Alle Tierversuche wurden gemäß den ARRIVE-Richtlinien durchgeführt. Die Studie wurde von dem Ethikprüfungsausschuss der Sichuan Scientist Biotechnology Co., Ltd. genehmigt (IACUC ISSUE SYST-2024-011). Ein detaillierter experimenteller Zeitplan, der das Studiendesign zusammenfasst, ist in Abbildung 1, Zusatzmaterial enthalten.
Tierpräparation und -behandlung
Die Mäuse wurden mittels Inhalation von 2 % Isofluran tief narkotisiert. Unter tiefer Narkose wurde das Blut durch retroorbitale Enukleation gewonnen. Unmittelbar nach der Blutentnahme erfolgte die Enukleation der Augäpfel zur Gewinnung des retinalen Gewebes. Anschließend wurde unter tiefer Narkose eine zervikale Dislokation durchgeführt, um die Tötung zu gewährleisten. Die Kolongewebeproben wurden daraufhin unverzüglich disseziert. Tiere, bei denen unerwünschte Ereignisse auftraten, wurden unverzüglich aus der Studie ausgeschlossen und erhielten eine angemessene tierärztliche Versorgung.
Randomisierung und Verblindung
Männliche C57BL/6-Mäuse im Alter von 5 Wochen mit einem Gewicht zwischen 20 und 30 Gramm wurden unter streng kontrollierten Bedingungen, einschließlich Temperatur und Luftfeuchtigkeit, untergebracht. Nach einer Akklimatisierungsphase von einer Woche wurden die C57BL/6-Mäuse mittels einer computergenerierten Zufallszahlenfolge zufällig drei Gruppen zugewiesen (Leer-, Modell- und Interventionsgruppen). Die Randomisierungssequenz wurde von einem Untersucher erstellt, der nicht an der Tierbehandlung oder der Ergebnisbewertung beteiligt war.
Um die Verblindung sicherzustellen, wurden die gesamte Tierversorgung, die Medikamentengabe und die Datenerhebung von Untersuchern durchgeführt, die über die Gruppenzuordnung nicht informiert waren. Die codierten Gruppenzuordnungen wurden erst nach Abschluss aller Experimente und statistischen Analysen offengelegt. Die Verblindung betraf: den Techniker, der die orale Gavage durchführte; den Pathologen, der die histologische Untersuchung der Netzhaut vornahm; und den Analytiker, der die Western-Blot-(WB-)Banden quantifizierte.
Berechnung der Stichprobengröße
Die Stichprobengröße wurde basierend auf einem Vorversuch bestimmt, der die Zählung retinaler Ganglienzellen (RGC) unter denselben experimentellen Bedingungen bewertete. Unter der Annahme eines zweiseitigen Signifikanzniveaus (α) von 0,05 und einer statistischen Power (1-β) von 0,80 waren mindestens 5 Mäuse pro Gruppe erforderlich, um einen klinisch relevanten Unterschied in der RGC-Zählung zwischen Modell- und Interventionsgruppen nachweisen zu können. Unter Berücksichtigung einer möglichen Dropoutrate von etwa 20 % wurde die Größe jeder Gruppe auf 6 Mäuse festgelegt.
Herstellung von diabetischen Versuchstieren
Die Kontrollgruppe erhielt eine Standarddiät, während den Interventions- und Modellgruppen vier Wochen lang eine fett- und zuckerreiche Diät (HFHSD) verabreicht wurde. Nach dieser Ernährungsphase erhielten die Interventions- und Modellgruppen eine intraperitoneale Injektion mit einer 1%igen Streptozotocin-(STZ-)Lösung in einer Dosis von 35 mg/kg17,18,19,20. Nach Ablauf von dreiundzwanzig Stunden wurden Mäuse mit einem nüchternen Blutzuckerspiegel über 16,7 mmol/L als erfolgreich induziertes DM-Modell betrachtet und für weitere Experimente ausgewählt. Die DM-Tiere setzten die fett- und zuckerreiche Diät weitere vier Monate fort, während die Kontrollgruppe bei der Standarddiät blieb.
Systematische Validierung und Qualitätsbewertung
Die acht Inhaltsstoffe in QMG wurden taxonomisch anhand der Modernized Plant Names Search (MPNS, http://mpns.kew.org/mpns-portal/) validiert. Die Qualität der Zusammensetzungsangaben für QMG wurde mit dem ConPhYMP-Tool bewertet.
Verabreichungsmethoden
In der Interventionsgruppe erhielten die Tiere QMG oral verabreicht. QMG wurde von der Zhejiang Sansheng Mandi Pharmaceutical Co., Ltd. bezogen (Chinesische nationale Zulassungsnummer für Arzneimittel Z20090036). Die QMG-Suspension wurde hergestellt, indem QMG gleichmäßig mit destilliertem Wasser vermischt wurde. Den Mäusen der Interventionsgruppe wurde die Suspension mittels Magensonde in einem Volumen verabreicht, das dem der Modell- und der Kontrollgruppe entsprach. Die Dosis wurde basierend auf der klinischen Einzeltherapiedosis von 4,5 g pro 60 kg Körpergewicht bei Erwachsenen (der Standardeinzeldosis der zugelassenen Formulierung) unter Verwendung der von der FDA und Reagan-Shaw empfohlenen Methode der Normalisierung nach Körperoberfläche (BSA) berechnet21. Der Umrechnungsfaktor zwischen erwachsenen Menschen (Km = 37) und Mäusen (Km = 3) beträgt 12,33, was einer Mausdosis von 0,9 g/kg Körpergewicht entspricht. Die Modellgruppe und die Kontrollgruppe erhielten mittels Magensonde ein äquivalentes Volumen an physiologischer Kochsalzlösung. Die Verabreichung erfolgte täglich zwischen 9:00 und 11:00 Uhr über einen Zeitraum von 3 Monaten hinweg.
Beobachtungs- und Testindikatoren
Allgemeine Überwachung der Vitalzeichen
Die allgemeinen Vitalzeichen und physiologischen Indikatoren, einschließlich Körpergewicht, Blutglukosespiegel, Wasseraufnahme und Nahrungsaufnahme, Urinausscheidung, Aktivitätsniveau und Verhalten, Körpertemperatur sowie Fell- und Hautzustand, wurden systematisch beobachtet und dokumentiert, um therapeutische Maßnahmen umfassend zu bewerten und mögliche Komplikationen zu erkennen.
Beobachtung morphologischer Veränderungen in der Retina mittels HE-Färbungsanalyse
Alle Proben wurden nach der Fixierung über eine automatische Dehydrierung mittels einer Reihe von Ethanol- und Xylollösungen verarbeitet und anschließend in Paraffin eingebettet. Danach wurden 4 µm dicke Paraffinschnitte angefertigt, mit HE gefärbt und mit neutraler Klebemasse überdeckt. Retinabilder wurden mit einem 3DHISTECH Pannoramic SCAN Scanner digitalisiert. Die Bildanalyse und Datenauswertung erfolgten mit Image-Pro Plus.
Nachweis von Serum-IL-6, TNF-α und IL-1β mittels ELISA-Analyse
Blutproben wurden mittels retrobulbärer Enukleation gewonnen. Das Serum wurde durch Zentrifugation bei 1.000 × g für 15 min bei 4 °C abgetrennt und bis zur Analyse bei -80 °C gelagert. Die Konzentrationen von IL‑1β, IL‑6 und TNF‑α im Serum wurden gemäß Standardverfahren bestimmt, einschließlich der Reagenziengleichgewichtsstellung, Probenzugabe, Inkubation, Waschschritte, Zugabe von Konjugat und Substrat, Reaktionsbeendigung, Messung der optischen Dichte und Berechnung der Konzentration anhand einer Standardkurve. Die optische Dichte wurde bei 450 nm mit einem Mikroplatten-Reader gemessen, und die Zytokinkonzentrationen wurden anhand der Standardkurven berechnet.
Nachweis der wichtigsten regulatorischen Proteine in Retina und Colon mittels WB-Analyse
Drei unabhängige biologische Replikate wurden auf einer einzigen Membran durchgeführt und nacheinander auf Zielproteine untersucht. Alle Replikate stammten aus einer einzigen Kohorte von gleichzeitig getöteten Tieren. Wenn das Molekulargewicht eines Zielproteins zu nahe an dem von GAPDH lag (Unterschied <5 kDa), wurden diese auf separaten Membranen analysiert, um Signalüberlappungen zu vermeiden. Jede Membran wurde ausschließlich entweder für das Zielprotein oder für GAPDH verwendet, um eine genaue Quantifizierung sicherzustellen. Folgende primäre Antikörper wurden eingesetzt: GAPDH polyklonaler Antikörper (1:5000), CMKLR1-polyklonaler Antikörper (1:1000), Wnt5a-polyklonaler Antikörper (1:1000), TP53-polyklonaler Antikörper (1:1000), AP-1-monoklonaler Antikörper (1:5000) und PPAR-Gamma-(PPAR-γ)-polyklonaler Antikörper (1:1000). Gesamtproteine wurden durch Zelllyse gefolgt von Zentrifugation gewonnen. Die Protein-Konzentrationen wurden mittels BCA-Assay bestimmt. Die extrahierten Proteine wurden mittels SDS-PAGE unter Verwendung eines 12%igen Trenngels aufgetrennt und anschließend auf Membranen übertragen. Die Membranen wurden in TBST mit 5% fettfreier Milch blockiert und über Nacht bei 4 °C mit den entsprechenden primären Antikörpern inkubiert. Nach dem Waschen wurden die Membranen mit HRP-konjugierten sekundären Antikörpern gegen Kaninchen oder Maus in einer Verdünnung von 1:10.000 inkubiert. Schließlich wurden die Proteinbanden mittels Chemilumineszenz-Bildgebung sichtbar gemacht und analysiert. Während der Visualisierung und Datenauswertung wurden die Blots horizontal beschnitten, um irrelevante Molekulargewichtsbereiche zu entfernen, wobei alle Proben-Gleise vollständig erhalten blieben, ohne Entfernung der Bereiche zwischen den Gleisen. Geringfügige Randverzerrungen können beim Beschneiden auftreten, um irrelevante Gelebereiche zu entfernen.
Nachweis der Darmmikrobiota mittels 16S-rDNA-Sequenzierungsanalyse
Frische Kotproben wurden vor den letalen Eingriffen von jeder Maus gesammelt. Die Mäuse wurden einzeln für 10–15 Minuten in sterile Käfige platziert, um eine spontane Defäkation zu ermöglichen. Kotpellets wurden unverzüglich mit sterilen Pinzetten aufgenommen, in sterile 1,5-mL-Röhrchen überführt, in flüssigem Stickstoff schockgefroren und bis zur DNA-Extraktion bei -80 °C gelagert. Alle Verfahren wurden unter sterilen Bedingungen durchgeführt, um Kreuzkontaminationen zu minimieren. Der Zeitraum zwischen Defäkation und Einfrieren wurde innerhalb von 10 Minuten gehalten, um die mikrobielle Integrität sicherzustellen. Die genomspezifische DNA (gDNA) aus den Kotproben wurde mittels eines Fecal-gDNA-Extraktionskits gereinigt, gefolgt von der Amplifikation des vollständigen 16S-rDNA-Genabschnitts mittels Polymerase-Kettenreaktion (PCR) mit den universellen Primern 8F (5’-AGAGTTTGATCATGGCTCAG-3’) und 1492R (5’-CGGTTACCTTGTTACGACTT-3’). Die PCR-Produkte wurden anschließend mittels Agarose-Gelelektrophorese analysiert, gereinigt und für nachfolgende Anwendungen quantifiziert. Die Hochdurchsatzsequenzierung erfolgte am Nanopore-GridION-Sequenzierer. Der Datenanalyseprozess umfasste Basecalling, Qualitätskontrolle der Daten, Artenannotation, phylogenetische Baumkonstruktion, Gemeinschaftsanalyse, Alpha- und Beta-Diversitätsanalyse sowie die Analyse differenziell angereicherter Arten und die Vorhersage der Gemeinschaftsfunktion. Verschiedene Werkzeuge und Datenbanken wie NanoFilt, Usearch, die Programmiersprache R, Python und die SILVA-Datenbank wurden während der Analyse verwendet.
Korrelationsanalyse der Darm-Haut-Netzwerks mit systemischer Entzündung und mehrstufiger Darm-Mikrobiota
Um mögliche Zusammenhänge zwischen mehrstufigen Darmmikrobiota und serumgebundenen entzündlichen Zytokinen sowie wichtigen regulatorischen Proteinen zu untersuchen, wurde eine Korrelationsanalyse mit der Luoning Bio-Cloud-Plattform durchgeführt. Zunächst wurden die Daten zur Artenhäufigkeit auf den Ebenen Reich, Stamm, Klasse, Ordnung, Familie, Gattung und Art aus den Sequenzierergebnissen extrahiert. Physikochemische Faktoren, einschließlich der Konzentrationen serumgebundener entzündlicher Zytokine und der Proteinausprägung, wurden in einer Umweltfaktor-Datei zusammengefasst. Um die Zuverlässigkeit und Visualisierbarkeit der Korrelationen sicherzustellen, wurden die Daten normalisiert, um Skalenunterschiede zwischen mikrobieller Häufigkeit und klinischen Messgrößen auszugleichen. Die Korrelationskoeffizienten (R-Werte) und die entsprechenden Signifikanzniveaus (P-Werte) wurden berechnet. Die Ergebnisse wurden mittels einer Korrelations-Heatmap dargestellt, bei der Farbverläufe die Stärke und Richtung der Korrelation anzeigen (rot steht für positive, blau für negative Korrelation), und Sternchen (**) die statistische Signifikanz kennzeichnen (P < 0,01).
Statistische Methoden
Alle statistischen Analysen und Visualisierungen wurden mit GraphPad Prism durchgeführt. Zum Vergleich der Mittelwerte wurde der t-Test für Daten verwendet, die einer Normalverteilung folgten. In Fällen, in denen die Daten von der Normalverteilung abwichen, kam der Kruskal-Wallis-Test zum Einsatz. Für die Untersuchung von Variablenzusammenhängen wurden die Korrelation nach Spearman oder Pearson berechnet. Alle statistischen Tests wurden zweiseitig durchgeführt, wobei die statistische Signifikanz bei 0,05 festgelegt wurde.