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Methodenartikel

Modifizierte QuEChERS-Methode zur Analyse von Organophosphor-Pestiziden in landwirtschaftlichen Böden mittels Gaschromatographie-Tandem-Massenspektrometrie

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DOI:

10.3791/72745

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18. September 2026

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1Departamento de Ciencias Básicas, Facultad de Ingeniería, Universidad EAN

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Dieses Protokoll beschreibt eine modifizierte Quick-Easy-Cheap-Effective-Rugged-Safe (QuEChERS)-Methode mit einer an Magnesiumsilikatadsorbens basierenden dispergierenden Festphasen-Extraktionsreinigung zur multiresiduellen Bestimmung von organophosphorhaltigen Pestiziden in landwirtschaftlichen Böden mittels Gaschromatographie-Tandem-Massenspektrometrie, wodurch die Entfernung von Mitextrakten verbessert, matrixbedingte analytische Störungen minimiert und eine zuverlässige Quantifizierung im Spurenbereich ermöglicht wird.

Zusammenfassung

Die genaue Bestimmung von Rückständen organophosphorhaltiger Pestizide (OPP) in landwirtschaftlichen Böden mittels Gaschromatographie-Tandem-Massenspektrometrie (GC-MS/MS) wird häufig durch matrixinduzierte Signaleffekte erschwert, die durch mitextrahierte organische Substanzen, Huminstoffe und mineralassoziierte interferierende Bestandteile verursacht werden. Konventionelle Quick-Easy-Cheap-Effective-Rugged-Safe (QuEChERS)-Reinigungsstrategien entfernen möglicherweise nicht ausreichend Matrixkomponenten aus komplexen Bodenextrakten, was die analytische Leistung beeinträchtigt. Diese Studie stellt ein modifiziertes QuEChERS-Verfahren vor, das den Einsatz eines Adsorbens in der gemischten Sorbentien enthaltenden dispergierenden Festphasenextraktion (dSPE) zur simultanen Bestimmung von 12 OPPs in landwirtschaftlichen Böden mittels GC-MS/MS umfasst. Sieben verschiedene Kombinationen von dSPE-Sorbentien wurden in sechs landwirtschaftlichen Böden mit unterschiedlichen Bodeneigenschaften untersucht. Die Entfernung mitextrahierter Stoffe wurde gravimetrisch quantifiziert, wobei die Kombination aus primärer und sekundärer Amingruppe, Octadecylsilan und einem Magnesiumsilikat-Adsorbens (jeweils 50 mg, zusammen mit 150 mg wasserfreiem Magnesiumsulfat) die höchste durchschnittliche Entfernung mitextrahierter Bestandteile (88 %) erzielte. Analytschutzmittel, bestehend aus Ethylglycerin, L-Gulonsäure-γ-lacton, D-Sorbit und Shikimisäure, wurden den Endextrakten zugesetzt, um Matrixeffekte zu minimieren, während eine matrixangepasste Kalibrierung für bodenspezifische Signalvariationen kompensierte. Chlorpyrifos-methyl-d10 und Trisphenylphosphat wurden als interne Standards für das Verfahren bzw. die Injektion verwendet. Die matrixangepassten Kalibrierkurven (5–600 µg/kg) zeigten eine hervorragende Linearität mit Bestimmtheitskoeffizienten ≥0,9933 für die meisten Analyt-Boden-Kombinationen. Zur Beurteilung der Linearität wurde die Nachweisgrenze (5 µg/kg) herangezogen, während die quantifizierbare Nachweisgrenze des Verfahrens bei 50 µg/kg als niedrigster validierter Gehalt festgelegt wurde. Genauigkeit und Präzision, ermittelt auf drei Wiederfindungsniveaus (50, 200 und 400 µg/kg, n = 5 pro Niveau), zeigten Wiederfindungsraten zwischen 70 % und 120 % mit relativen Standardabweichungen ≤20 % für die meisten Analyt-Boden-Kombinationen, was den Leistungskriterien nach SANTE/2020/12830 (Rev.2) entspricht. Geringere Wiederfindungsraten wurden nur für Fenamiphos, Pirimiphos-ethyl und Ethion in ausgewählten Bodenmatrices beobachtet. Die Ergebnisse zeigen, dass das Magnesiumsilikat-Adsorbens die dSPE-Reinigung verbessert, indem es mitextrahierte Bestandteile reduziert, und dass die Kombination mit Analytschutzmitteln und matrixangepasster Kalibrierung eine zuverlässige multiresidue Bestimmung von OPPs in komplexen Bodenmatrices mittels GC-MS/MS ermöglicht.

Einleitung

Organophosphor-Pestizide (OPP) gehören weltweit weiterhin zu den am häufigsten verwendeten Agrochemikalien aufgrund ihrer breiten Wirksamkeit und Vielseitigkeit beim Pflanzenschutz1. Obwohl viele OPP im Vergleich zu organochlorierten Pestiziden schneller in der Umwelt abgebaut werden, führt ihr weitverbreiteter und wiederholter Einsatz dazu, dass sie weiterhin in landwirtschaftlichen Böden nachweisbar sind2. Der Boden fungiert als primärer Umweltkompartiment, der Pestizide aufnimmt, und kann als vorübergehender Speicher dienen, aus dem sich Rückstände auf Kulturen, Oberflächengewässer, Grundwasser und umliegende Ökosysteme übertragen lassen3. Das Vorkommen von OPP-Rückständen ist besorgniserregend, da diese Verbindungen mit neurotoxischen Wirkungen beim Menschen in Verbindung gebracht werden, die durch Hemmung der Aktivität der Acetylcholinesterase verursacht werden, sowie mit negativen Auswirkungen auf Nicht-Zielorganismen, bodenmikrobielle Gemeinschaften und die Ökosystemfunktion2. Das Vorkommen von OPP-Rückständen in landwirtschaftlichen Böden kann daher zum Artenverlust, ökologischen Ungleichgewichten und einer Umweltexposition über Nahrungs- und Wasserwege beitragen3. Eine verlässliche Bestimmung von OPP-Rückständen ist deshalb unerlässlich, um hochwertige Daten über ihr Vorkommen zu gewinnen, Umweltexpositionsbeurteilungen zu unterstützen und das Verständnis über das Umweltverhalten von OPP unter verschiedenen landwirtschaftlichen Bedingungen zu verbessern. Zudem ist es möglich, dass analytische Methoden, die an einem einzigen Bodentyp entwickelt und optimiert wurden, nicht zwangsläufig eine vergleichbare Leistung bei Böden mit unterschiedlichen physikochemischen Eigenschaften erbringen4,5, was die Bedeutung der Bewertung der Methodenanwendbarkeit in unterschiedlichen landwirtschaftlichen Umgebungen unterstreicht. Die quantifizierende Bestimmung von Spurenkonzentrationen bleibt jedoch herausfordernd, da landwirtschaftliche Böden eine erhebliche physikochemische Variabilität aufweisen, die die Extraktionsausbeute, Matrixeffekte (MEs) und die gesamte analytische Leistung beeinflusst6.

Die Gaschromatographie-Tandem-Massenspektrometrie (GC-MS/MS) gilt weithin als Referenzanalyseverfahren zur multirückstandsanalytischen Bestimmung von OPPs auf Spurenniveau in komplexen Matrizes7,8. Dennoch hängt eine genaue Quantifizierung nicht nur von der Leistungsfähigkeit des Instruments ab, sondern auch von der Effektivität der Probenvorbereitung. Bodenextrakte enthalten häufig mitextrahierte Matrixbestandteile, die gemeinsam mit den Zielanalyten das chromatographische System erreichen und die Analytenantwort durch Signalunterdrückung oder -verstärkung beeinflussen können4,5,6. Das Ausmaß dieser Effekte variiert erheblich zwischen verschiedenen Böden und wird von Faktoren wie Gehalt an organischer Substanz, Tonanteil, mineralischer Zusammensetzung und pH-Wert beeinflusst. Folglich bleiben Matrixeffekte (MEs) eine der Hauptquellen analytischer Unsicherheit bei der GC-MS/MS-basierten Pestizidbestimmung und verdeutlichen die Notwendigkeit von Reinigungsstrategien, die in der Lage sind, die Menge an Mitextrakten zu verringern, ohne die Analytenausbeute zu beeinträchtigen5,9,10. Darüber hinaus erfordert die Erzeugung zuverlässiger Rückstanddaten die Einhaltung international anerkannter analytischer Leistungskriterien, um die Genauigkeit der Methode, den Vergleich zwischen Studien sowie die Eignung für Anwendungen im Umweltmonitoring sicherzustellen11.

Die Quick-Easy-Cheap-Effective-Rugged-Safe (QuEChERS)-Methode hat sich aufgrund ihrer Einfachheit, ihres geringen Lösungsmittelverbrauchs und ihrer breiten Anwendbarkeit über verschiedene landwirtschaftliche Matrices hinweg zur am weitesten verbreiteten Probenvorbereitungsmethode für die Multirückstandsanalyse von Pestiziden entwickelt4,12,13. Durch ihr modulares und flexibles Design konnte die Methode umfassend an unterschiedliche Probentypen und analytische Anwendungen angepasst werden, was zu ihrer weiten Verbreitung in der heutigen Multirückstandsanalyse beigetragen hat und sie häufig mit nachhaltiger analytischer Chemie in Verbindung bringt, da sie weniger Lösungsmittel verbraucht und die Probenvorbereitung vereinfacht. Diese Anpassungsfähigkeit ermöglicht es zudem, die Methode durch Auswahl geeigneter Extraktions- und Reinigungsbedingungen an spezifische Matrixeigenschaften anzupassen. Bei der Bodenanalyse ist die Wirksamkeit des Reinigungsschritts mittels dispersiver Festphasenextraktion (dSPE) von entscheidender Bedeutung, da eine unzureichende Entfernung co-extrahierter Matrixbestandteile die analytische Leistung der nachfolgenden GC-MS/MS-Bestimmung negativ beeinflussen kann4,14. Herkömmliche Sorbentenkombinationen, die auf primärer sekundärer Amin (PSA) und Octadecylsilan (C18) basieren, führen oft nur zu einer begrenzten Entfernung polarer humischer Bestandteile, die zu den Hauptursachen für matrixbedingte Signaleffekte in landwirtschaftlichen Bodenextrakten gehören14. Florisil, ein Magnesiumsilikat-Sorbens mit Affinität zu Verbindungen über ein breites Polaritätsspektrum, hat bereits vielversprechende Reinigungsleistungen in Lebensmittel- und Pflanzenmatrices gezeigt15,16. Sein Beitrag zu gemischten Sorbenten-dSPE-Reinigungsstrategien für landwirtschaftliche Böden ist jedoch noch unzureichend charakterisiert, insbesondere bei Böden mit unterschiedlichen physikochemischen Eigenschaften17,18,19,20,21.

Diese Studie stellt ein modifiziertes QuEChERS-Verfahren vor, bei dem sieben Kombinationen von dSPE-Sorbentien in sechs landwirtschaftlichen Böden mit unterschiedlichem pH-Wert, Gehalt an organischer Substanz und Textur evaluiert wurden. Die Studie basierte auf der Hypothese, dass die Zugabe von Magnesiumsilikat als Adsorbens zu gemischten Sorbentien in der dSPE-Reinigung die Entfernung co-extrahierter Matrixbestandteile aus Bodenextrakten verbessern würde. Die Auswahl der Sorbentien erfolgte anhand einer gravimetrischen Bewertung der Entfernung der Co-Extrakte, und die Kombination mit der höchsten durchschnittlichen Reinigungsleistung wurde anschließend einer vollständigen analytischen Validierung unterzogen. Das optimierte Verfahren wurde zur simultanen Bestimmung von 12 OPPs unter Verwendung von Interner Standardisierung, Matrix-angepasster Kalibrierung und GC-MS/MS validiert. Zusätzlich wurden Analytenschutzmittel (Ethylglycerol, L-Gulonsäure-γ-lacton, D-Sorbitol und Shikiminsäure) in das endgültige Protokoll als ergänzende Strategie zur Minimierung restlicher, matrixbedingter Signaleffekte integriert. Durch die Kombination systematischer Reinigungsoptimierung mit umfassender analytischer Validierung über Böden mit kontrastierenden physikochemischen Eigenschaften bietet dieses Protokoll einen robusten und reproduzierbaren Arbeitsablauf, der die Bestimmung von Pestizidrückständen in heterogenen landwirtschaftlichen Böden erleichtern könnte.

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Protokoll

Die den experimentellen Optimierungen des dSPE-Reinigungsschritts, dem Datensatz der Matrixeffekte und der physikochemischen Charakterisierung der sechs landwirtschaftlichen Böden zugrundeliegenden Rohdaten wurden in Zenodo hinterlegt und sind öffentlich verfügbar unter DOI: 10.5281/zenodo.21644870. Die Einzelheiten zu den verwendeten Reagenzien und Geräten sind in der Tabelle der Materialien aufgeführt.

1. Bodenprobennahme und -aufbereitung

HINWEIS: Zum Schutz der persönlichen Sicherheit wird empfohlen, während des gesamten Protokolls einen Laborkittel, Schutzbrille und Nitrilhandschuhe zu tragen.

  1. Sammeln Sie an jedem ausgewählten landwirtschaftlichen Standort eine Gesamtprobe einer gemischten Bodenprobe aus der oberen Schicht (0–10 cm), indem Sie 8 einzelne Teilproben kombinieren, die gesammelt wurden über ein systematisches Stichprobendesign mit quadratischem Raster22.
    HINWEIS: Das quadratische 8-Punkt-Raster entspricht den Empfehlungen der Umweltschutzbehörde von New South Wales (NSW EPA) für Standorte mit einer Fläche von etwa 1000 m2 (0,1 ha)22.
  2. Kombinieren und gründlich mischen Sie diese Teilproben im Feld, um pro Standort eine einzelne repräsentative Gesamtprobe (≥500 g) zu erhalten, die als homogenisierte Matrixgrundlage zur Bewertung der Methodenleistung dient.
    HINWEIS: Die zusammengesetzte Probenahme wird hier ausschließlich zur Standardisierung von Matrixhintergrundeffekten für die Methodenoptimierung und -validierung verwendet. Im Rahmen regulatorischer Vorgaben für die Bewertung unbekannter oder real kontaminierter Flächen ist die zusammengesetzte Probenahme aufgrund des Risikos einer chemischen Verdünnung durch die NSW EPA streng eingeschränkt.22Für die tatsächliche Standortcharakterisierung oder die Detektion von Hotspots müssen Proben von den Gitterpunkten getrennt gehalten und einzeln analysiert werden, um falsch-negative Ergebnisse zu vermeiden und Daten zur räumlichen Varianz zu erhalten.
  3. Transportieren Sie Bodenproben in luftdichten braunen Glasgefäßen unter Dunkelbedingungen ins Labor.
    HINWEIS: Zur Minimierung von Adsorptionsverlusten hydrophober oder halbflüchtiger OPPs an Plastikoberflächen sowie zur Verringerung des Risikos einer Kontaminantenfreisetzung oder von Wechselwirkungen zwischen Polymer und Analyt werden Glasbehälter gegenüber Polyethylenbeuteln bevorzugt. Dunkle Lagerbedingungen minimieren die photolytische Zersetzung lichtempfindlicher Verbindungen während des Transports.
  4. Lufttrocknen Sie die Proben bei Raumtemperatur und im Dunkeln, bis ein konstantes Gewicht erreicht ist.
    HINWEIS: Die Lufttrocknung wird angewendet, um den Wassergehalt des Bodens zu standardisieren und sicherzustellen, dass die Ergebnisse auf der Basis der Trockenmasse berichtet werden, wodurch die Vergleichbarkeit zwischen Proben mit unterschiedlichem natürlichen Wassergehalt verbessert wird. Eine erzwungene Trocknung im Ofen wird vermieden, um potenzielle Verluste thermisch labiler oder semi-flüchtiger OPPs sowie Veränderungen in der Struktur der organischen Bodensubstanz und deren Sorptionseigenschaften zu verhindern.
  5. Manuell zerkleinern Sie Bodenaggregate und sieben Sie sie durch ein 2-mm-Edelstahlsieb. Lagern Sie homogenisierte Böden in luftdichten braunen Glasbehältern unter Dunkelheit und gekühlten Bedingungen bei 4 °C bis zur Extraktion
    HINWEIS: Die physikochemischen Eigenschaften der sechs in dieser Studie verwendeten Böden waren aus früheren routinemäßigen Bodenanalysen verfügbar. Diese Daten wurden ausschließlich zur Auswahl landwirtschaftlicher Böden mit einem breiten pH-Bereich (Boden:Wasser) verwendet.2O, 1:223, Gehalt an organischer Substanz (Walkey-Black-Methode)24und Textur (Bouyoucos-Methode)25 zur Methodenbewertung

2. Herstellung der Reagenzien, Standards und Lösungen des internen Standards

HINWEIS: Sofern nicht anders angegeben, werden individuelle Pestizid-Stammlösungen, gemischte Arbeitsstandards, Lösungen für prozedurale interne Standards (P-IS) und Injektionsinterne Standards (I-IS), Reklamationslösungen sowie Kalibrierstandards in 10-mL-Messkolben hergestellt, in braune Glasfläschchen überführt und bis zur Verwendung bei −20 °C gelagert. Matrixangepasste Kalibrierung, Analytschutzmittel, der P-IS und der I-IS wurden verwendet, da jedes dieser Elemente eine unterschiedliche Quelle analytischer Variabilität berücksichtigt und somit die Robustheit der quantitativen Analyse in komplexen Bodenmatrizes verbessert.

  1. Stellen Sie Einzelstandards von jeweils 12 kommerziellen OPP-Standardsubstanzen (siehe Tabelle der Materialien) in Toluol bei 1000 mg/L her.
  2. Mischen Sie geeignete Volumina der Einzelstandards, um eine gemischte Arbeitsstandarlösung in Acetonitril (ACN) mit 400 mg/L herzustellen.
    HINWEIS: Diese gemischte Arbeitsstandarlösung wird anschließend zur Herstellung von Reaktionsausbeute- und Kalibrierlösungen verwendet.
  3. Stellen Sie Chlorpyrifos-methyl-d10 als P-IS in ACN mit 750 mg/L her. Geben Sie es während der Extraktion (Schritt 3.2) hinzu, um prozedurale Variabilität zu überwachen und zu korrigieren.
    HINWEIS: Chlorpyrifos-methyl-d10 wurde als P-IS gewählt, da es als isotopenmarkiertes OPP ein physikochemisches Verhalten aufweist, das dem der Zielanalyten ähnelt, gleichzeitig aber mittels MS/MS leicht unterscheidbar bleibt.
  4. Stellen Sie Triphenylphosphat als I-IS in ACN mit 1050 mg/L her. Geben Sie es unmittelbar vor der instrumentellen Analyse (Schritt 4.2.4) hinzu, um Injektionsvariabilität zu korrigieren.
  5. Stellen Sie Wiederfindungslösungen in mit 0,05 % (V/V) Ameisensäure angesäuertem ACN her, um Endkonzentrationen im Bodenäquivalent von 50 µg/kg, 200 µg/kg und 400 µg/kg für die OPPs zu erreichen, wenn 300 µL zu 5 g Schwarzem Boden vor der Extraktion gegeben werden. Bereiten Sie eine separate P-IS-Lösung vor, die einem Probenäquivalent von 200 µg/kg entspricht.
    HINWEIS: Die Ansäuerung mit Ameisensäure verbessert die Stabilität der OPPs während der Lagerung.
  6. Stellen Sie Kalibrierlösungen her, die die 12 OPPs und Chlorpyrifos-methyl-d10 in mit 0,05 % (V/V) Ameisensäure versetztem ACN enthalten, entsprechend Endkonzentrationen im Bodenäquivalent von 5, 10, 25, 75, 200, 400 und 600 µg/kg für die Analyten und 200 µg/kg für das P-IS.
    HINWEIS: Diese Lösungen werden anschließend zur Erstellung matrixangepasster Kalibrierkurven für jede Bodenmatrix verwendet, die mittels linearer Regression ohne Gewichtung angepasst wurden. Die Bestimmungsgrenze (LOD) und die Quantifizierungsgrenze (LOQ) wurden gemäß dem Leitfaden SANTE/2020/12830 (Rev.2) definiert. Die LOD galt als niedrigste Kalibrierstufe in der Matrix, während die LOQ der niedrigsten validierten Konzentrationsstufe entsprach, bei der akzeptable Wiederfindung und Präzision nachgewiesen wurden.
  7. Stellen Sie eine Analytenschutzmittel-Mischung aus Ethylglycerol (100 g/L), L-Gulonsäure-γ-lacton (10 g/L), D-Sorbit (10 g/L) und Shikimisäure (5 g/L) in ACN:Wasser (1:1, V/V), angesäuert mit 0,1 % Ameisensäure, her. Lagern Sie bei −20 °C. Geben Sie unmittelbar vor der instrumentellen Analyse (Schritt 4.2.4) hinzu, um Matrixeffekte (ME) zu reduzieren.

3. QuEChERS-Extraktion

  1. Wiegen Sie 5,00 g ± 0,01 g luftgetrockneter und gesiebter Erde in ein 50-mL-Polypropylen-Zentrifugenröhrchen.
  2. Fügen Sie für Wiederfindungsversuche die P-IS-Lösung (hergestellt in Schritt 2.3) und die entsprechende Wiederfindungslösung (hergestellt in Schritt 2.5) hinzu, um Endkonzentrationen von 200 µg/kg für Chlorpyrifos-methyl-d10 und 50, 200 oder 400 µg/kg für die Ziel-OPP (n = 5 pro Wiederfindungsstufe für jeden Boden) zu erhalten.
    HINWEIS: Bei Wiederfindungsversuchen werden sowohl die P-IS- als auch die Pestizid-Wiederfindungslösung vor der Extraktion gemäß Schritt 3.2 hinzugefügt. Für die Routineanalyse von Bodenproben wird nur das P-IS vor der Extraktion zugegeben, um prozedurale Variabilität während der Probenvorbereitung und Analyse auszugleichen. Zur Herstellung matrixangepasster Kalibrierextrakte werden weder P-IS noch Pestizidstandards während der Extraktion zugegeben; stattdessen werden Blindbodenextrakte hergestellt, und Kalibrierstandards, die sowohl Analyten als auch P-IS enthalten (hergestellt in Schritt 2.6), werden nach der Reinigung hinzugefügt (siehe Schritt 4.2.4).
  3. Vortexen Sie 30 s und lassen Sie die angereicherten Proben 10 min bei Raumtemperatur equilibrieren.
    HINWEIS: Die Equilibrierungsphase fördert die Wechselwirkung zwischen den angereicherten Analyten und der Bodenmatrix vor der Extraktion und verbessert so die Repräsentativität der Wiederfindungsversuche.
  4. Geben Sie 10 mL deionisiertes Wasser hinzu und schütteln Sie manuell 30 s, um eine vollständige Benetzung der Bodenmatrix sicherzustellen.
    HINWEIS: Die Rehydratation verbessert die Desorption der Analyten aus den Bodenpartikeln und erleichtert eine effiziente Phasenverteilung während der Extraktion.
  5. Fügen Sie 10 mL ACN mit 1 % (V/V) Essigsäure hinzu. Verschließen Sie das Röhrchen unmittelbar und schütteln Sie es kräftig 2 min lang.
  6. Geben Sie 6,0 g wasserfreies Magnesiumsulfat (MgSO4) und 1,5 g Natriumacetat hinzu und schütteln Sie das Röhrchen unmittelbar kräftig 1 min lang.
    HINWEIS: Eine schnelle Durchmischung unmittelbar nach dem Hinzufügen der Salze ist entscheidend, um eine effiziente Phasenverteilung sicherzustellen und die Bildung von Salzaggregaten zu verhindern.
  7. Zentrifugieren Sie 5 min bei 1800 × g.
  8. Überführen Sie die obere ACN-Phase in ein sauberes Röhrchen zur anschließenden dSPE-Reinigung.

4. Dispersive Fest-Phasen-Extraktions-Reinigung

HINWEIS: Dieser Abschnitt umfasst zwei Ansätze. Zunächst wurden sieben dSPE-Sorbentkombinationen bewertet, um die Reinigungszusammensetzung zu identifizieren, die die höchste durchschnittliche Entfernung von Co-Extrakten über sechs landwirtschaftliche Böden hinweg ermöglicht. Anschließend wurde die ausgewählte Sorbentkombination als optimiertes Reinigungsverfahren für die Methodenvalidierung gemäß dem Leitfaden des Generaldirektorats Gesundheit und Lebensmittelsicherheit der Europäischen Kommission (DG SANTE) SANTE/2020/12830 (Rev.2)11 angewandt.

  1. Optimierung der dSPE-Sorbentkombinationen
    ​HINWEIS: Als Optimierungskriterium wurde die gravimetrische Co-Extraktiv-Entfernung gewählt, da sie ein analytunabhängiges Maß für die Reinigungseffizienz darstellt. Die untersuchten Sorbentmengen entsprechen den herkömmlichen Anteilen, die in QuEChERS-basierten dSPE-Verfahren weit verbreitet sind, wodurch die Übernahme des vorgeschlagenen Protokolls in routinemäßige analytische Laboratorien erleichtert wird.
    1. Bereiten Sie 2-mL-Mikrozentrifugenröhrchen mit folgenden Sorbentkombinationen vor: (i) 150 mg wasserfreies MgSO4 + 50 mg PSA; (ii) 150 mg wasserfreies MgSO4 + 50 mg C18; (iii) 150 mg wasserfreies MgSO4 + 50 mg Magnesiumsilikat-Adsorbens; (iv) 150 mg wasserfreies MgSO4 + 50 mg PSA + 50 mg C18; (v) 150 mg wasserfreies MgSO4 + 50 mg PSA + 50 mg Magnesiumsilikat-Adsorbens; (vi) 150 mg wasserfreies MgSO4 + 50 mg C18 + 50 mg Magnesiumsilikat-Adsorbens; (vii) 150 mg wasserfreies MgSO4 + 50 mg PSA + 50 mg C18 + 50 mg Magnesiumsilikat-Adsorbens.
    2. Geben Sie 1,0 mL-Aliquots des in Schritt 3.8 erhaltenen Extrakts in jedes dSPE-Röhrchen.
      HINWEIS: Führen Sie alle Sorbent-Evaluierungen für jeden Boden im Dreifachansatz durch. Die zu vergleichenden Aliquots sollten aus demselben Extrakt stammen, um sicherzustellen, dass Unterschiede bei der Co-Extraktiv-Entfernung ausschließlich auf die Zusammensetzung der Reinigung zurückzuführen sind.
    3. Vortexen Sie 1 Minute und zentrifugieren Sie bei 1800 × g für 5 Minuten.
    4. Überführen Sie 1,0 mL jedes gereinigten Extrakts in zuvor getrocknete und gewogene Glasröhrchen. Verdampfen Sie das Lösungsmittel unter einem schwachen Stickstoffstrom bei 40 °C bis zur Trockne.
    5. Lassen Sie das Röhrchen im Exsikkator auf Raumtemperatur abkühlen und bestimmen Sie die Masse des verbleibenden Rückstandes. Berechnen Sie die Masse der Co-Extraktive, indem Sie das Anfangsgewicht des leeren Röhrchens vom Endgewicht nach der Lösungsmittelverdampfung subtrahieren.
    6. Bestimmen Sie die Menge an Co-Extraktiven in Extrakten ohne dSPE-Reinigung, indem Sie äquivalente Aliquots des unbehandelten Extrakts unter identischen Bedingungen eindampfen.
    7. Berechnen Sie die Co-Extraktiv-Entfernung gemäß Gleichung 126:
      Statische Gleichgewichtsformel für den Prozentsatz der Co-Extraktiv-Entfernung; Diagramm der chemischen Gleichung.
    8. Berechnen Sie die mittlere Co-Extraktiv-Entfernung aus den dreifachen Bestimmungen für jede Sorbentkombination und jeden Boden. Berechnen Sie anschließend die durchschnittliche Entfernung über die sechs landwirtschaftlichen Böden für jede Sorbentkombination.
    9. Beurteilen Sie Unterschiede zwischen den Sorbentkombinationen mittels Varianzanalyse (ANOVA) nach einem randomisierten vollständigen Blockdesign (RCBD), wobei die Sorbentkombination als Behandlungsfaktor und die Bodenmatrix als Blockfaktor betrachtet wird. Prüfen Sie vor der ANOVA die Normalverteilung der Residuen und die Varianzhomogenität mittels Shapiro-Wilk- und Levene-Test. Führen Sie paarweise Vergleiche mit dem Tukey-HSD-Test auf einem Signifikanzniveau von α = 0,05 durch.
    10. Wählen Sie die Reinigungszusammensetzung basierend auf der kombinierten Auswertung der statistischen Analyse und der mittleren Gesamtentfernung der Co-Extraktive.
      HINWEIS: Die Verringerung der Co-Extraktiv-Menge minimiert die Einführung von Matrixkomponenten in das chromatographische System, verbessert dadurch die chromatographische Leistung, reduziert die Kontamination des GC-MS/MS-Systems und senkt den Wartungsaufwand für das Gerät.
      HINWEIS: Die Kombination aus PSA, C18 und dem Magnesiumsilikat-Adsorbens (jeweils 50 mg, zusammen mit 150 mg wasserfreiem MgSO4) erreichte die höchste durchschnittliche Co-Extraktiv-Entfernung und wurde daher als optimiertes Reinigungsverfahren für alle nachfolgenden Analysen ausgewählt.
  2. Anwendung des optimierten dSPE-Reinigungsverfahrens
    1. Überführen Sie 1,0 mL des in Schritt 3.8 erhaltenen Extrakts in ein 2-mL-Mikrozentrifugenröhrchen, das 150 mg wasserfreies MgSO4, 50 mg PSA, 50 mg C18 und 50 mg Magnesiumsilikat-Adsorbens enthält.
    2. Vortexen Sie 1 Minute, um eine vollständige Wechselwirkung zwischen Extrakt und Sorbentien sicherzustellen.
    3. Zentrifugieren Sie bei 1800 × g für 5 Minuten.
    4. Überführen Sie 200 µL des gereinigten Überstandes in ein Autosampler-Gefäß und geben Sie 20 µL der in Schritt 2.7 hergestellten Analytschutzmittel-Mischung sowie 50 µL der in Schritt 2.4 hergestellten Triphenylphosphat-Lösung hinzu. Mischen Sie gründlich vor der instrumentellen Analyse.
      HINWEIS: Für die matrixangepasste Kalibrierung bereiten Sie Blindextrakte aus jedem Boden gemäß den in den Schritten 3 und 4.2 beschriebenen Extraktions- und Reinigungsverfahren vor, ohne Zugabe von Pestiziden oder dem P-IS. Nach der Reinigung überführen Sie 200 µL des gereinigten Blindextrakts in sieben separate Autosampler-Gefäße und geben die in Schritt 2.6 hergestellten Kalibrierlösungen hinzu, um Endkonzentrationen von 5, 10, 25, 75, 200, 400 und 600 µg/kg für die Analyten und 200 µg/kg für das P-IS zu erhalten. Geben Sie in jedes Gefäß 20 µL der Analytschutzmittel-Mischung und 50 µL des Triphenylphosphats wie in Schritt 4.2.4 beschrieben hinzu, sodass sich ein Endvolumen von 270 µL pro Gefäß ergibt. Erstellen Sie unabhängige, matrixangepasste Kalibrierkurven für jede Bodenmatrix. Die bodenäquivalenten Konzentrationen basieren auf dem 200 µL-Aliquot des gereinigten Extrakts, der den Extrakt der ursprünglichen 5-g-Bodenprobe darstellt. Die anschließende Zugabe von Analytschutzmitteln und dem I-IS erhöht das Endvolumen im Gefäß, verändert jedoch nicht die Menge des repräsentierten Bodens im Extraktaliquot. Für die lösungsmittelbasierte Kalibrierung ersetzen Sie den 200 µL-Aliquot des gereinigten Bodenextrakts durch 200 µL ACN und bereiten Sie Kalibriergefäße mit denselben Analytkonzentrationen, P-IS-Konzentration, I-IS-Konzentration und Analytschutzmittel-Mischung wie bei der matrixangepassten Kalibrierung vor. Diese lösungsmittelbasierten Kalibrierkurven werden anschließend zur Bewertung des Matrixeffekts (ME) verwendet.
    5. Führen Sie die instrumentelle Analyse mit einem GC-MS/MS-System durch.

5. GC-MS/MS-Analyse und Datenerfassung

HINWEIS: Ausführliche Beschreibungen der GC-MS/MS-Konfiguration und der Datenakquisition finden sich bei Varela-Martínez et al.27. Die wichtigsten chromatographischen und massenspektrometrischen Parameter sind unten zusammengefasst.

  1. Verwenden Sie ein GC-MS/MS-System, das mit einem Triple-Quadrupol-Massenspektrometer, einer Elektronenionisationsquelle (EI) bei −70 eV und einem Autosampler ausgestattet ist.
  2. Installieren Sie eine kapillare Quarzglas-Säule mit geringer Polarität (30 m × 0,25 mm Innendurchmesser × 0,25 µm Filmdicke) und verwenden Sie Helium als Trägergas mit einer konstanten Flussrate von 1,2 mL/min.
  3. Überprüfen Sie vor der Analyse die Betriebsbereitschaft des Instruments, einschließlich der Trägergasversorgung, der Leistung des Vakuumsystems, des Zustands der Spritze und des Füllstands der Waschmittel im Autosampler. Führen Sie die Instrumentenabstimmung gemäß den Empfehlungen des Herstellers durch.
    ANMERKUNG: Stellen Sie sicher, dass der Betriebsvakuumpunkt die vom Instrumentenhersteller empfohlenen Spezifikationen erfüllt, bevor Sie eine analytische Sequenz starten.
  4. Legen Sie das Temperaturprogramm für den GC-Ofen wie folgt fest: Anfangstemperatur 50 °C für 1 min; Erhöhung auf 180 °C mit 25 °C/min; anschließend auf 230 °C mit 5 °C/min; und schließlich auf 290 °C mit 25 °C/min. Halten Sie die Endtemperatur 6 min lang konstant. Die gesamte Laufzeit beträgt 24,6 min.
  5. Stellen Sie die Injektionsporttemperatur auf 250 °C ein und führen Sie 1 µL-Injektionen im Splitless-Modus durch. Öffnen Sie den Split-Ventil 1 min nach der Injektion.
    ANMERKUNG: Um Carryover-Effekte zu minimieren, spülen Sie die Autosampler-Spritze zwischen den Injektionen nacheinander mit Methanol, Ethylacetat und ACN.
  6. Stellen Sie die MS-Transferleitungs-Temperatur auf 250 °C und die Ionenquellen-Temperatur auf 300 °C ein.
  7. Nehmen Sie die Daten im Multiple Reaction Monitoring (MRM)-Modus auf, wobei die in Tabelle 1 aufgeführten Übergänge von Precursor- zu Produktionen verwendet werden.
  8. Quantifizieren Sie die Analyten mithilfe von matrixangepassten Kalibrierkurven, die für jede Bodenmatrix erstellt wurden. Berechnen Sie die Konzentrationen der Analyten aus dem Verhältnis zwischen der Peakfläche des Analyten und der Peakfläche von Chlorpyrifos-methyl-d10.
  9. Verwenden Sie Triphenylphosphat als I-IS, um die Konsistenz der Injektionen während der gesamten analytischen Sequenz zu überprüfen.
  10. Berechnen Sie die Matrixeffekte (MEs) gemäß Gleichung 228:
    Formel für den Matrixeffekt, ME(%)=[Slope_matrix/Slope_solvent-1]x100, Formel aus der analytischen Chemie.
    wobei negative Werte eine Signalunterdrückung und positive Werte eine Signalverstärkung anzeigen.
    ANMERKUNG: Eine schematische Übersicht über den gesamten analytischen Arbeitsablauf ist in Abbildung 1 dargestellt.

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Ergebnisse

Die sechs landwirtschaftlichen Böden, die zur Methodenbewertung ausgewählt wurden, repräsentierten ein breites Spektrum an Bodeneigenschaften (siehe Tabelle 2), einschließlich pH-Werten (Boden:H2O, 1:2) von 4,67 bis 7,31, Gehalten an organischer Substanz von 0,18 % bis 6,46 % und Tonfraktionen von 22,9 % bis 48,5 %. Fünf Böden stammten aus landwirtschaftlichen Regionen Kolumbiens und einer aus Spanien. Diese Vielfalt wurde gezielt einbezogen, um die Robustheit des vorgeschlagenen Reinigungsver...

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Diskussion

Die Bestimmung von Pestizidrückständen in Böden stellt aufgrund der hohen Variabilität der physikochemischen Bodeneigenschaften und der daraus resultierenden Unterschiede in der Zusammensetzung der Mitextrakte nach wie vor eine analytische Herausforderung dar4,5,6,14,17,18,19,

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Offenlegungen

Während der Erstellung dieser Arbeit nutzten die Autoren die kostenlose Version von Claude (Anthropic), um bei der Gestaltung des grafischen Layouts von Abbildung 3 zu helfen, sowie die kostenlose Version von ChatGPT (GPT-5.5, OpenAI), um Unterstützung bei Grammatik und Rechtschreibung zu erhalten. Nach der Nutzung dieser Werkzeuge überprüften und bearbeiteten die Autoren sorgfältig den gesamten Inhalt nach Bedarf. Der gesamte wissenschaftliche Inhalt, die Daten, Analysen und Schlussfolgerungen wurden von den Autoren erzeugt, verifiziert und genehmigt, die die vollständige Verantwortung für die Genauigkeit und Integrität des veröffentlichten Artikels übernehmen.

Danksagungen

Die Autoren danken der EAN-Universität und ihrem Büro für Forschungs- und Transfermanagement, die diese Forschung unterstützt haben. Die Autoren danken außerdem den Laboratorien der EAN-Universität für die Bereitstellung der analytischen Einrichtungen und technischen Ressourcen, die für die Durchführung dieser Arbeit erforderlich waren, einschließlich des Zugangs zu den im gesamten Projekt verwendeten GC-MS/MS-Geräten. Diese Arbeit wurde vom Forschungs- und Transfermanagement der Universidad EAN, Bogotá D.C., Kolumbien, unterstützt.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
3-Ethoxy-1,2-propanediol (Ethylglycerol)Sigma Aldrich260428-1G
EssigsäureSigma Aldrich695092
AcetonitrilMerck1006652500
AOAC 20i/s ProbenautomatShimadzu221-723115-58
WaageOHAUSPA224
C18Sigma Aldrich52600-U
Zentrifugenröhrchen, 2 mLEppendorf4610-1815
Zentrifugenröhrchen, 50 mLNest602002
Zentrifuge Z206AMERMLE6019500118
Säule SH-Rxi-5sil MS, 30 m x 0,25 mm, 0,25 µmShimadzu221-75954-30
Behälter mit Verschluss, braunes Glas, 1000 mLSigma AldrichZ674176
ExsikkatorSimax415262302
Dispensette 5–50 mLBRAND4600361
D-SorbitolSigma Aldrich240850-5G
EssigsäureethylesterMerk1313181212
Florisil <200 mesh, feines PulverSigma Aldrich288705-50G
AmeisensäureMerck1002641000
GCMS-TQ8040Shimadzu211552
InjektionsspritzeShimadzuLC2213461800
L-Gulonsäure γ-LactonSigma Aldrich310301-5G
Linner splitlessShimadzu221-4887-02
Magnesiumsulfat (wasserfrei)Sigma AldrichM7506-2KG
MethanolPanreac131091.12.12
Milli-Q-Ultrapure (Typ 1) WasserMilliporeF4H4783518
Pipettenspitzen 10–100 µLBiologix200010
Pipettenspitzen 100–1000 µLBrand541287
Pipettenspitzen 20–200 µLBrand732028
Pipetten PasteurNORMAX5426023
Pipette Transferpette S variabel 10–100 µLBRAND704774
Pipette Transferpette S variabel 100–1000 µLBRAND704780
Pipette Transferpette S variabel 20–200 µLSCILOGEX712111099999
Primär-sekundäres Amin (PSA)Sigma Aldrich52738-U
Kühlschrank/GefrierschrankHacebNEV ALC 404
ShikimisäureSigma AldrichS5375-1G
NatriumacetatSigma Aldrich241245-1KG
Software GCMSsolutionShimadzu223-18472-92
Edelstahlgitter, 2 mm MaschenweitePinzuarPS33N10
Reagenzglas, Glas, 10 mLSigma AldrichBR114508
ToluolMerck1083252500
Triphenylphosphat (I-IS)Sigma Aldrich241288-50G
Vials mit eingeschmolzenem Einsatz, 0,3 mLSigma Aldrich29398-U
Vials, Schraubverschluss, braunes Glas, 15 mLSigma Aldrich27088-U
Messkolben, 10 mLSigma AldrichDKW28017-10
VortexScilogex82120004
Pestizide
ChlorpyrifosSigma Aldrich45395-100MG2921-88-2
Chlorpyrifos-methylSigma Aldrich45396-250MG5598-13-0
Chlorpyrifos-methyl-d10 (P-IS)Sigma Aldrich90047-5MG285138-81-0
EthionSigma Aldrich45477-250MG563-12-2
FenamiphosSigma Aldrich45483-250MG22224-92-6
FenitrothionSigma Aldrich45487-250MG122-14-5
FenthionSigma Aldrich36552-250MG55-38-9
MalathionSigma Aldrich36143-100MG121-75-5
MethidathionSigma Aldrich36158-100MG950-37-8
Parathion-methylSigma Aldrich36187-100MG298-00-0
Pirimiphos-ethylSigma Aldrich45628-250MG23505-41-1
Pirimiphos-methylSigma Aldrich32058-250MG29232-93-7
Tolclofos-methylSigma Aldrich31209-250MG5701804-9

Referenzen

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