Name: Intranukleäre Mikroinjektion von DNA in Dissoziierte Adult Mammalian Neurons (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2009-12-10T17:10:00.000+00:00
Duration: 13 min 39 s
Description: Lernen Sie die intranukleäre Mikroinjektion von cDNA in dissoziierte adulte Säugetierneuronen. Diese Methode ermöglicht effiziente Transfektion postmitotischer Zellen mit hoher Proteinexpression für funktionelle Studien.

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Unsere Forschung im Labor wird durch die Interne Research Program des NIH, National Institute on Alcohol Abuse and Alcoholism unterstützt.

<html> I. Vorbereitung zur Injektion Dieser Abschnitt beschreibt die vorbereitenden Schritte, die vor der Injektion cDNA in den Zellkern von Neuronen ergriffen werden müssen. Die Isolierung Verfahren für die Neuronen würde den Rahmen dieses Artikels, aber es ist wichtig, dass Neuronen dissoziiert in einzelne Zellen und die Einhaltung auch zu der unteren Fläche von 35 mm Zellkulturschalen (siehe Diskussion für hilfreiche Tipps, um dieses Ziel zu erreichen). Obwohl eine Vielzahl von verschiedenen Neuronen möglicherweise genutzt werden könnten, sind periphere Ganglien, wie die überlegene Halsganglien (SCG) oder der Spinalganglien für die Präparation bevorzugt, weil sie bequem zugänglich und ergeben eine große Anzahl von Neuronen. Zusätzliche Vorteile der Verwendung von SCG Neuronen sind, dass sie eine relativ homogene Population von Zellen und 1,2,3,4 gut charakterisierten. A. Herstellung von Plasmid-cDNA zur Injektion <ol><li> Um zu verhindern, Verschmutzung oder Ausfall der DNA, sollte Handschuhe während der Vorbereitung getragen werden. </li><li> DNA, die das Protein von Interesse in einen geeigneten Säugerexpressionsvektor, wie PCI (Promega, Madison, WI), nach der Verordnung über die hoch und konstitutiv aktiven Cytomegalievirus (CMV)-Promotor subkloniert. Wenn das Protein nicht gekennzeichnet ist, ein Reporter-Plasmid, die Verschlüsselung mit EGFP zum Beispiel (pEGFP-N1, BD Biosciences Clontech, Palo Alto, CA), co-injiziert, um erfolgreiche Injektion und Expression zu bestätigen. DNA isoliert mit einer hochwertigen Trennsäule (zB QIAfilter Midi-Prep-Kit, Qiagen, Chatsworth, CA) und weiter gereinigt durch eine zentrifugale Filtereinheit mit einem PVDF-Filter (0,1 um, Millipore, Bedford, MA), um Partikel in den entfernen Plasmid-Präparation, die Injektion Pipetten während der Injektion Prozess zu behindern. Plasmide sind bei -20 ° C bei einer Konzentration von etwa 1 ug / ul in eine geeignete DNA Pufferspeicher (: 10 mM Tris, 1 mM EDTA, pH 8,0 zB TE-Puffer) gespeichert. </li><li> Unmittelbar vor der Mikroinjektion werden Plasmid-cDNAs verdünnt und auf die gewünschte Endkonzentration in TE-Puffer oder H 2 O. gemischt In der Regel 5-10 ng / ul des Reportergens ist ausreichend, um injizierten Zellen Etikett, und die gesamte Konzentration der cDNA injiziert werden sollte nicht mehr als 200 ng / ul seit DNA ist zähflüssig in hohen Konzentrationen und kann die Injektion Pipetten verstopfen. Ein kleines Volumen der cDNA für die Injektion (5-10 ul) wird durch Mischen von Tropfen der Lösung auf der sauberen Oberfläche ein kleines Stück Parafilm (Seite unter dem Papierträger) vorbereitet. Mischen Sie die Tropfen der Lösung zusammen durch Pipettieren nach oben und unten mehrmals mit einem pipetor und vermeiden Sie die Einführung von Luftblasen beim Mischen. </li><li> Mit einem Microloader Pipettenspitze (Eppendorf, Brinkmann Instruments, Westbury, NY), übertragen Sie die cDNA-Lösung, um eine speziell vorbereitete Hämatokrit Rohr (Fisher Scientific, Pittsburgh, PA). Siehe Materialien Abschnitt Anweisungen zur Vorbereitung Hämatokritröhrchen (Werkstoff-Tabelle). Setzen Sie den Hämatokrit Rohr mit dem cDNA-Injektionslösung in ein 1,5 ml Reaktionsgefäß. </li><li> Zentrifugieren Sie die Röhrchen für 15-30 min bei 10 000 g in einer Mikrozentrifuge mit einem festen Winkel oder Ausschwingrotor (Eppendorf) ausgestattet, bei Raumtemperatur (20-24 ° C), um Schmutzpartikel in der cDNA-Lösung, kann der Block Mikroinjektion Pipette. Die cDNA-Injektionslösung kann bei Raumtemperatur während der Injektion Sitzung gehalten werden. </li></ol> B. Herstellung der Injektion Pipetten <ol><li> Einweg-Glas-Mikroinjektion Pipetten sind im Handel erhältlich (z. B. Femtotips, Eppendorf), die praktisch, aber teuer ($ 10 pro Mikroinjektion Pipette). Injection Pipetten können im Labor unter Verwendung eines programmierbaren P-97 Flaming Brown pipet Puller (Sutter Instrument Company, Novato, CA) und filamented, dünnwandige Borosilikatglas Kapillaren (World Precision Instruments, Sarasota, FL) hergestellt werden. Diese Option ist kostengünstiger und ermöglicht die Steuerung der Mikroinjektion pipet Form und Größe. </li><li> Ein Zwei-Stufen-Programm wird verwendet, um schmale Mikroinjektion Pipettenspitzen zu ziehen. Seit der Eröffnung der Mikroinjektion Pipetten ist zu schmal, um unter einem Lichtmikroskop untersucht, die Qualität der Injektion Pipetten direkt durch die Injektion von ein paar Zellen, bevor das Programm die Einstellungen abgeschlossen sind ausgewertet werden. Die folgenden sind ungefähre Einstellungen für Wärme, ziehen, Geschwindigkeit und Zeit-Einstellungen: (Pull-1) 600, 115, 15, 250; (Pull-2) 640, 130, 65, 200. Diese Einstellungen variieren mit unterschiedlichen Chargen von Glas und von der Beschaffenheit der Heizfaden in der Abzieher und sollte nach Bedarf eingestellt werden. Weitere Details finden Sie 5. </li><li> Ziehen Sie mehrere (2-5) Injektion Pipetten pro Schale von Neuronen, die injiziert, im Falle der Beschädigung oder Probleme während der Injektion Sitzung. Shop Injektion Pipetten in einem abgedeckten Behälter für das Eindringen von Staub Mikroinjektion Pipettenspitze zu verhindern. </li></ol> II. Intranukleäre Mikroinjektion Zelt &quot;&gt; Dieser Abschnitt erläutert die Verfahren der Injektion von cDNA in den Zellkern von Neuronen. Eine grundlegende Mikroinjektion Set-up umfasst eine umgekehrte Phasen-Kontrast-Mikroskop (zB Nikon Diaphot TMD, Nikon, Melville, NY), um den Prozess zu visualisieren, Mikromanipulator (z. B. Eppendorf 5171), um die Bewegung der Injektion Pipette und einem Injektor (zB Eppendorf FemtoJet Express) Kontrolle der cDNA-Lösung aus der Pipette zu vertreiben. Anschließen der Injektor den Mikromanipulator erlaubt die Synchronisation der beiden letztgenannten Prozesse während der Injektionen. Andere optional, aber dringend empfohlen, gehören Komponenten montierten Video-Überwachungssystem (CCD-Kamera, Cohu Inc., San Diego, CA; Schwarz-Weiß-Video-Monitor, Sony Corporation, Tokio, Japan). Dieses System ist nicht eine absolute Voraussetzung für Injektionszwecke; bietet aber die schwarzen und weißen Monitor mit hohem Kontrast für bessere Visualisierung des Zellkerns und bietet eine komfortablere Seherlebnis bei langen Injektion Sitzungen. Darüber hinaus, ein Laptop-Computer-Software, um eine Hand-held-Controller zu betreiben, um semi-eingesetzt werden können Automatisierung der Einspritzung (siehe Diskussion für weitere Details). Die ideale Zeit für SCG Neuronen injiziert wird 3-6 Stunden nach der Dissoziation. In diesem Stadium werden die Zellen kugelig, dicht an der Unterseite der Schale befestigt, und der Kern ist deutlich sichtbar, unter einem Phasen-Kontrast-Mikroskop, als eine zentrale runde Organelle mit einem dunklen Membran, die ein einzelnes oder mehrere Nukleolen (Abb. 1A). <ol><li> Legen Sie eine Schüssel mit dissoziierten Neuronen in der Mitte des Mikroskoptisches. Stellen Sie den Fokus und Optimierung der Phasenkontrast-Optik des Mikroskops so den Kernen der Nervenzellen deutlich sichtbar sind. </li><li> Pipet 2 ul vorbereitet cDNA-Lösung in eine Mikroinjektion Pipette mit einem Microloader Pipettenspitze. Vermeiden Sie die Erstellung Lösung in der Nähe der Unterseite des Hämatokrit Rohr, da dies zu schüren Partikel, die während der Zentrifugation angesiedelt. Der Faden in der Mikroinjektion Pipetten sollten bei der Erstellung Lösung für die Spitze Hilfe, aber wenn kleine Luftblasen bestehen, sanft Flick die Seite des Glases, um sie zu vertreiben. </li><li> Legen Sie die Mikroinjektion Pipette in die Kapillare Inhaber der Injektor und sichern Sie die Halterung an der Mikromanipulator. Der Halter ist in einem 45 ° Winkel fixiert. </li><li> Senken Sie die Mikroinjektion Pipette in die Schüssel. Wie der Pipette in die Nährlösung, ist ein Meniskus gebildet, wirkt sich auf die Brechung des Lichts und senkt die Bildqualität der Neuronen. Um dieses Problem zu beheben, kann die Phase Ring Revolver leicht versetzt werden, bis die Kerne von Neuronen deutlich wieder sichtbar werden. </li><li> Einige Einspritzsysteme haben eine &quot;saubere&quot;-Funktion, die maximale Luftdruck von der Mikroinjektion Pipettenspitze für eine kurze Dauer gilt. Verwenden Sie diese Funktion, um die Pipette von Schutt vor Beginn und während der Injektion, wenn die Spitze scheint verstopft zu löschen. Wenn ausgeräumt Flüssigkeit ist nicht auf dem Bildschirm sichtbar, wenn Sie diese Funktion mit einer neuen Injektion Pipette ersetzen. </li><li> Zentrum der Mikroinjektion Pipette in die Betrachtung überwachen und richten Sie die Spitze neben einem Neuron und in der gleichen Bildebene als Nukleolus. Setzen Sie diese Position als die untere z-Achse Begrenzung der Mikromanipulator. Diese Position ist die Tiefe der Mikroinjektion Pipette während Injektionen voraus. Positionieren Sie nun die Spitze etwa 30 um über diesen Punkt, so dass die Mikroinjektion pipet löscht die Spitze der Neuronen. </li><li> Die &quot;injizieren&quot; Modus einer Eppendorf 5171 Mikromanipulator kann mit den folgenden Einstellungen definiert werden, um intranukleären Injektionen durchführen. Die Injektion Funktion aktiviert ist, während die aufspießen Funktion links ist. Eine diagonale Injektion Weg (entlang der x-und z-Achse) ergibt den geringsten Zellschäden und damit die axiale Modus sollte für Injektionen verwendet werden. Eine Injektion von 300 mu m / s ist ausreichend, und synchronisieren Druckaufbau, wenn die Mikroinjektion pipet Erreichen des eingestellten z-Achse zu beschränken. </li><li> Der Injektor steuert die Menge des cDNA-Lösung in den Zellkern gespritzt. In der &quot;automatischen&quot; injection-Modus wird die Abgabe von DNA zeit-und initiiert durch die angeschlossene Mikromanipulator. Der Einspritzdruck (Pi) sollte zwischen 100 bis 200 Hektopascal (; 1 hPa ~ 0,015 psi hPa); gesetzt werden höhere Einspritzdrücke nicht verbessern Erfolgsquoten oder Qualität der Injektionen und andere Probleme mit der Mikroinjektion Pipettenspitze Größe oder DNA-Reinheit zeigen . Ein Einspritzdauer (ti) von 0,3 s und eine Entschädigung Druck (Pc) von 30 hPa, die einen konstanten positiven Druck auf die Eingabe von verschließenden Partikel aus dem Kulturmedium in die Pipettenspitze zu vermeiden liefert, verwendet werden sollte. </li><li> Position des Neurons unter der Spitze der Mikroinjektion Pipette unter dem Mikroskop die xy-Achse Bühne Kontrolle injiziert werden. Richten Sie die Spitze der Pipette über der Mitte des Kerns durch die Konzentration hin und her zwischen ter Spitze und der Nucleoli. </li><li> Inject den Zellkern durch Drücken der Taste spritzen (am Mikromanipulator). Für die Injektion Schritt werden die Bewegungen der Mikroinjektion Pipette und die Freisetzung von cDNA-Lösung durch den Mikromanipulator gesteuert. Es ist schwierig, erfolgreiche intranukleären Injektionen mit bloßem Auge zu bestätigen, sondern die Injektion der relativ niedrige Viskosität cDNA-Lösung (im Vergleich zu den viskosen nuklearen Umwelt), erscheint oft als ein weißer Fahne unter Phasen-Kontrast-Optik und kann als Indikator für die Injektion verwendet werden in den Zellkern. Manchmal ist die Mikroinjektion Pipette dringt nicht in die Kernmembran und einfach stupst den Zellkern. Eine zweite Injektion Versuch an der gleichen Stelle kann auf eine erfolgreiche Injektion von DNA in den Zellkern führen. Schwellung der Zelle ist in der Regel Anzeichen für unbeabsichtigte zytoplasmatische Injektion. Auch ist von Bedeutung nuklearer Schwellung nicht gut von Neuronen und führt in der Regel den Zelltod bald darauf geduldet; damit der Einspritzdruck und die Dauer nicht überschreiten sollte die vorgeschlagenen Werte. </li><li> Weiter Injektion Neuronen durch Neupositionierung des Mikroskoptisches zum nächsten Neuron unter der Mikroinjektion pipet auszurichten. Systematisch durch das Gericht zu navigieren, um ca. 50-100 Kernen vor der Rückkehr der Schale von Neuronen in den Inkubator für Inkubation über Nacht zu injizieren. Erfolgreich injiziert Neuronen identifiziert den folgenden Tag durch die Expression des Reportergens werden. </li></ol> III. Repräsentative Ergebnisse <img src="/files/ftp_upload/1614/1614fig1.jpg" alt="Abbildung 1" /> Abbildung 1: Ganglion cervicale superius (SCG) Neuronen. Phasenkontrast-Bild der SCG Neuronen 3 Stunden nach der Dissoziation (A). In diesem Stadium ist der Kern deutlich sichtbar, welche Hilfsmittel Ausrichtung der Mikroinjektion Pipettenspitze. Der Kern erscheint in der Mitte von Neuronen mit einem einzigen (links) oder mehrere (rechts) dunkel Nucleoli. SCG Neuronen 16 Stunden nach der Injektion von EGFP cDNA in den Zellkern (B). Left, SCG Neuronen unter Phasenkontrast-Beleuchtung betrachtet. Richtig, epifluoreszenten Bild der gleichen Neuronen zeigen erfolgreiche Injektion und die daraus resultierenden EGFP-Expression in einem Neuron. Weiß Maßstab ist 20 um. <img src="/files/ftp_upload/1614/1614figure2tmb.jpg" alt="Abbildung 2" border="0" /> Abbildung 2: Whole-cell-Aufnahmen von Strömen durch heterolog exprimiert G-Protein-gekoppelte einwärts gleichrichtende K + (GIRK) Kanäle von SCG Neuronen. GIRK Ströme (I GIRK) wurden von einer 200 ms Spannungsrampe von -140 bis +40 mV aus einem Betrieb von -60 mV (Einschub A) nach der Aktivierung des endogenen α 2-Adrenozeptoren durch Noradrenalin (NE, 10 uM) hervorgerufen . Überlagerte Spuren sind Aufnahmen aus dem gleichen Neuron und geben vor (schwarz) und nach Anwendung entweder NE allein (blau) oder NE plus 10 mM Ba 2 + (rot). Die gestrichelten Linien zeigen den stromlosen Ebene. Für die Aufnahme von I GIRK, die externe Lösung enthielt (in mM) 130 NaCl, 5,4 KCl, 10 HEPES, 10 CaCl 2, 0,8 MgCl 2, 15 Glukose, 15 Saccharose, und 0,0003 TTX, eingestellt auf pH 7,4 mit NaOH. Die interne Aufzeichnung enthielt (in mm) 135 KCl, 11 EGTA, 1 CaCl 2, 2 MgCl 2, 10 HEPES, 4 MgATP und 0,3 Na 2 GTP, eingestellt auf pH 7,2 mit KOH. Der Mangel an aktuellen, hervorgerufen durch die Spannung Rampe in Gegenwart von NE in injizierten SCG Neuronen (A) zeigt, dass SCG Neuronen exprimieren keine endogene GIRK Kanäle. Erfolgreiche Injektion von Plasmid-cDNA ein funktionelles GIRK Kanal 11 gibt Anlass zu großer Ströme während der Spannungsrampe wann NE (B, links) ausgesetzt. Strömungen sind die typischen Merkmale der Ströme durch GIRK Kanäle: Aktivierung durch ein G-Protein-gekoppelten Rezeptor-Agonist (NE), nach innen Berichtigung, und Block von Strömen durch die vermeintliche GIRK-Kanal-Blocker, Ba 2 + (B, rechts rote Kurve). Offene und gefüllte Kreise vertrete ich im Betrieb und Spitzenstrom GIRK jeweils. Bitte <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/1614/1614figure2.jpg">klicken Sie hier,</a> um eine größere Version der Abbildung 2 zu sehen.

<ol><li>Eccles, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+action+potential+of+the+superior+cervical+ganglion%5BTitle%5D)+AND+%22J+Physiol%22%5BJournal%5D)">The action potential of the superior cervical ganglion.</a> J Physiol. 85, 179-206 (1935).</li>
<li>Ikeda, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Voltage-dependent+modulation+of+N-type+calcium+channels+by+G-protein+%CE%B2%CE%B3+subunits%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Voltage-dependent modulation of N-type calcium channels by G-protein βγ subunits.</a> Nature. 380, 255-258 (1996).</li>
<li>Schofield, G. G., Ikeda, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Potassium+currents+of+acutely+isolated+adult+rat+superior+cervical+ganglion+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Potassium currents of acutely isolated adult rat superior cervical ganglion neurons.</a> Brain Res. 485, 205-214 (1989).</li>
<li>Schofield, G. G., Ikeda, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sodium+and+calcium+currents+of+acutely+isolated+adult+rat+superior+cervical+ganglion+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Pflugers+Arch%22%5BJournal%5D)">Sodium and calcium currents of acutely isolated adult rat superior cervical ganglion neurons.</a> Pflugers Arch. 411, 481-490 (1988).</li>
<li>Dean, D. A. Chapter 4. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aDean%2C+DA+%22Live+Cell+Imaging%3A+a+Laboratory+Manual%22">Live Cell Imaging: a Laboratory Manual</a>. Goldman, R. D., Spector, D. L. 1, Cold Spring Harbor Laboratory Press. 51-66 (2005).</li>
<li>Ikeda, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterologous+expression+of+receptors+and+signaling+proteins+in+adult+mammalian+sympathetic+neurons+by+microinjection%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Heterologous expression of receptors and signaling proteins in adult mammalian sympathetic neurons by microinjection.</a> Methods Mol Biol. 83, 191-202 (1997).</li>
<li>Ikeda, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expression+of+G-protein+signaling+components+in+adult+mammalian+neurons+by+microinjection%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Expression of G-protein signaling components in adult mammalian neurons by microinjection.</a> Methods Mol Biol. 259, 167-181 (2004).</li>
<li>Ikeda, S. R., Jeong, S. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+RGS-insensitive+G%CE%B1+subunits+to+study+endogenous+RGS+protein+action+on+G-protein+modulation+of+N-type+calcium+channels+in+sympathetic+neurons.%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Enzymol%22%5BJournal%5D)">Use of RGS-insensitive Gα subunits to study endogenous RGS protein action on G-protein modulation of N-type calcium channels in sympathetic neurons.</a> Methods Enzymol. 389, 170-189 (2004).</li>
<li>Washbourne, P., McAllister, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Techniques+for+gene+transfer+into+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Techniques for gene transfer into neurons.</a> Curr Opin Neurobiol. 12, 566-573 (2002).</li>
<li>Zhang, Y., Yu, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single-cell+microinjection+technology+in+cell+biology%5BTitle%5D)+AND+%22Bioessays%22%5BJournal%5D)">Single-cell microinjection technology in cell biology.</a> Bioessays. 30, 606-610 (2008).</li>
<li>Vivaudou, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Probing+the+G-protein+regulation+of+GIRK1+and+GIRK4%2C+the+two+subunits+of+the+KACh+channel%2C+using+functional+homomeric+mutants%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biol+Chem%22%5BJournal%5D)">Probing the G-protein regulation of GIRK1 and GIRK4, the two subunits of the KACh channel, using functional homomeric mutants.</a> J Biol Chem. 272, 31553-31560 (1997).</li>
</ol>

Gemeinsame Probleme und Anregungen: Wie bereits erwähnt, erfolgreiche nukleare Injektionen abhängig, die Zellen adhärent Zellkulturplatten. Verschiebung des Beginns der Injektionen ein paar Stunden nach der Zelle Dissoziation Verfahren ermöglicht Neuronen auf den Grund der Gerichte zu halten. Darüber hinaus Beschichtung Gerichte mit 0,1 mg / ml mit hohem Molekulargewicht Poly-L-Lysin (Sigma, St. Louis, MO) aids Haftung von Neuronen an der Bodenfläche der Gerichte. Blockierung der Mikroinjektion Pipetten, vor allem wenn man versucht, eine hohe Konzentration von DNA injiziert, kann ein häufiges Problem sein. Die Verwendung hochwertiger Trennsäulen zu isolieren und zu reinigen Plasmid-DNA, und die Durchführung der zusätzlichen Reinigungsschritten erwähnt (Spin-Filter, Spinnen in Hämatokritröhrchen) kann helfen, um Partikel vor der Injektion zu entfernen. Während Injektionen, die &quot;clean&quot; Funktion des Drucks Injektor (für 0,2 s ist ausreichend) sein, aber wenn das nicht das Problem weiterhin besteht, eine neue Injektion Pipette verwendet werden. Wenn die Mehrheit der Mikroinjektion Pipetten bei einer Injektion Sitzung verstopft werden, sollten Sie verändern die Einstellungen des Glaspipette puller zu Mikroinjektion Pipettenspitzen mit einer größeren Öffnung zu erzeugen. Ein weiteres Problem, dass während der nuklearen Injektionen stellt sich den Unebenheiten der Bodenoberfläche Gewebekulturschalen. Diese Variabilität wirkt sich direkt auf die Zielgenauigkeit der Injektion Pipettenspitzen in den Zellkern, da die Tiefe der Pipette durchläuft während der Injektion fixiert ist. Daher muss dieser z-Achse begrenzen im Laufe der Injektionen innerhalb der gleichen Schale eingestellt werden. Es wird deutlich, wenn eine Anpassung notwendig ist: Es wird kein Hinweis auf nukleare Injektion (keine weißen Fahne in den Zellkern oder die Zelle ist völlig verfehlt) werden, oder die Injektion Pipettenspitze in die Nähe des Boden der Schale (Komprimieren der Zelle oder gar Abstürzen der Pipettenspitze in die Unterseite der Schale). Glass-Klonzylinder (. OD 10 mm, Kat. Nr. 2090-01010, Bellco Glass, Vineland, New Jersey) können während der Beschichtung von Neuronen verwendet werden, um sie in einem kleineren, begrenzten Bereich beschränken, daher die Minimierung der erforderlichen Abstand zu bewegen die Injektion Pipette zwischen den Injektionen. Diese Klonzylinder sind vor der Durchführung microinjections entfernt. Nachteile der Technik: Intranukleäre microinjections sind technisch anspruchsvoll, das erfordert Geduld und ein hohes Maß an manueller Geschicklichkeit durch den Betreiber. Kenntnisse im Umgang mit dieser Technik, wie bei jeder anderen Fähigkeit, kommt mit der Praxis. So ist es ratsam, nukleare Injektionen des Reportergens alleine üben, bevor eigentlichen Experimente. Zur weiteren Unterstützung der Einspritzvorgang, kann es möglich sein, die Schritte der Mikromanipulator und Injektor in ein Computerprogramm zu konsolidieren. Programme wie Igor Pro (WaveMetrics, Lake Oswego, OR) können genutzt werden, um die Mikroinjektion Einstellungen zu speichern und zu multifunktionalen Controller (ShuttlePro, Contour Design, Windham, NH), um semi-automatisiert den Einspritzvorgang Programm (siehe 6,7,8 für weitere Details). Ein weiterer Nachteil der intranukleären Mikroinjektionstechnik ist die geringe Erfolgsquote. Etwa 10-20% der versuchten nuklearen Injektionen führen zu Proteinexpression. Während dieser Effizienz kann ausreichend sein, für Anwendungen, die keine eine große Anzahl von exprimierenden Zellen, Elektrophysiologie zum Beispiel für verschiedene biochemische Assays kann dies nicht ausreichend sein. Anwendungen der Technik: Trotz seiner Nachteile ist intranukleären Mikroinjektion von DNA eine äußerst nützliche Technik für heterolog Expression von Proteinen in Nervenzellen. Hohe Konzentrationen von Protein-Expression mit nuklearen microinjections wegen der großen Zahl von Plasmiden in den Zellkern während der Injektionen, eine höchst aktive CMV-Promotor Regulation der Gentranskription und lange Stabilität von Plasmiden in den Zellkern freigesetzt erreicht. Protein-Überexpression ist besonders nützlich in dominant-negative Experimente, bei denen ein hohes Maß an heterologen Proteinen benötigt, um das endogene Protein zu überwältigen sind. Ein weiterer Vorteil der intranukleären Injektionen ist die Fähigkeit, ein konsistentes Anteil der cDNA-Konstrukte in den Zellkern zu liefern, wenn mehrere Konstrukte injiziert werden. Mit anderen Transfektionsmethoden, ist es schwierig, reproduzierbar einführen derselbe Anteil der einzelnen DNA-Konstrukt in verschiedene Zellen innerhalb des gleichen Teller und zwischen Transfektionen. Direkte Injektion von cDNA-Lösung in den Zellkern beseitigt diese Quelle der Variabilität und erlaubt das Verhältnis der exprimierten Proteine ​​effektiv titriert werden. Traditionelle Methoden der Transfektion nur begrenzt wirksam post-mitotischen Zellen wegen der geringen Aufnahme von DNA in den Zellkern 9 und chemischen Toxizität mit der Transfektion Reag verbundenEltern 10. Nuclear microinjections Überwindung dieser Probleme durch die Einführung von genetischem Material mechanisch in den Zellkern. Obwohl diese Technik ist komplizierter, die Fähigkeit, die Wirkung eines Proteins in einer funktionellen biologischen System zu studieren, mit endogenen Signalwege komplette, mehr als entschädigt für die mühsame Natur dieser Technik. Alle Experimente an Tieren wurden in Übereinstimmung mit den National Institutes of Health Guidelines for Animal Care und Nutzung durchgeführt.

<table><tbody><tr><td>Ultrafree-MC-Filtrationseinheit</td><td>EMD Millipore</td><td>UFC30VV00</td><td>Durapore-PVDF-Filter; Porengröße 0,1 &amp;#x03BC;m</td></tr><tr><td>TE-Puffer</td><td>Quality Biological, Inc.</td><td>351-010-131</td><td>10 mM Tris, 1 mM EDTA, pH 8,0</td></tr><tr><td>Mikro-Hämatokrit-Kapillarröhrchen</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-362-574</td><td>Unheparinisierte Vorbereitung:&lt;br/&gt;Übernacht in 100 % Ethanol einweichen. Dreimal gründlich mit entionisiertem Wasser waschen und das Glas im Ofen trockenbacken (95&amp;#x00B0;C). Die gereinigten Hämatokrit-Röhrchen mit einem Diamantschreiber in 3–4 cm lange Stücke schneiden und ein Ende mit einer Flamme und Pinzette verschließen, um das Glas zu halten. In einem sauberen Glasbecher aufbewahren und abdecken, um Staubansammlung zu vermeiden.</td></tr><tr><td>Mikrozentrifuge</td><td>Eppendorf</td><td>5417 R</td><td>Mit feststehendem Winkelrotor oder Schwenkrotor</td></tr><tr><td>Microloader 20 &amp;mu;l Pipettenspitzen</td><td>Eppendorf</td><td>5242 956.003</td><td></td></tr><tr><td>Mikroinjektions-Kapillarglas</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>TW120F-4</td><td>Dünnwandig mit Filament, 1,2 mm Außendurchmesser, 0,9 mm Innendurchmesser, 100 mm Länge</td></tr><tr><td>Flaming/Brown-Mikropipettenzieher</td><td>Sutter Instrument Co.</td><td>P-97</td><td>Mit Platin-Iridium-Box-Filament (Teilenummer # FB330B)</td></tr><tr><td>Nikon Diaphot TMD inverses Mikroskop</td><td>Nikon Instruments</td><td></td><td>20x- und 40x-Phasenkontrastobjektive, montiert auf einem vibrationsgedämpften Tisch</td></tr><tr><td>CCD-Kamera (Charge-coupled device)</td><td>Cohu Inc.</td><td>6410</td><td></td></tr><tr><td>Videomonitor</td><td>Sony Corporation</td><td>PVM-122</td><td>Schwarz-Weiß, 9&amp;#8221;-Bildschirm</td></tr><tr><td>Mikromanipulator-System</td><td>Eppendorf</td><td>5171</td><td></td></tr><tr><td>Mikroinjektionsgerät</td><td>Eppendorf</td><td>FemtoJet Express</td><td></td></tr><tr><td>Mikroinjektionsregler</td><td>Contour Design</td><td>S-PROV2</td><td>Programmierbarer Multimedia-Regler</td></tr><tr><td>Igor Pro</td><td>WaveMetrics</td><td>Version 4.05A</td><td>Befehlsprogramm zur Steuerung des Mikroinjektionsreglers, verfasst von S. Ikeda</td></tr></tbody></table>

intranukleäre mikroinjektion von dna in dissoziierte adult mammalian neurons

Intranuclear Microinjection of DNA into Dissociated Adult Mammalian Neurons

Primäre neuronale Zellkulturen sind wertvolle Werkzeuge, um Protein-Funktion zu untersuchen, da sie eine biologisch relevanten System im Vergleich zu immortalisierten Zelllinien zu vertreten. Allerdings verhindert die post-mitotischen Natur der primären Neuronen effektiv heterologen Proteinexpression mit gängigen Verfahren wie Elektroporation oder chemisch-vermittelte Transfektion. Daher müssen andere Techniken eingesetzt werden, um effektiv zum Ausdruck Proteine ​​in diesen nicht-teilenden Zellen. In diesem Artikel beschreiben wir die notwendigen Schritte zur intranukleären Injektionen von cDNA-Konstrukten in dissoziierten Erwachsenen sympathischen Neuronen durchzuführen. Diese Technik, die auf verschiedene Arten von Neuronen angewendet worden ist, kann erfolgreich induzieren heterologen Proteinexpression. Die erforderlichen Anlagen für die Mikroinjektion umfasst auch eine inverse Mikroskop auf Zellen, einer Glas-Pipette mit cDNA-Lösung, die zu einer N 2 (g) Druck Lieferzeiten verbunden ist gefüllt, und einem Mikromanipulator zu visualisieren. Der Mikromanipulator koordiniert die Injektion Bewegung Mikroinjektion Pipette mit einem kurzen Puls von unter Druck N 2 bis cDNA-Lösung aus der Pipettenspitze auszuwerfen. Diese Technik hat nicht die Toxizität mit vielen anderen Transfektion Methoden verbunden und erlaubt es, mehrere DNA-Konstrukte, um eine konsistente Verhältnis ausgedrückt werden. Die geringe Zahl der injizierten Zellen ist die Mikroinjektion Verfahren auch für die einzelne Zelle Studien wie elektrophysiologischen Ableitungen und optische Bildgebung geeignet, aber nicht ideal für biochemische Assays, die eine größere Anzahl von Zellen und höhere Transfektionseffizienz zu verlangen. Obwohl intranukleären microinjections eine Investition von Ausrüstung und Zeit erfordern, macht die Fähigkeit, ein hohes Maß an heterologen Proteinexpression in einem physiologisch relevanten Umfeld zu erreichen diese Technik ein sehr nützliches Werkzeug, um Protein-Funktion zu untersuchen.

Direkte intranukleären Injektion von cDNA ist eine effektive Transfektion Technik zur post-mitotischen Zellen. Diese Methode bietet ein hohes Maß an heterologen Proteinexpression von einzelnen oder mehreren cDNA-Konstrukte und ermöglicht Protein-Funktion, um in einem physiologisch relevanten Umfeld mit einer Vielzahl von Einzel-Zell-Assays untersucht werden.

Intranukleäre Mikroinjektion von DNA in Dissoziierte Adult Mammalian Neurons

Primäre neuronale Zellkulturen sind wertvolle Instrumente zur Untersuchung von Proteinfunktionen, da sie ein biologisch relevanteres System darstellen im Vergleich zu ...

Im ersten Schritt dieses Injektionsverfahrens wird eine Arbeitskonzentration der DNA-Lösung abzentrifugiert, um den Niederschlag zu sedimentieren. Anschließend werden Injektionspipetten aus BO-Silikatglas-Kapillarrohren mit der DNA-Lösung gefüllt. Die Zellen werden auf den Mikroskopständer platziert und die Visualisierung des Zellkerns optimiert.Die Pipette wird mit dem Zellkern ausgerichtet und die Zelle injiziert. Am folgenden Tag werden mehrere Zellen in jeder Petrischale injiziert. Erfolgreich injizierte Zellen werden anhand der Expression eines Reportergens identifiziert.Hallo, ich bin Van Mu aus dem Labor von Dr. Stephen Akeda am Nationalen Institut für Alkoholmissbrauch und Alkoholabhängigkeit der National Institutes of Health. Ich bin Damien Williams, ebenfalls aus dem Akeda-Labor. Und ich bin Eugene Run aus dem AKEDA-Labor.Heute zeigen wir Ihnen die Vorgehensweise für die INTERCLEAR-Mikroinjektion von cDNA-Konstrukten in dissoziierte Neuronen. Dies ist eine effektive Methode zur heterologen Expression von Proteinen des Interesses in postmitotischen Zellen, die traditionell schwer zu transfectieren sind. In unserem Labor verwenden wir diese Technik, um die Mechanismen der G-Protein-vermittelten Modulation von N-Kanälen zu untersuchen.Beginnen Sie damit, dissoziierte adulte Säugetierneuronen auf Zellkulturschalen auszuplatzieren, die mit 0,1 Milligramm pro Milliliter hochmolekularem Poly-L-Lysin beschichtet sind. Dies fördert die Adhäsion der Neuronen an der Unterseite der Schalen.Glas-Klonierungszylinder können verwendet werden, um platzierte Neuronen in einem kleineren, begrenzteren Bereich zu konzentrieren. Um die Distanz zwischen den zu injizierenden Neuronen zu minimieren, die Schalen für drei bis sechs Stunden in einen 37 Grad Celsius warmen Inkubator stellen, bevor intranukleäre Mikroinjektionen durchgeführt werden, um den Zellen ausreichend Zeit zu geben, sich am Boden der Schalen anzuhängen.Während die Neuronen inkubiert werden, werden Mikroinjektionspipetten mit einem Sutter P 97 Flammen-Brown-Zieher und dünnwandigen Borosilikat-Glaskapillaren hergestellt. Wir verwenden ein zweistufiges Ziehprogramm mit folgenden Einstellungen für den ersten und den zweiten Zug. Da die erforderlichen Einstellungen je nach Glascharge und Zustand des Heizfadens im Zieher variieren, sollten sie nach Bedarf angepasst werden.Es sollten mindestens fünf Injektionspipetten pro Schale mit Neuronen hergestellt werden, falls die Pipetten beschädigt werden oder Probleme während der Injektionssitzung auftreten. Die hergestellten Injektionspipetten sollten in einem abgedeckten Behälter aufbewahrt werden, um zu verhindern, dass Staub in die Mikroinjektionspipettenspitze gelangt, unmittelbar vor der Verdünnung der Plasmid-cDNAs auf die Arbeitskonzentration. Legen Sie ein kleines Stück Paraform auf die Arbeitsfläche und entfernen Sie die Papierunterlage.Fügen Sie die cDNA-Stammlösung und den TE-Puffer zum Param hinzu. Zum Verdünnen der cDNA empfehlen wir eine endgültige cDNA-Konzentration von weniger als 200 Nanogramm pro Mikroliter und ein Gesamtvolumen zwischen zwei und 10 Mikrolitern. Wenn das von der cDNA kodierte Protein nicht markiert ist, kann ein Reportergeplasmid, das beispielsweise EGFP kodiert, zusammen mit der experimentellen cDNA mitinjiziert werden. Um eine erfolgreiche Injektion und Expression zu bestätigen, mischen Sie die cDNA-Lösungen durch mehrmaliges Auf- und Abpipettieren auf dem Perfil.Dabei sorgfältig darauf achten, Luftblasen zu vermeiden, um Partikel in der cDNA-Lösung zu sedimentieren, die später die Mikroinjektionsspritze verstopfen könnten. Übertragen Sie die Lösung mit einer Mikrolader-Pipettenspitze in ein vorbereitetes Hämatokritrohr, das gereinigt, zugeschnitten und an einem Ende mit der Flamme versiegelt wurde. Danach das Hämatokritrohr in ein 1,5-Milliliter-Mikrozentrifugenröhrchen geben und 15 bis 30 Minuten zentrifugieren.10.000 GS bei Raumtemperatur. Sobald die Zentrifugation abgeschlossen ist, stellen Sie das Röhrchen mit der cDNA-Injektionslösung beiseite. Die Lösung kann während der Injektionssitzung eine bis zwei Stunden bei Raumtemperatur aufbewahrt werden.Nachdem die Zellen ausplattiert wurden, entfernen Sie die Glas-Klonierzylinder. Anschließend stellen Sie die ausplattierten Zellen für den Rest der Inkubationszeit vor der Injektionssitzung in den Inkubator zurück. Um mit der Injektion zu beginnen, nehmen Sie zunächst eine Schale mit ausplattierten Neuronen aus dem Inkubator und platzieren Sie sie auf dem Mikroskoptisch einer Injektionsanordnung.Die Einrichtung besteht aus einem invertierten Phasenkontrastmikroskop, einem Druckinjektor, der mit einem Mikromanipulator verbunden ist, und einem Videosystems zur Überwachung. Im Phasenkontrast erscheinen Neuronen als kugelförmige Zellen mit einem deutlich sichtbaren Zellkern als zentrales, rundes Organell mit dunkler Membran, das ein einzelnes oder mehrere Nukleolen enthalten kann. Ziehen Sie mit einer Mikroladepipettenspitze zwei Mikroliter der vorbereiteten CD-NA aus dem Hämatokritrohr auf.Dabei darauf achten, die Lösung in der Nähe des Röhrenbodens zu vermeiden, wo sich Partikel abgesetzt haben könnten. Die Lösung in eine Mikroinjektionspipette überführen. Der Faden in der Mikroinjektionspipette sollte dabei helfen, die Lösung an die Spitze zu ziehen.Wenn jedoch kleine Luftblasen bestehen bleiben, klopfen Sie vorsichtig gegen die Seite des Glases, um sie zu lösen, und stellen Sie sicher, dass der Kapillarhalter des Druckinjektors in einem Winkel von 45 Grad fixiert ist. Danach setzen Sie die Mikroinjektionspipette in den Kapillarhalter ein und befestigen den Halter am Mikromanipulator. Senken Sie anschließend mithilfe des Mikromanipulators die Mikroinjektionspipette in die Petrischale ab; wenn die Pipette in das Kulturmedium eintaucht, bildet sich ein Meniskus, der den Lichtweg durch die Probe verändert und somit die Bildqualität der Neuronen verringert.Um dieses Problem zu beheben, justieren Sie das Phasentürmchen, bis die Kerne der Neuronen deutlich sichtbar sind. Vor Beginn der Injektionen verwenden Sie die Reinigungsfunktion des Druckinjektionssystems, um die Pipette von Verunreinigungen zu befreien und die Qualität der Mikroinjektionspipetten zu überprüfen.Die ausgestoßene Lösung sollte auf dem Bildschirm sichtbar sein. Bei Verwendung dieser Funktion wird die Flüssigkeit aus einer optimal dimensionierten Pipettenspitze als dünner Strahl ausgestoßen. Wenn die Mikroinjektionspipette verstopft ist oder zu eng ist, wird keine Flüssigkeit ausgestoßen, wenn die Reinigungsfunktion verwendet wird.Wenn die Spitze zu breit ist oder gebrochen wurde, wird die Flüssigkeit als breiter Strahl aus der Spitze ausgestoßen. Wenn die Spitze während der Injektionen suboptimal erscheint, ersetzen Sie die Injektionspipette jetzt und zentrieren Sie die Mikroinjektionspipette auf dem Betrachtungsmonitor. Halten Sie den Zellkern scharf, und senken Sie die Pipettenspitze ab, bis sie scharf neben einem Neuron steht.Legen Sie diese Position als untere Grenze der Z-Achse am Mikromanipulator fest. Diese Position entspricht der Tiefe, bis zu der die Mikroinjektionspipette während der Injektionen vorgeschoben wird. Positionieren Sie die Spitze anschließend etwa 30 Mikrometer oberhalb dieses Punkts.So befindet sich die Mikroinjektionsspritze über der oberen Schicht der Neuronen. Nun legen Sie die Einstellungen des Mikromanipulators für die Mikroinjektionen fest. Stellen Sie den Injektionsmodus eines Einor-Mikromanipulators auf „Ein“ und die Einstechfunktion auf „Aus“, um Zellschäden zu minimieren.Wählen Sie beim Mikroinjizieren einen diagonalen Injektionsweg, indem Sie den axialen Modus auswählen. Stellen Sie die Injektionsgeschwindigkeit auf 300 Mikrometer pro Sekunde ein und synchronisieren Sie den Druckaufbau an der Grenze. Nächster Schritt.Die Einstellungen des Druckinjektors legen den Injektionsdruck oder PI zwischen 100 und 200 Hektopascal (Hpa), die Injektionsdauer oder ti auf 0,3 Sekunden und den Kompensationsdruck oder PC auf 30 Hpa fest. Sobald die Manipulatoreinstellungen angepasst wurden, können intranukleäre Injektionen durchgeführt werden. Positionieren Sie unter Verwendung der XY-Achsen-Steuerung des Mikroskoptisches das Neuron unter der Spitze der Mikroinjektionspipette.Richten Sie die Pipettenspitze über dem Zentrum des Zellkerns aus, indem Sie zwischen der Spitze und dem Zellkern fokussieren. Injizieren Sie den Zellkern, indem Sie die Injektionstaste am Mikromanipulator drücken. Die Injektion erfolgt mit relativ geringer Viskosität.Die cDNA-Lösung erscheint oft als weißer Strahl im Zellkern, wenn sie im Phasenkontrast betrachtet wird. Setzen Sie die Injektion von Neuronen fort, indem Sie den Mikroskoptisch neu positionieren, um das nächste Neuron unter der Mikroinjektionspipette auszurichten.Systematisch durch die Petrischale navigieren. Fortsetzend Kerne injizieren. Verwenden Sie die zuvor beschriebene Reinigungsfunktion alle 10 bis 15 Injektionen, um die Qualität der Mikroinjektionspipette zu überprüfen.Falls die Pipette verstopft oder beschädigt ist, durch eine neue Injektionspipette ersetzen. Unebenheiten der Bodenoberfläche der Zellkulturschalen können dazu führen, dass die Injektionspipette die Zelle verfehlt oder dass die weiße Wolke im Zellkern nicht sichtbar ist. In diesen Fällen einfach die Mikroinjektionspipettenspitze in dieselbe Fokusebene wie der Zellkern bringen und diese als neue Grenze der x-Achse einstellen.Fahren Sie anschließend mit der Injektion von Neuronen fort. Manchmal durchdringt die Mikroinjektionspipette die nukleare Membran nicht, sondern schiebt lediglich den Zellkern zur Seite. In diesem Fall kann ein zweiter Injektionsversuch an derselben Position zu einer erfolgreichen Einspeisung der DNA in den Zellkern führen.Ein Anschwellen der Zelle deutet gewöhnlich auf eine unbeabsichtigte zytoplasmatische Injektion hin. Sobald 50 bis 100 Kerne injiziert wurden, das Neuronenpräparat für eine Übernachtinkubation in den Inkubator zurückbringen. Nach 16 Stunden können erfolgreich injizierte Neuronen anhand der Expression eines Reportergens identifiziert werden.In diesem Bereich wurde ein Neuron des oberen Halsganglions oder SCG injiziert und kann anhand der Expression von EGFP identifiziert werden. Nicht injizierte SCG-Neuronen, die keine endogenen, G-Protein-gekoppelten, innen gerichteten Kalium- oder grk-Kanäle besitzen, erzeugen während einer Spannungsrampe keine messbaren Ströme. Im Vergleich dazu führt die Exposition gegenüber dem Agonisten Noradrenalin für G-Protein-gekoppelte Rezeptoren dazu, dass eine erfolgreiche Injektion eines Plasmid-CD-NA, das einen funktionsfähigen grk-Kanal kodiert, während einer Spannungsrampe große Ströme hervorruft, wenn Noradrenalin zugegeben wird.Die hier gemessenen Ströme sind typisch für Kirk-Kanäle und zeichnen sich durch Aktivierung durch Noradrenalin, Inward-Rectification und Hemmung durch den vermuteten GRK-Kanalblocker aus. Barium. Wir haben Ihnen soeben gezeigt, wie man CD-NA in den Zellkern von Neuronen injiziert. Bei der Durchführung dieser Technik ist es wichtig, vier Dinge zu beachten.Erstens, um die DNA vor der Injektion zu zentrifugieren. Zweitens, um sicherzustellen, dass der Zellkern deutlich sichtbar ist. Drittens, um die Grenze der Z-Achse neu einzustellen, wenn man sich in der Petrischale bewegt.Und viertens, überprüfen Sie regelmäßig die Qualität der Pep-Spitze zwischen den Injektionen. Vielen Dank fürs Zuschauen und viel Erfolg bei Ihrem Experiment.

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Biology

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