Dieses Protokoll beschreibt eine modifizierte Quick-Easy-Cheap-Effective-Rugged-Safe (QuEChERS)-Methode mit einer an Magnesiumsilikatadsorbens basierenden dispergierenden Festphasen-Extraktionsreinigung zur multiresiduellen Bestimmung von organophosphorhaltigen Pestiziden in landwirtschaftlichen Böden mittels Gaschromatographie-Tandem-Massenspektrometrie, wodurch die Entfernung von Mitextrakten verbessert, matrixbedingte analytische Störungen minimiert und eine zuverlässige Quantifizierung im Spurenbereich ermöglicht wird.
Methodenartikel
Modifizierte QuEChERS-Methode zur Analyse von Organophosphor-Pestiziden in landwirtschaftlichen Böden mittels Gaschromatographie-Tandem-Massenspektrometrie
In diesem Artikel
Zusammenfassung
Zusammenfassung
Die genaue Bestimmung von Rückständen organophosphorhaltiger Pestizide (OPP) in landwirtschaftlichen Böden mittels Gaschromatographie-Tandem-Massenspektrometrie (GC-MS/MS) wird häufig durch matrixinduzierte Signaleffekte erschwert, die durch mitextrahierte organische Substanzen, Huminstoffe und mineralassoziierte interferierende Bestandteile verursacht werden. Konventionelle Quick-Easy-Cheap-Effective-Rugged-Safe (QuEChERS)-Reinigungsstrategien entfernen möglicherweise nicht ausreichend Matrixkomponenten aus komplexen Bodenextrakten, was die analytische Leistung beeinträchtigt. Diese Studie stellt ein modifiziertes QuEChERS-Verfahren vor, das den Einsatz eines Adsorbens in der gemischten Sorbentien enthaltenden dispergierenden Festphasenextraktion (dSPE) zur simultanen Bestimmung von 12 OPPs in landwirtschaftlichen Böden mittels GC-MS/MS umfasst. Sieben verschiedene Kombinationen von dSPE-Sorbentien wurden in sechs landwirtschaftlichen Böden mit unterschiedlichen Bodeneigenschaften untersucht. Die Entfernung mitextrahierter Stoffe wurde gravimetrisch quantifiziert, wobei die Kombination aus primärer und sekundärer Amingruppe, Octadecylsilan und einem Magnesiumsilikat-Adsorbens (jeweils 50 mg, zusammen mit 150 mg wasserfreiem Magnesiumsulfat) die höchste durchschnittliche Entfernung mitextrahierter Bestandteile (88 %) erzielte. Analytschutzmittel, bestehend aus Ethylglycerin, L-Gulonsäure-γ-lacton, D-Sorbit und Shikimisäure, wurden den Endextrakten zugesetzt, um Matrixeffekte zu minimieren, während eine matrixangepasste Kalibrierung für bodenspezifische Signalvariationen kompensierte. Chlorpyrifos-methyl-d10 und Trisphenylphosphat wurden als interne Standards für das Verfahren bzw. die Injektion verwendet. Die matrixangepassten Kalibrierkurven (5–600 µg/kg) zeigten eine hervorragende Linearität mit Bestimmtheitskoeffizienten ≥0,9933 für die meisten Analyt-Boden-Kombinationen. Zur Beurteilung der Linearität wurde die Nachweisgrenze (5 µg/kg) herangezogen, während die quantifizierbare Nachweisgrenze des Verfahrens bei 50 µg/kg als niedrigster validierter Gehalt festgelegt wurde. Genauigkeit und Präzision, ermittelt auf drei Wiederfindungsniveaus (50, 200 und 400 µg/kg, n = 5 pro Niveau), zeigten Wiederfindungsraten zwischen 70 % und 120 % mit relativen Standardabweichungen ≤20 % für die meisten Analyt-Boden-Kombinationen, was den Leistungskriterien nach SANTE/2020/12830 (Rev.2) entspricht. Geringere Wiederfindungsraten wurden nur für Fenamiphos, Pirimiphos-ethyl und Ethion in ausgewählten Bodenmatrices beobachtet. Die Ergebnisse zeigen, dass das Magnesiumsilikat-Adsorbens die dSPE-Reinigung verbessert, indem es mitextrahierte Bestandteile reduziert, und dass die Kombination mit Analytschutzmitteln und matrixangepasster Kalibrierung eine zuverlässige multiresidue Bestimmung von OPPs in komplexen Bodenmatrices mittels GC-MS/MS ermöglicht.
Einleitung
Organophosphor-Pestizide (OPP) gehören weltweit weiterhin zu den am häufigsten verwendeten Agrochemikalien aufgrund ihrer breiten Wirksamkeit und Vielseitigkeit beim Pflanzenschutz1. Obwohl viele OPP im Vergleich zu organochlorierten Pestiziden schneller in der Umwelt abgebaut werden, führt ihr weitverbreiteter und wiederholter Einsatz dazu, dass sie weiterhin in landwirtschaftlichen Böden nachweisbar sind2. Der Boden fungiert als primärer Umweltkompartiment, der Pestizide aufnimmt, und kann als vorübergehender Speicher dienen, aus dem sich Rückstände auf Kulturen, Oberflächengewässer, Grundwasser und umliegende Ökosysteme übertragen lassen3. Das Vorkommen von OPP-Rückständen ist besorgniserregend, da diese Verbindungen mit neurotoxischen Wirkungen beim Menschen in Verbindung gebracht werden, die durch Hemmung der Aktivität der Acetylcholinesterase verursacht werden, sowie mit negativen Auswirkungen auf Nicht-Zielorganismen, bodenmikrobielle Gemeinschaften und die Ökosystemfunktion2. Das Vorkommen von OPP-Rückständen in landwirtschaftlichen Böden kann daher zum Artenverlust, ökologischen Ungleichgewichten und einer Umweltexposition über Nahrungs- und Wasserwege beitragen3. Eine verlässliche Bestimmung von OPP-Rückständen ist deshalb unerlässlich, um hochwertige Daten über ihr Vorkommen zu gewinnen, Umweltexpositionsbeurteilungen zu unterstützen und das Verständnis über das Umweltverhalten von OPP unter verschiedenen landwirtschaftlichen Bedingungen zu verbessern. Zudem ist es möglich, dass analytische Methoden, die an einem einzigen Bodentyp entwickelt und optimiert wurden, nicht zwangsläufig eine vergleichbare Leistung bei Böden mit unterschiedlichen physikochemischen Eigenschaften erbringen4,5, was die Bedeutung der Bewertung der Methodenanwendbarkeit in unterschiedlichen landwirtschaftlichen Umgebungen unterstreicht. Die quantifizierende Bestimmung von Spurenkonzentrationen bleibt jedoch herausfordernd, da landwirtschaftliche Böden eine erhebliche physikochemische Variabilität aufweisen, die die Extraktionsausbeute, Matrixeffekte (MEs) und die gesamte analytische Leistung beeinflusst6.
Die Gaschromatographie-Tandem-Massenspektrometrie (GC-MS/MS) gilt weithin als Referenzanalyseverfahren zur multirückstandsanalytischen Bestimmung von OPPs auf Spurenniveau in komplexen Matrizes7,8. Dennoch hängt eine genaue Quantifizierung nicht nur von der Leistungsfähigkeit des Instruments ab, sondern auch von der Effektivität der Probenvorbereitung. Bodenextrakte enthalten häufig mitextrahierte Matrixbestandteile, die gemeinsam mit den Zielanalyten das chromatographische System erreichen und die Analytenantwort durch Signalunterdrückung oder -verstärkung beeinflussen können4,5,6. Das Ausmaß dieser Effekte variiert erheblich zwischen verschiedenen Böden und wird von Faktoren wie Gehalt an organischer Substanz, Tonanteil, mineralischer Zusammensetzung und pH-Wert beeinflusst. Folglich bleiben Matrixeffekte (MEs) eine der Hauptquellen analytischer Unsicherheit bei der GC-MS/MS-basierten Pestizidbestimmung und verdeutlichen die Notwendigkeit von Reinigungsstrategien, die in der Lage sind, die Menge an Mitextrakten zu verringern, ohne die Analytenausbeute zu beeinträchtigen5,9,10. Darüber hinaus erfordert die Erzeugung zuverlässiger Rückstanddaten die Einhaltung international anerkannter analytischer Leistungskriterien, um die Genauigkeit der Methode, den Vergleich zwischen Studien sowie die Eignung für Anwendungen im Umweltmonitoring sicherzustellen11.
Die Quick-Easy-Cheap-Effective-Rugged-Safe (QuEChERS)-Methode hat sich aufgrund ihrer Einfachheit, ihres geringen Lösungsmittelverbrauchs und ihrer breiten Anwendbarkeit über verschiedene landwirtschaftliche Matrices hinweg zur am weitesten verbreiteten Probenvorbereitungsmethode für die Multirückstandsanalyse von Pestiziden entwickelt4,12,13. Durch ihr modulares und flexibles Design konnte die Methode umfassend an unterschiedliche Probentypen und analytische Anwendungen angepasst werden, was zu ihrer weiten Verbreitung in der heutigen Multirückstandsanalyse beigetragen hat und sie häufig mit nachhaltiger analytischer Chemie in Verbindung bringt, da sie weniger Lösungsmittel verbraucht und die Probenvorbereitung vereinfacht. Diese Anpassungsfähigkeit ermöglicht es zudem, die Methode durch Auswahl geeigneter Extraktions- und Reinigungsbedingungen an spezifische Matrixeigenschaften anzupassen. Bei der Bodenanalyse ist die Wirksamkeit des Reinigungsschritts mittels dispersiver Festphasenextraktion (dSPE) von entscheidender Bedeutung, da eine unzureichende Entfernung co-extrahierter Matrixbestandteile die analytische Leistung der nachfolgenden GC-MS/MS-Bestimmung negativ beeinflussen kann4,14. Herkömmliche Sorbentenkombinationen, die auf primärer sekundärer Amin (PSA) und Octadecylsilan (C18) basieren, führen oft nur zu einer begrenzten Entfernung polarer humischer Bestandteile, die zu den Hauptursachen für matrixbedingte Signaleffekte in landwirtschaftlichen Bodenextrakten gehören14. Florisil, ein Magnesiumsilikat-Sorbens mit Affinität zu Verbindungen über ein breites Polaritätsspektrum, hat bereits vielversprechende Reinigungsleistungen in Lebensmittel- und Pflanzenmatrices gezeigt15,16. Sein Beitrag zu gemischten Sorbenten-dSPE-Reinigungsstrategien für landwirtschaftliche Böden ist jedoch noch unzureichend charakterisiert, insbesondere bei Böden mit unterschiedlichen physikochemischen Eigenschaften17,18,19,20,21.
Diese Studie stellt ein modifiziertes QuEChERS-Verfahren vor, bei dem sieben Kombinationen von dSPE-Sorbentien in sechs landwirtschaftlichen Böden mit unterschiedlichem pH-Wert, Gehalt an organischer Substanz und Textur evaluiert wurden. Die Studie basierte auf der Hypothese, dass die Zugabe von Magnesiumsilikat als Adsorbens zu gemischten Sorbentien in der dSPE-Reinigung die Entfernung co-extrahierter Matrixbestandteile aus Bodenextrakten verbessern würde. Die Auswahl der Sorbentien erfolgte anhand einer gravimetrischen Bewertung der Entfernung der Co-Extrakte, und die Kombination mit der höchsten durchschnittlichen Reinigungsleistung wurde anschließend einer vollständigen analytischen Validierung unterzogen. Das optimierte Verfahren wurde zur simultanen Bestimmung von 12 OPPs unter Verwendung von Interner Standardisierung, Matrix-angepasster Kalibrierung und GC-MS/MS validiert. Zusätzlich wurden Analytenschutzmittel (Ethylglycerol, L-Gulonsäure-γ-lacton, D-Sorbitol und Shikiminsäure) in das endgültige Protokoll als ergänzende Strategie zur Minimierung restlicher, matrixbedingter Signaleffekte integriert. Durch die Kombination systematischer Reinigungsoptimierung mit umfassender analytischer Validierung über Böden mit kontrastierenden physikochemischen Eigenschaften bietet dieses Protokoll einen robusten und reproduzierbaren Arbeitsablauf, der die Bestimmung von Pestizidrückständen in heterogenen landwirtschaftlichen Böden erleichtern könnte.
Protokoll
Die den experimentellen Optimierungen des dSPE-Reinigungsschritts, dem Datensatz der Matrixeffekte und der physikochemischen Charakterisierung der sechs landwirtschaftlichen Böden zugrundeliegenden Rohdaten wurden in Zenodo hinterlegt und sind öffentlich verfügbar unter DOI: 10.5281/zenodo.21644870. Die Einzelheiten zu den verwendeten Reagenzien und Geräten sind in der Tabelle der Materialien aufgeführt.
1. Bodenprobennahme und -aufbereitung
HINWEIS: Zum Schutz der persönlichen Sicherheit wird empfohlen, während des gesamten Protokolls einen Laborkittel, Schutzbrille und Nitrilhandschuhe zu tragen.
- Sammeln Sie an jedem ausgewählten landwirtschaftlichen Standort eine Gesamtprobe einer gemischten Bodenprobe aus der oberen Schicht (0–10 cm), indem Sie 8 einzelne Teilproben kombinieren, die gesammelt wurden über ein systematisches Stichprobendesign mit quadratischem Raster22.
HINWEIS: Das quadratische 8-Punkt-Raster entspricht den Empfehlungen der Umweltschutzbehörde von New South Wales (NSW EPA) für Standorte mit einer Fläche von etwa 1000 m2 (0,1 ha)22. - Kombinieren und gründlich mischen Sie diese Teilproben im Feld, um pro Standort eine einzelne repräsentative Gesamtprobe (≥500 g) zu erhalten, die als homogenisierte Matrixgrundlage zur Bewertung der Methodenleistung dient.
HINWEIS: Die zusammengesetzte Probenahme wird hier ausschließlich zur Standardisierung von Matrixhintergrundeffekten für die Methodenoptimierung und -validierung verwendet. Im Rahmen regulatorischer Vorgaben für die Bewertung unbekannter oder real kontaminierter Flächen ist die zusammengesetzte Probenahme aufgrund des Risikos einer chemischen Verdünnung durch die NSW EPA streng eingeschränkt.22Für die tatsächliche Standortcharakterisierung oder die Detektion von Hotspots müssen Proben von den Gitterpunkten getrennt gehalten und einzeln analysiert werden, um falsch-negative Ergebnisse zu vermeiden und Daten zur räumlichen Varianz zu erhalten. - Transportieren Sie Bodenproben in luftdichten braunen Glasgefäßen unter Dunkelbedingungen ins Labor.
HINWEIS: Zur Minimierung von Adsorptionsverlusten hydrophober oder halbflüchtiger OPPs an Plastikoberflächen sowie zur Verringerung des Risikos einer Kontaminantenfreisetzung oder von Wechselwirkungen zwischen Polymer und Analyt werden Glasbehälter gegenüber Polyethylenbeuteln bevorzugt. Dunkle Lagerbedingungen minimieren die photolytische Zersetzung lichtempfindlicher Verbindungen während des Transports. - Lufttrocknen Sie die Proben bei Raumtemperatur und im Dunkeln, bis ein konstantes Gewicht erreicht ist.
HINWEIS: Die Lufttrocknung wird angewendet, um den Wassergehalt des Bodens zu standardisieren und sicherzustellen, dass die Ergebnisse auf der Basis der Trockenmasse berichtet werden, wodurch die Vergleichbarkeit zwischen Proben mit unterschiedlichem natürlichen Wassergehalt verbessert wird. Eine erzwungene Trocknung im Ofen wird vermieden, um potenzielle Verluste thermisch labiler oder semi-flüchtiger OPPs sowie Veränderungen in der Struktur der organischen Bodensubstanz und deren Sorptionseigenschaften zu verhindern. - Manuell zerkleinern Sie Bodenaggregate und sieben Sie sie durch ein 2-mm-Edelstahlsieb. Lagern Sie homogenisierte Böden in luftdichten braunen Glasbehältern unter Dunkelheit und gekühlten Bedingungen bei 4 °C bis zur Extraktion
HINWEIS: Die physikochemischen Eigenschaften der sechs in dieser Studie verwendeten Böden waren aus früheren routinemäßigen Bodenanalysen verfügbar. Diese Daten wurden ausschließlich zur Auswahl landwirtschaftlicher Böden mit einem breiten pH-Bereich (Boden:Wasser) verwendet.2O, 1:223, Gehalt an organischer Substanz (Walkey-Black-Methode)24und Textur (Bouyoucos-Methode)25 zur Methodenbewertung
2. Herstellung der Reagenzien, Standards und Lösungen des internen Standards
HINWEIS: Sofern nicht anders angegeben, werden individuelle Pestizid-Stammlösungen, gemischte Arbeitsstandards, Lösungen für prozedurale interne Standards (P-IS) und Injektionsinterne Standards (I-IS), Reklamationslösungen sowie Kalibrierstandards in 10-mL-Messkolben hergestellt, in braune Glasfläschchen überführt und bis zur Verwendung bei −20 °C gelagert. Matrixangepasste Kalibrierung, Analytschutzmittel, der P-IS und der I-IS wurden verwendet, da jedes dieser Elemente eine unterschiedliche Quelle analytischer Variabilität berücksichtigt und somit die Robustheit der quantitativen Analyse in komplexen Bodenmatrizes verbessert.
- Stellen Sie Einzelstandards von jeweils 12 kommerziellen OPP-Standardsubstanzen (siehe Tabelle der Materialien) in Toluol bei 1000 mg/L her.
- Mischen Sie geeignete Volumina der Einzelstandards, um eine gemischte Arbeitsstandarlösung in Acetonitril (ACN) mit 400 mg/L herzustellen.
HINWEIS: Diese gemischte Arbeitsstandarlösung wird anschließend zur Herstellung von Reaktionsausbeute- und Kalibrierlösungen verwendet. - Stellen Sie Chlorpyrifos-methyl-d10 als P-IS in ACN mit 750 mg/L her. Geben Sie es während der Extraktion (Schritt 3.2) hinzu, um prozedurale Variabilität zu überwachen und zu korrigieren.
HINWEIS: Chlorpyrifos-methyl-d10 wurde als P-IS gewählt, da es als isotopenmarkiertes OPP ein physikochemisches Verhalten aufweist, das dem der Zielanalyten ähnelt, gleichzeitig aber mittels MS/MS leicht unterscheidbar bleibt. - Stellen Sie Triphenylphosphat als I-IS in ACN mit 1050 mg/L her. Geben Sie es unmittelbar vor der instrumentellen Analyse (Schritt 4.2.4) hinzu, um Injektionsvariabilität zu korrigieren.
- Stellen Sie Wiederfindungslösungen in mit 0,05 % (V/V) Ameisensäure angesäuertem ACN her, um Endkonzentrationen im Bodenäquivalent von 50 µg/kg, 200 µg/kg und 400 µg/kg für die OPPs zu erreichen, wenn 300 µL zu 5 g Schwarzem Boden vor der Extraktion gegeben werden. Bereiten Sie eine separate P-IS-Lösung vor, die einem Probenäquivalent von 200 µg/kg entspricht.
HINWEIS: Die Ansäuerung mit Ameisensäure verbessert die Stabilität der OPPs während der Lagerung. - Stellen Sie Kalibrierlösungen her, die die 12 OPPs und Chlorpyrifos-methyl-d10 in mit 0,05 % (V/V) Ameisensäure versetztem ACN enthalten, entsprechend Endkonzentrationen im Bodenäquivalent von 5, 10, 25, 75, 200, 400 und 600 µg/kg für die Analyten und 200 µg/kg für das P-IS.
HINWEIS: Diese Lösungen werden anschließend zur Erstellung matrixangepasster Kalibrierkurven für jede Bodenmatrix verwendet, die mittels linearer Regression ohne Gewichtung angepasst wurden. Die Bestimmungsgrenze (LOD) und die Quantifizierungsgrenze (LOQ) wurden gemäß dem Leitfaden SANTE/2020/12830 (Rev.2) definiert. Die LOD galt als niedrigste Kalibrierstufe in der Matrix, während die LOQ der niedrigsten validierten Konzentrationsstufe entsprach, bei der akzeptable Wiederfindung und Präzision nachgewiesen wurden. - Stellen Sie eine Analytenschutzmittel-Mischung aus Ethylglycerol (100 g/L), L-Gulonsäure-γ-lacton (10 g/L), D-Sorbit (10 g/L) und Shikimisäure (5 g/L) in ACN:Wasser (1:1, V/V), angesäuert mit 0,1 % Ameisensäure, her. Lagern Sie bei −20 °C. Geben Sie unmittelbar vor der instrumentellen Analyse (Schritt 4.2.4) hinzu, um Matrixeffekte (ME) zu reduzieren.
3. QuEChERS-Extraktion
- Wiegen Sie 5,00 g ± 0,01 g luftgetrockneter und gesiebter Erde in ein 50-mL-Polypropylen-Zentrifugenröhrchen.
- Fügen Sie für Wiederfindungsversuche die P-IS-Lösung (hergestellt in Schritt 2.3) und die entsprechende Wiederfindungslösung (hergestellt in Schritt 2.5) hinzu, um Endkonzentrationen von 200 µg/kg für Chlorpyrifos-methyl-d10 und 50, 200 oder 400 µg/kg für die Ziel-OPP (n = 5 pro Wiederfindungsstufe für jeden Boden) zu erhalten.
HINWEIS: Bei Wiederfindungsversuchen werden sowohl die P-IS- als auch die Pestizid-Wiederfindungslösung vor der Extraktion gemäß Schritt 3.2 hinzugefügt. Für die Routineanalyse von Bodenproben wird nur das P-IS vor der Extraktion zugegeben, um prozedurale Variabilität während der Probenvorbereitung und Analyse auszugleichen. Zur Herstellung matrixangepasster Kalibrierextrakte werden weder P-IS noch Pestizidstandards während der Extraktion zugegeben; stattdessen werden Blindbodenextrakte hergestellt, und Kalibrierstandards, die sowohl Analyten als auch P-IS enthalten (hergestellt in Schritt 2.6), werden nach der Reinigung hinzugefügt (siehe Schritt 4.2.4). - Vortexen Sie 30 s und lassen Sie die angereicherten Proben 10 min bei Raumtemperatur equilibrieren.
HINWEIS: Die Equilibrierungsphase fördert die Wechselwirkung zwischen den angereicherten Analyten und der Bodenmatrix vor der Extraktion und verbessert so die Repräsentativität der Wiederfindungsversuche. - Geben Sie 10 mL deionisiertes Wasser hinzu und schütteln Sie manuell 30 s, um eine vollständige Benetzung der Bodenmatrix sicherzustellen.
HINWEIS: Die Rehydratation verbessert die Desorption der Analyten aus den Bodenpartikeln und erleichtert eine effiziente Phasenverteilung während der Extraktion. - Fügen Sie 10 mL ACN mit 1 % (V/V) Essigsäure hinzu. Verschließen Sie das Röhrchen unmittelbar und schütteln Sie es kräftig 2 min lang.
- Geben Sie 6,0 g wasserfreies Magnesiumsulfat (MgSO4) und 1,5 g Natriumacetat hinzu und schütteln Sie das Röhrchen unmittelbar kräftig 1 min lang.
HINWEIS: Eine schnelle Durchmischung unmittelbar nach dem Hinzufügen der Salze ist entscheidend, um eine effiziente Phasenverteilung sicherzustellen und die Bildung von Salzaggregaten zu verhindern. - Zentrifugieren Sie 5 min bei 1800 × g.
- Überführen Sie die obere ACN-Phase in ein sauberes Röhrchen zur anschließenden dSPE-Reinigung.
4. Dispersive Fest-Phasen-Extraktions-Reinigung
HINWEIS: Dieser Abschnitt umfasst zwei Ansätze. Zunächst wurden sieben dSPE-Sorbentkombinationen bewertet, um die Reinigungszusammensetzung zu identifizieren, die die höchste durchschnittliche Entfernung von Co-Extrakten über sechs landwirtschaftliche Böden hinweg ermöglicht. Anschließend wurde die ausgewählte Sorbentkombination als optimiertes Reinigungsverfahren für die Methodenvalidierung gemäß dem Leitfaden des Generaldirektorats Gesundheit und Lebensmittelsicherheit der Europäischen Kommission (DG SANTE) SANTE/2020/12830 (Rev.2)11 angewandt.
- Optimierung der dSPE-Sorbentkombinationen
HINWEIS: Als Optimierungskriterium wurde die gravimetrische Co-Extraktiv-Entfernung gewählt, da sie ein analytunabhängiges Maß für die Reinigungseffizienz darstellt. Die untersuchten Sorbentmengen entsprechen den herkömmlichen Anteilen, die in QuEChERS-basierten dSPE-Verfahren weit verbreitet sind, wodurch die Übernahme des vorgeschlagenen Protokolls in routinemäßige analytische Laboratorien erleichtert wird.- Bereiten Sie 2-mL-Mikrozentrifugenröhrchen mit folgenden Sorbentkombinationen vor: (i) 150 mg wasserfreies MgSO4 + 50 mg PSA; (ii) 150 mg wasserfreies MgSO4 + 50 mg C18; (iii) 150 mg wasserfreies MgSO4 + 50 mg Magnesiumsilikat-Adsorbens; (iv) 150 mg wasserfreies MgSO4 + 50 mg PSA + 50 mg C18; (v) 150 mg wasserfreies MgSO4 + 50 mg PSA + 50 mg Magnesiumsilikat-Adsorbens; (vi) 150 mg wasserfreies MgSO4 + 50 mg C18 + 50 mg Magnesiumsilikat-Adsorbens; (vii) 150 mg wasserfreies MgSO4 + 50 mg PSA + 50 mg C18 + 50 mg Magnesiumsilikat-Adsorbens.
- Geben Sie 1,0 mL-Aliquots des in Schritt 3.8 erhaltenen Extrakts in jedes dSPE-Röhrchen.
HINWEIS: Führen Sie alle Sorbent-Evaluierungen für jeden Boden im Dreifachansatz durch. Die zu vergleichenden Aliquots sollten aus demselben Extrakt stammen, um sicherzustellen, dass Unterschiede bei der Co-Extraktiv-Entfernung ausschließlich auf die Zusammensetzung der Reinigung zurückzuführen sind. - Vortexen Sie 1 Minute und zentrifugieren Sie bei 1800 × g für 5 Minuten.
- Überführen Sie 1,0 mL jedes gereinigten Extrakts in zuvor getrocknete und gewogene Glasröhrchen. Verdampfen Sie das Lösungsmittel unter einem schwachen Stickstoffstrom bei 40 °C bis zur Trockne.
- Lassen Sie das Röhrchen im Exsikkator auf Raumtemperatur abkühlen und bestimmen Sie die Masse des verbleibenden Rückstandes. Berechnen Sie die Masse der Co-Extraktive, indem Sie das Anfangsgewicht des leeren Röhrchens vom Endgewicht nach der Lösungsmittelverdampfung subtrahieren.
- Bestimmen Sie die Menge an Co-Extraktiven in Extrakten ohne dSPE-Reinigung, indem Sie äquivalente Aliquots des unbehandelten Extrakts unter identischen Bedingungen eindampfen.
- Berechnen Sie die Co-Extraktiv-Entfernung gemäß Gleichung 126:
- Berechnen Sie die mittlere Co-Extraktiv-Entfernung aus den dreifachen Bestimmungen für jede Sorbentkombination und jeden Boden. Berechnen Sie anschließend die durchschnittliche Entfernung über die sechs landwirtschaftlichen Böden für jede Sorbentkombination.
- Beurteilen Sie Unterschiede zwischen den Sorbentkombinationen mittels Varianzanalyse (ANOVA) nach einem randomisierten vollständigen Blockdesign (RCBD), wobei die Sorbentkombination als Behandlungsfaktor und die Bodenmatrix als Blockfaktor betrachtet wird. Prüfen Sie vor der ANOVA die Normalverteilung der Residuen und die Varianzhomogenität mittels Shapiro-Wilk- und Levene-Test. Führen Sie paarweise Vergleiche mit dem Tukey-HSD-Test auf einem Signifikanzniveau von α = 0,05 durch.
- Wählen Sie die Reinigungszusammensetzung basierend auf der kombinierten Auswertung der statistischen Analyse und der mittleren Gesamtentfernung der Co-Extraktive.
HINWEIS: Die Verringerung der Co-Extraktiv-Menge minimiert die Einführung von Matrixkomponenten in das chromatographische System, verbessert dadurch die chromatographische Leistung, reduziert die Kontamination des GC-MS/MS-Systems und senkt den Wartungsaufwand für das Gerät.
HINWEIS: Die Kombination aus PSA, C18 und dem Magnesiumsilikat-Adsorbens (jeweils 50 mg, zusammen mit 150 mg wasserfreiem MgSO4) erreichte die höchste durchschnittliche Co-Extraktiv-Entfernung und wurde daher als optimiertes Reinigungsverfahren für alle nachfolgenden Analysen ausgewählt.
- Anwendung des optimierten dSPE-Reinigungsverfahrens
- Überführen Sie 1,0 mL des in Schritt 3.8 erhaltenen Extrakts in ein 2-mL-Mikrozentrifugenröhrchen, das 150 mg wasserfreies MgSO4, 50 mg PSA, 50 mg C18 und 50 mg Magnesiumsilikat-Adsorbens enthält.
- Vortexen Sie 1 Minute, um eine vollständige Wechselwirkung zwischen Extrakt und Sorbentien sicherzustellen.
- Zentrifugieren Sie bei 1800 × g für 5 Minuten.
- Überführen Sie 200 µL des gereinigten Überstandes in ein Autosampler-Gefäß und geben Sie 20 µL der in Schritt 2.7 hergestellten Analytschutzmittel-Mischung sowie 50 µL der in Schritt 2.4 hergestellten Triphenylphosphat-Lösung hinzu. Mischen Sie gründlich vor der instrumentellen Analyse.
HINWEIS: Für die matrixangepasste Kalibrierung bereiten Sie Blindextrakte aus jedem Boden gemäß den in den Schritten 3 und 4.2 beschriebenen Extraktions- und Reinigungsverfahren vor, ohne Zugabe von Pestiziden oder dem P-IS. Nach der Reinigung überführen Sie 200 µL des gereinigten Blindextrakts in sieben separate Autosampler-Gefäße und geben die in Schritt 2.6 hergestellten Kalibrierlösungen hinzu, um Endkonzentrationen von 5, 10, 25, 75, 200, 400 und 600 µg/kg für die Analyten und 200 µg/kg für das P-IS zu erhalten. Geben Sie in jedes Gefäß 20 µL der Analytschutzmittel-Mischung und 50 µL des Triphenylphosphats wie in Schritt 4.2.4 beschrieben hinzu, sodass sich ein Endvolumen von 270 µL pro Gefäß ergibt. Erstellen Sie unabhängige, matrixangepasste Kalibrierkurven für jede Bodenmatrix. Die bodenäquivalenten Konzentrationen basieren auf dem 200 µL-Aliquot des gereinigten Extrakts, der den Extrakt der ursprünglichen 5-g-Bodenprobe darstellt. Die anschließende Zugabe von Analytschutzmitteln und dem I-IS erhöht das Endvolumen im Gefäß, verändert jedoch nicht die Menge des repräsentierten Bodens im Extraktaliquot. Für die lösungsmittelbasierte Kalibrierung ersetzen Sie den 200 µL-Aliquot des gereinigten Bodenextrakts durch 200 µL ACN und bereiten Sie Kalibriergefäße mit denselben Analytkonzentrationen, P-IS-Konzentration, I-IS-Konzentration und Analytschutzmittel-Mischung wie bei der matrixangepassten Kalibrierung vor. Diese lösungsmittelbasierten Kalibrierkurven werden anschließend zur Bewertung des Matrixeffekts (ME) verwendet. - Führen Sie die instrumentelle Analyse mit einem GC-MS/MS-System durch.
5. GC-MS/MS-Analyse und Datenerfassung
HINWEIS: Ausführliche Beschreibungen der GC-MS/MS-Konfiguration und der Datenakquisition finden sich bei Varela-Martínez et al.27. Die wichtigsten chromatographischen und massenspektrometrischen Parameter sind unten zusammengefasst.
- Verwenden Sie ein GC-MS/MS-System, das mit einem Triple-Quadrupol-Massenspektrometer, einer Elektronenionisationsquelle (EI) bei −70 eV und einem Autosampler ausgestattet ist.
- Installieren Sie eine kapillare Quarzglas-Säule mit geringer Polarität (30 m × 0,25 mm Innendurchmesser × 0,25 µm Filmdicke) und verwenden Sie Helium als Trägergas mit einer konstanten Flussrate von 1,2 mL/min.
- Überprüfen Sie vor der Analyse die Betriebsbereitschaft des Instruments, einschließlich der Trägergasversorgung, der Leistung des Vakuumsystems, des Zustands der Spritze und des Füllstands der Waschmittel im Autosampler. Führen Sie die Instrumentenabstimmung gemäß den Empfehlungen des Herstellers durch.
ANMERKUNG: Stellen Sie sicher, dass der Betriebsvakuumpunkt die vom Instrumentenhersteller empfohlenen Spezifikationen erfüllt, bevor Sie eine analytische Sequenz starten. - Legen Sie das Temperaturprogramm für den GC-Ofen wie folgt fest: Anfangstemperatur 50 °C für 1 min; Erhöhung auf 180 °C mit 25 °C/min; anschließend auf 230 °C mit 5 °C/min; und schließlich auf 290 °C mit 25 °C/min. Halten Sie die Endtemperatur 6 min lang konstant. Die gesamte Laufzeit beträgt 24,6 min.
- Stellen Sie die Injektionsporttemperatur auf 250 °C ein und führen Sie 1 µL-Injektionen im Splitless-Modus durch. Öffnen Sie den Split-Ventil 1 min nach der Injektion.
ANMERKUNG: Um Carryover-Effekte zu minimieren, spülen Sie die Autosampler-Spritze zwischen den Injektionen nacheinander mit Methanol, Ethylacetat und ACN. - Stellen Sie die MS-Transferleitungs-Temperatur auf 250 °C und die Ionenquellen-Temperatur auf 300 °C ein.
- Nehmen Sie die Daten im Multiple Reaction Monitoring (MRM)-Modus auf, wobei die in Tabelle 1 aufgeführten Übergänge von Precursor- zu Produktionen verwendet werden.
- Quantifizieren Sie die Analyten mithilfe von matrixangepassten Kalibrierkurven, die für jede Bodenmatrix erstellt wurden. Berechnen Sie die Konzentrationen der Analyten aus dem Verhältnis zwischen der Peakfläche des Analyten und der Peakfläche von Chlorpyrifos-methyl-d10.
- Verwenden Sie Triphenylphosphat als I-IS, um die Konsistenz der Injektionen während der gesamten analytischen Sequenz zu überprüfen.
- Berechnen Sie die Matrixeffekte (MEs) gemäß Gleichung 228:
![Formel für den Matrixeffekt, ME(%)=[Slope_matrix/Slope_solvent-1]x100, Formel aus der analytischen Chemie.](/files/ftp_upload/72745/72745eq2.jpg "figure-protocol-2")
wobei negative Werte eine Signalunterdrückung und positive Werte eine Signalverstärkung anzeigen.
ANMERKUNG: Eine schematische Übersicht über den gesamten analytischen Arbeitsablauf ist in Abbildung 1 dargestellt.
Ergebnisse
Die sechs landwirtschaftlichen Böden, die zur Methodenbewertung ausgewählt wurden, repräsentierten ein breites Spektrum an Bodeneigenschaften (siehe Tabelle 2), einschließlich pH-Werten (Boden:H2O, 1:2) von 4,67 bis 7,31, Gehalten an organischer Substanz von 0,18 % bis 6,46 % und Tonfraktionen von 22,9 % bis 48,5 %. Fünf Böden stammten aus landwirtschaftlichen Regionen Kolumbiens und einer aus Spanien. Diese Vielfalt wurde gezielt einbezogen, um die Robustheit des vorgeschlagenen Reinigungsverfahrens in unterschiedlichen Bodenmatrizes zu bewerten, da bekannt ist, dass Bodeneigenschaften wie pH, Gehalt an organischer Substanz und Textur die Mitextraktion, Matrixeffekte (MEs) und die Analytrückgewinnung bei der Pestizidrückstandsanalyse beeinflussen können.
Sieben dSPE-Sorbentkombinationen wurden mittels gravimetrischer Bestimmung der Co-Extrakt-Entfernung bewertet (siehe Abbildung 2). Unter den einzelnen Sorbentien erzielte Florisil die höchste durchschnittliche Co-Extrakt-Entfernung (71 %), gefolgt von PSA (58 %) und C18 (41 %). Das Magnesiumsilikat-Adsorbens erreichte in S2 eine vollständige Co-Extrakt-Entfernung (100 %) und zeigte Werte über 90 % in S3 (91 %) und S4 (91 %). Im Gegensatz dazu wies PSA eine größere Variabilität zwischen den Böden auf, mit Entfernungseffizienzen von 21 % in S4 bis hin zur vollständigen Entfernung in S6. C18 zeigte die niedrigste und variabelste Leistung, mit Werten von 0 % in S1 und S2 bis 93 % in S4. Unter den Kombinationen aus gemischten Sorbentien erreichte PSA+Adsorbens eine durchschnittliche Co-Extrakt-Entfernung von 80 %. Die Kombinationen PSA+Adsorbens und C18+Adsorbens führten zu niedrigeren durchschnittlichen Entfernungen von jeweils 73 % und 74 %. Der Zusatz des Magnesiumsilikat-Adsorbens zur PSA+C18-Mischung erhöhte die durchschnittliche Entfernung weiter auf 88 %, was den höchsten Wert unter allen bewerteten Reinigungskonfigurationen darstellt. Die Kombination PSA+C18+Adsorbens erreichte in fünf der sechs Böden Entfernungswerte über 80 % und vollständige Co-Extrakt-Entfernung in S2 und S6. Eine statistische Analyse mittels ANOVA im Rahmen eines randomisierten vollständigen Blockdesigns (RCBD) ergab einen signifikanten Einfluss der Sorbentkombination auf die Co-Extrakt-Entfernung (p = 0,0432). Die mittels Tukey’s HSD-Test erhaltenen statistischen Gruppierungen sind in Abbildung 2 dargestellt.
Die Selektivität der Methode wurde durch das Fehlen interferierender chromatographischer Signale zu den erwarteten Retentionszeiten der Zielanalyten nachgewiesen. Für jeden Analyten und jede Bodenmatrix wurden Matrix-abgeglichene Kalibrierkurven im Konzentrationsbereich von 5–600 µg/kg erstellt, mit einer Nachweisgrenze (LOD) von 5 µg/kg (siehe Tabelle 3). Es wurden keine interferierenden Signale zu den Retentionszeiten der Zielanalyten beobachtet. Für die überwiegende Mehrheit der Analyt-Boden-Kombinationen wurde eine hervorragende Linearität erzielt. Lediglich drei Kalibrierkurven wiesen Bestimmtheitsmaße (R2) unter 0,9933 auf, alle betreffend Fenamiphos, und zwar in S1 (R2 = 0,9888), S3 (R2 = 0,9606) sowie bei der lösungsmittelbasierten Kalibrierung (R2 = 0,9871). Bezüglich Matrixeffekten (ME), basierend auf den Durchschnittswerten über die sechs Böden (siehe Abbildung 3), wurde bei 10 der 12 Ziel-OPP eine Signalunterdrückung (ME < 0) beobachtet, während eine Signalverstärkung (ME > 0) nur für Malathion (+3 %) und Fenamiphos (+25 %) festgestellt wurde. Die meisten Analyten zeigten geringe Matrixeffekte, mit durchschnittlichen ME-Werten zwischen −25 % für Methidathion und −23 % für Parathion-methyl bis −5 % für Ethion. Fenamiphos wies die höchste durchschnittliche Verstärkung (+25 %) auf, während Malathion nur eine geringe Verstärkung (+3 %) zeigte. Auf Ebene einzelner Böden war die stärkste Signalunterdrückung für Pirimiphos-ethyl in S5 (−60 %) und Parathion-methyl in S1 (−44 %) zu beobachten. Im Gegensatz dazu zeigte Fenamiphos in fünf der sechs Böden eine Signalverstärkung, mit einem maximalen ME-Wert von +58 % in S2, während Malathion in vier Böden eine Verstärkung aufwies, mit einem Maximalwert von +16 % in S4.
Die Ergebnisse zur Wiederfindung und Präzision bei den drei Anreicherungsstufen sind in Tabelle 4 zusammengefasst. Die niedrigste Anreicherungsstufe entsprach der Ziel-LOQ-Methode von 50 µg/kg. Die meisten Analyt-Boden-Kombinationen erfüllten die Leistungskriterien nach SANTE/2020/12830 (Rev.2)11, mit mittleren Wiederfindungsraten zwischen 70 % und 120 % und relativen Standardabweichungen (RSD) ≤ 20 %. Bei Fenamiphos lagen die Wiederfindungsraten in S1, S2 und S4 unter 70 %. Bei Pirimiphos-ethyl wurden Wiederfindungsraten unter 70 % in S1 und S6 beobachtet, während Ethion in S1 Wiederfindungsraten unter 70 % aufwies. Bei den übrigen Analyten lagen die Wiederfindungsraten im Allgemeinen über alle Böden und Anreicherungsstufen hinweg im akzeptablen Bereich. Die RSD-Werte blieben in den meisten Fällen unter dem Akzeptanzkriterium von 20 %, was auf eine zufriedenstellende Methodenpräzision über den untersuchten Konzentrationsbereich hinweg hindeutet.
Abbildung 1: Schematischer Arbeitsablauf zur Bestimmung von OPPs in landwirtschaftlichen Böden mittels QuEChERS-Extraktion, optimierter dSPE-Reinigung und GC-MS/MS-Analyse. Komposite Bodenproben wurden vor der QuEChERS-Extraktion unter Verwendung von angesäuertem ACN und einer Salz-ausfallenden Phasentrennung aufgearbeitet (homogenisiert, luftgetrocknet und gesiebt). Sieben dSPE-Sorbentenkombinationen wurden gravimetrisch hinsichtlich ihrer Reinigungseffizienz bewertet, und die ausgewählte Mischung (150 mg MgSO4 + 50 mg PSA + 50 mg C18 + 50 mg Magnesiumsilikat-Adsorbens) wurde für die Methodenvalidierung verwendet. Die endgültigen Extrakte wurden mittels GC-MS/MS unter Verwendung von Analytenschutzsubstanzen und I-IS analysiert. Die Methodenleistung für 12 OPPs wurde anhand von matrixangepasster Kalibrierung, Matrixeffekten, Rückführungen und Präzision unter Verwendung von P-IS bewertet. Abkürzungen: QuEChERS = Quick-Easy-Cheap-Effective-Rugged-Safe; ACN = Acetonitril; PSA = primär-sekundäres Amin; C18 = Octadecylsilan; dSPE = dispergierende Festphasenextraktion; I-IS = Injektionsinterner Standard; GC-MS/MS = Gaschromatographie-Tandem-Massenspektrometrie; MRM = Multiple Reaction Monitoring; OPPs = organophosphorhaltige Pestizide; P-IS = prozeduraler interner Standard. Bitte klicken Sie hier, um eine vergrößerte Version dieser Abbildung anzusehen.
Abbildung 2: Koextraktive Entfernung, erzielt durch sieben dSPE-Sorbentkombinationen in sechs landwirtschaftlichen Böden (S1–S6). Die koextraktive Entfernung wurde gravimetrisch nach QuEChERS-Extraktion und dSPE-Reinigung bestimmt. Sieben Sorbentkombinationen wurden untersucht: PSA, C18, Magnesiumsilikatadsorbens, PSA+C18, PSA+Adsorbens, C18+Adsorbens und PSA+C18+Adsorbens (jeweils 50 mg, zusammen mit 150 mg wasserfreiem MgSO4). Die Entfernungsprozentsätze wurden relativ zu unbehandelten Extrakten gemäß Gleichung 1 berechnet. Die Werte stellen den Mittelwert aus dreifachen Bestimmungen für jede Bodenmatrix dar, und die Fehlerbalken zeigen die Standardabweichung an. S1: Villavicencio (Meta, Kolumbien); S2: Sabana Bogotá (Cundinamarca, Kolumbien); S3: Floresta (Boyacá, Kolumbien); S4: Guasca (Cundinamarca, Kolumbien); S5: Santa Rosa de Viterbo (Boyacá, Kolumbien); S6: La Laguna (Canarias, Spanien). Verschiedene Kleinbuchstaben über jeder Sorbentkombination zeigen statistisch signifikante Unterschiede zwischen den Behandlungsmitteln gemäß ANOVA in einem randomisierten vollständigen Blockdesign (RCBD) gefolgt vom Tukey’s HSD-Test (p < 0,05) an. Die statistischen Vergleiche wurden anhand der Behandlungsmittelwerte über die sechs Bodenmatrizen hinweg durchgeführt. Abkürzungen: PSA = primärer-sekundärer Amin; C18 = Octadecylsilan. Bitte klicken Sie hier, um eine vergrößerte Version dieser Abbildung anzusehen.
Abbildung 3: Heatmap der Matrixeffekte (ME%) für 12 OPPs in sechs Bodenmatrizes (S1–S6). Der Matrixeffekt (ME) wurde als relativer Unterschied zwischen den Kalibrierungssteigungen in Matrix und Lösungsmittel gemäß Gleichung 2 berechnet. Positive Werte zeigen eine Signalverstärkung (rot), negative Werte eine Signalunterdrückung (blau) an. Abkürzungen: OPPs = organophosphorhaltige Pestizide; IS = interner Standard; OM = organisches Material. Bitte klicken Sie hier, um eine vergrößerte Version dieser Abbildung anzusehen.
| Analyt | tR (min) | Quantifizierer (m/z) | CE (V) | Qualifizierer 1 (m/z) | CE (V) | Qualifizierer 2 (m/z) | CE (V) | ||
| Chlorpyrifos-methyl | 11,720 | 288 286 | 5 | 28693 | 25 | 286125 | 25 | ||
| Parathion-methyl | 11,868 | 263109 | 15 | 10979 | 10 | 263125 | 10 | ||
| Tolclofos-methyl | 11,915 | 265250 | 15 | 267265 | 5 | 265125 | 5 | ||
| Pirimiphos-methyl | 12,431 | 290233 | 10 | 305290 | 10 | 290276 | 10 | ||
| Fenitrothion | 12,526 | 277260 | 5 | 277109 | 20 | 125109 | 15 | ||
| Malathion | 12,727 | 12799 | 5 | 173127 | 5 | 12593 | 5 | ||
| Chlorpyrifos | 12,976 | 314258 | 15 | 199171 | 15 | 19797 | 15 | ||
| Fenthion | 13,083 | 278109 | 20 | 278169 | 20 | 278245 | 10 | ||
| Pirimiphos-ethyl | 13,571 | 333168 | 25 | 333318 | 10 | 318180 | 10 | ||
| Methidathion | 14,856 | 14585 | 10 | 14558 | 15 | 14593 | 10 | ||
| Fenamiphos | 15,519 | 303288 | 10 | 303154 | 20 | 303217 | 10 | ||
| Ethion | 16,148 | 153125 | 10 | 153125 | 5 | 231153 | 5 | ||
| Chlorpyrifos-methyl-d10 (P-IS) | 12,862 | 324260 | 25 | 324195 | 25 | 324292 | 10 | ||
| Triphenylphosphat (I-IS) | 18,187 | 326325 | 5 | 326169 | 25 | 326215 | 25 | ||
Tabelle 1: Retentionszeiten, Quantifizierungsübergänge, Qualifizierungsübergänge und Kollisionsenergien in GC-MS/MS-Analysen für die 12 Ziel-OPP, Chlorpyrifos-methyl-d10 (P-IS) und Triphenylphosphat (I-IS). Abkürzungen: GC-MS/MS = Gaschromatographie-Tandem-Massenspektrometrie; OPPs = organophosphorhaltige Pestizide; P-IS = prozedurales internes Standard; I-IS = Injektionsinternes Standard; tR = Retentionszeit; CE (V) = Kollisionsenergie (Volt); m/z = Masse-zu-Ladungs-Verhältnis. Bitte klicken Sie hier, um diese Tabelle herunterzuladen.
| Boden | Herkunft | pH Boden:H2O (1:2) | Organische Substanz (%) | Ton (%) | Texturklasse |
| S1 | Villavicencio (Meta, Kolumbien) | 5.51 | 0,18 | 48,5 | Ton |
| S2 | Sabana Bogotá (Cundinamarca, Kolumbien) | 4,67 | 1,04 | 37,4 | Schluffiger Ton |
| S3 | Floresta (Boyacá, Kolumbien) | 5,53 | 1,71 | 28,2 | Schluffiger Ton |
| S4 | Guasca (Cundinamarca, Kolumbien) | 4,89 | 6,46 | 22,9 | Sandiger schluffiger Ton |
| S5 | Santa Rosa de Viterbo (Boyacá, Kolumbien) | 4,76 | 2,74 | 27,5 | Sandiger schluffiger Ton |
| S6 | La Laguna (Canarias, Spanien) | 7,31 | 1,27 | 39,6 | Schluffiger Ton |
Tabelle 2: Herkunft und physikochemische Eigenschaften der sechs landwirtschaftlichen Böden (S1–S6), die zur Methodenbewertung verwendet wurden. Die Daten umfassen den pH-Wert (Boden:H2O, 1:2), den Gehalt an organischer Substanz (Walkley-Black-Methode), den Tonanteil (Bouyoucos-Methode) und die texturale Klasse. Die vielfältigen Böden wurden ausgewählt, um ein breites Spektrum an physikochemischen Bedingungen für die Methodenbewertung sicherzustellen. Bitte klicken Sie hier, um diese Tabelle herunterzuladen.
| Analyt | Probe | Bereich (µg/kg) | b ± sb·t(0,05;7) | a ± sa·t(0,05;7) | sy/x | R² | ME (%) | ||
| Chlorpyrifos-methyl | Boden 1 | 5–600 | 1,50·10⁻² ± 1,75·10⁻⁴ | 2,39·10⁻² ± 5,02·10⁻² | 3,61·10⁻² | 0.9999 | -22 | ||
| Boden 2 | 5–600 | 1,68·10⁻² ± 3,21·10⁻⁴ | 8,31·10⁻³ ± 9,20·10⁻² | 6,62·10⁻² | 0.9997 | -13 | |||
| Boden 3 | 5–600 | 1,83·10⁻² ± 5,62·10⁻⁴ | −6,60·10⁻² ± 1,61·10⁻¹ | 1,26·10⁻¹ | 0.9991 | -5 | |||
| Boden 4 | 5–600 | 1,72·10⁻² ± 1,59·10⁻⁴ | −2,40·10⁻² ± 4,56·10⁻² | 3,54·10⁻² | 0.9999 | -11 | |||
| Boden 5 | 5–600 | 1,66·10⁻² ± 9,51·10⁻⁴ | −6,65·10⁻² ± 2,71·10⁻¹ | 2,09·10⁻¹ | 0.9975 | -14 | |||
| Boden 6 | 5–600 | 1,62·10⁻² ± 2,28·10⁻⁴ | 1,15·10⁻² ± 6,52·10⁻² | 4,99·10⁻² | 0.9998 | -16 | |||
| Lösungsmittel | 5–600 | 1,93·10⁻² ± 1,19·10⁻³ | −1,23·10⁻¹ ± 3,41·10⁻¹ | 2,46·10⁻¹ | 0.9971 | — | |||
| Parathion-Methyl | Boden 1 | 5–600 | 3,80·10⁻³ ± 1,42·10⁻⁴ | −3,10·10⁻² ± 4,05·10⁻² | 2,92·10⁻² | 0.9989 | -44 | ||
| Boden 2 | 5–600 | 5,16·10⁻³ ± 1,70·10⁻⁴ | −3,24·10⁻² ± 4,86·10⁻² | 3,50·10⁻² | 0.9992 | -24 | |||
| Boden 3 | 5–600 | 5,27·10⁻³ ± 1,76·10⁻⁴ | −1,93·10⁻² ± 5,02·10⁻² | 3,93·10⁻² | 0.9990 | -22 | |||
| Boden 4 | 5–600 | 5,77·10⁻³ ± 1,00·10⁻⁴ | −3,06·10⁻² ± 2,87·10⁻² | 2,23·10⁻² | 0.9997 | -15 | |||
| Boden 5 | 5–600 | 5,80·10⁻³ ± 3,16·10⁻⁴ | −5,68·10⁻² ± 9,00·10⁻² | 6,96·10⁻² | 0.9978 | -15 | |||
| Boden 6 | 5–600 | 5,45·10⁻³ ± 1,46·10⁻⁴ | −2,40·10⁻² ± 4,18·10⁻² | 3,20·10⁻² | 0.9994 | -20 | |||
| Lösungsmittel | 5–600 | 6,80·10⁻³ ± 4,74·10⁻⁴ | −7,73·10⁻² ± 1,36·10⁻¹ | 9,76·10⁻² | 0.9963 | — | |||
| Tolclofos-methyl | Boden 1 | 5–600 | 1,78·10⁻² ± 2,78·10⁻⁴ | −4,35·10⁻⁴ ± 7,94·10⁻² | 5,72·10⁻² | 0.9998 | -17 | ||
| Boden 2 | 5–600 | 1,90·10⁻² ± 2,25·10⁻⁴ | 1,40·10⁻² ± 6,44·10⁻² | 4,64·10⁻² | 0.9999 | -12 | |||
| Boden 3 | 5–600 | 2,10·10⁻² ± 2,15·10⁻⁴ | −4,10·10⁻³ ± 6,15·10⁻² | 4,81·10⁻² | 0.9999 | -3 | |||
| Boden 4 | 5–600 | 1,97·10⁻² ± 3,08·10⁻⁴ | 3,68·10⁻² ± 8,82·10⁻² | 6,85·10⁻² | 0.9998 | -9 | |||
| Boden 5 | 5–600 | 1,97·10⁻² ± 1,01·10⁻³ | −1,08·10⁻¹ ± 2,88·10⁻¹ | 2,23·10⁻¹ | 0.9980 | -9 | |||
| Boden 6 | 5–600 | 1,95·10⁻² ± 1,68·10⁻⁴ | 7,35·10⁻³ ± 4,80·10⁻² | 3,67·10⁻² | 0.9999 | -10 | |||
| Lösungsmittel | 5–600 | 2,16·10⁻² ± 9,90·10⁻⁴ | −9,16·10⁻² ± 2,83·10⁻¹ | 2,04·10⁻¹ | 0.9984 | — | |||
| Pirimiphos-methyl | Boden 1 | 5–600 | 6,48·10⁻³ ± 1,09·10⁻⁴ | −3,28·10⁻² ± 3,11·10⁻² | 2,24·10⁻² | 0.9998 | -19 | ||
| Boden 2 | 5–600 | 7,41·10⁻³ ± 6,28·10⁻⁵ | −2,13·10⁻² ± 1,80·10⁻² | 1,30·10⁻² | 0.9999 | -7 | |||
| Boden 3 | 5–600 | 8,00·10⁻³ ± 1,29·10⁻⁴ | −1,76·10⁻² ± 3,68·10⁻² | 2,88·10⁻² | 0.9998 | 1 | |||
| Boden 4 | 5–600 | 7,80·10⁻³ ± 1,52·10⁻⁴ | −5,27·10⁻³ ± 4,36·10⁻² | 3,38·10⁻² | 0.9997 | -2 | |||
| Boden 5 | 5–600 | 7,33·10⁻³ ± 3,71·10⁻⁴ | −6,17·10⁻² ± 1,06·10⁻¹ | 8,16·10⁻² | 0.9981 | -8 | |||
| Boden 6 | 5–600 | 7,42·10⁻³ ± 8,58·10⁻⁵ | −2,18·10⁻² ± 2,46·10⁻² | 1,88·10⁻² | 0.9999 | -7 | |||
| Lösungsmittel | 5–600 | 7,96·10⁻³ ± 4,79·10⁻⁴ | −6,77·10⁻² ± 1,37·10⁻¹ | 9,88·10⁻² | 0.9972 | — | |||
| Fenitrothion | Boden 1 | 5–600 | 4,65·10⁻³ ± 2,84·10⁻⁴ | −4,91·10⁻² ± 8,12·10⁻² | 5,85·10⁻² | 0.9971 | -40 | ||
| Boden 2 | 5–600 | 6,34·10⁻³ ± 2,12·10⁻⁴ | −5,64·10⁻² ± 6,06·10⁻² | 4,36·10⁻² | 0.9991 | -18 | |||
| Boden 3 | 5–600 | 6,43·10⁻³ ± 2,20·10⁻⁴ | −2,81·10⁻² ± 6,31·10⁻² | 4,94·10⁻² | 0.9989 | -17 | |||
| Boden 4 | 5–600 | 7,41·10⁻³ ± 1,83·10⁻⁴ | −5,38·10⁻² ± 5,23·10⁻² | 4,07·10⁻² | 0.9995 | -4 | |||
| Boden 5 | 5–600 | 6,84·10⁻³ ± 4,22·10⁻⁴ | −8,07·10⁻² ± 1,20·10⁻¹ | 9,28·10⁻² | 0.9971 | -11 | |||
| Boden 6 | 5–600 | 6,50·10⁻³ ± 1,48·10⁻⁴ | −5,02·10⁻² ± 4,24·10⁻² | 3,25·10⁻² | 0.9995 | -16 | |||
| Lösungsmittel | 5–600 | 7,71·10⁻³ ± 7,02·10⁻⁴ | −1,06·10⁻¹ ± 2,01·10⁻¹ | 1,45·10⁻¹ | 0.9937 | — | |||
| Malathion | Boden 1 | 5–600 | 1,20·10⁻² ± 4,06·10⁻⁴ | −4,45·10⁻² ± 1,16·10⁻¹ | 8,37·10⁻² | 0.9991 | -24 | ||
| Boden 2 | 5–600 | 1,78·10⁻² ± 2,03·10⁻⁴ | −4,55·10⁻² ± 5,81·10⁻² | 4,19·10⁻² | 0.9999 | 12 | |||
| Boden 3 | 5–600 | 1,67·10⁻² ± 1,44·10⁻³ | 1,00·10⁻¹ ± 4,11·10⁻¹ | 3,21·10⁻¹ | 0.9933 | 5 | |||
| Boden 4 | 5–600 | 1,83·10⁻² ± 1,44·10⁻⁴ | −2,48·10⁻² ± 4,12·10⁻² | 3,20·10⁻² | 0.9999 | 16 | |||
| Boden 5 | 5–600 | 1,58·10⁻² ± 8,21·10⁻⁴ | −9,07·10⁻² ± 2,33·10⁻¹ | 1,81·10⁻¹ | 0.9980 | 0 | |||
| Boden 6 | 5–600 | 1,69·10⁻² ± 2,54·10⁻⁴ | −2,97·10⁻² ± 7,28·10⁻² | 5,57·10⁻² | 0.9998 | 7 | |||
| Lösungsmittel | 5–600 | 1,58·10⁻² ± 7,45·10⁻⁴ | −8,76·10⁻² ± 2,13·10⁻¹ | 1,53·10⁻¹ | 0.9983 | — | |||
| Chlorpyrifos | Boden 1 | 5–600 | 1,03·10⁻² ± 1,59·10⁻⁴ | −1,62·10⁻² ± 4,54·10⁻² | 3,27·10⁻² | 0.9998 | -21 | ||
| Boden 2 | 5–600 | 1,15·10⁻² ± 1,96·10⁻⁴ | 4,71·10⁻¹ ± 5,62·10⁻² | 4,04·10⁻² | 0.9998 | -12 | |||
| Boden 3 | 5–600 | 1,26·10⁻² ± 9,94·10⁻⁵ | −1,12·10⁻² ± 2,84·10⁻² | 2,23·10⁻² | 0.9999 | -3 | |||
| Boden 4 | 5–600 | 1,24·10⁻² ± 1,76·10⁻⁴ | −1,44·10⁻⁴ ± 5,04·10⁻² | 3,92·10⁻² | 0.9998 | -5 | |||
| Boden 5 | 5–600 | 1,16·10⁻² ± 6,33·10⁻⁴ | −8,42·10⁻² ± 1,80·10⁻¹ | 1,39·10⁻¹ | 0.9977 | -11 | |||
| Boden 6 | 5–600 | 1,14·10⁻² ± 2,29·10⁻⁴ | 7,10·10⁻⁴ ± 6,57·10⁻² | 5,02·10⁻² | 0.9996 | -12 | |||
| Lösungsmittel | 5–600 | 1,30·10⁻² ± 5,48·10⁻⁴ | −7,41·10⁻² ± 1,57·10⁻¹ | 1,13·10⁻¹ | 0.9986 | — | |||
| Fenthion | Boden 1 | 5–600 | 1,71·10⁻² ± 3,38·10⁻⁴ | −3,26·10⁻² ± 9,68·10⁻² | 6,97·10⁻² | 0.9997 | -16 | ||
| Boden 2 | 5–600 | 1,88·10⁻² ± 1,89·10⁻⁴ | −2,84·10⁻² ± 5,40·10⁻² | 3,89·10⁻² | 0.9999 | -8 | |||
| Boden 3 | 5–600 | 2,01·10⁻² ± 4,45·10⁻⁴ | −1,38·10⁻² ± 1,27·10⁻¹ | 9,95·10⁻² | 0.9996 | -2 | |||
| Boden 4 | 5–600 | 1,96·10⁻² ± 2,89·10⁻⁴ | −8,63·10⁻⁴ ± 8,27·10⁻² | 6,42·10⁻² | 0.9998 | -4 | |||
| Boden 5 | 5–600 | 1,89·10⁻² ± 9,10·10⁻⁴ | −1,33·10⁻¹ ± 2,59·10⁻¹ | 2,00·10⁻¹ | 0.9983 | -7 | |||
| Boden 6 | 5–600 | 1,84·10⁻² ± 1,16·10⁻⁴ | −4,97·10⁻² ± 3,31·10⁻² | 2,54·10⁻² | 0.9999 | -10 | |||
| Lösungsmittel | 5–600 | 2,05·10⁻² ± 9,70·10⁻⁴ | −1,27·10⁻¹ ± 2,78·10⁻¹ | 2,00·10⁻¹ | 0.9983 | — | |||
| Pirimiphos-ethyl | Boden 1 | 5–600 | 3,30·10⁻³ ± 6,51·10⁻⁵ | −2,54·10⁻² ± 1,86·10⁻² | 1,34·10⁻² | 0.9997 | -3 | ||
| Boden 2 | 5–600 | 3,30·10⁻³ ± 3,66·10⁻⁵ | −5,05·10⁻³ ± 1,05·10⁻² | 7,55·10⁻³ | 0.9999 | -3 | |||
| Boden 3 | 5–600 | 2,80·10⁻³ ± 1,78·10⁻⁴ | 1,98·10⁻³ ± 5,10·10⁻² | 3,99·10⁻² | 0.9963 | -17 | |||
| Boden 4 | 5–600 | 2,64·10⁻³ ± 5,18·10⁻⁵ | 2,01·10⁻³ ± 1,48·10⁻² | 1,15·10⁻² | 0.9997 | -22 | |||
| Boden 5 | 5–600 | 1,36·10⁻³ ± 6,77·10⁻⁵ | 4,60·10⁻⁴ ± 1,93·10⁻² | 1,49·10⁻² | 0.9981 | -60 | |||
| Boden 6 | 5–600 | 2,92·10⁻³ ± 1,23·10⁻⁴ | −9,09·10⁻³ ± 3,51·10⁻² | 2,69·10⁻² | 0.9985 | -14 | |||
| Lösungsmittel | 5–600 | 3,39·10⁻³ ± 1,46·10⁻⁴ | −2,62·10⁻² ± 4,18·10⁻² | 3,01·10⁻² | 0.9986 | — | |||
| Methidathion | Boden 1 | 5–600 | 2,12·10⁻² ± 7,46·10⁻⁴ | −9,50·10⁻² ± 2,13·10⁻¹ | 1,54·10⁻¹ | 0.9990 | -34 | ||
| Boden 2 | 5–600 | 2,59·10⁻² ± 5,46·10⁻⁴ | −1,20·10⁻¹ ± 1,56·10⁻¹ | 1,12·10⁻¹ | 0.9997 | -19 | |||
| Boden 3 | 5–600 | 2,33·10⁻² ± 1,54·10⁻³ | 6,34·10⁻² ± 4,41·10⁻¹ | 3,45·10⁻¹ | 0.9961 | -27 | |||
| Boden 4 | 5–600 | 2,51·10⁻² ± 3,38·10⁻⁴ | −5,47·10⁻² ± 9,66·10⁻² | 7,51·10⁻² | 0.9998 | -22 | |||
| Boden 5 | 5–600 | 2,59·10⁻² ± 1,32·10⁻³ | −2,06·10⁻¹ ± 3,75·10⁻¹ | 2,90·10⁻¹ | 0.9980 | -19 | |||
| Boden 6 | 5–600 | 2,27·10⁻² ± 3,71·10⁻⁴ | −6,62·10⁻² ± 1,06·10⁻¹ | 8,13·10⁻² | 0.9998 | -29 | |||
| Lösungsmittel | 5–600 | 3,21·10⁻² ± 1,75·10⁻³ | −2,83·10⁻¹ ± 5,00·10⁻¹ | 3,60·10⁻¹ | 0.9977 | — | |||
| Fenamiphos | Boden 1 | 5–600 | 2,36·10⁻³ ± 2,87·10⁻⁴ | −4,42·10⁻² ± 8,20·10⁻² | 5,91·10⁻² | 0.9888 | 8 | ||
| Boden 2 | 5–600 | 3,47·10⁻³ ± 1,21·10⁻⁴ | −2,82·10⁻² ± 3,46·10⁻² | 2,49·10⁻² | 0.9991 | 58 | |||
| Boden 3 | 5–600 | 1,89·10⁻³ ± 4,02·10⁻⁴ | 9,58·10⁻³ ± 1,15·10⁻¹ | 8,99·10⁻² | 0.9606 | -14 | |||
| Boden 4 | 5–600 | 2,63·10⁻³ ± 7,66·10⁻⁵ | −2,51·10⁻² ± 2,19·10⁻² | 1,70·10⁻² | 0.9992 | 20 | |||
| Boden 5 | 5–600 | 2,95·10⁻³ ± 1,91·10⁻⁴ | −3,58·10⁻² ± 5,43·10⁻² | 4,20·10⁻² | 0.9969 | 35 | |||
| Boden 6 | 5–600 | 3,09·10⁻³ ± 5,98·10⁻⁵ | −2,12·10⁻² ± 1,71·10⁻² | 1,31·10⁻² | 0.9997 | 41 | |||
| Lösungsmittel | 5–600 | 2,19·10⁻³ ± 2,87·10⁻⁴ | −4,33·10⁻² ± 8,20·10⁻² | 5,91·10⁻² | 0.9871 | — | |||
| Ethion | Boden 1 | 5–600 | 5,02·10⁻³ ± 1,00·10⁻⁴ | −1,16·10⁻² ± 2,87·10⁻² | 2,07·10⁻² | 0.9997 | -3 | ||
| Boden 2 | 5–600 | 5,07·10⁻³ ± 2,15·10⁻⁴ | −1,06·10⁻² ± 6,16·10⁻² | 4,43·10⁻² | 0.9986 | -2 | |||
| Boden 3 | 5–600 | 4,58·10⁻³ ± 2,21·10⁻⁴ | 9,11·10⁻⁴ ± 6,32·10⁻² | 4,95·10⁻² | 0.9979 | -12 | |||
| Boden 4 | 5–600 | 5,07·10⁻³ ± 7,18·10⁻⁵ | −1,21·10⁻² ± 2,05·10⁻² | 1,60·10⁻² | 0.9998 | -2 | |||
| Boden 5 | 5–600 | 5,00·10⁻³ ± 2,32·10⁻⁴ | −2,72·10⁻² ± 6,61·10⁻² | 5,11·10⁻² | 0.9984 | -3 | |||
| Boden 6 | 5–600 | 4,73·10⁻³ ± 8,29·10⁻⁵ | −6,89·10⁻³ ± 2,37·10⁻² | 1,81·10⁻² | 0.9997 | -9 | |||
| Lösungsmittel | 5–600 | 5,18·10⁻³ ± 2,24·10⁻⁴ | −2,80·10⁻² ± 6,40·10⁻² | 4,61·10⁻² | 0.9986 | — | |||
Tabelle 3: Matrixangepasste Kalibrierungsparameter und Matrixeffekte (ME) für die 12 Ziel-OPPs in sechs landwirtschaftlichen Böden. Abkürzungen: OPPs = organophosphorhaltige Pestizide; b = Steigung; sb = Standardabweichung der Steigung; a = Achsenabschnitt; sa = Standardabweichung des Achsenabschnitts; R2 = Bestimmtheitskoeffizient; sy/x = Standardabweichung der Schätzung; ME = Matrixeffekt. Bitte klicken Sie hier, um diese Tabelle herunterzuladen.
| Analyt | S1 | S2 | S3 | S4 | S5 | S6 | |||||||||||||
| 50 µg/kg | 200 µg/kg | 400 µg/kg | 50 µg/kg | 200 µg/kg | 400 µg/kg | 50 µg/kg | 200 µg/kg | 400 µg/kg | 50 µg/kg | 200 µg/kg | 400 µg/kg | 50 µg/kg | 200 µg/kg | 400 µg/kg | 50 µg/kg | 200 µg/kg | 400 µg/kg | ||
| Chlorpyrifos-methyl | 106 (4) | 102 (2) | 103 (1) | 110 (17) | 99 (2) | 101 (2) | 105 (5) | 104 (2) | 110 (10) | 105 (4) | 98 (3) | 100 (4) | 107 (4) | 107 (3) | 100 (4) | 114 (4) | 102 (3) | 114 (4) | |
| Parathion-methyl | 96 (3) | 96 (0) | 99 (1) | 97 (17) | 92 (3) | 97 (2) | 116 (4) | 104 (6) | 121 (5) | 103 (6) | 87 (4) | 95 (6) | 117 (6) | 110 (4) | 107 (6) | 107 (6) | 100 (4) | 108 (6) | |
| Tolclofos-methyl | 113 (3) | 107 (2) | 104 (1) | 110 (15) | 100 (2) | 105 (3) | 101 (6) | 97 (2) | 104 (10) | 100 (7) | 98 (3) | 102 (2) | 106 (7) | 104 (3) | 101 (2) | 110 (7) | 103 (3) | 108 (2) | |
| Pirimiphos-methyl | 78 (12) | 79 (3) | 89 (2) | 106 (22) | 95 (1) | 99 (3) | 102 (7) | 97 (3) | 104 (9) | 101 (5) | 97 (2) | 100 (3) | 104 (5) | 101 (2) | 98 (3) | 113 (5) | 102 (2) | 104 (3) | |
| Fenitrothion | 91 (4) | 90 (2) | 98 (2) | 104 (25) | 90 (3) | 95 (2) | 116 (5) | 105 (4) | 118 (5) | 101 (6) | 90 (3) | 96 (7) | 111 (6) | 107 (3) | 103 (7) | 118 (6) | 101 (3) | 103 (7) | |
| Malathion | 89 (3) | 81 (1) | 87 (4) | 108 (18) | 90 (2) | 92 (2) | 118 (7) | 110 (4) | 119 (5) | 106 (5) | 96 (4) | 97 (5) | 122 (5) | 110 (4) | 102 (5) | 122 (5) | 102 (4) | 103 (5) | |
| Chlorpyrifos | 97 (4) | 96 (2) | 97 (1) | 160 (13) | 117 (5) | 112 (4) | 97 (6) | 95 (3) | 103 (10) | 102 (6) | 95 (2) | 98 (4) | 105 (6) | 98 (2) | 96 (4) | 108 (6) | 97 (2) | 103 (4) | |
| Fenthion | 101 (2) | 99 (1) | 98 (2) | 99 (3) | 98 (2) | 103 (2) | 100 (7) | 101 (3) | 106 (8) | 102 (6) | 94 (2) | 97 (4) | 104 (6) | 100 (2) | 100 (4) | 110 (6) | 100 (2) | 104 (4) | |
| Pirimiphos-ethyl | 63 (14) | 66 (5) | 85 (2) | 100 (21) | 93 (3) | 101 (3) | 70 (12) | 78 (3) | 93 (8) | 105 (9) | 104 (8) | 108 (7) | 113 (9) | 103 (8) | 103 (7) | 55 (9) | 33 (8) | 34 (7) | |
| Methidathion | 92 (3) | 80 (16) | 91 (3) | 103 (16) | 87 (2) | 90 (2) | 125 (8) | 113 (5) | 125 (5) | 90 (12) | 85 (5) | 92 (8) | 97 (12) | 97 (5) | 97 (8) | 113 (12) | 100 (5) | 104 (8) | |
| Fenamiphos | 5 (38) | 1 (38) | 3 (52) | 58 (18) | 58 (8) | 56 (6) | 140 (16) | 117 (3) | 126 (2) | 65 (15) | 50 (19) | 40 (20) | 82 (15) | 62 (19) | 69 (20) | 88 (15) | 70 (19) | 70 (20) | |
| Ethion | 59 (15) | 42 (11) | 59 (15) | 83 (12) | 82 (3) | 87 (3) | 93 (11) | 97 (4) | 103 (7) | 80 (10) | 78 (6) | 81 (4) | 83 (10) | 77 (6) | 87 (4) | 96 (10) | 87 (6) | 89 (4) | |
Tabelle 4: Mittlere Rückgewinnungen (%) und RSDs (%, in Klammern) für die 12 Ziel-OPPs in sechs landwirtschaftlichen Böden (S1–S6) bei drei Anreicherungsstufen. Rückgewinnungsexperimente wurden bei 50, 200 und 400 µg/kg (n = 5 pro Stufe) mit Chlorpyrifos-methyl-d10 als P-IS durchgeführt. Sowohl die Pestizid-Anreicherung als auch die P-IS-Lösungen wurden vor der Extraktion zugegeben. Gemäß den Leistungskriterien von SANTE/2020/12830 (Rev.2) lagen akzeptable Rückgewinnungen zwischen 70 und 120 % mit RSDs ≤20 %. S1: Villavicencio (Meta, Kolumbien); S2: Sabana Bogotá (Cundinamarca, Kolumbien); S3: Floresta (Boyacá, Kolumbien); S4: Guasca (Cundinamarca, Kolumbien); S5: Santa Rosa de Viterbo (Boyacá, Kolumbien); S6: La Laguna (Canarias, Spanien). Abkürzungen: RSD = relativer Standardabweichung; OPPs = organophosphorhaltige Pestizide; P-IS = prozedurales internes Standard. Bitte klicken Sie hier, um diese Tabelle herunterzuladen.
Diskussion
Die Bestimmung von Pestizidrückständen in Böden stellt aufgrund der hohen Variabilität der physikochemischen Bodeneigenschaften und der daraus resultierenden Unterschiede in der Zusammensetzung der Mitextrakte nach wie vor eine analytische Herausforderung dar4,5,6,14,17,18,19,20,21. Obwohl auf QuEChERS basierende Methoden bereits weitgehend auf Lebensmittel- und Pflanzenmatrizes angewandt wurden, gibt es bisher nur wenige Studien, die die dSPE-Reinigung systematisch für landwirtschaftliche Böden mit unterschiedlichen Eigenschaften optimiert haben4. In der vorliegenden Studie wurden sieben Kombinationen von dSPE-Sorbentien anhand von sechs landwirtschaftlichen Böden bewertet, die ausgewählt wurden, um ein charakteristisches Spektrum unterschiedlicher bodenkundlicher Bedingungen abzudecken. Die Ergebnisse zeigten, dass die Zusammensetzung des Reinigungsschritts einen erheblichen Einfluss auf die Entfernung von mitextrahierten Matrixbestandteilen hatte. Obwohl die Entfernung der Mitextrakte als analytunabhängiges Kriterium zur Auswahl der effizientesten dSPE-Konfiguration diente, wurde die analytische Leistung des optimierten Reinigungsverfahrens anschließend durch Bewertung der Matrixeffekte (ME) sowie durch Methodenvalidierung überprüft. Durch die Identifizierung einer optimierten dSPE-Konfiguration und deren Kombination mit Analytenschutzsubstanzen, einem deuterierten P-IS, kalibrierbaren Matrixstandards sowie Validierung gemäß der Leitlinie SANTE/2020/12830 (Rev.2) bietet dieses Protokoll einen vollständigen, praktikablen und analytischen Arbeitsablauf zur simultanen Bestimmung von OPPs in landwirtschaftlichen Böden mit kontrastierenden Eigenschaften. Das Protokoll wurde nicht zur Optimierung für eine einzelne Bodenmatrix entwickelt, sondern zielt darauf ab, eine robuste und leicht übertragbare Methodik bereitzustellen, die für routinemäßige Umweltlabore geeignet ist.
Die überlegene Leistung der Kombination aus PSA, C18 und Adsorbens lässt sich auf die komplementären Rückhaltemechanismen zurückführen, die von den drei Sorbentien bereitgestellt werden. PSA trägt hauptsächlich zur Entfernung saurer, polarer Mitextraktive durch schwache Anionenaustausch-Wechselwirkungen bei, während C18 unpolare Verbindungen über hydrophobe Verteilung zurückhält12,13. Florisil, ein Magnesiumsilikat-Sorbens, ermöglicht eine zusätzliche Bindung polarer und mäßig polarer Matrixbestandteile durch Wasserstoffbrückenbindungen, Dipol-Dipol-Wechselwirkungen sowie Lewis-Säure-Base-Interaktionen15,16. Die Ergebnisse unterstützen dieses komplementäre Verhalten. Allein das Adsorbens führte zu einer höheren durchschnittlichen Entfernung von Mitextraktiven als PSA oder C18 einzeln. Außerdem bewirkte die Zugabe des Adsorbens zu entweder PSA oder C18 allein nur geringfügige Veränderungen in der durchschnittlichen Reinigungseffizienz, während seine Kombination mit PSA und C18 die höchste Gesamtentfernung von Mitextraktiven unter allen sieben untersuchten dSPE-Konfigurationen ergab. Dieses Muster spricht eher dafür, dass das Adsorbens komplementäre Rückhaltemechanismen für Matrixbestandteile bereitstellt, die durch PSA oder C18 allein nicht effizient entfernt werden, anstatt lediglich als zusätzliche Sorbentienmasse zu wirken. Eine solche Komplementarität ist besonders relevant für landwirtschaftliche Böden, bei denen Variationen im Gehalt an organischer Substanz, in der Mineralzusammensetzung und in der Textur zu stark heterogenen Profilen von Mitextraktiven führen.
Da der Zweck dieser Studie darin bestand, ein einheitliches Reinigungsprotokoll zu etablieren, das auf landwirtschaftliche Böden mit unterschiedlichen physikochemischen Eigenschaften anwendbar ist, wurde bei der endgültigen Auswahl des Sorbens sowohl der statistische Vergleich zwischen den evaluierten Reinigungskonfigurationen als auch die analytische Begründung berücksichtigt, die sich aus den komplementären Rückhaltemechanismen der drei Sorbentien ergibt. Die Kombination aus MgSO4+PSA+C18+Adsorbent führte bei den evaluierten dSPE-Konfigurationen sowohl zur höchsten durchschnittlichen Gesamtrückhaltung an Mitextraktiven als auch zur breitesten physikochemischen Abdeckung der Matrix-Mitextraktive. Daher wurde diese Kombination für die anschließende Methodenvalidierung ausgewählt.
MEs bleiben eine der Hauptquellen für Unsicherheiten bei der GC-MS/MS-Bestimmung von Pestizidrückständen, insbesondere in heterogenen Matrices wie Böden4,5. Obwohl in dieser Studie hauptsächlich eine Signalunterdrückung beobachtet wurde, wiesen die meisten Analyten durchschnittliche ME-Werte im Bereich, der allgemein als gering bis mäßig angesehen wird (−20 % bis +20 % bzw. −20 % bis −50 %)14,28, auf. Dieses Ergebnis stimmt mit einer wirksamen Verringerung der mitextrahierten Matrixbestandteile überein, die das chromatographische System erreichen. Dennoch wurde eine analytenabhängige Variabilität weiterhin beobachtet. Beispielsweise wiesen Methidathion, Parathion-methyl und Pirimiphos-ethyl die stärkste durchschnittliche Signalunterdrückung auf, während Fenamiphos eine Signalverstärkung zeigte. MEs in der GC-MS/MS sind grundsätzlich verbindungsabhängig und entstehen durch Wechselwirkungen zwischen Analyten, verbleibenden Matrixbestandteilen und aktiven Stellen im Einspritzsystem sowie im chromatographischen Pfad. Folglich können verbleibende Matrixkomponenten je nach physikochemischen Eigenschaften jedes Analyten und seiner Anfälligkeit für Oberflächenwechselwirkungen die Detektorantwort entweder verringern oder erhöhen. Die unterschiedlichen Reaktionen, die bei den untersuchten OPPs beobachtet wurden, spiegeln daher hauptsächlich analytenabhängiges Verhalten wider, das auf Unterschieden in der Zusammensetzung der Bodenmatrix überlagert ist. Zusätzlich zur dSPE-Reinigung enthielt der analytische Workflow eine Mischung aus Analytenschutzstoffen, die bereits früher beschrieben wurde und die Wechselwirkungen der Analyten mit aktiven Stellen in GC-Systemen verringern sowie die chromatographische Leistung bei der Pestizidrückstandsanalyse verbessern soll28,29. Das Fortbestehen analytenspezifischer MEs trotz dieser Maßnahmen unterstreicht die Komplexität von Bodenmatrices und spricht für die Verwendung einer matrixangepassten Kalibrierung zur zuverlässigen Quantifizierung von OPPs in Böden mit unterschiedlicher Matrixzusammensetzung.
Recovery-Experimente zeigten, dass die optimierte Methode eine genaue und präzise Quantifizierung der meisten Ziel-OPP unter unterschiedlichen landwirtschaftlichen Bodenbedingungen ermöglicht. Die Mehrheit der Analyt-Boden-Kombinationen erfüllte die Akzeptanzkriterien nach SANTE/2020/12830 (Rev.2)11, mit Wiederfindungsraten zwischen 70 % und 120 % und RSD-Werten unter 20 %. Dennoch wurden für eine begrenzte Anzahl von Analyt-Boden-Kombinationen Abweichungen vom empfohlenen Wiederfindungsbereich beobachtet. Die bedeutendsten Abweichungen betrafen Fenamiphos, Pirimiphos-ethyl und Ethion, die in bestimmten Bodenmatrizen niedrige Wiederfindungsraten aufwiesen. Zusätzliche, isolierte Abweichungen, hauptsächlich mit leicht überschrittenen oberen Akzeptanzgrenzen bei einzelnen Anreicherungsstufen, wurden für Chlorpyrifos, Parathion-methyl, Malathion und Methidathion festgestellt. Da diese Abweichungen nicht durchgängig über alle Bodenmatrizen hinweg auftraten, ist das beobachtete Verhalten vermutlich auf verbindungsspezifische Eigenschaften in Kombination mit Matrixeffekten (MEs) zurückzuführen. Eine höhere Anzahl an Abweichungen wurde in Probe S1 beobachtet, die den höchsten Tonanteil (48,5 %) unter den untersuchten Matrizen aufwies, was darauf hindeutet, dass die physikochemischen Bodeneigenschaften zur verminderten Extraktionsleistung für bestimmte Analyten beigetragen haben könnten. Tonminerale bieten zahlreiche Adsorptionsstellen, die Pestizidmoleküle durch Oberflächenwechselwirkungen zurückhalten und dadurch deren Desorption während der Extraktion verringern können. Das Ausmaß dieser Wechselwirkungen hängt zudem von den physikochemischen Eigenschaften der Analyten ab, einschließlich ihrer Affinität zu mineralischen Oberflächen. Das Fehlen eines vergleichbaren Musters in allen tonreichen Böden zeigt jedoch, dass kein einzelner Bodenparameter die beobachteten Abweichungen vollständig erklärt. Außerdem wurde kein Hinweis auf systematische Verluste im Zusammenhang mit dem Reinigungsschritt gefunden, da dasselbe sorbentenbasierte Reinigungsverfahren für die Mehrheit der Analyt-Boden-Kombinationen zufriedenstellende Ergebnisse lieferte. Obwohl der individuelle Beitrag des Sorbens zur Analytenrückhaltung während der Sorbentenoptimierung nicht separat bewertet wurde, legen die erzielten Wiederfindungsergebnisse nahe, dass die Verwendung dieses Sorbens die Analytenbestimmung nicht beeinträchtigt hat. Insgesamt zeigen diese Ergebnisse die Eignung der vorgeschlagenen Methode auf, unterstreichen aber gleichzeitig den Einfluss von Analyt-Matrix-Wechselwirkungen auf die Leistung bestimmter Verbindungen.
Obwohl die Methode bei den sechs untersuchten landwirtschaftlichen Böden zufriedenstellende Ergebnisse zeigte, muss ihre Anwendbarkeit auf Böden mit extremen Eigenschaften, wie salinisierten Böden, Torfböden, Böden mit sehr hohem Gehalt an organischer Substanz, stark alkalischen Böden oder Matrizes mit Anreicherung kohlenstoffreicher Materialien, noch nachgewiesen werden. Zudem wurde die vorliegende Validierung an angereicherten landwirtschaftlichen Böden durchgeführt, weshalb die Anwendbarkeit der Methode auf natürlich kontaminierte Feldproben noch zu bestätigen bleibt. Außerdem darf die Eignung der Methode für andere Pestizidklassen nicht angenommen werden, da sie ausschließlich für organophosphorhaltige Pestizide (OPPs) entwickelt und validiert wurde. Trotz dieser Einschränkungen bietet das Protokoll einen standardisierten Ansatz zur Bestimmung von OPP-Rückständen in landwirtschaftlichen Böden und kann in Umweltmonitoringprogrammen, Untersuchungen zum Verbleib und zur Ausbreitung von Pestiziden, Risikobewertungsstudien sowie behördlichen Überwachungsmaßnahmen eingesetzt werden. Künftige Forschungsarbeiten sollten die Übertragbarkeit der optimierten Reinigungsstrategie auf weitere Bodentypen und Pestizidklassen bewerten sowie Verbesserungen untersuchen, die darauf abzielen, die Rückgewinnungsraten für Verbindungen mit geringerer Extraktionseffizienz in tonreichen Matrizes zu erhöhen.
Insgesamt kombiniert der vorgeschlagene Arbeitsablauf eine optimierte dSPE-Reinigung, Matrix-angepasste Kalibrierung, interne Standardisierung und Analytschutzmittel zu einem einzigen validierten Protokoll zur gleichzeitigen Bestimmung von OPPs in landwirtschaftlichen Böden. Die systematische Bewertung von Sorbentkombinationen an Böden mit kontrastierenden physikochemischen Eigenschaften liefert praktische Hinweise zur Auswahl von Reinigungsbedingungen, die Matrixeffekte minimieren und gleichzeitig eine zufriedenstellende analytische Leistung aufrechterhalten. Das Protokoll bietet daher einen reproduzierbaren Ansatz, der Umweltmonitoring, Untersuchungen zum Pestizidfate und routinemäßige Rückstandsanalysen in landwirtschaftlichen Böden mit unterschiedlichen Bodeneigenschaften unterstützen kann.
Offenlegungen
Während der Erstellung dieser Arbeit nutzten die Autoren die kostenlose Version von Claude (Anthropic), um bei der Gestaltung des grafischen Layouts von Abbildung 3 zu helfen, sowie die kostenlose Version von ChatGPT (GPT-5.5, OpenAI), um Unterstützung bei Grammatik und Rechtschreibung zu erhalten. Nach der Nutzung dieser Werkzeuge überprüften und bearbeiteten die Autoren sorgfältig den gesamten Inhalt nach Bedarf. Der gesamte wissenschaftliche Inhalt, die Daten, Analysen und Schlussfolgerungen wurden von den Autoren erzeugt, verifiziert und genehmigt, die die vollständige Verantwortung für die Genauigkeit und Integrität des veröffentlichten Artikels übernehmen.
Danksagungen
Die Autoren danken der EAN-Universität und ihrem Büro für Forschungs- und Transfermanagement, die diese Forschung unterstützt haben. Die Autoren danken außerdem den Laboratorien der EAN-Universität für die Bereitstellung der analytischen Einrichtungen und technischen Ressourcen, die für die Durchführung dieser Arbeit erforderlich waren, einschließlich des Zugangs zu den im gesamten Projekt verwendeten GC-MS/MS-Geräten. Diese Arbeit wurde vom Forschungs- und Transfermanagement der Universidad EAN, Bogotá D.C., Kolumbien, unterstützt.
Materialien
| Name | Unternehmen | Katalognummer | Kommentare |
|---|---|---|---|
| 3-Ethoxy-1,2-propanediol (Ethylglycerol) | Sigma Aldrich | 260428-1G | |
| Essigsäure | Sigma Aldrich | 695092 | |
| Acetonitril | Merck | 1006652500 | |
| AOAC 20i/s Probenautomat | Shimadzu | 221-723115-58 | |
| Waage | OHAUS | PA224 | |
| C18 | Sigma Aldrich | 52600-U | |
| Zentrifugenröhrchen, 2 mL | Eppendorf | 4610-1815 | |
| Zentrifugenröhrchen, 50 mL | Nest | 602002 | |
| Zentrifuge Z206A | MERMLE | 6019500118 | |
| Säule SH-Rxi-5sil MS, 30 m x 0,25 mm, 0,25 µm | Shimadzu | 221-75954-30 | |
| Behälter mit Verschluss, braunes Glas, 1000 mL | Sigma Aldrich | Z674176 | |
| Exsikkator | Simax | 415262302 | |
| Dispensette 5–50 mL | BRAND | 4600361 | |
| D-Sorbitol | Sigma Aldrich | 240850-5G | |
| Essigsäureethylester | Merk | 1313181212 | |
| Florisil <200 mesh, feines Pulver | Sigma Aldrich | 288705-50G | |
| Ameisensäure | Merck | 1002641000 | |
| GCMS-TQ8040 | Shimadzu | 211552 | |
| Injektionsspritze | Shimadzu | LC2213461800 | |
| L-Gulonsäure γ-Lacton | Sigma Aldrich | 310301-5G | |
| Linner splitless | Shimadzu | 221-4887-02 | |
| Magnesiumsulfat (wasserfrei) | Sigma Aldrich | M7506-2KG | |
| Methanol | Panreac | 131091.12.12 | |
| Milli-Q-Ultrapure (Typ 1) Wasser | Millipore | F4H4783518 | |
| Pipettenspitzen 10–100 µL | Biologix | 200010 | |
| Pipettenspitzen 100–1000 µL | Brand | 541287 | |
| Pipettenspitzen 20–200 µL | Brand | 732028 | |
| Pipetten Pasteur | NORMAX | 5426023 | |
| Pipette Transferpette S variabel 10–100 µL | BRAND | 704774 | |
| Pipette Transferpette S variabel 100–1000 µL | BRAND | 704780 | |
| Pipette Transferpette S variabel 20–200 µL | SCILOGEX | 712111099999 | |
| Primär-sekundäres Amin (PSA) | Sigma Aldrich | 52738-U | |
| Kühlschrank/Gefrierschrank | Haceb | NEV ALC 404 | |
| Shikimisäure | Sigma Aldrich | S5375-1G | |
| Natriumacetat | Sigma Aldrich | 241245-1KG | |
| Software GCMSsolution | Shimadzu | 223-18472-92 | |
| Edelstahlgitter, 2 mm Maschenweite | Pinzuar | PS33N10 | |
| Reagenzglas, Glas, 10 mL | Sigma Aldrich | BR114508 | |
| Toluol | Merck | 1083252500 | |
| Triphenylphosphat (I-IS) | Sigma Aldrich | 241288-50G | |
| Vials mit eingeschmolzenem Einsatz, 0,3 mL | Sigma Aldrich | 29398-U | |
| Vials, Schraubverschluss, braunes Glas, 15 mL | Sigma Aldrich | 27088-U | |
| Messkolben, 10 mL | Sigma Aldrich | DKW28017-10 | |
| Vortex | Scilogex | 82120004 | |
| Pestizide | |||
| Chlorpyrifos | Sigma Aldrich | 45395-100MG | 2921-88-2 |
| Chlorpyrifos-methyl | Sigma Aldrich | 45396-250MG | 5598-13-0 |
| Chlorpyrifos-methyl-d10 (P-IS) | Sigma Aldrich | 90047-5MG | 285138-81-0 |
| Ethion | Sigma Aldrich | 45477-250MG | 563-12-2 |
| Fenamiphos | Sigma Aldrich | 45483-250MG | 22224-92-6 |
| Fenitrothion | Sigma Aldrich | 45487-250MG | 122-14-5 |
| Fenthion | Sigma Aldrich | 36552-250MG | 55-38-9 |
| Malathion | Sigma Aldrich | 36143-100MG | 121-75-5 |
| Methidathion | Sigma Aldrich | 36158-100MG | 950-37-8 |
| Parathion-methyl | Sigma Aldrich | 36187-100MG | 298-00-0 |
| Pirimiphos-ethyl | Sigma Aldrich | 45628-250MG | 23505-41-1 |
| Pirimiphos-methyl | Sigma Aldrich | 32058-250MG | 29232-93-7 |
| Tolclofos-methyl | Sigma Aldrich | 31209-250MG | 5701804-9 |
Referenzen
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