Name: Montage, Tuning und Verwenden eines aperturlosen Near Field Infrared Mikroskop für Protein Imaging (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2009-11-25T03:33:00.000+00:00
Duration: 12 min 27 s
Description: Lernen Sie die Montage eines aperturlosen Nahfeld-Infrarotmikroskops zur Bildgebung von Proteinaggregaten. Diese Methode ermöglicht präzise Untersuchungen in der Neurobiophysik.

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Wir danken der NSF, NSERC, NIH und ONR.

<ol><li>Mueller, K., Yang, X., Paulite, M., Fakhraai, Z., Gunari, N., Walker, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chemical+imaging+of+the+surface+of+self-assembled+polystyrene-b-poly%28methyl+methacrylate%29+diblock+copolymer+films+using+apertureless+near-field+IR+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">Chemical imaging of the surface of self-assembled polystyrene-b-poly(methyl methacrylate) diblock copolymer films using apertureless near-field IR microscopy.</a> Langmuir. 24, 6946-6951 (2008).</li>
<li>Lahrech, A., Bachelot, R., Gleyzes, P., Boccara, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Infrared-reflection-mode+near-field+microscopy+using+an+apertureless+probe+with+a+resolution+of+lambda%2F600%5BTitle%5D)+AND+%22Opt.+Lett%22%5BJournal%5D)">Infrared-reflection-mode near-field microscopy using an apertureless probe with a resolution of lambda/600.</a> Opt. Lett. 21, 1315-1317 (1996).</li>
<li>Taubner, T., Hillenbrand, R., Keilmann, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Performance+of+visible+and+mid-infrared+scattering-type+near-field+optical+microscopes%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Microsc%22%5BJournal%5D)">Performance of visible and mid-infrared scattering-type near-field optical microscopes.</a> J. Microsc. 210, 311-314 (2003).</li>
<li>Kim, Z. H., Leone, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Polarization-selective+mapping+of+near-field+intensity+and+phase+around+gold+nanoparticles+using+apertureless+near-field+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Optics+Express%22%5BJournal%5D)">Polarization-selective mapping of near-field intensity and phase around gold nanoparticles using apertureless near-field microscopy.</a> Optics Express. 16, 1733-1741 (2008).</li>
<li>Bridger, P. M., McGill, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Observation+of+nanometer-scale+optical+property+discrimination+by+use+of+a+near-field+scanning+apertureless+microscope%5BTitle%5D)+AND+%22Opt.+Lett%22%5BJournal%5D)">Observation of nanometer-scale optical property discrimination by use of a near-field scanning apertureless microscope.</a> Opt. Lett. 24, 1005-1007 (1999).</li>
<li>Stebounova, L., Akhremitchev, B. B., Walker, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enhancement+of+the+weak+scattered+signal+in+apertureless+near-field+scanning+infrared+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Rev.+Sci.+Instrum%22%5BJournal%5D)">Enhancement of the weak scattered signal in apertureless near-field scanning infrared microscopy.</a> Rev. Sci. Instrum. 74, 3670-3674 (2003).</li>
<li>Akhremitchev, B. B., Pollack, S., Walker, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Apertureless+Scanning+Near-Field+Infrared+Microscopy+of+a+Rough+Polymeric+Surface%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">Apertureless Scanning Near-Field Infrared Microscopy of a Rough Polymeric Surface.</a> Langmuir. 17, 2774-2781 (2001).</li>
<li>Hecht, B., Bielefeldt, H., Inouye, Y., Pohl, D. W., Novotny, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Facts+and+Artifacts+in+Scanning+Near-Field+Optical+Microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Phys%22%5BJournal%5D)">Facts and Artifacts in Scanning Near-Field Optical Microscopy.</a> J. Appl. Phys. 81, 2492-2498 (1997).</li>
<li>Labardi, M., Patane, S., Allegrini, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Artifact-free+near-field+optical+imaging+by+apertureless+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Phys.+Lett%22%5BJournal%5D)">Artifact-free near-field optical imaging by apertureless microscopy.</a> Appl. Phys. Lett. 77, 621-623 (2000).</li>
<li>Palanker, D. V., Simanovskii, D. M., Huie, P., Smith, T. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((On+Contrast+Parameters+and+Topographic+Artifacts+in+Near-Field+Infrared+Microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Phys%22%5BJournal%5D)">On Contrast Parameters and Topographic Artifacts in Near-Field Infrared Microscopy.</a> J. Appl. Phys. 88, 6808-6814 (2000).</li>
<li>Akhremitchev, B. B., Sun, Y., Stebounova, L., Walker, G. C. Monolayer-Sensitive Infrared Imaging of DNA Stripes Using Apertureless Near-Field Microscopy.Langmuir. 18, 5325-5328 (2002).</li>
<li>Brehm, M., Taubner, T., Hillenbrand, R., Keilmann, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Infrared+Spectroscopic+Mapping+of+Single+Nanoparticles+and+Viruses+at+Nanoscale+Resolution%5BTitle%5D)+AND+%22Nano+Lett%22%5BJournal%5D)">Infrared Spectroscopic Mapping of Single Nanoparticles and Viruses at Nanoscale Resolution.</a> Nano Lett. 7, 1307-1310 (2006).</li>
<li>Dazzi, A., Prazeres, R., Glotin, F., Ortega, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+nano-chemical+mapping+performed+by+an+AFM-based+%28%22AFMIR%22%29+acousto-optic+technique%5BTitle%5D)+AND+%22Ultramicroscopy%22%5BJournal%5D)">Analysis of nano-chemical mapping performed by an AFM-based ("AFMIR") acousto-optic technique.</a> Ultramicroscopy. 107, 1194-1200 (2007).</li>
<li>Yang, D. S., Yip, C. M., Huang, T. H. J., Chakrabartty, A., Fraser, P. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Manipulating+the+Amyloid-%CE%B2+Aggregation+Pathway+with+Chemical+Chaperones%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biol.+Chem%22%5BJournal%5D)">Manipulating the Amyloid-β Aggregation Pathway with Chemical Chaperones.</a> J. Biol. Chem. 274, 32970-32974 (1999).</li>
<li>Meadows, P. Y., Walker, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Force+Microscopy+Studies+of+Fibronectin+Adsorption+and+Subsequent+Cellular+Adhesion+to+Substrates+with+Well-Defined+Surface+Chemistries%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">Force Microscopy Studies of Fibronectin Adsorption and Subsequent Cellular Adhesion to Substrates with Well-Defined Surface Chemistries.</a> Langmuir. 21, 4096-4107 (2005).</li>
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montage, tuning und verwenden eines aperturlosen near field infrared mikroskop für protein imaging

Assembly, Tuning and Use of an Apertureless Near Field Infrared Microscope for Protein Imaging

Dieses Papier soll den Leser in die Montage und den Betrieb eines Infrarot-Nahfeld-Mikroskop für die Bildgebung jenseits der Beugungsgrenze zu unterweisen. Die apertureless Nahfeld-Mikroskop ist ein Lichtstreuung-type Instrument, das Infrarot-Spektren liefert bei circa 20 nm Auflösung. Eine vollständige Liste der Komponenten und eine Schritt-für-Schritt-Protokoll für den Einsatz vorgesehen ist. Häufige Fehler in der Montage und Instrument Tuning diskutiert. Eine repräsentative Daten gesetzt, dass die sekundäre Struktur eines Amyloid-Fibrillen zeigt vorgestellt.

Die Montage eines Nahfeld-Infrarot-Mikroskop für die Bildgebung Proteinaggregaten beschrieben.

Montage, Tuning und Verwenden eines aperturlosen Near Field Infrared Mikroskop für Protein Imaging

Diese Arbeit zielt darauf ab, den Leser in der Montage und Bedienung eines Infrarot-Nahfeldmikroskops zur Bildgebung jenseits der Beugungsgrenze zu unterweisen. Die ...

Der erste Aufbau des optischen Setups erfolgt durch die Installation eines Multimode-a-FM und eines optischen Mikroskops. Die Justage des unsichtbaren Infrarotstrahls wird vereinfacht, indem zunächst mit einem sichtbaren roten Helium-Neon-Laser justiert wird. Die durchgezogene Linie soll mit dem Infrarotstrahl, der gepunkteten Linie, überlappen, wobei das Ziel darin besteht, das Laserlicht zu beobachten, das die Spitze des Cantilevers und den Infrarotdetektor trifft.Die endgültige Justage des Infrarotstrahls erfolgt durch Einstellung der Position des optischen Mikroskops sowie der Spiegel, um ein F-Signal mit der richtigen Form zu erhalten, sobald das gewünschte Nahfeldsignal erzielt wird. Gleichzeitig werden mittels der Nano-Scopesoftware eine FM-Topographie- und eine Nahfeldabbildung aufgezeichnet. Hallo, ich bin Professor Gilbert Walker vom Department für Chemie an der University of Toronto.Hallo, ich bin Melissa Paulite, ebenfalls aus dem Labor von Gilbert Walker. Heute zeigen wir Ihnen das Verfahren zur ersten Montage und Ausrichtung der Apertur-Liste am Nahfeld-Infrarot-Scanning-Mikroskop. In unserem Labor verwenden wir dieses Verfahren, um Proteinaggregate zu untersuchen.Beginnen wir also. Bevor wir die Montage und Justage des Abbildungssystems beschreiben, werfen wir zunächst einen kurzen Überblick über das komplette System. Die Teile des Abbildungssystems, die wir in diesem Video beschreiben, umfassen den optischen Tisch, das Fundament des multimodalen Rasterkraftmikroskops oder AFM, den Scanner des multimodalen AFM, die erhöhte optische Grundplatte, die Leitspiegel, das optische Rohr mit Blende und Zentrierung.Blockieren Sie den optischen Würfel mit dem teilreflektierenden Zink-Selenid-Reflektor, dem optischen Rohr zur Befestigung des Aufbaus auf der Höhenverstellplattform. Das Infrarot-Objektiv, das optische Rohr für rückgestreutes gesammeltes Licht. Der Würfel mit einem off-axis-Parabolspiegel, der den Germanium-Plättchenhalter in einem Winkel von 45 Grad hält.Das Mikroskopokular, die auf der XY-Bühne montierte Lochblende, der Quecksilber-Cadmium-Tellurid- oder MCT-Infrarotdetektor. Der Vorverstärker des Infrarotdetektors steuert die XY-Bühne, um die Strahlposition zu verändern, den Hubtisch, um den Strahl zu fokussieren, die Z-Bühne, um den Infrarotdetektor zu positionieren, und die X-Bühne, um den Infrarotdetektor zu positionieren. Um mit dem Zusammenbau des optischen Aufbaus zu beginnen, verwenden Sie Justierspiegel, um den Helium-Neon-Strahl parallel zur optischen Tabelle auszurichten.Danach, ohne Strahlteiler im Würfel und mit dem verlängerten optischen Rohr am anderen Ende des Würfels, leiten Sie den Helium-Neon-Strahl durch die an den Enden der Rohre befestigten Irisblenden. Entfernen Sie nun den Scanner und befestigen Sie das verlängerte optische Rohr anstelle des Infrarotobjektivs. Setzen Sie den teilreflektierenden Zink-Selenid-Reflektor ein, um den Strahl zum Probenplatz zu lenken.Es sollte so montiert werden, dass der Helium-Neon-Strahl die vordere Fläche des Reflektors im geometrischen Zentrum des optischen Würfels trifft. Durch Drehen des Teilreflektors wird der Strahl durch den geschlossenen Ausgang geleitet. Iris. Da die Halterung des Teilreflektors diesen nicht exakt senkrecht hält, verwenden wir zwei selbst angebrachte Justierschrauben, um eine vertikale Bewegung des Strahls zu ermöglichen.Als Nächstes befestigen Sie den Paraloid-Spiegel mithilfe von gummierten O-Ringen, indem Sie die Schrauben festziehen. Die O-Ringe werden zusammengedrückt, wodurch eine Justage des Spiegels möglich ist. Verwenden Sie zusätzliche Spiegel, um den Helium-Neon-Strahl in die entgegengesetzte Richtung zu lenken, und justieren Sie ihn so, dass er durch die zuvor verwendeten Irisblenden verläuft.Dieser Strahl wird zur Justierung des parabolischen Spiegels verwendet. Der im optischen Würfel angebrachte parabolische Spiegel reflektiert das Licht in Richtung des Detektors, der hinter der Lochblende positioniert wird. Justierschrauben ermöglichen es, den Strahl durch die am Ausgang des Würfels angebrachte Lochblende zu lenken.Nachdem der Strahl durch die Lochblende justiert wurde, platzieren Sie den MCT-Detektor nahe an der Lochblende. Verstellen Sie die Position des Infrarotdetektors so, dass der Helium-Neon-Strahl auf das empfindliche Element des Detektors trifft. Bewegen Sie den Detektor um etwa zwei Millimeter nach unten.Setzen Sie nun den Halter mit dem Germaniumfenster in den optischen Würfel vor dem Pinhole ein. Das mit einer reflektierenden Beschichtung versehene Germaniumfenster dient als Infrarotfilter und ermöglicht visuelle Beobachtungen des Cantilevers und der Probe. Anschließend befestigen Sie das Okular.Durch Drehen des Winkels des Würfels kann das Okular durch Rotation der Halterung des Germaniumfensters in die gewünschte Richtung ausgerichtet werden. Leiten Sie den Helium-Neon-Strahl durch die Mitte des Okulars. Schließen Sie das Infrarot-Objektiv und einen FM-Scanner an, und befestigen Sie die Strahlabdeckung.Platzieren Sie eine Probe auf dem Scanner und leiten Sie den Helium-Neon-Strahl durch das eingehende optische Rohr. Stellen Sie sicher, dass der Strahl breit genug ist, um über den Strahl hinauszufließen. Stoppen Sie, indem Sie das Gewinde des Okulars justieren.Erhalten Sie ein scharfes Bild des auf die Probe fokussierten Strahls. Befestigen Sie anschließend einen FM-Kopf und bringen Sie die Sonde auf der Probe zum Einsatz. Fokussieren Sie den Helium-Neon-Strahl auf das Ende des Abbildungscantilevers.Wenn dies der Fall ist, verschiebt sich der Strahl aus der Mitte des Eingangs-Optikrohrs. Wiederholen Sie die Abstimmungsschritte, bis der Strahl zentriert ist. Um die endgültigen Einstellungen des parabolischen Spiegels vorzunehmen, ersetzen Sie das Ausgangs-Lochblende durch die Blende in der Brennposition des parabolischen Spiegels und entfernen Sie das Germaniumfenster sowie den Infrarotdetektor.Denken Sie daran, die Position des Infrarotdetektors zu markieren. Bringen Sie nach der Blende eine zusätzliche Linse in ungefährer Brennweite der Linse an. Der eingerastete Hebel sollte nun durch die Linse sichtbar sein.Stellen Sie die Position des parabolischen Spiegels so ein, dass sie über die geschlossene Blende hinweg auf die Spitze zentriert ist. Beachten Sie, dass beim korrekten Fokussieren des Helium-Neon-Strahls auf die Spitze ein heller Funke zwischen der Spitze und ihrer Reflexion auf der Probenoberfläche sichtbar ist. Bringen Sie das Germaniumfenster wieder an und justieren Sie es für eine bequeme visuelle Beobachtung des Cantilevers. Ersetzen Sie die Blende durch die Lochblende. Beachten Sie, dass die für die Infrarotdetektion verwendete Lochblende aufgrund der Verschiebung des Infrarotstrahls durch das Germaniumfenster exzentrisch positioniert werden muss. Stellen Sie den Infrarotdetektor an der zuvor markierten Position auf und richten Sie den Infrarotstrahl so aus, dass er gemeinsam mit dem sichtbaren Strahl für die Abstimmung verläuft.Wir sind nun bereit, das routinemäßige Justierverfahren zu betrachten. Die Aufbauausrichtung ist mit dem sichtbaren Helium-Neon-Strahl einfacher als mit dem unsichtbaren Infrarotstrahl. Der Strahlengang des Helium-Neon-Strahls und des Infrarotstrahls vereinigt sich am kippbaren Spiegel.Wenn dieser Spiegel nach unten geneigt wird, kann das Helium-Neon-Licht passieren. Wenn der Spiegel in Position ist, gelangt das Infrarotlicht in das Nahfeld. Aufbau zur Justage eines der Strahlen.Verwenden Sie zwei Spiegel, die nicht mit dem anderen Pfad gemeinsam sind. Wenn Sie auf den Strahl im Homodyne-Arm schauen, sollten Sie ein kranzförmiges Strahlprofil sehen. Der a FM ist nun mit einer Kraft-Rückkopplung zur Feinausrichtung mit dem Nahfeldstadium aktiviert.Bewegen Sie das reflektierende Mikroskopobjektiv, um das Licht auf die Spitze zu fokussieren, an der es gestreut wird. Setzen Sie das Germaniumfenster in den optischen Würfel ein. Nach dem Paraloidspiegel wird der Strahl durch einen Paraloidspiegel auf diesen Punkt fokussiert.Bewegen Sie den Tisch rückwärts oder vorwärts, bis Sie mithilfe des Germaniumfensters ein scharfes Bild der Spitze und ihres Reflexes auf der Probenoberfläche sehen können. Blicken Sie nun durch das Teleskop, wo Sie den Cantilever und die Spitze ohne den Helium-Neon-Strahl sehen können. Einige rote Lichtanteile sind noch sichtbar, dies ist jedoch internes Licht der AFM-Abstandskontrolle.Bewegen Sie den Objekttisch nach rechts, links sowie nach oben und unten, bis an der Spitze ein heller roter Funke sichtbar ist. Um das Hodyne-Feld mit dem Streulicht zu überlappen, öffnen Sie zuerst den Homodyne-Arm. Blicken Sie dann durch das Okular.Sie werden drei oder mehr Flecken in einer Linie mit abnehmender Intensität sehen. Bewegen Sie den Spiegel im Homodynarmlauf, sodass der zweite Fleck mit dem Bild der Spitze zusammenfällt, wo Spitze und ihre Reflexion zusammenlaufen. Um den Detektor zu positionieren, entfernen Sie den zusätzlichen Spiegel.Der Helium-Neon-Strahl verläuft nun in Richtung des Detektors hinter dem Rohr. Sie können mindestens zwei ringförmige Stellen erkennen. Der zweite Fleck von rechts sollte durch das Loch in der Hitzeschutzfolie vor dem Detektor verlaufen und das Sensorelement treffen.Der Fleck mit der höchsten Intensität sollte auf der Oberseite des Lochs sichtbar sein, nachdem die Routineeinstellung abgeschlossen ist. Betrachten wir nun die Ausrichtung des Infrarotstrahls. Zum Ausrichten des Infrarotstrahls verwenden Sie eine Kohlenmonoxid-Laserlinie mit einer Intensität von mindestens 100 Milliwatt.Dies erleichtert die Justage. Füllen Sie zunächst den Detektor mit flüssigem Stickstoff. Klappen Sie den auf einer kinematischen Kipphalterung montierten Spiegel nach oben, sodass der Infrarotstrahl in Richtung Mikroskop gelenkt wird.Platzieren Sie ein Leistungsmessgerät hinter der ersten Blende und justieren Sie den Spiegel, der sich vor dem auf einer kinematischen Kipphalterung montierten Spiegel befindet. Um die höchste Leistung zu erzielen, halten Sie das Leistungsmessgerät hinter der Blende, die der Nahfeld-Ebene am nächsten liegt, und bewegen Sie den kippbaren Spiegel, bis Sie die maximale Leistung erreichen. Während des Justiervorgangs wiederholen Sie diese Schritte mehrmals, während Sie das F-Signal beobachten.Um das Ein-F-Signal zu überprüfen, schalten Sie die Referenz der Verriegelung im Verstärker auf eine Frequenz f gleich der FM-Schwingungsfrequenz und stellen Sie eine Z-Scan-Größe von drei Metern im Kraftkurvenmodus ein. Bei schlechter Ausrichtung sehen Sie eine breite Erhebung im Bereich von drei Metern. Um dies zu beheben, müssen Sie die vorherigen Schritte kontinuierlich wiederholen, bis sich die Ausrichtung verbessert hat.Wenn die Ausrichtung mittelmäßig ist, erscheint die Krümmung der ersten Erhebung leicht konkav, wobei die zweite Erhebung größer als die erste sein wird. Hier können Sie versuchen, die Ausrichtung zu korrigieren, indem Sie einen oder beide Justierspiegel anpassen. Wenn Ihre Ausrichtung gut ist, sehen Sie lediglich zwei Erhebungen, wobei die erste höher als die zweite ist.Die Krümmung auf der rechten Seite des ersten Ausschlags wird negativ sein. Sobald eine gute Ausrichtung erreicht ist, können Sie die Spiegel justieren, um das Maximum des ersten Ausschlags zu erhöhen. Das F-Signal sollte irgendwo zwischen fünf und 12 Volt liegen, obwohl die Form des ersten Ausschlags entscheidender ist.Schließlich auf zwei F umschalten und versuchen, das Signal etwas weiter zu verbessern. Durch leichtes Drehen der Spiegel und damit Ändern der Phase sollte das Signal von zwei F zwischen 0,6 und zwei Volt liegen. Experimentelle Topographie und Nahfeld.Bilder von 21 bis 31 Peptid-Fibrillen werden gezeigt. Die obere Skala zeigt die Höhe in Nanometern und die untere Skala zeigt den Nahfeldkontrast in Lock-in-Spannung; hier dargestellt ist ein Topographiebild, das gleichzeitig mit dem Nahfeldbild aufgenommen wurde, das mit 1.631 inversen Zentimetern Strahlung gewonnen wurde. Ein Topographiebild, das gleichzeitig mit dem Nahfeldbild aufgenommen wurde, das mit 1.691 inversen Zentimetern gewonnen wurde.Die Strahlung ist dargestellt. Die Beschriftungen repräsentieren bestimmte FIs und dienen dazu, die Art der sekundären Bestätigung hervorzuheben, die jeder FI aufweist. Wir haben Ihnen soeben gezeigt, wie man eine Linie zusammenbaut und eine Blendenliste für ein Nahfeld-Scanning-Infrarotmikroskop verwendet.Denken Sie daran, welche Schritte während der Ausrichtung durchgeführt wurden, damit Sie diese rückgängig machen können, falls Ihre Ausrichtung fehlerhaft ist, und vor allem: Seien Sie geduldig. Das war's. Vielen Dank fürs Zuschauen.Viel Erfolg bei Ihren Experimenten.

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Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Topologie der Zelladhäsion auf einem Substrat mit Nanometer-Präzision durch verstellbarem Winkel Totalreflexion Fluoreszenzmikroskopie (VA-TIRFM) gemessen.

Nanotopologie der Zelladhäsion auf Variable-Angle Total Internal Reflection Fluorescence Microscopy (VA-TIRFM)

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Protonen-Transfer und Protein-Zustände Dynamics in Lichtempfindliche Proteine, die durch zeitaufgelöste Step-Scan Fourier-Transformations-Infrarot-Spektroskopie

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