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Methodenartikel

Ein modifizierter Ansatz zur Zahnextraktion zur Verbesserung der prozeduralen Effizienz und Konsistenz in einem Mausmodell zur Heilung des Unterkiefer-Zahnalveolen-Defekts

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DOI:

10.3791/72974

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8. September 2026

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1State Key Laboratory of Oral Diseases & National Center for Stomatology & National Clinical Research Center for Oral Diseases, West China Hospital of Stomatology, Sichuan University, 2Department of Endodontics, West China Hospital of Stomatology, Sichuan University

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Ein modifizierter Ansatz zur Entfernung des ersten Unterkiefermolaren bei Mäusen wird beschrieben und mit der herkömmlichen Methode verglichen, um die Verfahrenseffizienz und Reproduzierbarkeit zu bewerten. Der modifizierte Ansatz verbessert die Verfahrenskonsistenz und verringert die technischen Schwierigkeiten bei der Einrichtung eines Heilmodells für den murinen Unterkieferzahnalveolus.

Zusammenfassung

Das Zahnfach-Heilungsmodell (TSHM) ist ein weit verbreitetes Tiermodell zur Untersuchung der molekularen Mechanismen der Knochenregeneration. Obwohl das murine mandibuläre TSHM wertvoll ist, um mandibuläre, spezifische pathologische Prozesse zu erforschen, bleibt die Etablierung dieses Modells aufgrund der anatomischen und biomechanischen Eigenschaften des molaren Bereichs des Unterkiefers technisch anspruchsvoll. Dieses Protokoll beschreibt eine modifizierte Methode zur Extraktion des ersten Molaren im Unterkiefer von Mäusen und vergleicht ihre Leistung mit der konventionellen Technik, um die Effizienz und Reproduzierbarkeit des Verfahrens zu verbessern. Unter kontrollierten experimentellen Bedingungen verringerte die modifizierte Methode die durchschnittliche Extraktionsdauer signifikant von 29 auf 10 Minuten. Zudem wies die modifizierte Gruppe weniger extraktionsbedingte Komplikationen auf, darunter Wurzel- und Alveolarknochenfrakturen, was auf eine verbesserte Prozedurkonsistenz hindeutet. Die Mikro-Computertomographie (μCT) zeigte außerdem eine bessere Erhaltung der Architektur des Extraktionsfachs in der frühen Heilungsphase. Diese Ergebnisse zeigen, dass die modifizierte Extraktionsmethode die Effizienz und Reproduzierbarkeit des Verfahrens verbessert und gleichzeitig die mit der murinen mandibulären Zahnextraktion verbundenen technischen Herausforderungen verringert. Dieses Protokoll könnte die konsistente Etablierung muriner mandibulärer Zahnfach-Heilungsmodelle erleichtern, insbesondere für Forschende mit begrenzter Erfahrung in der Mikrochirurgie.

Einleitung

Das Zahnfach-Heilungsmodell (TSHM) ist ein klassisches Modell zur Untersuchung der Knochenregeneration1. Dieses Modell erzeugt eine herausfordernde, jedoch subkritische Verletzung im Alveolarknochen und ermöglicht eine günstige natürliche Heilung ohne zusätzliche Intervention1. Mäuse werden aufgrund ihres genetischen Hintergrunds, der Ähnlichkeiten im Knochenstoffwechsel mit dem des Menschen, der relativ geringen Züchtungskosten und der einfachen Haltung weit verbreitet als Modellorganismen eingesetzt2. In den letzten Jahrzehnten haben rasche Fortschritte in der Gentechnologie Mäuse unverzichtbar gemacht, um die molekularen Mechanismen der Knochenregeneration zu erforschen3. Daher wurde die Extraktion von Molaren bei transgenen Mäusen häufig verwendet, um das TSHM zu etablieren und die regulatorischen Mechanismen der Knochenregeneration zu untersuchen4,5,6.

Die meisten früheren Studien haben murine TSHM unter Verwendung des Oberkiefers etabliert4,5,6, da der Unterkiefer mechanisch steifer und weniger nachgiebig ist als der Oberkiefer7, was die technische Schwierigkeit der Zahnextraktion erhöht. Außerdem ist das Operationsfeld für die Extraktion der oberen Molaren relativ besser zugänglich, und der Oberkiefer lässt sich leichter stabilisieren als der Unterkiefer, wodurch das Verfahren technisch weniger anspruchsvoll wird. Trotz dieser Herausforderungen erhöht die gekrümmte und verbreiterte apikale Wurzelform des ersten Molaren im Mausunterkiefer die mechanische Retention im umgebenden Alveolarknochen8,9, was die Extraktion weiter erschwert (Abbildung 1). Dennoch sind Modelle zur Unterkieferextraktion unverzichtbar, um pathologische Prozesse spezifisch im Unterkiefer zu untersuchen, einschließlich Osteomyelitis, medikamentenassoziiierter Osteonekrose des Kiefers, Osseointegration von Implantaten und Knochenregeneration mittels Biomaterialien10,11,12. Daher ist eine reproduzierbare und zuverlässige Methode zur Extraktion der Unterkiefermolaren bei Mäusen wichtig für Studien, die Modelle zur heilungsbezogenen Untersuchung von Zahnfächern im Unterkiefer erfordern.

Zahnanatomie-Diagramm: Schnitte, die Schmelz, Dentin und Zement zeigen; A, B, C kennzeichnen Stadien.
Abbildung 1. Schematischer Vergleich der Zahnmorphologie bei Mensch und Maus. 
(A) Schematische Darstellung eines erwachsenen menschlichen Zahns. (B) Schematische Darstellung eines jugendlichen ersten Unterkiefermolaren der Maus. (C) Schematische Darstellung eines erwachsenen ersten Unterkiefermolaren der Maus. Die Diagramme verdeutlichen Unterschiede in der Wurzelmorphologie und der Verteilung des Zements, die zur erhöhten mechanischen Verankerung erwachsener erster Unterkiefermolaren der Maus im Alveolarknochen beitragen. Schmelz, Dentin und Zement sind durch die entsprechenden Farben in der Legende gekennzeichnet. Die anatomischen Merkmale basieren auf veröffentlichten Beschreibungen8,9,15. Bitte klicken Sie hier, um eine vergrößerte Version dieser Abbildung anzusehen.

Eine zuvor von unserer Forschungsgruppe entwickelte Methode zur Zahnextraktion nutzt Spritzen, die zu zahnärztlichen Hebeln umfunktioniert wurden13. Obwohl dieses Verfahren eine erfolgreiche Entfernung des rechten ersten Molaren im Unterkiefer von Mäusen ermöglicht, erfordert es ein hohes Maß an technischer Präzision und weist eine steile Lernkurve auf, die umfangreiche Übung verlangt. Ungeübte Anwender können versehentlich Verletzungen an benachbarten anatomischen Strukturen verursachen. Zudem erfordert die Extraktion des linken ersten Molaren im Unterkiefer eine zusätzliche „spiegelbildliche“ Schulung, um die erforderliche Handfertigkeit zu erlangen. Diese Herausforderungen können die Integrität des Extraktionslagers beeinträchtigen, die Konsistenz der Heilungsergebnisse zwischen den Tieren verringern und die Zugänglichkeit des Modells für Forscher mit begrenzter mikrochirurgischer Erfahrung einschränken.

Dieses Protokoll beschreibt eine modifizierte Methode zur Extraktion des ersten Unterkiefermolaren bei Mäusen, um die Zugänglichkeit und Reproduzierbarkeit des Verfahrens zu verbessern. Das Protokoll wurde an 8 Wochen alten männlichen C57BL/6-Mäusen validiert, um einen ersten Unterkiefermolar-TSHM zu etablieren. Der modifizierte Ansatz wurde systematisch mit der herkömmlichen Technik verglichen, um die Effizienz des Verfahrens, den Erfolg der Extraktion sowie verfahrensbedingte Komplikationen zu bewerten. Zusätzlich wurden häufige technische Fehlerquellen, die während der Einarbeitung auftreten, analysiert, um praktische Anleitungen für Forscher bereitzustellen, die einen murinen Unterkiefer-TSHM etablieren möchten.

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Protokoll

Alle Verfahren wurden von dem Ethikkomitee der West China School of Stomatology der Sichuan University (WCHSIRB-D-2025-188) genehmigt und gemäß den institutionellen Leitlinien für Tierversuche durchgeführt.

HINWEIS: Verwenden Sie 8 Wochen alte männliche C57BL/6-Mäuse mit einem Gewicht von 22–29 g. Halten Sie die Tiere bei Standardbedingungen (21 °C–24 °C, 40 %–60 % Luftfeuchtigkeit und 12-Stunden-Hell-Dunkel-Wechsel) in Käfigen mit Standardfutter und ad libitum verfügbarem Wasser. Verwenden Sie die im Materialverzeichnis aufgeführten Materialien und Geräte. Verwenden Sie 24 Mäuse für die vergleichende Bewertung und Darstellung fehlgeschlagener Fälle. Verwenden Sie zusätzliche Mäuse zur Einarbeitung des Bedieners vor dem vergleichenden Experiment.

1. Vorbereitung vor der Operation

  1. Instrumentenvorbereitung
    1. Bereiten Sie 25-G-Spritzenkanülen als Heber zur Verwendung vor (optional). Biegen Sie die abgeschrägte Spitze jeder Nadel auf etwa 20°–40°13.
    2. Bereiten Sie gezahnte Augenhebetalzangen als Zahnzangen vor. Überprüfen Sie die gezahnte Spitze unter Vergrößerung, um sicherzustellen, dass die Zähne korrekt ausgerichtet und frei von Verformungen sind.
    3. Stellen Sie einen Mundrettraktor aus einem Gummiband und vier 25-G-Spritzenkanülen zusammen. Bereiten Sie eine Schaumstoffplatte oder Pappe als Operationsplattform, Klebeband zur Fixierung der Mausgliedmaßen und eine Stirnlampe zur Beleuchtung des Operationsfeldes vor.
    4. Bereiten Sie eine Heizplatte für die postoperative Erholung vor und heizen Sie sie vor der Operation auf etwa 38 °C vor. Bereiten Sie Wattebäusche zur Blutstillung und eine geeignete Menge an Kochsalzlösung zur Reinigung der Mundhöhle vor.
    5. Bereiten Sie eine Fingerschutzhülle vor, um den Daumen zu bedecken und den Bediener während des Extraktionsvorgangs zu schützen.
    6. Legen Sie steriles Vlies über die Operationsfläche und die Heizplatte, um ein steriles Feld zu gewährleisten.
  2. Vorbereitung der Anästhesie
    1. Desinfizieren Sie den Bauch der Maus mit einem in PVP-Jod-Lösung getränkten Wattebausch. Verabreichen Sie 1 % Natriumpentobarbital (50 mg/kg) intraperitoneal14. Beurteilen Sie die Tiefe der Anästhesie mittels des Zehenquetschtests und verabreichen Sie bei Bedarf Nachanästhesie.
      HINWEIS: Falls die Zehenquetschreflexe zurückkehren oder die Dauer der geplanten Anästhesie erreicht wird, muss der Eingriff unterbrochen und Nachanästhesie gemäß dem genehmigten institutionellen Veterinärprotokoll verabreicht werden.
    2. Tragen Sie unmittelbar nach der Anästhesie einen tierärztlichen Augensalben auf beide Augen auf, um eine Austrocknung der Hornhaut zu verhindern.
  3. Vorbereitung der Desinfektion und Sterilisation
    1. Desinfizieren Sie die Operationsplattform, die Heizplatte, das Klebeband, die Fingerschutzhülle und den umgebenden Arbeitsbereich mit 75 %igem Ethanol. Verwenden Sie für jede Maus neue sterile Wattestäbchen, Vlies, Gummibänder und Kanülen. Sterilisieren Sie die gezahnten Zangen und die Kochsalzlösung vor der Verwendung gemäß dem standardmäßigen institutionellen Dampfsterilisationsprotokoll.
      ACHTUNG: 75 %iges Ethanol ist entzündlich. Verwenden Sie es in gut belüfteten Bereichen fern von Wärmequellen, Funken, offenen Flammen und anderen Zündquellen. Tragen Sie geeignete persönliche Schutzausrüstung. Lassen Sie mit Ethanol behandelte Instrumente und Oberflächen vor Beginn des Verfahrens vollständig trocknen.
    2. Führen Sie eine Händedesinfektion vor Beginn des Verfahrens durch. Tragen Sie saubere chirurgische Kleidung, eine sterile chirurgische Haube, eine chirurgische Maske und sterile Handschuhe.

2. Chirurgischer Vorgang

  1. Konservierung und Reinigung der Maus
    1. Legen Sie die Maus in Rückenlage auf die Fixierplatte und sichern Sie die Gliedmaßen mit Klebeband. Stecken Sie zwei 25-G-Nadeln in die Schaumstoffplatte auf Höhe der Orbita-Ohr-Ebene und zwei zusätzliche 25-G-Nadeln unterhalb der Mandibula.
    2. Legen Sie das Gummiband über die Nadeln und über die Schneidezähne, um den Mund geöffnet zu halten. Ziehen Sie die Zunge vorsichtig zurück und positionieren Sie sie auf der Seite gegenüber der Extraktionsstelle, um eine Behinderung des Operationsfeldes zu vermeiden. Verwenden Sie den rechten ersten Molaren der Mandibula als repräsentatives Beispiel in diesem gesamten Protokoll.
    3. Entfernen Sie Speisereste und andere Fremdmaterialien aus der Mundhöhle mithilfe eines kleinen, mit Kochsalzlösung angefeuchteten Watteballs.
      HINWEIS: Drücken Sie den Watteball gründlich aus, um überschüssige Kochsalzlösung zu entfernen, und verhindern Sie so, dass Flüssigkeit in die Mundhöhle gelangt, was eine Erstickung verursachen könnte.
  2. Entfernung des distalen und mesialen Widerstands (optional)
    1. Verwenden Sie die Pinzette mit der linken Hand, um den rechten Mundwinkel zurückzuziehen und den rechten ersten Molaren der Mandibula sowie das umgebende bukkale und linguale Weichgewebe vollständig freizulegen.
    2. Halten Sie die Pinzette mit der rechten Hand. Halten Sie dann mit der linken Hand eine 25-G-Nadel und führen Sie die Nadel vorsichtig in das bukkale Parodontalligament neben der distalen Wurzel ein, um einen Ligamentraum zu schaffen.
    3. Schieben Sie die Nadel langsam in Richtung der periapikalen Region, während Sie sie mesial und lingual zur Molarenrichtung drehen, um die Wurzel aus dem Alveolarknochen zu lösen.
    4. Führen Sie eine 25-G-Nadel von bukkaler Seite in die Wurzelspalte ein und heben Sie sie okklusal mit der linken Hand an. Führen Sie eine zweite 25-G-Nadel mit der rechten Hand in das linguale Parodontalligament neben der mesialen Wurzel ein, um einen Ligamentraum zu schaffen, und drehen Sie anschließend die Nadel distal und bukkal.
    5. Ziehen Sie beide Nadeln aus dem Operationsfeld zurück, nachdem die vorbereitende Lockerung des Parodontalligaments abgeschlossen ist.
      HINWEIS: Führen Sie die vorbereitende Lockerung des Parodontalligaments nur durch, wenn der Zahn nach der anfänglichen Schwingbewegung mit der Pinzette minimale Beweglichkeit und deutlichen Widerstand aufweist.
  3. Schwingen und Extraktion
    1. Stabilisieren Sie den Kopf der Maus mit dem Zeige- und Mittelfinger der linken Hand. Stützen Sie den Daumen, der mit einer Fingerschutzhülle bedeckt ist, gegen die Schneidezähne der Mandibula ab, während Sie die Pinzette mit der rechten Hand halten.
    2. Halten Sie die Pinzettenenden senkrecht zur Okklusionsebene und parallel zur langen Achse des Zahns. Positionieren Sie die gezahnten Enden innerhalb der Wurzelspalte, um einen stabilen Zug zu erzielen.
      HINWEIS: Greifen Sie die Zahnwurzel nicht direkt mit der Pinzette an, da dies zu einer Wurzelfraktur führen könnte.
    3. Greifen Sie die Zahnkrone mit der Pinzette und führen Sie sanfte bukkolinguale Schwingbewegungen aus. Begrenzen Sie den bukkalen Schwingwinkel auf 30° und den lingualen Schwingwinkel auf 50°. Führen Sie eine Schwingbewegung alle 1–1,5 s durch.
    4. Halten Sie den Zug entlang der langen Achse des Molaren von der Spitze zur Krone aufrecht, während Sie mit der linken Daumenkuppe gleichmäßigen Gegendruck gegen die Schneidezähne der Mandibula ausüben, um die Mandibula zu stabilisieren.
      HINWEIS: Achten Sie auf kontinuierlichen, stabilen Gegendruck, vermeiden Sie jedoch übermäßigen Druck oder Verschiebung der Schneidezähne und des angrenzenden Weichgewebes.
    5. Setzen Sie die Schwingbewegungen fort, bis der Zahn allmählich beweglich wird und die Okklusionsfläche sichtbar über die benachbarten Molaren hinausragt. Halten Sie die Pinzettenenden während des gesamten Vorgangs parallel zur langen Achse des Zahns und ziehen Sie den Zahn heraus, sobald ausreichende Beweglichkeit erreicht ist.
      HINWEIS: Bevor Sie die endgültige Extraktionskraft anwenden, bewerten Sie die Zahnmobilität, indem Sie die Zahnkrone vorsichtig in bukkolingualer Richtung schwingen. Fahren Sie mit der Extraktion erst fort, wenn die Krone mit minimalem Widerstand verschoben werden kann und die Amplitude der bukkolinguale Bewegung etwa der Hälfte der Kronenbreite entspricht. Überprüfen Sie unmittelbar vor der vollständigen Extraktion erneut die Tiefe der Anästhesie. Verabreichen Sie gegebenenfalls zusätzliche Anästhesie (Abbildung 2).

Vergleich der Zahnextraktionsverfahren, Diagramm und Ergebnisse; konventionelle und modifizierte Methoden mit extrahierten Wurzeln.
Abbildung 2. Vergleich der konventionellen und modifizierten Extraktionsmethoden für den ersten Molaren des murinen Unterkiefers. 
(A) Schematische Darstellung der konventionellen Extraktionsmethode, bei der eine gebogene 25-G-Nadel in das parodontale Ligament eingeführt und als Hebel verwendet wird, um den Zahn zu luxieren. (B) Schematische Darstellung der modifizierten Extraktionsmethode, bei der gezahnte okuläre Pinzette den Kronenteil greift und eine Zugkraft parallel zur langen Achse des Zahns ausübt. (C) Repräsentatives Bild der gebogenen Spitze der 25-G-Nadel, die als Elevator verwendet wird. (D) Repräsentatives Bild der gezahnten okulären Pinzette, die als mikrochirurgische Extraktionszange dient. (E) Repräsentatives intraoperatives Bild, das die Extraktionsalveole unmittelbar nach der Entfernung des ersten Molaren des Unterkiefers zeigt; gestrichelte Linien kennzeichnen die Extraktionsalveolen. (F) Bukkale Ansicht eines erfolgreich extrahierten ersten Molaren des Unterkiefers. (G) Linguale Ansicht desselben extrahierten ersten Molaren des Unterkiefers. Maßstäbe = 2 mm (C, D) und 400 µm (E–G). Bitte klicken Sie hier, um eine vergrößerte Version dieser Abbildung anzusehen.

3. Untersuchung der extrahierten Zähne und Zahnfachhöhlen

  1. Überprüfen Sie den gezogenen Zahn, um die vollständige Entfernung und strukturelle Integrität zu bestätigen. Stellen Sie sicher, dass die Wurzelform erhalten ist, mit einer längeren mesialen Wurzel, einer kürzeren distalen Wurzel und einer apikalen Erweiterung15. Vergewissern Sie sich, dass keine Alveolarknochenfragmente am gezogenen Zahn haften.
  2. Überprüfen Sie das Zahnfach, um sicherzustellen, dass es sauber ist und keine Wurzelrestfragmente enthält (Abbildung 2).
    HINWEIS: Falls während der Extraktion eine zurückgehaltene oder gebrochene Wurzel vermutet wird, sollte eine wiederholte Manipulation vermieden werden, da übermäßige Versuche die Alveolendeformität verschlimmern können. Untersuchen Sie die Extraktionsstelle unter Vergrößerung, um das Vorhandensein von Wurzelrestfragmenten zu bestätigen. Dokumentieren Sie Fälle mit zurückgehaltenen oder gebrochenen Wurzeln als fehlgeschlagene Extraktionen und schließen Sie sie von der anschließenden Modellevaluation aus. Behandeln Sie diese Tiere gemäß dem genehmigten Tierversuchsprotokoll.

4. Postoperative Pflege

  1. Trockenes Wattepad anwenden, um die Blutung zu stillen. Den Mundraum mit einem kleinen, mit Kochsalzlösung angefeuchteten Wattebausch säubern und die Zunge anschließend repositionieren.
    HINWEIS: Den Wattebausch mit dem geringsten erforderlichen Volumen steriler Kochsalzlösung anfeuchten, um lediglich die Oberfläche zu benetzen, ohne freie Flüssigkeit entstehen zu lassen.
  2. Carprofen (5 mg/kg, subkutan) nach der Operation zur postoperativen Schmerzlinderung verabreichen.
  3. Das Tier auf eine Heizplatte legen und kontinuierlich überwachen, bis es das Bewusstsein wiedererlangt.
  4. Nach der Erholung von der Narkose für 3 Tage weichgemachtes Standardfutter oder eine Gel-Diät auf dem Käfigboden bereitstellen, wobei Wasser ad libitum zur Verfügung steht. Die Standardfütterung wiederaufnehmen, sobald ein normales Fressverhalten bestätigt wurde.
  5. Nahrungsaufnahme, Körpergewicht, Aktivität, Pflegeverhalten, Gesichtsschwellungen, orales Bluten sowie Anzeichen von Schmerz oder Belastung in vordefinierten Intervallen überwachen.

5. Schulung der Bediener

  1. Weisen Sie zwei Versuchsleiter, die keinerlei Erfahrung mit Maus-Modellen zur Regeneration von Hartgewebe haben, per Zufallsprinzip entweder der herkömmlichen oder der modifizierten Extraktionsgruppe zu. Schulen Sie die Versuchsleiter separat unter Aufsicht desselben Ausbilders, der in beiden Methoden – der herkömmlichen und der modifizierten Extraktion – erfahren ist.
  2. Weisen Sie jeden Versuchsleiter in der ersten Woche an, das zugewiesene Extraktionsverfahren an Mauskadavern zu üben, um sich mit dem chirurgischen Ablauf vertraut zu machen.
  3. In der zweiten Woche überwachen Sie die Schulung an lebenden Mäusen, um die praktische Anwendung der jeweiligen Technik zu beurteilen und zu optimieren. Überwachen Sie jeden Eingriff, um eine ausreichende Anästhesie sicherzustellen und unbeabsichtigte chirurgische Komplikationen zu vermeiden, einschließlich versehentlicher Verletzungen des umgebenden Weichgewebes durch unsachgemäße Instrumentenführung oder Schädigungen der Alveolarstrukturen. Bestätigen Sie die Handlungskompetenz des Versuchsleiters, sobald dieser drei aufeinanderfolgende erfolgreiche Extraktionen eigenständig durchführen kann. Nach Abschluss der betreuten Schulung führen Sie die vergleichenden Extraktionsversuche durch.

6. Probenvorbereitung

  1. Die Mäuse durch Zervikaldislokation euthanasieren. Die Unterkiefer vom Kopf abtrennen und das anhaftende Weichgewebe entfernen.
  2. Die Unterkiefer 48 Stunden lang in einer 4 %igen Paraformaldehydlösung fixieren. Die Proben vor der µCT-Aufnahme in PBS lagern.

7. µCT und Analysen

  1. Scannen Sie die Mandibeln mit einem µCT Scanner. Stellen Sie die Scanparameter auf 80 kV ein, 500 µA, 10 µm Voxel-Auflösung und Schicht-für-Schicht-Abtastung.
  2. Kalibrieren Sie das µCT System unter Verwendung eines Hydroxylapatit-Phantoms. Scannen Sie das Phantom und exportieren Sie die rekonstruierten Bilder mit DataViewer.
    1. Analysieren Sie die Phantombilder mithilfe von CTAn. Erstellen Sie eine Kalibrierungskurve, indem Sie die gemessenen CT-Dämpfungswerte der Phantominserts mit ihren bekannten Mineralsdichten korrelieren, um die Dämpfungswerte in BMD umzuwandeln.
    2. Wenden Sie identische Scan- und Rekonstruktionsparameter auf alle Proben an.
    3. Rekonstruieren Sie alle Datensätze mithilfe des standardisierten Rekonstruktionsworkflows in CTAn, der mit dem verbunden ist µCT System. Wenden Sie identische Rekonstruktionseinstellungen, ROI-Definitionen und Kriterien für die quantitative Analyse auf alle Proben an. Führen Sie die dreidimensionale Rekonstruktion getrennt mit Mimics Research für die repräsentative Visualisierung durch, wobei die gleiche ROI-Definition wie bei der quantitativen CTAn-Analyse verwendet wird.
  3. Definieren Sie den interessierenden Bereich (ROI), indem Sie den distalen Wurzelbereich des extrahierten ersten Unterkiefermolaren auswählen. Sammeln Sie 100 aufeinanderfolgende transversale Schnittbilder, die sich apikal ab der Zement-Ename-Grenze des benachbarten zweiten Molaren erstrecken.
    1. Manuell die ROI in jeder Schicht entlang der Grenze des neu gebildeten alveolären Knochens um den Zahnextraktionssockel herum umreißen. Durchführen Sie die anschließende Bildverarbeitung und quantitative Analyse mit CTAn unter Verwendung identischer Analyseparameter für alle Proben.
  4. Führen Sie eine dreidimensionale Rekonstruktion mit Mimics Research durch. Berechnen Sie die Inzidenz von Wurzelfrakturen und Alveolarkammdefekten als Anteil der Unterkieferproben, die jeweils einen dieser Befunde aufweisen, bezogen auf die Gesamtanzahl der Unterkieferproben.
  5. Führen Sie alle statistischen Analysen durch und erstellen Sie die Grafiken mit GraphPad Prism v10.1.2. Überprüfen Sie die Normalverteilung der stetigen Variablen mithilfe des Shapiro-Wilk-Tests.
    1. Definieren Sie die einzelne Maus und ihre entsprechende Extraktionsalveole als experimentelle Einheit für alle Analysen.
    2. Vergleichen Sie die Extraktionszeit, die BMD und das BV/TV zwischen den Gruppen mithilfe eines ungepaarten zweiseitigen Student’s-Tests. t Test. Vergleichen Sie die Inzidenz von Wurzelfrakturen und Alveolarkammdefekten mit dem exakten Fisher-Test.
    3. Kennzeichnen Sie statistische Signifikanz wie folgt: *, p < 0.05; **, p < 0,01; und *** p < 0,001. Verwenden Sie „ns“, um keine statistisch signifikante Differenz zwischen den beiden Gruppen anzugeben.

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Ergebnisse

Die anatomischen Merkmale, die für die Entfernung des ersten Unterkiefermolaren relevant sind, sind in Abbildung 1 dargestellt, und die herkömmlichen sowie modifizierten Extraktionsverfahren sind schematisch in Abbildung 2A,B gezeigt. Repräsentative Bilder der präparierten Nadel und der gezahnten ophthalmologischen Pinzette, der frischen Extraktionsalveolen sowie des extrahierten ersten Unterkiefermolaren sind in Abbildung 2...

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Diskussion

Für die erfolgreiche Einrichtung des TSHM ist die vollständige Entfernung des Zahns unter Erhaltung der umgebenden alveolären Architektur erforderlich, da extraktionsbedingte Verletzungen die anschließende Knochenregeneration beeinträchtigen können16. Daher stellt die Reproduzierbarkeit des Extraktionsverfahrens einen entscheidenden Faktor für die Zuverlässigkeit des Modells dar17. In dieser Studie wurde ein modifizierter, zangenbasierter Ansatz zur extraktion des ersten Mo...

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Offenlegungen

Die Autoren geben keine Interessenkonflikte an.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde durch die Nationale Naturwissenschaftliche Stiftung Chinas (Förderkennzeichen Nr. 82571084) und das Wissenschafts- und Technologieprogramm der Provinz Sichuan (Förderkennzeichen Nr. 2024JDKXJ0001) unterstützt.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Einweg-Spritzenkanülen, 25 GBeyotimeFS802-30pcsEinweg-Spritzenkanülen zur Verwendung als Mundrettraktor und optional zur Vorlockerung des parodontalen Ligaments
4%ige ParaformaldehydlösungSolarbioP11104%ige Paraformaldehydlösung zur Probeneinbettung
75%iger EthanolOuse Medical Devices StoreN/A75%iger medizinischer Ethanol zur Oberflächendesinfektion
C57BL/6-MäuseCharles River213Männliche C57BL/6-Mäuse im Alter von 8 Wochen mit einem Gewicht von 22–29 g
CarprofenSolarbioC5350Postoperatives Analgetikum, subkutan in einer Dosis von 5 mg/kg verabreicht
BaumwollbäuscheOuning Medical DevicesN/ASterile Baumwollbäusche zur Mundreinigung und Blutstillung
CTAn v1.18.4.0+SkyScanN/ASoftware zur Analyse von μCT-Bildern
DataViewer v1.5.6.2SkyScanN/ASoftware zum Betrachten und Exportieren rekonstruierter μCT-Bilder
FingerschutzschlauchLeSu OfficeMEKU-1/2/3BFingerschutzschlauch zum Schutz des Daumens während der Extraktion
SchaumstoffplatteDongguan Lijianglong Industrial Co., Ltd.N/ASchaumstoffplatte als Operations- und Fixierungsunterlage
GelpelletfutterReadyDietechJ10001Postoperatives Futter, das bei Bedarf drei Tage lang auf dem Käfigboden bereitgestellt wird
GraphPad Prism v10.1.2GraphPadRRID: SCR_002798Software zur statistischen Analyse und Erstellung von Diagrammen
KopflampeBazhou Pengen Protective Equipment FactoryN/AKopflampe zur Beleuchtung des Operationsfeldes
WärmeplatteShijiazhuang Jianuan Electrical Appliances Co., Ltd.N/AWärmeplatte, vorher auf etwa 38 °C vorgewärmt, für die postoperative Erholung
Hydroxylapatit-PhantomQRMQRM-70127Kalibrierphantom zur Umrechnung der CT-Dämpfungswerte in die Knochendichte
VergrößerungsgerätOlympus CorporationSZX10Gerät zur Untersuchung der gezahnten Pinzettenspitzen und des Extraktionssockels unter Vergrößerung
OP-MaskeSenlun Medical Devices Specialty StoreN/AChirurgische Maske
Mikrocomputertomographie-ScannerBruker SkyScanSkyScan 1276μCT-Scanner, betrieben bei 80 kV, 500 μA und einer Voxelauflösung von 10 μm
Mimics Research v21.0MaterialiseRRID: SCR_015802Software zur dreidimensionalen Rekonstruktion
NatriumpentobarbitalSigma-AldrichP3761Natriumpentobarbital als 1%ige anästhetische Lösung
Phosphatgepufferte KochsalzlösungSolarbioP10100,01 M Pulver für phosphatgepufferte Kochsalzlösung, pH 7,2–7,4
PVP-Jod-Lösung (Povidon-Jod)Belkon Pharmacy Flagship StoreN/APVP-Jod-Lösung zur Desinfektion des Bauchraums
GummibänderFoshan Puli Rubber Products FactoryN/AGummibänder zur Montage des Mundrettraktors
KochsalzlösungThermo FisherBR0053GKochsalztabletten zur Herstellung der Lösung für die Mundreinigung
StandardpelletfutterJiangsu Xietong Pharmaceutical and Biotechnology Engineering Co., Ltd.XTC01WC-001Standardfutter für die Routinehaltung, weichgestellt für die postoperative Fütterung
DampfsterilisatorInstitutionelle EinrichtungN/AGerät zur Sterilisation der gezahnten Pinzetten und der Kochsalzlösung
Sterile WattestäbchenKangbailai Medical Devices StoreN/AEinzeln sterile Wattestäbchen für den Einmalgebrauch
Sterile HandschuheSenlun Medical Devices Specialty StoreN/ASterile Latexhandschuhe
Steriles VliesShandong Xinhua Infection Control Supplies Hangzhou StoreN/ASteriles Vlies zur Abdeckung der Operationsfläche und der Wärmeplatte
Sterile OP-HaubeSenlun Medical Devices Specialty StoreN/ASterile chirurgische Haube
OP-KleidungSenlun Medical Devices Specialty StoreN/AReinige OP-Kleidung, die während des Eingriffs getragen wird
KlebebandThermo Fisher15947Klebeband zur Fixierung der Mausgliedmaßen
Gezahnte ophthalmologische PinzetteBeyotimeFS229Gezahnte ophthalmologische Pinzette als Zahnzange verwendet
Veterinär-Ophtalmologische SalbeDechra Veterinary Products143-16Augensalbe, nach der Anästhesie aufgetragen, um eine Austrocknung der Hornhaut zu verhindern

Referenzen

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