Name: Blutdruckmessung in Mäuse mit Volume Druck Recording, ein Tail-Manschette Methode (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2009-05-15T00:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 54 s
Description: Lernen Sie die nicht-invasive Blutdruckmessung bei Mäusen mit Volume Pressure Recording und einer Schwanzmanschette. Diese Methode ermöglicht präzise systolische und diastolische Messungen für kardiovaskuläre Forschung.

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<ol style="padding:5px;"><li> Ausrüstung Set-up <ol style="padding:5px;"><li> Wählen Sie einen Bereich in dem Labor, in dem die Raumtemperatur bei oder über 20 ° C. </li><li> Vermeiden Sie Orte in der Nähe Luftdüsen und / oder laute Geräusche. </li><li> Vermeiden Sie es, das Tier, um Gerüche, die Hautreizungen und / oder Stress verursachen, wie Parfüm, Eau de Cologne, Chemikalien und Reinigungsmittel können. </li><li> Schalten Sie den CODA-Controller. </li><li> Schalten Sie den Warming-Plattform und auf Level 3. Wenn die Raumtemperatur über 25 ° C, auf Stufe 1 oder 2 zu beginnen. </li><li> Controller Diagnostics-Test <ol style="padding:5px;"><li> Öffnen Sie die CODA-Software. </li><li> Wählen Sie die CODA-Gerät, indem Sie auf sie. </li><li> Klicken Sie auf &quot;Test Selected Device&quot;. </li><li> Wählen Sie die Manschetten und Kanäle zu testen, und klicken Sie auf &quot;Test&quot;. </li><li> Nach der Test abgeschlossen ist, schließen Sie das Device Test-Fenster. </li></ol></li></ol></li><li> Software Set-up <ol style="padding:5px;"><li> Verwalten Personal und Tiere <ol style="padding:5px;"><li> Verwalten Personal <ol style="padding:5px;"><li> Wählen Sie Extras&gt; Personal. </li><li> Klicken Sie auf &quot;Researcher 1&quot;, um den Namen zu ändern. </li><li> Klicken Sie auf nachfolgenden Zeilen, um weitere Forscher hinzu. </li><li> Klicken Sie auf &quot;Techniker Tab&quot; zu ändern oder zu ergänzen Techniker. </li><li> Klicken Sie auf &quot;Proben Tab&quot;, um das Tier für eine einfache Identifizierung Name und das Tier auszuwählen; Ratte oder Maus. </li><li> Klicken Sie auf &quot;Animals Tab&quot;, um die Tierart und die Empfindlichkeit zu verändern. </li></ol></li></ol></li><li> New Experiment <ol style="padding:5px;"><li> Wählen Sie Datei&gt; Neu&gt; Experiment </li><li> Beginnen Sie ein neues Experiment <ol style="padding:5px;"><li> Geben Sie den Namen Experiment. </li><li> Wählen Sie den Key Researcher. </li><li> Wählen Sie ein Startdatum und klicken Sie auf &quot;Weiter&quot;. </li></ol></li><li> Grundlegende Session Info <ol style="padding:5px;"><li> Geben Sie die Session Name </li><li> Set &quot;Akklimatisierung Cycles&quot; bis 5. Wenn Sie nicht mit Akklimatisierung Zyklen, auf Null gesetzt sind bevorzugen. Um mit acclimating das Tier an den Halter und Manschetten zu unterstützen, zusätzliche Zyklen zu Ihrem Experiment und führen Sie das Experiment an 5 aufeinander folgenden Tagen. </li><li> Set &quot;Anzahl der Sätze&quot; auf 1. </li><li> Set &quot;Time Between Sets&quot; bis 30 Sekunden für mehrere Sätze </li><li> Set &quot;Zyklen pro Set&quot; bis 20 Zyklen. </li><li> Set &quot;Zeit zwischen den Zyklen&quot; auf 5 Sekunden und klicken Sie auf &quot;Weiter&quot;. </li></ol></li></ol></li><li> Specimen Selection <ol style="padding:5px;"><li style="list-style-type:none;"><ol style="padding:5px;"><li> Wählen Sie die Probe aus der Probe Pool und weisen es der erste verfügbare Kanal und klicken Sie auf &quot;Weiter&quot;. </li></ol></li><li> Session-Parameter <ol style="padding:5px;"><li> Set &quot;Maximum Occlusion Pressure&quot; auf 250mmHg. </li><li> Set &quot;Deflation Time&quot; bis 20 Sekunden für Mäuse, 15 Sekunden für Ratten. </li><li> Set &quot;Minimum Volume&quot; auf 15ul. </li><li> Set &quot;Display Style&quot; zu einem Kanal pro Grafik. </li><li> Fügen Sie zusätzliche Forscher und Techniker aus und klicken Sie auf &quot;Weiter&quot;. </li></ol></li><li> Session Script <ol style="padding:5px;"><li> Überprüfen Sie die Session Script und klicken Sie auf &quot;Weiter&quot;. </li><li> Wählen Sie nicht Fertig, bis Sie das Tier Vorbereitung Abschnitt abzuschließen. </li></ol></li></ol></li></ol></li><li> Tierische Vorbereitung <ol style="padding:5px;"><li> Tierische Set-up <ol style="padding:5px;"><li> Tierhalter <ol style="padding:5px;"><li> Zu trainieren und zu verbessern Tier Akklimatisierung, fügen Sie weitere Zyklen, Ihr Experiment und führen Sie das Experiment an fünf aufeinanderfolgenden Tagen. Sie können auch mit Akklimatisierung, indem das Tier in die Halterung für 15 Minuten an 3 aufeinanderfolgenden Tagen vor dem eigentlichen Studium zu unterstützen. </li><li> Legen Sie für jedes Tier in einer Halterung, indem Sie den Tier am Schwanz und sanftes Auflegen das Tier in den hinteren Teil der Halterung, die das offene Ende des Nasenkonus Gesichter. Hinweis: die Größe des Tieres in Bezug auf die Größe der ausgewählten Halter. Das Tier sollte in der Lage, frei zu geben den Halter. </li><li> Sorgfältig sichern die Heckklappe an den Inhaber durch Drehen des roten Schraubverschluss auf der Heckklappe. Es ist darauf zu vermeiden, Einklemmen des Schwanzes oder andere Körperteile bei gleichzeitiger Sicherstellung der Heckklappe werden. </li><li> Schieben Sie die Bugspitze auf der Heckklappe, die Begrenzung der Bewegung des Tieres. Die Nase Kegel sollten in der Lage, das Tier von sich umzudrehen, während im Inneren des Halters zu begrenzen. </li><li> Platzieren Sie die Halterung auf die Erwärmung Plattform in der dafür vorgesehenen Stelle. Wenn der Test die gleiche Gruppe von Tieren über einen Zeitraum von Zeit, sicher sein, auf den Inhaber Position auf die Erwärmung Plattform drehen, um die Konsistenz und Genauigkeit der BP-Messungen zu verbessern. Lassen Sie das Tier mindestens 5-Minuten, um die Halterung zu akklimatisieren zu. </li><li> Nicht berühren oder Griff des Tieres, während im Inneren des Halters. Die vermehrte Kontakte konnte reizen das Tier. </li><li> Lassen Sie das Tier in den Inhabern unbeaufsichtigt. </li></ol></li><li> Cuff Placement <ol style = &quot;padding: 5px;&quot;&gt; <li> Thema der Schwanz durch die &quot;Occlusion Cuff.&quot; Place dieser Manschette so nah an der Basis des Schwanzes wie möglich, ohne Kraft. </li><li> Sichern Sie die &quot;Occlusion Manschettenschlauch&quot; in die Kerbe am oberen Rückseite des Halters. </li><li> Thema der Schwanz durch die &quot;VPR Cuff&quot;, indem es innerhalb von 2 mm von der &quot;Occlusion Cuff&quot;. </li><li> Sichern Sie die &quot;VPR Manschettenschlauch&quot; in die Kerbe am oberen Rückseite des Halters. </li><li> Befestigen Sie die Manschette auf die CODA-Controller. </li></ol></li><li> Tierische Temperatur <ol style="padding:5px;"><li> Lassen Sie das Tier mindestens 5-Minuten thermoregulate. </li><li> Notieren Sie die Temperatur des Tieres häufig mit einem Infrarot-Thermometer. Das Tier Temperatur sollte 32 bis 35 ° C werden </li></ol></li></ol></li></ol></li><li> Experiment <ol style="padding:5px;"><li> Begin Experiment <ol style="padding:5px;"><li> Klicken Sie auf &quot;Fertig stellen&quot; und das Experiment beginnt sofort. </li></ol></li><li> End Experiment <ol style="padding:5px;"><li> Tier <ol style="padding:5px;"><li> Entfernen Sie unverzüglich die Tiere aus den Manschetten und Halter. </li><li> Zurück das Tier zu ihrem Käfig nach der &quot;Simple Session Summary Report&quot; angezeigt wird. </li></ol></li><li> Data Collection <ol style="padding:5px;"><li> Nach Abschluss des letzten Zyklus der akzeptierten Zyklen automatisch in Spreadsheet-Format innerhalb der CODA-Anwendung angezeigt werden, auf der &quot;Export to Excel&quot; klicken. </li><li> Wählen Sie den Ordner, um die Datei vorhanden, benennen Sie die Datei und klicken Sie auf &quot;Speichern&quot;. </li><li> Öffnen Sie die Excel-Anwendung und klicken Sie auf &quot;Öffnen&quot;. </li><li> Alle Dateitypen, die &quot;. Csv-Datei gespeichert&quot;-Display, auf die Datei. </li></ol></li><li> Data Processing <ol style="padding:5px;"><li> Es gibt mehrere Möglichkeiten, um die Daten in der Excel-Datei zu verarbeiten. Eine gängige Praxis ist, die durchschnittliche und die Standardabweichung zu erhalten. </li><li> Löschen Messungen, wenn die Standardabweichung größer als 30 ist. </li><li> Darüber hinaus kann abgelehnt Zyklen angesehen werden und die gesamte Datenbank kann einfach nach Excel exportiert werden. Wenden Sie sich an die Bedienungsanleitung für weitere Informationen. </li></ol></li></ol></li></ol></li></ol>

Die Autoren haben keine Offenlegungen vorzunehmen.

blutdruckmessung in mäuse mit volume druck recording, ein tail-manschette methode

Measuring Blood Pressure in Mice using Volume Pressure Recording, a Tail-cuff Method

Die CODA 8-Kanal High-Throughput-Non-Invasive Blood Pressure System misst den Blutdruck in bis zu 8 Mäuse oder Ratten gleichzeitig. Die CODA tail-cuff-System verwendet Volume Druck Recording (VPR), um den Blutdruck durch die Bestimmung der Schwanz Blutvolumen messen. Eine speziell entwickelte Differenzdruck-Messumformer und eine Okklusion tail-cuff messen die gesamte Blutvolumen in den Schwanz, ohne die Notwendigkeit, die einzelnen Pulse Signal zu erhalten. Besonderes Augenmerk wird auf die Länge der Okklusion Manschette gewährt, um daraus die genauesten Blutdruckwerte. VPR kann leicht zu erhalten Lesungen auf dunkelhäutige Nagetiere wie Mäuse C57BL6 und MRI-kompatibel. Die CODA-System bietet Ihnen mit Messungen von sechs (6) verschiedene Parameter Blutdruck, systolischer und diastolischer Blutdruck, Herzfrequenz, der mittlere Blutdruck, Schwanz Durchblutung und Schwanz Blutvolumen. Die Messungen können entweder wach oder narkotisierten Mäusen oder Ratten durchgeführt werden. Die CODA-System enthält eine Steuereinheit, Laptop-Computer, Software, Manschetten, Tierhaltung, Infrarot-Wärmekabine Pads und einem Infrarot-Thermometer. Es gibt sieben verschiedene Halter Größen für Mäuse so klein wie 8 Gramm an Ratten so groß wie 900 Gramm.

Die CODA 8-Kanal High-Throughput-Non-Invasive Blood Pressure System misst den Blutdruck in bis zu 8 Mäuse oder Ratten gleichzeitig. Dieser Schwanz-Manschette System nutzt Volume Druck Recording (VPR), um den Blutdruck durch die Bestimmung der Schwanz Blutvolumen messen.

Blutdruckmessung in Mäuse mit Volume Druck Recording, ein Tail-Manschette Methode

Das CODA 8-Kanal-Hochdurchsatzsystem zur nicht-invasiven Blutdruckmessung misst den Blutdruck bei bis zu 8 Mäusen oder Ratten gleichzeitig. Das CODA ...

Das Wort „Coda“ ist italienisch und bedeutet Schwanz. Das nichtinvasive Blutdruckmesssystem Coda ermöglicht die Blutdruckmessung an Nagetieren mithilfe eines speziellen Volumen-Druck-Aufzeichnungssensors, der Änderungen des Blutvolumens im Schwanz misst, wenn er über den Schwanz eines Tieres platziert wird. In diesem Video wird gezeigt, wie das System eingerichtet wird, wie die Tiere vorbereitet werden und wie gleichzeitig Blutdruckmessungen an acht Tieren durchgeführt werden.Hallo, ich bin Anju Bala Krishnan und arbeite im Labor von Alan Dougherty am Cardiovascular Research Center der University of Kentucky in Lexington. Heute zeigen wir Ihnen ein Verfahren zur Messung des Blutdrucks bei Mäusen mithilfe der Volumen-Druck-Registrierung nach der Schwanzklemmmethode. In unserem Labor verwenden wir dieses Verfahren, um das Herz-Kreislauf-System zu untersuchen.Beginnen wir also. Um das CODA-System einzurichten, wählen Sie einen Bereich im Labor, in dem die Raumtemperatur stabil bei 20 Grad Celsius oder darüber liegt. Vermeiden Sie Standorte in der Nähe von Klimaanlagenöffnungen, da Lärm oder Gerüche die Tiere reizen oder stressen könnten.Die tierischen Gerüche können jeden starken Parfümduft umfassen, den Sie tragen könnten. Schalten Sie den Coda-Controller und anschließend die Heizplatten ein, die auf Stufe drei eingestellt sind. Wenn die Raumtemperatur über 25 Grad Celsius liegt, beginnen Sie auf Stufe eins oder zwei.Führen Sie zuerst den Controller-Diagnosetest durch, öffnen Sie die Coda-Software. Wählen Sie das Coda-Gerät durch Anklicken aus. Klicken Sie auf „Ausgewähltes Gerät testen“.Wählen Sie die Manschetten und Kanäle aus, die getestet werden sollen, und klicken Sie auf Test. Schließen Sie nach Abschluss des Controller-Diagnosetests das Gerätetest-Fenster. Wählen Sie den Code des zu verwendenden Controllers aus und klicken Sie dann.Verwenden Sie diese Geräte, um die Software einzurichten. Wählen Sie Werkzeuge zur Personalverwaltung aus. Klicken Sie anschließend auf Forscher eins.Um den Namen zu ändern, klicken Sie auf nachfolgende Zeilen, um zusätzliche Forscher hinzuzufügen. Klicken Sie dann auf „Daten speichern“. Klicken Sie auf den Reiter „Techniker“, um Techniker zu ändern oder hinzuzufügen.Klicken Sie danach auf den Reiter „Exemplare“, um die Tiere zur einfachen Identifizierung zu benennen und den TierTyp auszuwählen. Klicken Sie dann auf „Daten speichern“. Schließlich klicken Sie auf den Reiter „Tiere“.Um die Tierart und Empfindlichkeit zu ändern, klicken Sie auf „Daten speichern“ und anschließend auf „Schließen“. Um ein neues Experiment zu beginnen, wählen Sie Datei Neues Experiment. Geben Sie den Namen des Experiments ein, wählen Sie den verantwortlichen Forscher aus und legen Sie ein Startdatum fest.Klicken Sie auf „Weiter“. Im nächsten Schritt geben Sie die grundlegenden Sitzungsinformationen ein. Beginnen Sie damit, den Sitzungsnamen einzugeben, und legen Sie die Akklimatisierungszyklen auf fünf fest; wenn Sie keine Akklimatisierungszyklen einbeziehen möchten, stellen Sie den Wert auf null.Stellen Sie die Anzahl der Sätze auf einmal ein, die Pause zwischen Sätzen auf 30 Sekunden bei mehreren Sätzen. Die Zyklen pro Satz auf 20 Zyklen und die Zeit zwischen den Zyklen auf fünf Sekunden. Klicken Sie dann auf Weiter.Um mit der Probenauswahl zu beginnen, wählen Sie die Probe aus dem Probenpool aus und weisen Sie sie dem ersten verfügbaren Kanal zu. Klicken Sie dann auf „Weiter“, um die Sitzungsparameter festzulegen. Stellen Sie den maximalen Okklusionsdruck auf 250 Millimeter ein.Quecksilber-Entlüftungszeit auf 20 Sekunden. Für Mäuse minimales Volumen auf 15 Mikroliter und Anzeigestil auf einen Kanal pro Diagramm. Sie können auch zusätzliche Forscher und Techniker hinzufügen.Klicken Sie dann auf „Weiter“. Überprüfen Sie das Sitzungsskript und klicken Sie auf „Weiter“. Wählen Sie nicht „Fertig stellen“, bis Sie den Abschnitt zur Tiervorbereitung abgeschlossen haben, der im Folgenden beschrieben wird.Und nun können Sie die Tiere holen und sie neben das Coda-Blutdruckmesssystem stellen. Notieren Sie vor dem Einsetzen der Tiere in die Halterung die Größe jedes Tieres im Verhältnis zur Größe des ausgewählten Halters. Das Tier sollte die Halterung problemlos betreten können.Platzieren Sie jedes Tier in einem Halter, indem Sie es am Schwanz anfassen und vorsichtig in das hintere Ende des Halters legen, das zur offenen Seite des Nasenkegels zeigt. Sichern Sie die hintere Abdeckung vorsichtig am Halter, indem Sie die Schraube an der hinteren Abdeckung drehen. Achten Sie darauf, den Schwanz oder andere Körperteile nicht einzuklemmen, während Sie die hintere Abdeckung befestigen.Nächste Folie. Die Nasenkappe zur hinteren Luke hin ausrichten. Die Bewegung des Tieres begrenzen.Die Nasenkappe sollte so positioniert sein, dass sie das Tier am Umkehren hindert. Während sich das Tier im Halter befindet, stellen Sie den Halter auf die Wärmeplattform. Lassen Sie dem Tier an der vorgesehenen Position mindestens fünf Minuten Zeit, um sich an den Halter zu gewöhnen.Berühren oder halten Sie das Tier nicht. Während sich das Tier im Halter befindet, könnte erhöhter Kontakt das Tier reizen, und lassen Sie das Tier niemals unbeaufsichtigt im Halter. Um die Okklusionsmanschette am Schwanz korrekt anzubringen, führen Sie den Schwanz durch die Okklusionsmanschette und platzieren Sie die Manschette so nah wie möglich an der Schwanzbasis, ohne Gewalt anzuwenden.Danach führen Sie das Schwanzende durch die VPR-Sensorhülse und platzieren es innerhalb von zwei Millimetern von der Okklusionshülse. Befestigen Sie den Schlauch in der Nut an der oberen Rückseite des Halters. Die Okklusionshülse am Schwanz wird aufgeblasen, um die Durchblutung des Schwanzes zu verhindern.Die Okklusionsmanschette wird langsam entleert, und die VPR-Schwanzmanschette, die einen speziell konzipierten Sensor enthält, misst die physiologischen Eigenschaften des zurückkehrenden Blutflusses, während das Blut in den Schwanz zurückkehrt. Die VPR-Sensor-Manschette misst die Schwellung des Schwanzes infolge der arteriellen Pulswellen des Blutflusses. Der systolische Blutdruck wird automatisch beim ersten Auftreten der Schwanzschwellung gemessen.Der diastolische Blutdruck wird automatisch berechnet, wenn die Zunahme der Schwellung im Schwanz nachlässt. Nachdem alle Tiere in den Haltern platziert und die Manschetten an ihren Schwänzen angelegt wurden, sollten sie mindestens fünf Minuten lang zur thermischen Regulation freigelassen werden. Notieren Sie die Körpertemperatur der Tiere.Bei Verwendung eines Infrarot-Thermometers sollte die Körpertemperatur des Tieres gewöhnlich zwischen 32 und 35 Grad Celsius liegen. Da die Tiere nun bereit sind, können wir mit dem Experiment beginnen. Klicken Sie auf „Fertig“, um das Experiment zu starten.Die rote Linie stellt die Entleerung der Okklusionsmanschette und der VPR-Sensormanschette dar. Die blaue Linie stellt die Blutvolumenänderungen im Schwanz dar. Der erste Wendepunkt der blauen Linie, also die minimale Änderungsrate, kennzeichnet den systolischen Blutdruck.Die zweite Wendestelle der blauen Linie, also die maximale Änderungsrate, kennzeichnet den diastolischen Blutdruck, sobald das Experiment beendet ist. Entfernen Sie die Tiere unmittelbar von den Manschetten und dem Halter. Es wird ein einfacher Sitzungs-Zusammenfassungsbericht angezeigt.Die im Experiment gesammelten Daten werden als Excel-Datei gespeichert. Es gibt mehrere Möglichkeiten, die Daten innerhalb der Excel-Datei zu verarbeiten. Eine gängige Vorgehensweise ist es, den Mittelwert und die Standardabweichung zu berechnen und Messungen zu löschen.Wenn die Standardabweichung größer als 30 ist. Außerdem können abgelehnte Zyklen eingesehen und die gesamte Datenbank problemlos nach Excel exportiert werden. Konsultieren Sie das schriftliche Protokoll und das Benutzerhandbuch.Weitere Informationen: Ich habe Ihnen gerade gezeigt, wie man den Blutdruck bei Mäusen nichtinvasiv mithilfe der Volumen-Druck-Aufzeichnung misst. Um genaue und konsistente Messwerte zu erhalten, ist es äußerst wichtig, den Stress für die Tiere durch Einhaltung dieses Verfahrens zu minimieren. Das war's also.Vielen Dank fürs Zuschauen und viel Erfolg bei den Experimenten.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Messen Drucks der linken Herzkammer (LV) in der embryonalen und neugeborenen Mäusen beschrieben. Der Druck wird durch Einführen einer Nadel mit einem Fluid gefüllten Wandler in der LV unter Ultraschallführung gemessen. Es ist darauf zu normaler Herzfunktion während des experimentellen Protokolls zu halten.

Die Messung linksventrikulärer Druck in der späten embryonalen und neugeborenen Mäusen

Dieser Film zeigt, wie die systemische und hepatische Hämodynamik bei Mäusen zu erwerben. Die ganze Überwachung umfasst Erwerb von Vitalparametern, systemischer Blutdruck, zentraler Venendruck, gemeinsame Leberarterie Strömungsrate und Pfortader Druck sowie das Portal Flussrate bei Mäusen.

Überwachung der System und Leber hämodynamischen Parameter in Mäuse

Wir beschreiben eine Technik zur Messung der Aortensteifigkeit anhand ihrer Druck-Durchmesser-Beziehung in vivo bei Mäusen. Der Aortendurchmesser wird mittels Ultraschall erfasst und der Aortendruck invasiv mit einem Festkörperdruckkatheter gemessen. Der Blutdruck wird schrittweise verändert und der resultierende Durchmesser gemessen.

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Hier präsentieren wir ein Protokoll zur einfachen und zuverlässigen Messung der Lungendruck-Volumen-Kurve bei Mäusen und zeigen, dass es ausreichend empfindlich ist, um phänotypische parenchymale Veränderungen bei zwei häufigen Lungenpathologien, Lungenfibrose und Emphysem, zu erkennen. Diese Metrik bietet ein Mittel, um die strukturellen Veränderungen der Lunge mit der Entwicklung der Pathologie zu quantifizieren.

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Dieses Protokoll bietet ein schrittweises Verfahren zur Durchführung der mehrfachen intravenösen Bolusdosisverabreichung und invasiven hämodynamischen Überwachung bei Mäusen. Forscher können dieses Protokoll für zukünftiges therapeutisches Wirkstoff-Screening auf pulmonalarterielle Hypertonie verwenden.

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