Ein Befall mit Rundwürmern reduziert signifikant den Baumwollertrag und die Faserqualität. Lignin verstärkt die Pflanzenzellwände und trägt zu strukturellen Abwechmechanismen gegen Schädlinge bei, jedoch wurde seine Rolle bei der Resistenz gegen Rundwürmer in Baumwolle bisher nicht untersucht. Diese Studie beschreibt einen histochemischen Arbeitsablauf zur Visualisierung der Ligninablagerung in den Wurzeln von gegenüber Rundwürmern resistenten und anfälligen Baumwoll-Genotypen (Gossypium arboreum) mittels Phloroglucinolfärbung.
Forschungsartikel
Histochemische Analyse von Ligninunterschieden zwischen nierenförmigen Nematoden-resistenten und -anfälligen Baumwollgenotypen
In diesem Artikel
Zusammenfassung
Zusammenfassung
Rundnematoden (Rotylenchulus reniformis) stellen eine erhebliche Einschränkung für die Baumwollerzeugung dar, insbesondere im südlichen Teil der Vereinigten Staaten. Der Rundnematode ist der zweitwichtigste Schädling unter mehr als 400 Nematodenarten. Diese Nematoden gefährden die globale Ernährungssicherheit. Aufgrund zunehmender umwelt- und gesundheitsrelevanter Bedenken sowie der Kosten für Nematizide steigt das Interesse an nematodenresistentem Baumwollkeimmaterial. Die pflanzliche Zellwand, insbesondere Lignin, ist ein entscheidendes Biopolymer, das an der Resistenz gegenüber biotischem Stress beteiligt ist. Da Nematoden Wurzelgewebe befallen, könnten Zellwandbestandteile wie Lignin zur Abwehr beitragen; jedoch sind ligninvermittelte Barrieren in Baumwollwurzeln bisher wenig charakterisiert. In dieser Studie wurde ein standardisierter histologischer Färbeprotokoll mit Phloroglucinol-HCl angewendet, um Unterschiede in der Ligninablagerung in nematodenresistenten (A2-514, A2-995) und anfälligen Baumwollgenotypen (Gossypium arboreum) im Stadium des echten Blattes unter nicht infizierten Bedingungen sichtbar zu machen. Diese Färbung bindet spezifisch an Hydroxyzimtaldehyde wie Coniferylaldehyd und Sinapylaldehyd des Lignins in Gegenwart von Säure und erzeugt eine rosa-violette Färbung zur Visualisierung von Lignin. Deutliche Unterschiede in der Ligninfärbung wurden zwischen resistenten und anfälligen Genotypen beobachtet, was eine mögliche Rolle ligninassoziiierter struktureller Abwehrmechanismen unterstützt.
Einleitung
Baumwolle wird weltweit wegen ihrer Faser angebaut und ist besonders anfällig für bodenbürtige Schädlinge, insbesondere Nematoden, die erhebliche Ertragsverluste verursachen können. Unter diesen ist der Nierenwurmnematode (Rotylenchulus reniformis) ein bedeutender Krankheitserreger, der Baumwolle und andere Kulturen weltweit befällt, mit besonders starken Auswirkungen im südlichen Teil der Vereinigten Staaten, wo Befälle die Erträge um mehr als 50 % senken können1. Dieser mikroskopisch kleine, im Boden lebende Organismus parasitiert an Baumwollwurzeln2 und beeinträchtigt die Pflanzenvitalität, die Biomasse und die Fasererträge, indem er die Wasseraufnahme und Nährstoffaufnahme stört und Futterstellen etabliert (Abbildung 1). Die Infektion mit dem Nierenwurmnematoden verändert das Wachstum der Baumwollpflanze, indem sie die Blütezeit verzögert, die Kapselgröße und -anzahl verringert und die Qualität der Faser beeinträchtigt3. Schwere Ertragsverluste wurden bereits aus Mississippi, Alabama und Louisiana berichtet4. Nematizide werden häufig zur Bekämpfung von Nematodenbefällen eingesetzt, doch ihre hohen Kosten sowie ihre negativen Auswirkungen auf Umwelt und menschliche Gesundheit machen Alternativen erforderlich5,6. Die Entwicklung resistenter Keimstoffe stellt einen vielversprechenden Ansatz zur Verringerung der Schäden durch den Nierenwurmnematoden dar4. Da Nematoden innerhalb des Wurzelgewebes fressen, wird vermutet, dass zellwandbasierte Abwehrmechanismen, insbesondere die Lignifizierung, die Invasion behindern, pathogendetivierte, zellwandabbauende Enzyme hemmen und die Bildung sowie Ausbreitung der Futterstellen der Nematoden begrenzen7,8,9. Eine verstärkte Lignifizierung wurde bereits mit einer verringerten Anfälligkeit gegenüber Krankheitserregern bei verschiedenen Pflanzenarten in Verbindung gebracht10,11,12,13,14. Frühere Untersuchungen an Baumwolle haben die Expression von Lignin- und Laccase-Genen mit der Resistenz gegen Verticillium dahliae in Verbindung gebracht15, und Studien an Fusarium-resistenten und -anfälligen Sorten zeigten höhere Ligninmengen in den resistenten Sorten16. Ähnliche Beobachtungen in Arabidopsis und Reis, bei denen die Unterdrückung von Genen der Ligninbiosynthese die Anfälligkeit erhöhte, unterstreichen die Bedeutung der Lignifizierung für die pflanzliche Abwehr.
Lignin ist ein komplexes phenolisches Biopolymer, das in den sekundären Zellwänden von Gefäßpflanzen vorkommt und dort strukturelle Steifigkeit, mechanische Festigkeit und Hydrophobie verleiht17. Über die Shikimat- und Phenylpropanoidwege synthetisiert, ist Lignin nach Cellulose das zweithäufigste terrestrische Biopolymer und macht etwa 30 % des organischen Kohlenstoffs der Erde aus18,19. Durch die Verstärkung des Cellulose-Hemicellulose-Netzwerks stabilisiert Lignin lasttragende Gewebe und unterstützt die gesamte Pflanzenentwicklung. Lignin tritt besonders deutlich in hochspezialisierten Geweben wie Xylem, Sklerenchym, Phloemfasern und Periderm hervor und bildet eine wasserabweisende Barriere, die für den effizienten Transport von Wasser und Mineralstoffen unerlässlich ist. Neben diesen strukturellen Funktionen wirkt Lignin als biochemische und physikalische Abwehrbarriere, die den Eindringweg von Pathogenen einschränkt und Schäden durch biotische und abiotische Stressfaktoren minimiert20,21,22. Die Lignifizierung ist ein dynamischer Prozess, der zentral für die Resistenz gegenüber einem breiten Spektrum von Pathogenen ist, einschließlich Nekrotropher, Biotropher und Hemibiotropher. Die Biosynthese aus den primären Monolignolen Sinapylalkohol, Coniferylalkohol und p-Kumarylalkohol variiert je nach Art, Gewebetyp und Entwicklungsstadium und beeinflusst so das Ausmaß der Resistenz. Der Befall durch Pathogene oder abiotische Stressfaktoren löst häufig eine lokal begrenzte Ablagerung von Lignin aus, wodurch die pflanzlichen Abwehrmechanismen weiter verstärkt werden23,24.
Die Aufklärung der Rolle von Lignin bei der Resistenz gegen Reniform-Fadenwürmer ist entscheidend für die Weiterentwicklung von Baumwollanbaustrategien. Die visuelle und biochemische Charakterisierung der Ligninverteilung liefert Einblicke in die räumlichen und zeitlichen Dynamiken von Zellwandmodifikationen, die frühen Abwehrreaktionen zugrunde liegen. Diese Studie verwendet die histologische Phloroglucinol-Färbung, um Muster der Ligninablagerung zu analysieren, wie sie natürlich in reniform-Fadenwürmer-resistenten und anfälligen Baumwoll-Genotypen vorkommen, und bietet damit einen praktischen Vorrahmen zur Bewertung von zellwandassoziierten Resistenzmerkmalen sowie zur Unterstützung von Züchtungsprogrammen, die auf eine verbesserte Widerstandsfähigkeit der Kulturpflanzen abzielen.
Protokoll
Die Experimente wurden in einem Gewächshaus unter Verwendung der unten beschriebenen Pflanzenmaterialien durchgeführt. Alle Chemikalien, Geräte und Reagenzien, die in dieser Studie verwendet wurden, sind in der Tabelle der Materialien aufgeführt.
Pflanzenmaterial
Samen wurden sowohl von anfälligen (A2‑20, PI 129742; A2‑40, PI 183202) als auch von resistenten Genotypen (A2‑514, PI 616008; A2‑995, PI 629323) bezogen. Zusätzlich wurde die anfällige Sorte Deltapine 16 in diese Studie einbezogen. Die Samen wurden in steriles Wasser gegeben und 24 h bei Raumtemperatur eingeweicht. Nach der Einweichung wurden die Samen gründlich mit frischem, sterilem Wasser gespült, um verbliebene Kontaminationen zu entfernen. Die gespülten Samen wurden anschließend auf sterile Petrischalen überführt, die mit vorher angefeuchteten, autoklavierten Papiertüchern ausgelegt waren, und für 2 Tage bei Raumtemperatur inkubiert, um die Keimung zu fördern (Abbildung 2).
Pflanzen im Gewächshaus
Kunststofftöpfe wurden mit vorbefeuchteter Feuchtigkeitskontroll-Erde befüllt. Der Boden wurde zwei Tage vor der Umpflanzung vorbenetzt. Keimlinge wurden anschließend vorsichtig in die vorbenetzte Erde umgepflanzt und bis zum Stadium der echten Blätter unter kontrollierten Gewächshausbedingungen bei 28 °C/25 °C Tag/Nacht-Zyklen kultiviert (Abbildung 2). Für jeden Genotyp wurden drei biologische Wiederholungen angepflanzt.
Probenentnahme
Pflanzen im Stadium der echten Blätter wurden vorsichtig aus dem Boden entfernt, indem das umgebende Bodensubstrat gelockert wurde, um Wurzelschäden zu minimieren. Die Wurzeln wurden 2–3 Mal mit Wasser gespült, um anhaftende Bodenpartikel zu entfernen. Wurzel- und Sprossgewebe jeder Genotyp wurden zur Schnittführung gesammelt (Abbildung 3).
Zubereitung der Phloroglucinol-Anfärbungslösung
Eine 3%ige Phloroglucinollösung wurde hergestellt, indem 0,45 g Phloroglucinol in einer Mischung aus zwei Teilen 100%igem Ethanol (10 mL) und einem Teil konzentrierter HCl (5 mL) in einem Abzug gelöst wurden. Die Anfärbungslösung wurde gemäß einer zuvor beschriebenen Methode16 hergestellt.
Herstellung von Schnitten und Färbeprotokoll für die histochemische Analyse von Lignin
Wurzel- und Sprossgewebe wurden mit einem sterilen Rasiermesser in dünne Querschnitte zerlegt (Abbildung 3). Frische Schnitte wurden auf Objektträger übertragen und für 1 Minute mit 20 µL der 3 %igen Phloroglucinol-Anfärbungslösung bedeckt. Anschließend wurden die Schnitte mit sterilem Wasser gespült, mit Deckgläsern aufgelegt und abgebildet (Abbildung 4, Abbildung 5, Abbildung 6). Für Stammgewebe wurde dasselbe Verfahren angewandt (Abbildung 1, Zusätzliche Abbildungen).
Mikroskopische Bildgebung
Die Bildaufnahme wurde mithilfe eines digitalen Mikroskops durchgeführt. Präparierte Objektträger mit gefärbten Gewebeproben wurden zur Bildaufnahme auf die Mikroskopplattform platziert. Nach dem Start der Mikroskopie-Software wurden die gewünschten Vergrößerungen von 100x, 200x und 300x im Hellfeldmodus ausgewählt. Grob- und Feinjustierungen der Fokussierung wurden vorgenommen, um Ligninfärbungsmuster in den Gewebeschnitten deutlich sichtbar zu machen. Die Bilder wurden aufgenommen und zusammen mit den jeweiligen Probenkennnummern gespeichert. Anschließend erfolgte eine vergleichende Analyse durch Untersuchung der Bilder von resistenten und anfälligen Genotypen, um Unterschiede in der Ligninfärbung zu bewerten. Bilder resistenter und anfälliger Genotypen wurden mittels ImageJ verglichen, um Unterschiede im prozentual gefärbten Bereich anhand einheitlicher Schwellenwerte zu ermitteln. Die Ergebnisse wurden als CSV-Dateien exportiert, nachdem alle drei Wiederholungen ausgewertet worden waren. Anschließend wurden Diagramme erstellt, um resistente und anfällige Genotypen miteinander zu vergleichen.
Ergebnisse
Histochemische Analyse resistenter und anfälliger Baumwoll-Genotypen
Die histochemische Untersuchung von Querschnitten der Wurzel und der Sprossachse im Stadium der echten Blätter zeigte sichtbare Unterschiede zwischen resistenten und anfälligen Genotypen, wie in Abbildung 4, Abbildung 5 und Abbildung S1 (Querschnitte der Sprossachse) dargestellt. Höhere Vergrößerungen (100x–300x) ermöglichten detaillierte Einblicke in diese Unterschiede (Abbildung 4A–C und Abbildung 5A–C für resistente Genotypen sowie Abbildung 4D–F und Abbildung 5D–F für anfällige Genotypen). Die Ligninfärbemuster unterschieden sich je nach Gewebetyp: Resistente Genotypen wiesen in den Sprossachsen geringere oder ähnliche Ligninfärbemuster auf, während anfällige Genotypen visuell eine relativ stärkere Verholzung der Sprossachse zeigten (Abbildung S1A–D).
Quantitative Bildanalyse der Ligninfärbung
Deltapine 16, eine in dieser Studie enthaltene anfällige Kultursorte, wies eine geringere Ligninfärbung auf (Abbildung 6A–C) mit Werten des prozentualen gefärbten Flächenanteils von 12, 17,8 und 16,3 (Abbildung 6D). Der anfällige Genotyp A2-40 wies prozentuale Werte des gefärbten Flächenanteils von 25,2, 19,9 und 28,75 auf, während der resistente Genotyp A2-995 Werte von 54,95, 58,71 und 69,85 zeigte (Abbildung 7). A2-20 hingegen wies prozentuale Werte des gefärbten Flächenanteils von 16,6, 21,3 und 20,4 auf, während A2-514 Werte von 49,8, 34,1 und 43,38 zeigte (Abbildung 8). Der Vergleich ergab einen p-Wert von 0,06. Da diese Werte mithilfe unterschiedlicher Schwellenwerte ermittelt wurden, wurde eine Analyse mit einheitlichen Schwellenwerten in ImageJ unter Verwendung identischer Farbton-, Sättigungs- und Helligkeitsschwellen durchgeführt, um die Reproduzierbarkeit zwischen den Wiederholungen sicherzustellen. Der resistente Genotyp (A2-514) zeigte eine relativ stärkere Färbung als der anfällige Genotyp (A2-20). Der prozentuale gefärbte Flächenanteil wurde als Verhältnis von ligninpositiven Pixeln zur Gesamtanzahl der Gewebepixel im Schnitt berechnet. Der quantitative Vergleich mit einheitlichen Schwellenwerten zwischen dem anfälligen Genotyp A2-20 und dem resistenten Genotyp A2-514 ist in Abbildung 9 dargestellt. Insgesamt zeigt die Analyse mit einheitlichen Schwellenwerten, dass genotypspezifische Unterschiede in der Lignifizierung zwischen diesen Genotypen bestehen.
VERFÜGBARKEIT VON DATEN:
Rohdaten werden als Zusatzdatei hinzugefügt.
Abbildung 1: Mikroskopische Ansicht von Rädchenwürmern, die an Baumwollwurzeln saugen. Rädchenwürmer, die an Baumwollwurzeln saugen, sind nach Anfärbung mit roter Lebensmittelfarbe bei 50facher Vergrößerung dargestellt. Bitte klicken Sie hier, um eine vergrößerte Version dieser Abbildung anzusehen.
Abbildung 2: Vorbereitung des Pflanzenmaterials für die histochemische Ligninanalyse. Der Arbeitsablauf umfasst die folgenden Schritte: (1) Baumwollsamen in Wasser einweichen; (2) die Samen auf feuchte Papiertücher in einer beschrifteten sterilen Petrischale platzieren; (3) die Samen zwei Tage keimen lassen und die Keimlinge anschließend in beschriftete Töpfe mit Erde überführen; (4) die Keimlinge bis zum Kotyledonenstadium wachsen lassen; (5) das Pflanzenwachstum bis zum Stadium der echten Blätter fortsetzen und Querschnitte der Stängel und Wurzeln anfertigen; sowie (6) die gesammelten Gewebeschnitte färben und unter dem Mikroskop untersuchen. Klicken Sie bitte hier, um eine vergrößerte Version dieser Abbildung anzusehen.
Abbildung 3: Sammeln und Färben von Baumwollwurzel- und Stängelquerschnitten mit Phloroglucinol-HCl. Der Arbeitsablauf umfasst die folgenden Schritte: (1) drei biologische Wiederholungen bis zum Stadium der echten Blätter heranziehen; (2) die Pflanzen vorsichtig aus dem Boden entfernen, mit Wasser waschen und für die Schnittführung vorbereiten; (3) mit einem sterilen Messer transversale Stängelquerschnitte anfertigen; (4) mit einem sterilen Messer transversale Wurzelquerschnitte anfertigen; (5) die Stängelquerschnitte mit 3 % Phloroglucinol-HCl färben, mit Wasser abspülen und unter dem Mikroskop untersuchen; (6) die Wurzelquerschnitte mit 3 % Phloroglucinol-HCl färben, mit Wasser abspülen und unter dem Mikroskop untersuchen; und (7) die gefärbten Schnitte unter dem Mikroskop untersuchen, um Unterschiede in der Phloroglucinol-Färbung sichtbar zu machen, und Bilder aufnehmen. Bitte klicken Sie hier, um eine vergrößerte Version dieser Abbildung anzusehen.
Abbildung 4: Lignin-Färbung in transversalen Wurzelschnitten der Baumwoll-Genotypen A2-514 und A2-20. Transversale Wurzelschnitte des resistenten Genotyps A2-514 nach Ligninfärbung bei (A) 100x, (B) 200x und (C) 300x Vergrößerung. Transversale Wurzelschnitte des anfälligen Genotyps A2–20 nach Ligninfärbung bei (D) 100x, (E) 200x und (F) 300x Vergrößerung. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.
Abbildung 5: Ligninfärbung in transversalen Wurzelschnitten der Baumwoll-Genotypen A2-995 und A2-40. Transversale Wurzelschnitte des resistenten Genotyps A2-995 mit Ligninfärbung bei (A) 100facher, (B) 200facher und (C) 300facher Vergrößerung. Transversale Wurzelschnitte des anfälligen Genotyps A2-40 mit Ligninfärbung bei (D) 100facher, (E) 200facher und (F) 300facher Vergrößerung. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.
Abbildung 6: Ligninfärbung und quantitative Analyse transversaler Wurzelquerschnitte von Deltapine 16. Mit Lignin gefärbte transversale Wurzelquerschnitte von drei biologischen Wiederholungen der anfälligen Sorte Deltapine 16 bei 100facher Vergrößerung: (A) biologische Wiederholung 1, (B) biologische Wiederholung 2 und (C) biologische Wiederholung 3. (D) Prozentsatz des gefärbten Bereichs für die drei biologischen Wiederholungen, ermittelt durch quantitative ImageJ-Analyse. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.
Abbildung 7: Quantitative Analyse der Ligninfärbung bei den Baumwoll-Genotypen A2-40 und A2-995. Der prozentuale gefärbte Flächenanteil wurde mittels ImageJ-Analyse für drei biologische Wiederholungen des anfälligen Genotyps A2-40 und des resistenten Genotyps A2-995 bestimmt. Bitte klicken Sie hier, um eine vergrößerte Version dieser Abbildung anzusehen.
Abbildung 8: Quantitative Analyse der Ligninfärbung bei den Baumwoll-Genotypen A2-20 und A2-514. Der prozentuale gefärbte Flächenanteil wurde mittels ImageJ-Analyse für drei biologische Replikate des anfälligen Genotyps A2-20 und des resistenten Genotyps A2-514 bestimmt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.
Abbildung 9: Quantifizierung der Lignin-Färbung anhand einheitlicher Schwellenwerte bei den Baumwoll-Genotypen A2-20 und A2-514. Prozentsatz des gefärbten Areals im anfälligen Genotyp A2-20 und im resistenten Genotyp A2-514 nach Bildanalyse mit einheitlichem Schwellenwert. Der statistische Vergleich erfolgte mittels des Welch-t-Tests (t = −1,52, p = 0,267). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.
Abbildung 10: Visualisierung der Ligninfärbung in verschiedenen Wurzelbereichen. Repräsentative Bilder, die die Ligninfärbung in den Wurzelreifungs-, Wurzelstreckungs- und Wurzelspitzenbereichen zeigen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.
Ergänzende Abbildung 1: Ligninfärbung in Querschnittsschnitten des Stammes resistenter und anfälliger Baumwoll-Genotypen. Mit Lignin gefärbte Querschnittsschnitte des Stammes bei 100facher Vergrößerung von (A) anfälliger A2-20, (B) resistenter A2-514, (C) anfälliger A2-40 und (D) resistenter A2-995. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.
Diskussion
Lignin, das mit Pflanzenzellwänden assoziiert ist, wirkt als wichtige physikalische Barriere gegen Schädlinge, einschließlich Nematoden. In der vorliegenden Studie zeigten resistente und anfällige Baumwoll-Genotypen deutliche visuelle Unterschiede bei der Ligninfärbung, die einem Muster folgten, das zuvor bereits bei Fusarium-resistenten und anfälligen Kultivaren beschrieben wurde. Die Färbung ermöglichte eine klare Visualisierung der Ligninverteilung über verschiedene Wurzelbereiche – Reifungszone, Streckungszone und Wurzelspitze – wobei die Ligninkonzentration progressiv von der oberen Wurzel hin zur Spitze anstieg (Abbildung 10). Obwohl diese Muster wertvolle anatomische Erkenntnisse liefern, wurden die Lignindynamik als Reaktion auf Nematodeninfektion in der vorliegenden Studie nicht untersucht und bedürfen zukünftiger Bestätigung. Frühere Untersuchungen deuten darauf hin, dass das Vorhandensein von Pathogenen die Ligninbiosynthese induzieren kann, was die Notwendigkeit unterstreicht, Ligninveränderungen unter Nematodendruck genauer zu untersuchen. Die Einbeziehung biochemischer Analysen zur Ligninmenge und -zusammensetzung würde die Interpretation der beobachteten Färbemuster bei diesen Genotypen weiter stärken. Insgesamt verdeutlichen diese Ergebnisse die Rolle ligninvermittelter struktureller Abwehrmechanismen bei der Resistenz von Baumwolle gegen Rundnematoden und demonstrieren die Nützlichkeit der Phloroglucinolfärbung zur Charakterisierung dieser Merkmale. Eine fortgesetzte Integration anatomischer, biochemischer und molekularer Ansätze wird das Verständnis der Ligninbiosynthese und deren Beitrag zur Entwicklung dauerhafter Resistenz gegen Rundnematoden vertiefen.
Offenlegungen
Die Autoren haben nichts offenzulegen.
HAFTUNGSAUSSCHLUSS
Das USDA ist ein Arbeitgeber und Anbieter, der Chancengleichheit gewährleistet, sowie eine gleichberechtigte Kreditvergabe tätigt. Der Hinweis auf Markennamen oder Handelsprodukte in dieser Veröffentlichung dient ausschließlich der Bereitstellung konkreter Informationen und bedeutet weder eine Empfehlung noch eine Billigung durch das US-Landwirtschaftsministerium (U.S. Department of Agriculture). Die in diesem Artikel dargestellten Ergebnisse und Schlussfolgerungen liegen allein bei dem bzw. den Autoren und dürfen nicht so ausgelegt werden, dass sie eine offizielle Feststellung oder Politik des USDA oder der US-Regierung widerspiegeln.
Danksagungen
Die Autoren danken Dr. Katherine Parys für den Zugang zu den Mikroskopie-Laboreinrichtungen, die in dieser Studie verwendet wurden. Die Autoren danken außerdem Dr. Junping Chen und Dr. Abdulraheem für ihre Vorschläge und Unterstützung bei der Verbesserung des Manuskripts. Diese Forschung wurde durch das USDA-ARS-Projekt 6066-21000-053-00D unterstützt.
Materialien
| Name | Unternehmen | Katalognummer | Kommentare |
|---|---|---|---|
| Blumenerde zur Feuchtigkeitsregulierung | Miracle-Gro | 073561005197 032247557832 | Amazon-Webseite |
| Mikroskop | Keyence VHX | VHX3000 | Jedes vergleichbare Hellfeldmikroskop kann verwendet werden |
| Sterile Rasierklingen | Workpro | W018057 | Amazon-Webseite |
| Schneidebrett | Freshware | 15,75" L x 9,8" B x 0,3" D | Amazon-Webseite |
| Objektträger und Deckgläser | Amscope | BS-50P-100S-22X4 | Jede Marke kann verwendet werden. Dieses Produkt ist bei Amazon erhältlich. |
| Steriles Wasser/destilliertes Wasser/autoklaviertes Wasser | Gibco | 15230147 | Jede Marke/steriles, autoklaviertes Wasser kann verwendet werden |
| Phloroglucinol-Färbung | Fischer Scientific | AC241761000 | Erhältlich bei Fischer Scientific |
| Konzentrierte HCl | Fischer Scientific | CAS: 7647-01-0 | Erhältlich bei Fischer Scientific |
| Absolute Ethanol | Fischer Scientific | 64-17-5 | Erhältlich bei Fischer Scientific |
| Töpfe | BTPLASTIK | B0DSBQMXHN | Jede Art von Kunststofftöpfen kann verwendet werden, erhältlich bei Amazon |
| Petri-Schalen | Kingdder | B0BS95MCGS | Erhältlich bei Amazon und jede andere Marke kann verwendet werden |
| Papiertücher | Tork | MB540A | Erhältlich bei Amazon und jede andere Marke kann verwendet werden |
| Image J | Software | Online verfügbar | Kostenlose Software zur Nutzung verfügbar |
Referenzen
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