mit einem Durchmesser von etwa 6–11 Charrière (1 Charrière = ca. 0,33 mm Durchmesser) in die Vesikostomie ein, um den Stomadurchmesser zu bestimmen.
  3. Verwenden Sie einen Kalibrierstab, der sich leicht einführen lässt und das Stomalumen ausfüllt, ohne eine Einwärtsfaltung der Wundränder zu verursachen.
  4. Tragen Sie ein topisches Hautklebemittel großzügig auf die rasierte Bauchhaut, das umgebende Gewebe der Vesikostomie und die stomale Öffnung auf.
  5. Drehen Sie den Kalibrierstab kontinuierlich innerhalb der Vesikostomie, bis das Klebemittel getrocknet ist (ca. 10 s), vorzugsweise mit Unterstützung einer zweiten Person, um ein Schließen der Vesikostomie zu verhindern. Abbildungen der Vesikostomie unmittelbar nach der Operation und nach der Abheilung sind in Abbildung 1 dargestellt.

Heilungsprozess der Haut bei Nagetieren, TPI 0 und TPI 53, Wundheilungsexperiment, Maßstabsangaben.
Abbildung 1. Typisches Erscheinungsbild der Vesikostomie unmittelbar nach der Operation und nach der Heilung. Stellvertretende Aufnahmen der Vesikostomiestelle unmittelbar nach der Operation mit Wundauflage am Tag nach der Verletzung (TPI) 0 (links) und nach der Heilung am TPI 53, kurz vor Abschluss der 56-tägigen (2-monatigen) Nachbeobachtungsphase (rechts). Der Ausschnitt zeigt eine vergrößerte Ansicht der Vesikostomie unmittelbar nach der Operation. Maßstabsbalken = 1 cm (Übersichtsbilder) und 2 mm (Ausschnitt). Bitte klicken Sie hier, um eine vergrößerte Version dieser Abbildung anzusehen.

8. Antagonismus

  1. Heben Sie die Allgemeinanaesthesie (frühestens 1 h nach Verabreichung des Anästhetikums) durch subkutane Gabe einer Mischung aus Atipamezol (0,76 mg/kg) und Flumazenil (0,2 mg/kg) mit einer 1-mL-Spritze, ausgestattet mit einer 27G-Nadel, gemäß Tabelle 2 auf.
  2. Um eine stressfreie Erholung zu ermöglichen, stellen Sie das Tier vor der Verabreichung der antagonisierenden Wirkstoffmischung in seinen Heimkäfig. Überwachen Sie das Tier kontinuierlich, bis die volle Bewusstseinsrückkehr erfolgt ist. Halten Sie den Heimkäfig 3 h lang unter einer Wärmelampe in einem separaten Erholungsraum.
Körpergewicht
(g)		Atipamezol
(5 mg/mL), mL		Flumazenil
(0,1 mg/mL), mL		Gesamtvolumen
(mL)
1000,0150,200,215
1250,0190,250,269
1500,0230,300,323
1750,0260,350,376
2000,0300,400,430
2250,0340,450,484
2500,0370,500,537
2750,0410,550,591
3000,0450,600,645
3250,0490,650,699
3500,0520,700,752
3750,0560,750,806
4000,0600,800,860
4250,0630,850,913
4500,0670,900,967
4750,0710,951,021
5000,0741,001,074
5250,0781,051,128
5500,0821,101,182
5750,0861,151,236
6000,0891,201,289

Tabelle 2: Dosierung der subkutanen anästhetischen Antagonisten für Ratten. Volumina von Atipamezol (5 mg/mL) und Flumazenil (0,1 mg/mL), die zur Herstellung der subkutanen anästhetischen Antagonistenmischung für Ratten mit einem Gewicht von 100–600 g erforderlich sind. Das Gesamteinjektionsvolumen entspricht der Summe der einzelnen Arzneimittelvolumina.

9. Abfallentsorgung

  1. Verwenden Sie einen zugelassenen Kanülenbehälter zur Entsorgung von scharfen Gegenständen (z. B. Spritzenkanülen und Resten aus Edelstahldraht). Entsorgen Sie alle biologischen und chirurgischen Abfälle gemäß den institutionellen Vorschriften für Biosicherheit.

10. Postoperative Behandlung

  1. Nach der Operation
    1. Verabreichen Sie Enrofloxacin (1,5 mg, einmal täglich, subkutan) und langwirksames Meloxicam (0,2 mg, zweimal täglich, subkutan) für die ersten 5 Tage nach der Operation. Ergänzen Sie bei Bedarf subkutan vorgewärmtes 0,9 %iges NaCl, um Flüssigkeitsverluste auszugleichen.
    2. Setzen Sie die Gabe von niedrig dosiertem Enrofloxacin (0,5 mg, einmal täglich, subkutan) während des gesamten Nachsorgezeitraums fort.
    3. Setzen Sie die antibiotische und/oder analgetische Behandlung fort oder intensivieren Sie sie, wenn während der täglichen Untersuchungen Anzeichen von Schmerzen oder Infektionen festgestellt werden. Verabreichen Sie in solchen Fällen die gleichen Antibiotika- und Analgetikadosen wie während der ersten 5 Tage nach der Operation.
    4. Beginnen Sie eine 5-tägige Antibiotikatherapie in Standarddosis, wenn sich die Urineigenschaften verändern (z. B. Hämaturie oder trüber Urin, die 3 Tage anhalten) und/oder wenn sich der Zustand der Haut um die Vesikostomie herum verändert (z. B. gerötete Haut, die 2 Tage lang ohne Besserung anhält). Setzen Sie die analgetische Behandlung während Episoden von Hämaturie und/oder beim Auftreten von Hautplaquebildung fort und fahren Sie mit der Therapie, bis die Symptome abgeklungen sind.
    5. Führen Sie täglich die Kalibrierung der Vesikostomie durch. Beginnen Sie mit einem Kalibrierstab, der mindestens eine Größe kleiner ist als der zuvor dokumentierte Stomadurchmesser, und tragen Sie vor dem Einführen Gleitgel auf. Wenn der Kalibrierstab problemlos eindringt, wiederholen Sie den Vorgang mit der nächstgrößeren Stärke und notieren Sie die größte Größe, die problemlos eindringt.
    6. Reduzieren Sie die Kalibrierfrequenz frühestens 3 Wochen nach der Operation auf jeden zweiten Tag, und nur, wenn die Kalibriergröße an mindestens 3 aufeinanderfolgenden Tagen stabil geblieben ist.
    7. Sobald der Hautkleber sich zu lösen beginnt (typischerweise 3–5 Tage nach der Operation), reinigen Sie die umgebende Haut täglich mit einem schmierhautverträglichen antiseptischen Mittel, wie z. B. einer 0,04%igen Natriumhypochlorit-Lösung, und tragen anschließend einen ölhaltigen, feuchtigkeitsspendenden Schutzfilm auf. Beurteilen Sie die Wundheilung anhand des Wundbewertungssystems und der repräsentativen Wundbilder in Abbildung 2A,B.
    8. Entfernen Sie die Edelstahldrähte 7 Tage nach der Operation.
  2. Nach der Operation Überwachung
    1. Beobachten Sie alle Tiere während des gesamten postoperativen Zeitraums sorgfältig.
    2. Untersuchen Sie jedes Tier mindestens zweimal täglich auf Anzeichen von Schmerzen oder Unbehagen gemäß der Rat Grimace Scale27, auf abnormale Schwellungen, Blutungen, andere Veränderungen an der Operationsstelle sowie auf übermäßigen Porphyrin-Ausfluss. Beurteilen Sie die Vesikostomie anhand des in Abbildung 2A,B dargestellten Wundbewertungssystems und dokumentieren Sie die Kalibriergröße, wie in Abbildung 2C gezeigt.
    3. Führen Sie für jedes Tier detaillierte Aufzeichnungen und dokumentieren Sie regelmäßig folgende Parameter:
      1. Körpergewicht (relativ zum präoperativen Wert)
      2. Allgemeinzustand (Fell, Augen, Schnurrhaare, Ohren und Atmung)
      3. Gangverhalten (z. B. steifer oder unsicherer Gang)
      4. Urineigenschaften (z. B. Verfärbung oder starker Geruch)
      5. Kalibriergröße der Vesikostomie
      6. Zustand der Haut um die Vesikostomie herum

Analyse der Wundheilung; Diagramme des Wundscores und der Kalibrierungsgröße; Fotos der Verletzungserholung.
Abbildung 2. Postoperative Wundheilung und Vesikostomiekalibrierung während der Nachuntersuchung. (A) Wundscore der Vesikostomiestelle während des siebenwöchigen Nachuntersuchungszeitraums. (B) Beispiele für Wundscores 1–4, die den Verlauf vom normalen Wundaussehen bis zur Ulkusbildung veranschaulichen. Tiere mit offenen Hautläsionen wurden gemäß den vorab festgelegten Studienkriterien ausgeschlossen. Maßstabsbalken = 5 mm. (C) Kalibrierungsgröße der Vesikostomie, gemessen in Charrière, während des Nachuntersuchungszeitraums. Die Daten in den Teilabbildungen A und C werden als Mittelwert ± Standardabweichung (SD) dargestellt. Bitte klicken Sie hier, um eine vergrößerte Version dieser Abbildung anzusehen.

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Ergebnisse

Insgesamt wurden 18 Ratten einer Vesikostomie unterzogen. Um die Technik zu etablieren, wurde der Eingriff zunächst an sechs Tieren ohne Rückenmarkverletzung (SCI) durchgeführt, um die grundsätzliche Sicherheit und Durchführbarkeit zu überprüfen und das postoperative Management bei gesunden Tieren zu bewerten. Anschließend wurde die Vesikostomie bei 12 Tieren in Kombination mit einer thorakalen Kontusions-SCI auf Höhe der Wirbel T8/T9 durchgeführt. Davon dienten sechs Tiere der weiteren Optimierung des postoperativen Wun...

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Diskussion

Dieses Protokoll liefert die erste detaillierte Beschreibung der Vesikostomie an Nagetieren als Methode zur kontinuierlichen, niederdruckigen Harnableitung nach einer Rückenmarksverletzung (SCI). Neben der Darstellung der operativen Technik stellen wir ein umfassendes postoperatives Wundmanagement bereit, das sich als entscheidend für eine langfristige und erfolgreiche Nachbeobachtung erwiesen hat. Da die Ratte ein kleines Tiermodell darstellt und das Ziel darin besteht, eine minimale Blasenöffnung anzulegen, um störende...

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Offenlegungen

Die Autoren geben keine Interessenkonflikte an.

Danksagungen

Die Autoren danken der Wundexperten Gerlinde Wiesinger für ihren unschätzbaren Beitrag zur Optimierung des Wundmanagementprotokolls.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
0,9 % NatriumchloridFresenius Kabi, Graz, Österreich—Sterile Kochsalzlösung
20G-HypodermikanadelServoprax, Wesel, DeutschlandREF L1 0201Verwendung für die Platzierung des Edelstahldrahts
24G-Peripherer VenenkatheterB. Braun, Sempach, SchweizREF 4254074BVerwendung als transurethraler Katheter (ohne Stilet)
27G-HypodermikanadelB. Braun, Melsungen, DeutschlandREF 4657705Verwendung für Injektionen
Vicryl-Nahtmaterial 6-0 beschichtetEthicon, Puerto Rico, USAREF V134HVerwendung zur Blasenfixierung
Wundspüllösung Actimaris forteActiMaris, Appenzell, SchweizREF 303500,2 %ige Natriumhypochloritlösung
Wundspüllösung Actimaris sensitiveActiMaris, Appenzell, SchweizREF 303000,04 %ige Natriumhypochloritlösung
Atipamezol (Antisedan 5 mg/mL)Orion Pharma, Espoo, FinnlandKeine Artikelnummer verfügbarAnästhetikumantagonist
Kalibrierstäbe für die Harnblase (6–11 Charrière)Kein Hersteller verfügbarKeine Artikelnummer verfügbarVerwendung für die Kalibrierung der Vesikostomie
Kohlenstoffstahl-Klinge Nr. 11Aesculap, Tuttlingen, DeutschlandREF BB511Messerblatt
Dexpanthenol-Augensalbe (2 %)Fresenius Kabi, Graz, ÖsterreichREF RA4302436Augensalbe
Enrofloxacin (Baytril 25 mg/mL)Elanco, Monheim, DeutschlandKeine Artikelnummer verfügbarAntibiotikum
Weibliche Lewis-Ratten (12 Wochen alt)Charles River Laboratories, Sulzfeld, Deutschland—Experimentelle Tiere
Fentanyl (50 µg/mL)hameln pharma, Hameln, DeutschlandKeine Artikelnummer verfügbarAnästhetikum
Flumazenil (0,1 mg/mL)Fresenius Kabi, Graz, ÖsterreichKeine Artikelnummer verfügbarAnästhetikumantagonist
WärmekissenLenric, Littlehampton, Vereinigtes KönigreichKeine Artikelnummer verfügbarVerwendung zur Aufrechterhaltung der Körpertemperatur
Winkelzange (Adson-Zange)Fine Science Tools, Heidelberg, Deutschland11019-12Gewebehandhabung
Winkel-MikrozangeMedicon, Tuttlingen, Deutschland13.71.62Mikrochirurgische Zange
Langwirksames Meloxicam (Metacam 5 mg/mL)Boehringer Ingelheim, Ingelheim am Rhein, DeutschlandKeine Artikelnummer verfügbarSchmerzmittel
Gleitgel (Cathejell C)Montavit, Absam, ÖsterreichKeine Artikelnummer verfügbarVerwendung für transurethrale Katheterisierung und Kalibrierung der Vesikostomie
Medetomidin (Sedator 1 mg/mL)Dechra, Aulendorf, DeutschlandKeine Artikelnummer verfügbarAnästhetikum
Mikroskop oder chirurgische Lupenbrille (2,5–3,5×)Evident Europe GmbH, Wien, ÖsterreichOlympus SZ61Verwendung während der Mikrochirurgie
Mikroschere (Bonn-Schere)Fine Science Tools, Heidelberg, Deutschland14084-08Mikrochirurgische Schere
Moskito-HämostaseklemmeFine Science Tools, Heidelberg, Deutschland13009-12Verwendung zum Sichern von Haltenähten
Ölbasierte, feuchtigkeitsspendende SchutzfoliePanin, Rovigo, ItalienKeine Artikelnummer verfügbarPostoperative Hautprotektion
Povidon-Jod-Lösung (7,5 %)B. Braun, Melsungen, DeutschlandKeine Artikelnummer verfügbarHautantiseptikum
Skalpellgriff Nr. 3Fine Science Tools, Heidelberg, Deutschland10003-12Kompatibel mit Skalpellklinge Nr. 11
Kleine gezahnte PinzetteFine Science Tools, Heidelberg, Deutschland11050-10Verwendung für die Manipulation der periurethralen Haut
EdelstahldrahtVömel, Kronberg, DeutschlandKeine Artikelnummer verfügbarVerwendung für schützende Drahtnähte
Spritze, 1 mLBecton Dickinson, Wien, ÖsterreichREF 303172Verwendung für die Verabreichung von Anästhetikum und Antagonist
Topisches HautklebemittelEthicon, Puerto Rico, USAREF AHVM12Hautkleber

Referenzen

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