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Standardisierter Arbeitsablauf für die Entnahme menschlicher Stuhlproben und die automatisierte Desoxyribonukleinsäure-Extraktion unter Verwendung eines Magnetpartikel-Prozessors

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11. September 2026

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1Gut Microbiome Division, SKAN Research Trust, 2Stem Cells Division, SKAN Research Trust

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Das Ziel dieses Protokolls ist es, die Sammlung menschlicher Stuhlproben und die automatisierte Extraktion von Desoxyribonukleinsäure unter Verwendung eines magnetischen Partikelprozessors zu standardisieren.

Zusammenfassung

Die Sequenzierung des Darmmikrobioms ist zu einem wichtigen Ansatz geworden, um die Dynamik mikrobieller Gemeinschaften in gesunden und krankhaften Zuständen zu untersuchen. Veränderungen in der mikrobiellen Zusammensetzung wurden mit mehreren lebensstil- und altersbedingten Erkrankungen assoziiert, darunter Diabetes, Leukämie und neurodegenerative Erkrankungen. Da unterschiedliche Mikroorganismen spezifische physiologische Eigenschaften und Umweltanforderungen aufweisen, sind standardisierte Verfahren zur Sammlung, zum Transport und zur Aufbereitung von Stuhlproben entscheidend, um die Probenechtheit zu bewahren und technische Variabilität zu minimieren. Variationen, die während der präanalytischen Handhabung und der Desoxyribonukleinsäure-(DNA-)Extraktion eingeführt werden, können nachgeschaltete Analysen des Mikrobioms beeinflussen und die Dateninterpretation verfälschen. Ziel dieses Protokolls ist es, einen standardisierten Arbeitsablauf für die Sammlung menschlicher Stuhlproben und die automatisierte DNA-Extraktion mithilfe des MagMAX Microbiome Ultra Nucleic Acid Isolation Kit (Nukleinsäure-Extraktionskit) und des KingFisher Flex Systems (automatisches magnetisches Partikelverarbeitungssystem) bereitzustellen. Der Arbeitsablauf kombiniert kontrollierte Probennahme mit automatisierter Nukleinsäure-Extraktion, um manuelle Variabilität zu verringern und die Prozesskonsistenz zu verbessern. Das Protokoll umfasst die standardisierte Sammlung, Lagerung, Vorbereitung, automatisierte Extraktion sowie die Gewinnung von Nukleinsäuren aus komplexen Stuhlmatrixen. Repräsentative Ergebnisse zeigen eine erfolgreiche Isolierung von DNA, die für nachgeschaltete Anwendungen geeignet ist, einschließlich der Sequenzierung des 16S-ribosomalen Ribonukleinsäure-(rRNA-)Gens und der Shotgun-Metagenom-Sequenzierung. Der standardisierte Arbeitsablauf ermöglicht eine reproduzierbare Probenaufbereitung, erleichtert die Skalierung für Mikrobiomstudien und fördert eine größere Konsistenz zwischen Experimenten. Die visuelle Demonstration bietet praktische Anleitung zur Umsetzung standardisierter Verfahren zur Stuhlprobenverarbeitung und automatisierter Nukleinsäure-Extraktion in der Darmmikrobiom-Forschung.

Einleitung

Das Darmmikrobiom ist ein komplexes mikrobielles Ökosystem, das den Stoffwechsel, die Immunabwehr und die neurologische Funktion des Wirts beeinflusst und wird zunehmend mit verschiedenen Erkrankungen in Verbindung gebracht, darunter Stoffwechselerkrankungen, Morbus Parkinson, Krebs und Neurodegeneration1,2. Es spielt eine wichtige Rolle bei der Aufrechterhaltung der Physiologie des Wirts, indem es den Stoffwechsel, die Immunfunktion, die Nährstoffaufnahme und die Resistenz gegenüber pathogenen Mikroorganismen beeinflusst3,4. Robuste und reproduzierbare Messungen des Mikrobioms sind entscheidend, um diese Assoziationen in mechanistische Erkenntnisse und klinische Anwendungen umzuwandeln. Fortschritte in den Technologien der Next-Generation-Sequenzierung (NGS) haben unser Verständnis der komplexen mikrobiellen Gemeinschaften im Magen-Darm-Trakt revolutioniert. Voranalytische Variablen wie die Sammelverfahren für Stuhlproben, Lagerungsbedingungen, Handhabung, Transport und Methoden zur Extraktion von Desoxyribonukleinsäure (DNA) können jedoch die Struktur der mikrobiellen Gemeinschaft, die DNA-Ausbeute und die Sequenzierungsergebnisse selektiv verändern5,6. Solche methodischen Inkonsistenzen erschweren häufig den Vergleich zwischen Studien.

Unter den kritischen präanalytischen Schritten stellt die DNA-Extraktion einen der einflussreichsten Faktoren für die Qualität von Mikrobiomdaten dar7,8. Ein idealer Extraktionsprotokoll sollte konsistent hochwertige DNA mit hohem Molekulargewicht und minimaler Kontamination über eine große Anzahl von Proben hinweg liefern. Automatisierte Plattformen zur Nukleinsäure-Extraktion können die Reproduzierbarkeit verbessern, manuelle Handhabungsfehler verringern, das Kontaminationsrisiko senken und die Durchsatzleistung erhöhen. Die Leistung dieser automatisierten Extraktionsplattformen hängt maßgeblich von Protokollparametern ab, einschließlich der Probenhomogenisierung, der Bedingungen für das Kugelmahlen, der Lysechemie, der Inkubationsbedingungen und der Handhabung magnetischer Partikel9,10. Daher ist die Etablierung eines standardisierten Workflows, der eine einheitliche Sammlung von Stuhlproben mit automatisierter DNA-Extraktion integriert, entscheidend für die Erzeugung zuverlässiger und reproduzierbarer Mikrobiom-Datensätze.

Hier stellen wir einen standardisierten Arbeitsablauf für die Sammlung, Handhabung und automatisierte DNA-Extraktion menschlicher Stuhlproben mithilfe des oben beschriebenen Nukleinsäure-Extraktionskits und des automatisierten magnetischen Partikelprozessors vor. Das Protokoll legt den Schwerpunkt auf kontrollierte Probennahme, effektive mechanische und chemische Lyse, Entfernung von Inhibitoren sowie Qualitätskontrollmaßnahmen, die für nachfolgende Anwendungen geeignet sind, darunter die Amplikonsequenzierung des 16S ribosomalen Ribonukleinsäure-(rRNA)-Gens, die Ganzgenomsequenzierung, die quantitative Polymerase-Kettenreaktion (PCR) und die metagenomische Shotgun-Sequenzierung. Die visuelle Demonstration bietet praktische Anleitung für die standardisierte Aufbereitung von Stuhlproben und die automatisierte Nukleinsäure-Extraktion, um reproduzierbare und skalierbare Forschung zum Darmmikrobiom zu unterstützen.

Protokoll

Die Studie wurde in Übereinstimmung mit den Richtlinien des Institutionellen Ethikkomitees der SKAN Research Trust durchgeführt und von der Kommission genehmigt (Genehmigungsnummer: SKAN/IEC/2025/04). Von allen Teilnehmern wurde vor der Probenentnahme schriftlich informierte Einwilligung eingeholt.

HINWEIS: Alle Reagenzien, Verbrauchsmaterialien und Geräte sind in der Tabelle der Materialien aufgeführt.

1. Setzen Sie das Sammelset für Stuhlproben zusammen

  1. Stellen Sie ein Sammlungsset für Stuhlproben zusammen, das einen sterilen Stuhl-Auffänger, ein steriles Sammelröhrchen mit Schraubverschluss (30–50 mL Fassungsvermögen) mit befestigtem Spatel, ein Sammelröhrchen, das vorab mit Stabilisierungspuffer befüllt ist, Einweghandschuhe, absorbierendes Material, einen mit Biohazard-Symbol gekennzeichneten verschließbaren Transportbeutel und ein Anleitungsblatt enthält (Abbildung 1).
  2. Beschriften Sie jedes Sammelröhrchen mit einer eindeutigen Probenkennung, dem Datum und der Uhrzeit der Probennahme mithilfe eines Permanentstifts oder eines vorgedruckten Etiketts.
  3. Fügen Sie ein Anleitungsblatt bei, das das Verfahren zur Probenentnahme, Handhabungsvorsichtsmaßnahmen, Lagerbedingungen und Transportanforderungen beschreibt.
    ​HINWEIS: Der Stabilisierungspuffer wird vom Hersteller bereits vorab in das Stuhlprobenröhrchen gefüllt als Bestandteil des Sammlungssets bereitgestellt. Die Zusammensetzung und das Volumen des Stabilisierungspuffers werden vom Hersteller nicht offengelegt. Sammeln Sie gemäß den Herstelleranweisungen etwa 2–5 g Stuhlmaterial direkt in das vorab befüllte Sammelröhrchen.

Kit zur Sammlung von Stuhlproben mit Handschuhen, Röhrchen, Biohazard-Beutel, Auffangvorrichtung und Informationsbroschüre für die Analyse.
Abbildung 1. Bestandteile des Kits zur Sammlung von Stuhlproben. 
Das Kit zur Sammlung von Stuhlproben enthält Einweghandschuhe, einen sterilen Stuhlauffänger, ein steriles Schraubverschluss-Röhrchen zur Stuhlprobenentnahme mit befestigtem Spatel, einen versiegelbaren Transportbeutel mit Biohazard-Kennzeichnung sowie eine beigefügte Informationsbroschüre für die Teilnehmer zur korrekten Sammlung, Handhabung, Lagerung und zum Transport von Stuhlproben. Bitte klicken Sie hier, um eine vergrößerte Version dieser Abbildung anzusehen.

2. Bereiten Sie den Teilnehmer auf die Probenentnahme vor

  1. Weisen Sie den Teilnehmer an, vor der Probenentnahme die Hände zu waschen.
  2. Weisen Sie den Teilnehmer an, vor dem Stuhlgang die Blase zu entleeren, um eine Kontamination der Stuhlprobe mit Urin zu vermeiden.

3. Sammeln Sie die Stuhlprobe mithilfe eines Stuhlfangsystems

  1. Platzieren Sie einen sterilen Stuhlfangbehälter auf dem Toilettensitz, um einen Kontakt zwischen der Stuhlprobe und dem Toilettenwasser zu vermeiden.
  2. Entfalten Sie bei klebenden Stuhlfangbehältern das Gerät vorsichtig entlang der angegebenen Kanten, ohne es zu beschädigen. Befolgen Sie die vom Hersteller mitgelieferten Anweisungen und befestigen Sie das Gerät sicher am hinteren Teil des Toilettensitzes, um eine stabile Sammelfläche zu schaffen.
  3. Positionieren Sie bei nicht-klebenden Stuhlfangbehältern das Gerät gemäß den Herstelleranweisungen über der Toilettenschüssel, um stabilen Halt zu gewährleisten.
  4. Stellen Sie sicher, dass der Stuhlfangbehälter während der Probenentnahme nicht mit Toilettenwasser in Kontakt kommt.
  5. Weisen Sie den Probanden an, den Stuhlgang direkt in den Stuhlfangbehälter zu entleeren.
  6. Ziehen Sie vor der Handhabung der Probe die im Sammelsatz enthaltenen Einweghandschuhe an.
  7. Öffnen Sie das sterile Sammelröhrchen und sammeln Sie mithilfe des beigefügten Spatels Stuhlmaterial von mindestens vier bis fünf unterschiedlichen Bereichen des Stuhls, einschließlich der äußeren Oberfläche und des inneren Kerns. Auf diese Weise erhält man typischerweise etwa 2–5 g Stuhlmaterial, was für die DNA-Extraktion ausreicht.
  8. Vermeiden Sie es, Stuhlmaterial zu sammeln, das die Ränder des Stuhlfangbehälters oder andere externe Oberflächen berührt hat.
  9. Schließen Sie das Sammelröhrchen unmittelbar nach der Probenentnahme fest.
  10. Vermischen Sie die Stuhlprobe gründlich mit dem Stabilisierungspuffer, indem Sie das verschlossene Sammelröhrchen kräftig von Hand schütteln, bis die Probe gleichmäßig suspendiert ist und keine größeren Klumpen mehr vorhanden sind.
  11. Platzieren Sie das verschlossene Sammelröhrchen in der undurchlässigen Transporttüte mit Biohazard-Kennzeichnung, die absorbierendes Material enthält.
  12. Entfernen Sie den Stuhlfangbehälter vorsichtig zusammen mit dem Stuhl aus der Toilette, wobei sicherzustellen ist, dass kein Inhalt verschüttet wird. Spülen Sie Toilettenschüssel, um Stuhl und Stuhlfangbehälter gemeinsam zu entsorgen.

4. Lagerung und Transport von Stuhlproben

  1. Bewahren Sie die Proben gemäß den Spezifikationen des verwendeten Stabilisierungspuffers auf.
  2. Bewahren Sie die Proben bei Raumtemperatur auf, wenn der Stabilisierungspuffer die Lagerung unter Umgebungsbedingungen ermöglicht. Alternativ lagern Sie die Proben kurzfristig (≤24–48 h) bei 4 °C oder langfristig bei −20 °C bis −80 °C.
  3. Bewahren Sie die Proben gemäß den Empfehlungen des Herstellers auf. Mit dem in dieser Studie verwendeten Stabilisierungspuffer gesammelte Proben sind bis zu 2 Jahre bei Raumtemperatur stabil.
  4. Transportieren Sie die Proben in dicht verschlossenen Biohazard-Beuteln mit saugfähigem Material, um Leckagen und Kontaminationen zu verhindern.
  5. Halten Sie während des Transports die empfohlenen Temperaturbedingungen für die Proben ein. Verwenden Sie bei Bedarf isolierte Behälter und Kühlelemente.
  6. Stellen Sie die Einhaltung der institutionellen Biosicherheitsrichtlinien und der geltenden lokalen Vorschriften für den Transport biologischer Proben sicher.

5. Proben entgegennehmen und dokumentieren

  1. Überprüfen Sie jede Probe nach Eingang im Labor auf korrekte Beschriftung, Integrität des Röhrchens und Hinweise auf Leckagen.
  2. Vergeben Sie gegebenenfalls eine laborinterne Kennnummer und dokumentieren Sie Datum und Uhrzeit der Probennahme, Lagerbedingungen sowie Transportdauer.
  3. Schließen Sie Proben aus, die Leckagen aufweisen, falsch beschriftet sind oder deren Integrität beeinträchtigt ist.

6. Bereiten Sie die Platten vor

HINWEIS: Bereiten Sie alle Platten vor, bevor Sie mit der Extraktionsabfolge beginnen. Führen Sie alle Schritte, die Reagenzien und biologische Proben beinhalten, in einer sauberen Umgebung durch, wobei geeignete persönliche Schutzausrüstung getragen werden muss, einschließlich Laborkittel, Handschuhe und Augenschutz. Abbildung 2 zeigt den automatisierten magnetischen Partikelprozessor (Abbildung 2A), die Plattenladepositionen (Abbildung 2B), den Adapter für Tiefbrunnenplatten (Abbildung 2C), die plattenkompatible Zentrifuge (Abbildung 2D), das Kugelmahlgerät (Abbildung 2E), die dämpfende Unterlage (Abbildung 2F), den Plattenhalter (Abbildung 2G), die 96-Loch-Bead-Platte (Abbildung 2H), die Tiefbrunnenplatte (Abbildung 2I) und die Elutionsplatte (Abbildung 2J).

Laborausrüstung für die Probenpräparation und -analyse, einschließlich Zentrifuge und Gewebelysatoren.
Abbildung 2. Geräte und Verbrauchsmaterialien für die automatisierte Extraktion von fäkaler Desoxyribonukleinsäure (DNA). 
(A) Automatisierter Magnetpartikelprozessor. (B) Position zum Einlegen von Platten im automatisierten Magnetpartikelprozessor. (C) Tieflochplattenadapter für die Zentrifugation. (D) Plattenkompatible Zentrifuge. (E) Kugelmühlen-Homogenisator. (F) Dämpfende Unterlage, die während des Kugelmahlens verwendet wird. (G) Halterung für Tieflochplatten (Adapter) zum Kugelmahlen. (H) 96-Loch-Kugelplatte, die dem Kit zur Nukleinsäure-Extraktion beiliegt. (I) 96-Loch-Tieflochplatte. (J) 96-Loch-Elutionsplatte. Bitte klicken Sie hier, um eine vergrößerte Version dieser Abbildung anzusehen.

  1. Entfernen Sie die Spitzenkammplatte aus der Verpackung und halten Sie sie bereit, um sie in das Gerät einzuladen.
  2. Bereiten Sie die Elutionsplatte (Abbildung 2J) vor, indem Sie 200 µL Puffer zur Elution, wie im Nukleinsäure-Extraktionskit enthalten, in jedes Loch einer 96-Loch-Platte geben. Versiegeln Sie die Platte mit einer klaren Klebefolie, um Kontaminationen zu vermeiden. Halten Sie die Platte bis zur Einlagerung in den automatisierten magnetischen Partikelprozessor versiegelt. Beschriften Sie die Platte als Elutionsplatte.
  3. Bereiten Sie die Waschplatte 4 vor, indem Sie 1 mL 80 %igem Ethanol in jedes Loch einer Tieflochplatte geben. Versiegeln Sie die Platte mit Klebefolie, um Verdunstung und Kontamination zu verhindern.
  4. Bereiten Sie die Waschplatte 3 vor, indem Sie 1 mL frisch hergestelltes 80 %iges Ethanol in jedes Loch einer separaten Tieflochplatte geben. Versiegeln Sie die Platte mit Klebefolie.
  5. Bereiten Sie die Waschplatte 2 vor, indem Sie 1 mL Waschpuffer in jedes Loch einer Tieflochplatte geben. Versiegeln Sie die Platte mit Klebefolie.
  6. Bereiten Sie die Waschplatte 1 vor, indem Sie 1 mL Waschpuffer in jedes Loch einer Tieflochplatte geben. Versiegeln Sie die Platte mit Klebefolie.

7. Einrichten des automatisierten magnetischen Partikelprozessors

  1. Schalten Sie den automatisierten magnetischen Partikelprozessor ein. Überprüfen Sie, ob der korrekte 96-Tiefbrunnen-Magnetkopf und der 96-Loch-Tiefbrunnen-Heizblock installiert sind.
  2. Führen Sie das geeignete Geräteprüfprotokoll (z. B. das Protokoll Check_96dw_tip) mit einem sauberen Pipettenspit-Kamm und einer leeren kompatiblen Mikrotiterplatte vor der Probenaufbereitung durch.
  3. Vergewissern Sie sich, dass das erforderliche Extraktionsprogramm auf dem automatisierten magnetischen Partikelprozessor verfügbar ist.
    HINWEIS: Die Verwendung eines falschen Magnetkopfs oder Heizblocks kann die Nukleinsäureausbeute verringern und das Gerät beschädigen.

8. Durchführen der Probelyse

  1. Erstellen Sie eine Plattenkarte, um die Position jeder Probe in der 96-Loch-Platte zu dokumentieren.
  2. Zentrifugieren Sie die 96-Loch-Bead-Platte (Abbildung 2H) bei 2.750 × g für 10 s unter Verwendung einer plattenkompatiblen Zentrifuge (Abbildung 2D) und eines Adapters (Abbildung 2C), um die Beads am Boden jedes Wells zu sammeln.
    HINWEIS: Dieser Schritt verhindert den Verlust der Beads beim Entfernen der Plattenabdichtung.
  3. Entfernen Sie die Plattenabdichtung vorsichtig, ohne die Beads zu stören.
  4. Fügen Sie 800 µL Lysepuffer zu jedem Well der Bead-Platte hinzu.
  5. Vermeiden Sie das Ansaugen der Beads während des Pipettierens.
  6. Tauen Sie gefrorene Fäkalproben bei Raumtemperatur vollständig auf. Mischen Sie die Proben vorsichtig, um sie zu homogenisieren, und fahren Sie unverzüglich mit der DNA-Extraktion fort. Wiederholte Gefrier-Tau-Zyklen sollten vermieden werden, da sie die DNA-Qualität und -Ausbeute verringern können.
    HINWEIS: Bei frischen Proben wird jede Fäkalprobenröhre, die die Stabilisierungslösung enthält, 5–10 s lang im Vortex gemischt, um eine vollständige Homogenisierung sicherzustellen.
  7. Übertragen Sie 200 µL jeder homogenisierten Probe in das entsprechende Well der Bead-Platte.
  8. Verwenden Sie eine Einkanal-Pipette mit sterilen, gefilterten Weitdurchmesser-Pipettenspitzen (abgeschnittene Spitzen), um die Proben zu übertragen. Wiederholtes Pipettieren sollte vermieden werden, um den Verlust von Beads und eine daraus resultierende Verringerung der DNA-Ausbeute zu minimieren.
  9. Versiegeln Sie die Platte sicher mit Haftfolie, wobei sichergestellt werden muss, dass alle Wells und Plattenränder vollständig abgedichtet sind.

9. Führen Sie die mechanische Lyse (Kugelmahlung) durch

  1. Befestigen Sie die verschlossene Platte im Kugelmahlwerk (Abbildung 2E) mithilfe des geeigneten Plattenhalters (Abbildung 2G) und der dämpfenden Unterlage (Abbildung 2F).
  2. Wuchten Sie das Gerät aus, indem Sie eine Platte mit gleichem Gewicht gegenüber der Probenplatte platzieren.
  3. Stellen Sie das Gerät auf 30 Hz für 2 min ein und starten Sie den Lauf.
  4. Lassen Sie den Lauf ohne Unterbrechung ablaufen.
  5. Entfernen Sie die Platte nach Beendigung des Laufs vorsichtig, ohne die Versiegelung zu beschädigen.
    HINWEIS: Verwenden Sie die dämpfende Unterlage, um Schäden an der Platte während des Kugelmahlens zu vermeiden.

10. Führen Sie die Nachbehandlung nach der Lyse durch

  1. Zentrifugieren Sie die Platte bei 2.750 × g für 5 min bei Raumtemperatur in einer ausgewuchteten Konfiguration.
  2. Überführen Sie vorsichtig 400 µL des Überstandes aus jedem Well in eine neue Tiefbrunnenplatte, die als Probenplatte gekennzeichnet ist.
  3. Vermeiden Sie es, während dieses Schritts irgendwelche Kügelchen zu überführen.
    HINWEIS: Die Probenplatte enthält keine Kügelchen und erfordert keine Vorzentrifugation.
  4. Versiegeln Sie die Probenplatte, wenn die Weiterverarbeitung nicht sofort erfolgt.
    HINWEIS: Lagern Sie die versiegelte Lyseplatte gegebenenfalls über Nacht bei 4 °C. Alternativ können Sie die versiegelte Probenplatte bis zu 3 Monate bei −20 °C lagern. Tauen Sie die Proben vor der weiteren Verarbeitung auf Raumtemperatur auf.

11. Bereiten Sie die Bindungsperlenmischung vor

  1. Bereiten Sie die Bindungskügelchen-Mischung unmittelbar vor Gebrauch vor, indem Sie pro Probe 500 µL Nukleinsäure-Bindungspuffer mit 20 µL magnetischen Kügelchen kombinieren. Mischen Sie gründlich, um eine homogene Suspension zu erhalten.
  2. Berechnen Sie das gesamte erforderliche Volumen der Bindungskügelchen-Mischung basierend auf der Anzahl der Proben.
  3. Für eine vollständige 96-Loch-Platte bereiten Sie die Bindungskügelchen-Mischung vor, indem Sie 48,00 mL Nukleinsäure-Bindungspuffer und 1,92 mL magnetische Kügelchen in ein steriles kegelförmiges Reagenzglas geben. Mischen Sie gründlich, um ein Endvolumen von 49,92 mL (520 µL pro Loch) zu erhalten.
    HINWEIS: Bereiten Sie ein ausreichendes Volumen für ein oder zwei zusätzliche Löcher vor, um Pipettierungsabweichungen auszugleichen.
  4. Mischen Sie die Bindungskügelchen-Suspension vorsichtig durch mehrmaliges Umkippen, bis sie homogen ist.
  5. Geben Sie die Bindungskügelchen-Mischung in ein sauberes Reagenzreservoir.
  6. Unmittelbar vor dem Abgeben resuspendieren Sie die magnetischen Kügelchen, indem Sie die Suspension drei bis vier Mal langsam auf- und abpipettieren, um ein Absetzen der Kügelchen zu verhindern.
  7. Geben Sie mithilfe einer Mehrkanalpipette 520 µL der Bindungskügelchen-Mischung in jedes Loch der vorbereiteten Probenplatte.
  8. Pipettieren Sie langsam, da die Lösung viskos ist, und vermeiden Sie die Bildung von Blasen. Rühren Sie die Bindungskügelchen-Mischung im Reagenzreservoir vor jedem Abgabeschritt vorsichtig um, um eine gleichmäßige Verteilung der Kügelchen in allen Löchern sicherzustellen.

12. Ändern Sie das MagMAX_Microbiome_Stool_Flex-Instrumentenprogramm (modifiziertes Extraktionsprogramm)

  1. Laden Sie die BindIt-Software (Protokoll-Editier-Software) gemäß den Anweisungen des Herstellers herunter und installieren Sie sie.
  2. Laden Sie das Instrumentenprogramm von der Website des Herstellers herunter.
  3. Starten Sie die Protokoll-Editier-Software und lassen Sie sie initialisieren.
  4. Klicken Sie auf „Öffnen“ und wählen Sie das heruntergeladene Instrumentenprogramm aus.
  5. Ändern Sie die Protokollparameter wie in Tabelle 1 beschrieben.
  6. Speichern Sie das geänderte Protokoll und schließen Sie die Software.
  7. Verbinden Sie den Computer mit dem automatisierten magnetischen Partikelprozessor über ein USB- oder RS-232C-Seriellkabel.
    HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass der automatisierte magnetische Partikelprozessor ausgeschaltet ist, bevor Sie den Computer anschließen.
  8. Schalten Sie den automatisierten magnetischen Partikelprozessor ein und lassen Sie die Initialisierung abschließen.
  9. Starten Sie die Protokoll-Editier-Software und vergewissern Sie sich, dass der automatisierte magnetische Partikelprozessor erkannt wird.
  10. Übertragen Sie das modifizierte Extraktionsprogramm auf den automatisierten magnetischen Partikelprozessor.
  11. Bestätigen Sie die erfolgreiche Übertragung des modifizierten Extraktionsprogramms und schalten Sie anschließend den automatisierten magnetischen Partikelprozessor aus.
SchrittAktionParameter
1BindungMischen; 5 Sammelzyklen; 37°C
2Magnetenbeads sammeln5 magnetische Sammelzyklen
3Waschen 120 s mischen × 3 Zyklen; 37°C
4Waschen 220 s mischen × 3 Zyklen; 37°C
5Waschen 320 s mischen × 2 Zyklen; 37°C
6Waschen 4Mischen; 1 Zyklus; 37°C
7Trocknen2 min lufttrocknen
8Elution75°C; 6 Mischzyklen; Vorheizung aktiviert
9Magnetenbeads sammeln3 magnetische Sammelzyklen
10Eluat übertragenGereinigte Nukleinsäure in die Elutionsplatte überführen

Tabelle 1: Automatisiertes Extraktionsprogramm für den magnetischen Partikelprozessor.
Zusammenfassung des automatisierten Extraktionsprogramms, das vom automatisierten magnetischen Partikelprozessor während der Desoxyribonukleinsäure-(DNA-)Extraktion ausgeführt wird. Das Programm umfasst die Nukleinsäurebindung, die Sammlung der magnetischen Kügelchen, aufeinanderfolgende Waschschritte, das Lufttrocknen, die Elution und den Transfer der gereinigten DNA in die Elutionsplatte. Die Betriebsparameter für jeden automatisierten Schritt sind aufgelistet.

13. Durchführung der automatisierten Nukleinsäure-Extraktion

  1. Schalten Sie den automatisierten magnetischen Partikelprozessor (Abbildung 2A) ein, indem Sie zunächst die Hauptstromversorgung und dann die Netztaste des Geräts einschalten. Warten Sie, bis die Systeminitialisierung abgeschlossen ist.
  2. Wählen Sie über das Bedienfeld des Geräts das modifizierte Extraktionsprogramm aus und starten Sie den Lauf.
  3. Wenn dazu aufgefordert, setzen Sie die Pipettenspitzen-Kammplatte in Position 7 ein und drücken Sie auf Start, um fortzufahren. Siehe Tabelle 2 für die Plattenbeladungspositionen (Abbildung 2B).
  4. Entfernen Sie die Versiegelungsfolie von der Elutionsplatte und laden Sie diese in Position 6 ein, wobei Sie die korrekte Ausrichtung sicherstellen (Loch A1 muss mit der vorgesehenen Position ausgerichtet sein). Drücken Sie auf Start, um fortzufahren.
  5. Entfernen Sie die Versiegelungsfolie von Waschplatte 4, die 80 % Ethanol enthält, laden Sie die Platte in Position 5 mit der korrekten Ausrichtung ein und drücken Sie auf Start.
  6. Entfernen Sie die Versiegelungsfolie von Waschplatte 3, die 80 % Ethanol enthält, laden Sie die Platte in Position 4 ein und drücken Sie auf Start.
  7. Entfernen Sie die Versiegelungsfolie von Waschplatte 2, laden Sie die Platte in Position 3 ein und drücken Sie auf Start.
  8. Entfernen Sie die Versiegelungsfolie von Waschplatte 1, laden Sie die Platte in Position 2 ein und drücken Sie auf Start.
  9. Wenn dazu aufgefordert, laden Sie die Probenplatte in Position 1 ein und achten Sie auf die korrekte Ausrichtung.
  10. Schließen Sie den Gerätedeckel und drücken Sie auf Start, um den automatisierten Extraktionslauf zu beginnen.
  11. Lassen Sie das Programm ohne Unterbrechung bis zur Fertigstellung laufen (ca. 35–40 min).
    HINWEIS: Tabelle 1 fasst das vom Gerät ausgeführte automatisierte Extraktionsprogramm zusammen.
PlattePositionPlattentypReagenzVolumen pro Vertiefung
Probenplatte196-TieflochplatteProbenlysat + Bindungsperlen-Gemisch920 µL
Waschplatte 1296-TieflochplatteWaschpuffer1.000 µL
Waschplatte 2396-TieflochplatteWaschpuffer1.000 µL
Waschplatte 3496-Tieflochplatte80% Ethanol1.000 µL
Waschplatte 4596-Tieflochplatte80% Ethanol1.000 µL
Elutionsplatte696-LochplatteElutionspuffer200 µL
Tippenkamm-Platte7Standard-Tieflochplatte96-Tiefloch-Tippenkammn. z.

Tabelle 2: Plattenbestückungskonfiguration für die automatisierte Nukleinsäure-Extraktion.
Bestückungspositionen, Plattentypen, Reagenzien und Reagenzvolumina, die für die automatisierte DNA-Extraktion mit dem magnetischen Partikelprozessor verwendet werden. Die Probenplatte enthält das Probenlysat und die Bindungskügelchenmischung. N/V zeigt an, dass kein flüssiges Reagenz der Tip-Kamm-Platte hinzugefügt wurde.

​14. Nukleinsäuren eluieren und lagern

  1. Öffnen Sie das Gerät nach Beendigung des Durchlaufs und entfernen Sie die Elutionsplatte vorsichtig, um ein Verschütten der Eluate zu vermeiden.
    ANMERKUNG: Falls sichtbarer Mitlauf magnetischer Kügelchen in der Elutionsplatte vorhanden ist, überführen Sie die Eluate in eine Standard-96-Well-Platte und stellen Sie die Platte für 5–10 min auf einen Magnethalter. Übertragen Sie das geklärte Überstand mit einer Mehrkanalpipette in eine neue 96-Well-Platte oder in entsprechend beschriftete Röhrchen.
  2. Überführen Sie die eluierte DNA in entsprechend beschriftete Röhrchen oder Lagerungsplatten.
  3. Lagern Sie die eluierte DNA bei 4 °C für kurzfristige Verwendung, bei −20 °C für die Lagerung von bis zu 6 Monaten oder bei −80 °C für die Langzeitlagerung.

15. Durchführen der Nachbearbeitung nach dem Lauf

  1. Entfernen Sie alle verwendeten Platten und Pipettenspitzenkämme aus dem automatisierten magnetischen Partikelprozessor.
  2. Entsorgen Sie alle Verbrauchsmaterialien gemäß den institutionellen Richtlinien für die Entsorgung von biochemischen und chemischen Abfällen.
  3. Reinigen Sie eventuelle Verschüttungen mit einem geeigneten Labor-Desinfektionsmittel.
  4. Schalten Sie den automatisierten magnetischen Partikelprozessor aus, gefolgt von der Hauptstromversorgung.

Ergebnisse

Fäkalproben von sieben Teilnehmern wurden erfolgreich mithilfe des beschriebenen Probensammelverfahrens gesammelt, wobei Proben mit ausreichender Masse und geeigneter Konsistenz für die anschließende Verarbeitung erhalten wurden. Die Proben wurden nach der Entnahme bei Raumtemperatur gelagert. Der Großteil der Proben wies eine einheitliche Textur und Färbung auf, was mit geeigneten Bedingungen für Sammlung und Lagerung übereinstimmt, während eine kleine Teilmenge geringfügige Unterschiede in der Konsistenz zeigte, die auf biologische Variationen zwischen den Teilnehmern zurückzuführen sein könnten. Während des Transports wurde keine sichtbare Kontamination oder Leckage beobachtet, und alle Proben wurden innerhalb des validierten Stabilitätszeitraums des Probensammelsets (bis zu 2 Jahre bei Raumtemperatur) verarbeitet, was die Robustheit und Zuverlässigkeit des Sammelverfahrens unterstreicht (Abbildung 1).

Der automatisierte DNA-Extraktionsworkflow wurde unter Verwendung des automatisierten magnetischen Partikelprozessors (Abbildung 2A), der Plattenladekonfiguration (Abbildung 2B), des Deep-Well-Plattenadapters (Abbildung 2C), des plattenkompatiblen Zentrifugenrotors (Abbildung 2D), des Bead-Beating-Geräts (Abbildung 2E), der dämpfenden Unterlage (Abbildung 2F), des Plattenhalters (Abbildung 2G), der Bead-Platte (Abbildung 2H), der Deep-Well-Platte (Abbildung 2I) und der Elutionsplatte (Abbildung 2J) durchgeführt, entsprechend dem in Tabelle 1 zusammengefassten automatisierten Extraktionsprogramm und der in Tabelle 2 dargestellten Plattenladekonfiguration. Die DNA-Konzentration und -Reinheit wurden an repräsentativen fäkalen Proben bestimmt, und die Ergebnisse sind in Tabelle 3 zusammengefasst. Die DNA-Konzentration wurde mithilfe des Qubit Double-Stranded DNA High Sensitivity Assays (fluorometrischer DNA-Quantifizierungsassay) auf einem Qubit-Fluorometer (fluorometrisches DNA-Quantifizierungsgerät) gemäß den Herstelleranweisungen gemessen. Die Proben wurden mit der Arbeitslösung vermischt, 2 min bei Raumtemperatur inkubiert und gemeinsam mit den beiden Assay-Standards gemessen. Die Absorptionsverhältnisse A260/A280 und A260/A230 wurden mittels eines NanoDrop-Spektrophotometers (Mikrovolumen-Spektrophotometer) bestimmt. Die DNA-Konzentrationen lagen zwischen 36 und 87 ng/µL, wobei alle Proben in einem konstanten Elutionsvolumen von 200 µL vorlagen, was einen direkten Vergleich der gesamten DNA-Ausbeute zwischen den Präparationen ermöglicht (Tabelle 3).

ProbeDNA-Konzentration
(ng/µL)		A260/A280A260/A230Elutionsvolumen
(µL)		Gesamte DNA-Ausbeute
(ng)
Probe A621.831.7120012,400
Probe B361.891.512007,200
Probe C871.921.8520017,400
Probe D502.031.8720010,000
Probe E551.971.8120011,000
Probe F851.991.8820017,000
Probe G442.011.512008,800
Extraktionsblanko0——2000

Tabelle 3: Repräsentative DNA-Rückgewinnung und -reinheit nach automatisierter Extraktion aus menschlichen Stuhlproben.
Repräsentative DNA-Konzentration, Reinheit (Absorptionsverhältnisse A260/A280 und A260/A230), Elutionsvolumen und gesamte DNA-Ausbeute, gemessen nach automatisierter DNA-Extraktion aus menschlichen Stuhlproben. Die DNA-Konzentration wurde mittels fluorometrischem Assay bestimmt. Die Extraktionskontrolle diente als negative Kontrolle und ergab keine nachweisbare DNA.

Die repräsentativen Ergebnisse zeigten eine Variabilität der DNA-Rückgewinnung zwischen den Proben. Höhere DNA-Konzentrationen wurden für Probe A (62 ng/µL), Probe F (85 ng/µL) und Probe C (87 ng/µL) erhalten, während mittlere Konzentrationen für Probe D (50 ng/µL) und Probe E (55 ng/µL) beobachtet wurden. Probe B und Probe G wiesen die niedrigsten DNA-Konzentrationen auf (36 ng/µL bzw. 44 ng/µL). Die Absorptionsverhältnisse A260/A280 lagen zwischen 1,83 und 2,03, während die Absorptionsverhältnisse A260/A230 zwischen 1,51 und 1,88 lagen (Tabelle 3). Diese Variabilität ist bei fäkalen Proben erwartet und kann Unterschiede in der Probenzusammensetzung und biologische Variabilität widerspiegeln, zusätzlich zu technischen Schwankungen im Zusammenhang mit der Probenaufbereitung. Die Extraktionskontrolle ergab keine nachweisbare DNA, was auf das Fehlen einer nachweisbaren Kontamination während des Extraktionsverfahrens hinweist. Die repräsentative Amplifikation des nahezu vollständigen bakteriellen 16S-rRNA-Gens erzeugte das erwartete etwa 1,5 kb große PCR-Amplikon in den fäkalen DNA-Proben, während die Negative-Kontrolle (ohne Matrize) keine Amplifikation zeigte (Abbildung 3).

Gelelektrophorese; 16S-rRNA-PCR-Ergebnisse; DNA-Ladder; Analyse des Bandentrennungsprozesses im Gel
Abbildung 3. Agarosegelelektrophorese von bakteriellen 16S ribosomalen Ribonukleinsäure (rRNA)-Gen-Polymerase-Kettenreaktions-(PCR-)Amplicons. 
Vertretendes Agarosegel, das die Amplifikation des nahezu vollständigen (~1,5 kb) bakteriellen 16S-rRNA-Gens mit den universellen Primern 27F und 1525R nach DNA-Extraktion aus menschlichen Fäkalproben zeigt. Band M: 100-Basenpaar-(bp-)DNA-Ladder; Band 1: Kontrolle ohne Template (leer); Bänder 2–8: repräsentative fäkale DNA-Proben, die das erwartete ~1,5-kb-PCR-Amplicon zeigen. Klicken Sie hier, um eine vergrößerte Ansicht dieser Abbildung anzuzeigen.

Die erfolgreiche Durchführung dieses Protokolls zeigt sich in der Gewinnung messbarer DNA, die für nachgeschaltete molekularbiologische Anwendungen geeignet ist, einschließlich PCR-basierter Assays, 16S-rRNA-Gen-Sequenzierung, Shotgun-Metagenom-Sequenzierung und Bibliotheksherstellung. Insgesamt belegen diese repräsentativen Ergebnisse, dass das Protokoll konsistent DNA aus menschlichen Stuhlproben gewinnt und gleichzeitig die Bandbreite der Variationen aufzeigt, die zwischen biologischen Proben auftreten können.

Diskussion

Das hier beschriebene Protokoll stellt einen standardisierten Arbeitsablauf für die Sammlung menschlicher Stuhlproben und die automatisierte DNA-Extraktion für Mikrobiomstudien bereit. Entscheidende Schritte umfassen die repräsentative Entnahme von Stuhlproben aus mehreren Bereichen des Stuhlgangs, eine gründliche Homogenisierung mit dem Stabilisierungspuffer, die sachgemäße Lagerung und den Transport unter empfohlenen Bedingungen, eine effiziente mechanische Lyse sowie eine sorgfältige Handhabung während der automatisierten Extraktion. Die konsequente Einhaltung dieser Schritte minimiert technische Variabilität und ermöglicht eine reproduzierbare DNA-Gewinnung. Frühere Studien haben bereits die Probenentnahme, Lagerbedingungen, Homogenisierung und DNA-Extraktion als wesentliche Variabilitätsquellen in Mikrobiomanalysen identifiziert und die Bedeutung standardisierter Arbeitsabläufe für reproduzierbare Ergebnisse hervorgehoben5,6,7,8. Die repräsentativen Ergebnisse zeigen eine erfolgreiche Probenentnahme ohne sichtbare Kontamination oder Leckage sowie eine messbare DNA-Gewinnung in allen getesteten Proben.

Mehrere prozedurale Faktoren können die DNA-Gewinnung beeinflussen und sollten während der Durchführung berücksichtigt werden. Unzureichende mechanische oder chemische Lyse, unvollständige Homogenisierung, ineffiziente Bindung der Nukleinsäuren oder Probenverluste während der Übertragungs- und Waschschritte können die DNA-Ausbeute verringern. Unterschiede in der Zusammensetzung des Stuhls, der mikrobiellen Biomasse und der Probenkonsistenz können ebenfalls zu variierenden DNA-Gewinnungsraten zwischen den Proben beitragen. Daher ist eine sorgfältige Durchführung des Protokolls, insbesondere während der Probenhomogenisierung, des Beatmilling und der automatisierten Extraktion, wichtig, um konsistente Ergebnisse zu erzielen. Bei der Fehlersuche sollte zunächst die Zubereitung der Reagenzien, die Instrumenteneinstellung, das Beladen der Platten sowie die korrekte Ausführung des Programms für die automatisierte Extraktion überprüft werden, bevor die Proben bearbeitet werden. Ähnliche Empfehlungen wurden bereits in Studien beschrieben, die analytische Workflows für das Mikrobiom und Methoden zur DNA-Extraktion bewerten5,6,7,8,11.

Die Hauptbeschränkung dieser Methode liegt in der beobachteten Variabilität der DNA-Ausbeute zwischen biologischen Proben. Wie die repräsentativen Ergebnisse zeigen, können Unterschiede in der DNA-Konzentration sowohl auf inhärente biologische Variationen zwischen den Stuhlproben als auch auf technische Variationen zurückzuführen sein, die während der Probenvorbereitung entstehen. Daher sollte die DNA-Konzentration allein nicht als einziger Indikator für die Extraktionsleistung betrachtet werden. Je nach geplanter nachgeschalteter Anwendung können zusätzliche Maßnahmen zur Beurteilung der DNA-Qualität und Eignung erforderlich sein. Um die Qualität und Eignung der DNA für nachgeschaltete molekularbiologische Analysen weiter zu bewerten, wurde das bakterielle 16S-rRNA-Gen mittels PCR mit den universellen Primern 27F und 1525R amplifiziert. Die erfolgreiche Amplifikation des erwarteten etwa 1,5-kb-16S-rRNA-Gen-Fragments wurde durch Agarose-Gelelektrophorese bestätigt (Abbildung 3) und zeigt, dass die extrahierte DNA von ausreichender Qualität für nachgeschaltete Anwendungen ist, einschließlich Sequenzierung und anderen molekularen Assays. Frühere Vergleichsstudien haben ebenfalls gezeigt, dass die DNA-Ausbeute nicht notwendigerweise mit der Leistungsfähigkeit der nachgeschalteten Sequenzierung oder der Genauigkeit des Mikrobiom-Profiling korreliert8,11.

Im Vergleich zu manuellen Extraktionsverfahren reduzieren automatisierte magnetische Partikelprozessoren den manuellen Arbeitsaufwand, standardisieren die Extraktionsbedingungen und ermöglichen die Verarbeitung großer Probenmengen, wobei die vom Bediener abhängige Variabilität minimiert wird9,10. Allerdings können Unterschiede in der Stuhlkonsistenz und der mikrobiellen Biomasse die Lyse-Effizienz und die DNA-Ausbeute beeinflussen. Zudem lassen sich Mikroorganismen mit widerstandsfähigen Zellwänden möglicherweise nicht vollständig lysieren, was die Repräsentation bestimmter Taxa beeinträchtigen könnte. Trotz dieser Einschränkungen bietet die automatisierte Extraktion einen robusten und effizienten Ansatz für großangelegte Studien zum Darmmikrobiom5,6,7,8,9,10. Das vorliegende Protokoll kombiniert eine standardisierte Sammlung fäkaler Proben mit einem automatisierten DNA-Extraktionsverfahren und stellt so einen praktischen und reproduzierbaren Ansatz für Mikrobiomstudien dar, bei denen eine konsistente Verarbeitung großer Probenzahlen erforderlich ist. Standardisierte Methoden wie diese fördern die Reproduzierbarkeit zwischen verschiedenen Studien und eignen sich gut für nachgeschaltete molekularbiologische Anwendungen, einschließlich Mikrobiom-Profilierung, metagenomisches Sequenzieren und andere sequenzbasierte Analysen5,6,7,8,9,10.

Offenlegungen

Die Autoren geben keine konkurrierenden finanziellen oder nichtfinanziellen Interessen an.

Danksagungen

Wir danken der SKAN Research Trust (Indien) dankbar für die Bereitstellung der Ressourcen und eines kollaborativen Umfelds, die diese Arbeit ermöglicht haben. Wir danken außerdem Dr. Anushree Kogje für ihre Unterstützung bei der Faktenüberprüfung und redaktionelle Hilfe.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
80 % Ethanol (aus absolutem Ethanol hergestellt)MerckET00161000Frisch aus absolutem Ethanol gemäß Protokoll herstellen.
Absorbierendes MaterialKimtech34256Im Transportbeutel enthalten.
Klebende PlattenversiegelungsfolieApplied Biosystems4306311MicroAmp Clear Adhesive Film.
Automatisches Magnetpartikel-Verarbeitungssystem (KingFisher Flex Purification System mit 96-Tiefbrunnen-Kopf)Thermo Fisher Scientific5400630Automatisiertes System zur Nukleinsäure-Extraktion.
Transportbeutel mit Biohazard-Kennzeichnung und VerschlussZymo ResearchR1180Undurchlässiger Transportbeutel für Proben.
BindIt-SoftwareThermo Fisher Scientific5189009Software zur Anpassung und Übertragung des automatisierten Extraktionsprotokolls.
Sammelröhrchen mit befestigter Spatel (30–50 mL)Zymo ResearchR1180Steriles Schraubverschluss-Sammelröhrchen.
Dämpfendes StützmaterialQIAGEN69984TissueLyser Adapter Set (wird als dämpfende Unterlage während der Kugelmahlung verwendet).
Tiefbrunnenplatte (96-Loch)Thermo Fisher Scientific95040460KingFisher Deepwell 96-Platte.
EinweghandschuheZymo ResearchR1180Puderfrei empfohlen.
ElutionspufferApplied BiosystemsA42357Wird mit dem MagMAX Microbiome Ultra Nucleic Acid Isolation Kit geliefert.
Fäkalien-SammlerZymo ResearchR1180Steriles Sammelgerät.
Heizblock (96-Loch Tiefbrunnen)Thermo Fisher ScientificSupplied with instrumentBestandteil des KingFisher Flex Purification Systems.
LaborjackeLokaler LieferantN/APersönliche Schutzausrüstung.
LysispufferApplied BiosystemsA42357Wird mit dem MagMAX Microbiome Ultra Nucleic Acid Isolation Kit geliefert.
Magnetische KügelchenApplied BiosystemsA42357Wird mit dem MagMAX Microbiome Ultra Nucleic Acid Isolation Kit geliefert.
Magnetkopf (96-Tiefbrunnen)Thermo Fisher ScientificIncluded with 540063096-Tiefbrunnen-Magnetkopf, geliefert mit dem KingFisher Flex-System.
Magnetständer (96-Loch)Thermo Fisher Scientific12332DErforderlich, falls eine Mitnahme magnetischer Kügelchen beobachtet wird.
MehrkanalpipetteEppendorf3125000052Kompatibel mit 96-Loch-Platten.
NanoDrop-SpektrophotometerThermo Fisher ScientificND-ONE-WWird zur Bestimmung der A260/280- und A260/230-Verhältnisse verwendet.
Puffer zur Nukleinsäure-BindungApplied BiosystemsA42357Wird mit dem MagMAX Microbiome Ultra Nucleic Acid Isolation Kit geliefert.
Dauerhafter MarkerSharpie3002Alternativ können vorgedruckte Etiketten verwendet werden.
Pipettenspitzen, sterilfiltriert (10 µL)Tarsons528100Sterile, skalierte Filterpipettenspitzen.
Pipettenspitzen, sterilfiltriert (200 µL)Tarsons528104Sterile, skalierte Filterpipettenspitzen.
Pipettenspitzen, sterilfiltriert (1.000 µL)Tarsons529106Sterile Filterpipettenspitzen; nach Anweisung im Protokoll aufgeschnitten, um Breitspitzen herzustellen.
Plattenadapter für ZentrifugeEppendorf5820710004Rotor A-2-DWP-AT Tiefbrunnen-Plattenadapter.
Zentrifuge mit PlattenkompatibilitätEppendorf5810Kompatibel mit dem Rotor A-2-DWP-AT-Adapter.
Plattenhalter für KugelmahlungQIAGEN69984TissueLyser Adapter Set 2 × 96.
Vorgedruckte Etiketten (optional)BradyBBP12Alternative zum dauerhaften Marker.
Qubit dsDNA HS AssayThermo Fisher ScientificQ33231Fluorometrischer Assay zur DNA-Quantifizierung.
Qubit-FluorometerThermo Fisher ScientificQ33327Gerät zur fluorometrischen DNA-Quantifizierung.
ReagenzienreservoirThermo Fisher Scientific8093Matrix Reagenzreservoir.
Puffer zur ProbensicherungZymo ResearchR1180DNA/RNA Shield Fecal Collection Kit.
Steriles kegelförmiges RöhrchenHiMediaTCP106HWird zur Herstellung der Bindungskügelchen-Mischung verwendet.
TissueLyser III Kugelmühle zur HomogenisierungQIAGEN9003240Instrument zur mechanischen Lyse.
Spitzenkamm-PlatteThermo Fisher Scientific97002534KingFisher 96 Spitzenkamm für Tiefbrunnen-Magnete.
WaschpufferApplied BiosystemsA42357Wird mit dem MagMAX Microbiome Ultra Nucleic Acid Isolation Kit geliefert.

Referenzen

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