Name: Automatisierte Microfluidic Blut Lysis-Protokoll zur Anreicherung von zirkulierenden Zellen mit Zellkern (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2009-12-31T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 53 s
Description: Lernen Sie ein automatisiertes mikrofluidisches Protokoll zur Anreicherung zirkulierender kernhaltiger Zellen aus Blut durch Erythrozytenlyse. Diese Methode minimiert Zellverluste und liefert hochwertige Proben für die Durchflusszytometrie.

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Die Forschung hat durch die Wallace H. Coulter Foundation Early Career Award in Translational Research unterstützt. Dank Tim Andrews, Pädiatrische Hämatologie / Onkologie, für die Hilfe bei Blutentnahme. Auch dank Dr. Sam Wellhausen, Durchflusszytometrie Core, James Graham Brown Cancer Center, um Hilfe bei der laufenden Durchflusszytometrie Proben.

Teil 1. Microfluidic Bauelementherstellung Ein Silizium-Master-Form der mikrofluidischen Lyse Gerät wurde mit Standard-Photolithographie-Techniken mit dem Gerät in der University of Louisville Reinraum [1]. AutoCAD (Autodesk, Inc., San Rafael, CA) wurde verwendet, um eine Transparenz-Maske erzeugen (Fineline Imaging, Colorado Springs, CO) zu negativen Repliken der Kanäle zu erstellen. Die mikrofluidischen Lyse Gerät wurde von der Silizium-Master-Form mit weichen lithographischen Techniken mit dem Elastomer Poly (dimethylsiloxan) (; Dow Corning, Midland, MI PDMS) hergestellt. Das Elastomer mit den replizierten Kanäle veröffentlicht wurde, und Channel Access Löcher wurden mit einer 20-Gauge-Nadel (Small Parts, Miramar, FL.) Gestanzt. Die PDMS-Wafer wurde irreversibel auf ein Glasplättchen über Sauerstoff-Plasma gebunden und getestet für Experimente. Part 2. Protokoll für den Betrieb Lyse Gerät Nach dem Mikrofluidiksystem hergestellt worden und getestet wurde, sind Experimente mit Erythrozytenlyse bereit zu beginnen. Im folgenden Abschnitt das Protokoll für die Mikrofluidik-Gerät. 2,1 Probengewinnung <ol><li> Sammeln Sie 4 ml der Blutprobe von V. mediana cubiti, auf der vorderen Unterarm Vene des Patienten mit Heparin als Antikoagulans in zwei 2 ml grüne Spitze vaccutainers. </li><li> Discard ersten 2 ml-Tube, wie es verdrängt reifen Endothelzellen (false positives) enthält. </li><li> Resuspendieren der zweiten Röhre an Heparin mit Blut mischen, indem Sie nach oben und unten; sparen sofort auf Eis. </li><li> Transfer 1 ml Blut in ein 1,5 ml Eppendorf-Röhrchen. Prozess der Blutprobe sofort (innerhalb einer Stunde nach der Entnahme). </li></ol> 2,2 Prime Mikrofluidikvorrichtung mit PBS <ol><li> Besorgen Sie sich einen Mikrofluidikvorrichtung verklebt auf Glas. Press-fit Zugang Schlauch (Small Parts, Miramar, FL) von etwas größerem Durchmesser in den Ein-und Ausgang (Abbildung 1). </li><li> Bringen Sie einen 30-Gauge-Injektionsnadel (Small Parts, Miramar, FL), um den Schlauch an jedem der Eingänge, die Bereitstellung der Makro bis Mikro-Schnittstelle. </li><li> Füllen Sie eine 1 ml Spritze mit 1X PBS und vergewissern Sie sich, um loszuwerden, Blasen, die durch flicking die Nadel der Spritze. Schließen Sie das PBS-geladen 1 ml Spritze mit dem Einlass 1 auf der Mikrofluidikvorrichtung. Drücken Sie die Spritze mit dem 1X PBS vorsichtig von Hand, bis die Lösung fließt aus Einlass 2 und dann sofort Klemme Einlass 2 mit einem Standard-Office-Sammelmappe Clip </li><li> Drücken Sie weiter die 1X PBS, bis die Flüssigkeit erreicht die Auslassöffnung des Mikrofluidik-Gerät. Sobald die Lösung fließt aus der Steckdose, klemmen die Ablaufschlauch mit einem anderen Bindemittel Clip. </li><li> Drücken Sie weiter die 1 ml-Spritze, bis die 1X PBS fließt aus Einlaß 3, und klemmen Sie die Einlass-3-Port mit einem anderen Office-Sammelmappe Clip. Die Mikrofluidik-Gerät ist nun komplett grundiert. </li></ol><img src="/files/ftp_upload/1656/1656fig1.jpg" alt="Abbildung 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 1"> Abbildung 1. Schematische Darstellung des Gerätes zeigt Einlässe für die jeweiligen Lösungen und Auslass. 2.3 Herstellung von Spritzenpumpen und Lösung <ol><li> Zur Kalibrierung der Pumpen folgendermaßen vor: <ol class="lalpha"><li> Für die große Harvard Spritzenpumpe (Harvard, PHD 22/2000 Part # 702000): Der Durchmesser Konfiguration bis 22,5 mm, Durchfluss 600 ul / min eingestellt. </li><li> Für den kleinen Harvard Spritzenpumpe (Harvard, Pico Plus Part # 702213): Der Durchmesser Konfiguration auf 4,61 mm, Durchfluss Set 20 ml / min. </li></ol></li><li> Füllen Sie eine 30 ml Spritze mit sterilem, deionisiertem Wasser. Dies kann durch die Rücknahme der Lösung direkt aus der 50 ml konischen Rohr durchgeführt werden. (Label der Spritze) </li><li> Füllen Sie ein zweites 30 ml Spritze mit 2X Phosphat-gepufferter-Saline (PBS), 2% Paraformaldehyd (PFA) unter Verwendung des Verfahrens in Schritt 9 beschrieben. (Label der Spritze) </li><li> Füllen Sie eine 1 ml Spritze mit 1X PBS aus der Aliquots in der 15 ml konische Röhrchen gelagert, wobei das Verfahren in Schritt 9 beschrieben. </li><li> Verbinden Sie die 30 ml VE-Wasser Spritze mit dem Einlass 2 und die 30 ml 2X PBS Spritze mit dem Einlass 3 (stellen Sie sicher, don t Trap Luftblasen im Schlauch oder Mikrofluidik-Gerät). Entfernen Sie die Klammer aus Buchten 2 und 3 und den Ablaufschlauch. Verbinden Sie den 1X PBS 1 ml-Spritze in den Einlaß 1. Vermeiden Sie die Einführung Blasen, indem die Nadel der Spritze mit Flüssigkeit, verbinden Sie die Spritze, und schnippte die Nadel der Spritze, um Blasen zu befreien. </li></ol> 2,4 Erythrozytenlyse <ol><li> Stellen Sie alle der Spritzen auf dem richtigen Harvard Pumpen, wie unten beschrieben: <ol class="lalpha"><li> Setzen Sie die zwei 30-ml-Spritzen (eine mit steriler, de-ionisiertes Wasser und das andere mit 2X PBS, 2% PFA) zusammen auf der großen Harvard Spritzenpumpe. </li><li> Stellen Sie die 1 ml-Spritze (mit 1X PBS) auf der kleinen Harvard Spritzenpumpe. </li><li> Setzen Sie den Ablaufschlauch in einem Abfallbehälter (50 ml konische Röhre, w beschriftet istaste). </li></ol></li><li> Schalten Sie den großen Harvard Spritzenpumpe (mit 30 ml Spritzen) und lassen Sie ihn eine Minute lang laufen. (Stellen Sie sicher, es gibt keine Blasen und keine Leckage im Gerät oder in den Schlauch). </li><li> Schalten Sie den kleinen Harvard Spritzenpumpe und lassen Sie es für eine weitere Minute laufen. (Stellen Sie sicher, es gibt keine Blasen und keine Leckage im Gerät oder in den Schlauch). Stoppen Sie die Pumpen. Die Mikrofluidik-Gerät ist jetzt einsatzbereit. </li><li> Entfernen Sie den 1 ml-Spritze mit 1X PBS aus dem kleinen Harvard Spritzenpumpe. </li><li> Nach Abnahme der Blutprobe, füllen Sie die 1 ml Spritze mit 0,05 ml sterile 1X PBS ohne Einschluss von Luftblasen. Anschließend füllen Sie die Spritze mit 0,5 ml Blut aus dem Eppendorf-Röhrchen erhalten. (Die 1 ml-Spritze enthält nun ein Volumen von 0,55 ml Blut und 1X PBS-Puffer.) Hinweis: Halten Sie die Spritze senkrecht beim Ausfüllen zu vermeiden Vermischung der 0,05 ml PBS mit dem Blut. </li><li> Verbinden Sie die Spritze mit dem Blut zu Eingang 1 und montieren Sie die Spritze vorsichtig (zu vermeiden drängen das Blut durch den Schlauch in das Gerät) auf dem kleinen Harvard Spritzenpumpe (die Spritze montiert ist vertikal in die Pumpe). </li><li> Entfernen Sie den Ablaufschlauch aus dem Abfall Rohr und legte einen sauberen 50 ml Zentrifugenröhrchen an seinem Platz und stellte es auf einen Eimer mit Eis. </li><li> Schalten Sie das große Harvard Spritzenpumpe erste und lassen Sie es für 1 Minute laufen. Starten Sie das Sammeln der Probe aus der Steckdose in der 50 ml-Zentrifugenröhrchen. </li><li> Wechseln Sie auf die kleinen Harvard Spritzenpumpe. </li><li> Nachdem die Blutprobe in der 1 ml Spritze vollständig durch das Gerät gereist, stoppen beide Pumpen. Dies dauert etwa 20 Minuten. </li><li> Centrifuge die gesammelten Proben für 5 Minuten bei 350 xg bei Raumtemperatur mit der Bremse ausgeschaltet. </li><li> Entfernen Sie, indem Sie Pipettenspitze auf der gegenüberliegenden Seite des weißen Pellet Überstand. Entfernen Sie so viel Überstand wie möglich, vor allem rote Zelltrümmer, ohne die weiße Pellet. </li><li> Resuspendieren der Probe in 1 ml Flow-Puffer (1X PBS, 1% BSA [Rinderserumalbumin], 2% PFA) durch Auf-und Abpipettieren. Transfer-Probe auf ein 1,5 ml Eppendorf-Röhrchen. </li><li> Microcentrifuge die gesammelten Proben für 5 Minuten bei 4 xg bei Raumtemperatur. Verwenden derselben Präzision wie vor dem Überstand zu entfernen. </li><li> Resuspendieren der Probe in 1 ml Flow-Puffer durch Vortexen. </li></ol> 2.5 Herstellung für die durchflusszytometrische Analyse <ol><li> Für die Probenanalyse mittels Durchflusszytometrie, 100 ul Probe zu einer Durchflusszytometrie Röhre. </li><li> Um die 100 ul Probe hinzuzufügen angegebenen Antikörper (die korrekte Konzentration). </li><li> Lassen Sie Probe für 30 Minuten bei 40 inkubieren C. </li><li> Zweimal waschen mit Durchfluss-Puffer vor der Durchflusszytometrie. Wash Schritt beinhaltet Zugabe von 250 ul der Strömung Puffer, vortexen, Zentrifugieren für 5 Minuten bei 350 xg und Entfernen mit einer Flüssigkeit wiederum der Durchflusszytometrie Rohr Überstand. </li><li> Das Pellet in 250 ul Puffer fließen. Die Probe wird zur Analyse bereit mittels Durchflusszytometrie. </li></ol> Repräsentative Ergebnisse Vollblut wurde durch die mikrofluidischen Lyse Gerät und Post-Processing-Protokoll ausgeführt wurde, befreien von Erythrozyten und bereichernd zirkulierenden Zellen mit Zellkern (CNCs). Ideal Ergebnisse liefern eine saubere Durchflusszytometrie Streudiagramm mit getrennten CNC Populationen. Unten in Abbildung 2 und 3 angezeigt werden Streudiagramm Vergleiche von einer Vollblut-Probe ohne Erythrozytenlyse und mit Erythrozyten-Lyse durch den mikrofluidischen Protokoll mit den Achsen als forward scatter (FSC) versus side scatter (SSC) Licht. Man erkennt, dass der mikrofluidischen Bereicherung Protokoll notwendig, um eine saubere Durchflusszytometrie Streudiagramm erhalten wird. <img src="/files/ftp_upload/1656/1656fig2.jpg" alt="Abbildung 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 2"> Abbildung 2. Durchflusszytometrie Streudiagramm Vollblutprobe ohne Erythrozytenlyse mit FSC-und SSC-Achsen. <img src="/files/ftp_upload/1656/1656fig3.jpg" alt="Abbildung 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 3"> Abbildung 3. Durchflusszytometrie Streudiagramm der zirkulierenden Zellen mit Zellkern mit mikrofluidischen Erythrozytenlyse von Populationen mit FSC-und SSC-Achsen beschriftet. Region 1 (rot) stellt Lymphozyten, Region 2 (grün) stellt Monozyten, Region 3 (blau) stellt Granulozyten und Region 4 (lila) ist noch nicht charakterisiert werden. Entfernen von roten Zelltrümmern mit einer Pipette in das Protokoll ist auch wichtig, wenn nötig. Unten in Abbildung 4 ist ein Streudiagramm mit einem Überschuss von roten Zelltrümmern. Obwohl nicht trübt die Streudiagramm wie in Abbildung 2, muss man für den zusätzlichen Veranstaltungen durch Erythrozyten-Bruchstücken bei der Datenanalyse Konto. <img src="/files/ftp_upload/1656/1656fig4.jpg" alt="Abbildung 4" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 4"> Abbildung 4. Durchflusszytometrie Streudiagramm darstellen roten Zelltrümmern, als Cluster zu sehender Ereignisse in Region 5 (cyan). Färben von Zellen für bestimmte Antikörper Phänotyp Marker erzeugen auch charakteristische Ergebnisse. In den folgenden Figuren sind Antikörper Phänotyp Flecken für 3 verschiedene Leukozyten-Populationen: Lymphozyten, Monozyten und Granulozyten. Abbildung 5 zeigt Lymphozytenpopulationen geplottet mit Äxten CD3 und CD4. Monozyten und Granulozyten sind in den Abbildungen 6-7 mit den Achsen als FSC gegen CD14 und CD66b gezeigt. <img src="/files/ftp_upload/1656/1656fig5.jpg" alt="Abbildung 5" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 5"> Abbildung 5. Durchflusszytometrie Streudiagramm darstellen Lymphozyten mit CD3-und CD4-Achsen. <img src="/files/ftp_upload/1656/1656fig6.jpg" alt="Abbildung 6" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 6"> Abbildung 6. Durchflusszytometrie Streudiagramm darstellen Monozyten mit FSC-und CD14-Achsen. <img src="/files/ftp_upload/1656/1656fig7.jpg" alt="Abbildung 7" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 7"> Abbildung 7. Durchflusszytometrie Streudiagramm darstellen Granulozyten mit FSC-und CD66b-Achsen.

<ol><li>White, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clinical+application+of+microfluidic+leukocyte+enrichment+protocol+in+mild+phenotype+sickle+cell+disease+%28SCD%5BTitle%5D)+AND+%22Biomedical+Microdevices%22%5BJournal%5D)">Clinical application of microfluidic leukocyte enrichment protocol in mild phenotype sickle cell disease (SCD.</a> Biomedical Microdevices. 11 (2), 477-483 (2009).</li>
<li>Sethu, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Continuous+Flow+Microfluidic+Device+for+Rapid+Erythrocyte+Lysis%5BTitle%5D)+AND+%22Anal.+Chem%22%5BJournal%5D)">Continuous Flow Microfluidic Device for Rapid Erythrocyte Lysis.</a> Anal. Chem. 76 (21), 6247-6253 (2004).</li>
</ol>

Ein automatisiertes mikrofluidischen Blut Lyse-Protokoll wurde berichtet. Im Rahmen des Protokolls sind wichtige Schritte erwähnenswert. In Abschnitt P.2.1, ist es wichtig, das erste Blut Fläschchen, da die Probe enthält verdrängt reife Endothelzellen als Fehlalarme gesammelt zu verwerfen. Stellen Sie außerdem sicher, dass die Blutprobe innerhalb einer Stunde nach Probenentnahme durchgeführt. Priming der mikrofluidischen Gerät in Abschnitt P.2.2, ist es wichtig, zunächst der Blasen zu befreien. Darüber hinaus sollte man...

automatisierte microfluidic blut lysis-protokoll zur anreicherung von zirkulierenden zellen mit zellkern

Automated Microfluidic Blood Lysis Protocol for Enrichment of Circulating Nucleated Cells

In diesem Bericht das Protokoll für ein automatisiertes mikrofluidischen Blut Lyse Gerät ist detailliert. Zirkulierende kernhaltigen Zellen (CNCs), einschließlich Leukozyten und Endothelzellen, bieten eine ideale Plattform, um einen aktualisierten Status auf das Immunsystem Zustand eines Individuums. Die Mikrofluidik-Protokoll ermöglicht die Anreicherung von CNCs ohne selektive Zellverlust und Probenvorbereitung Variabilität durch Benutzer-vermittelten Schritte. Kurz gesagt, enthält das Protokoll Bauelementherstellung, Probenentnahme-, Geräte-Setup, und läuft das Blut durch den mikrofluidischen Kammer. Innerhalb des Gerätes Vollblut wird schnell mit VE-Wasser für ca. 10 Sekunden in eine 50 micron x 150 micron mikrofluidischen Kanal gemischt. In dieser Zeitspanne werden die Erythrozyten durch hypotone Bedingungen lysiert. Herringbone Strukturen auf dem Boden des Kanals eine gute Durchmischung und Exposition von Zellen, um eine konstante Umgebung. Verbleibende Zellen sind auf isotone Bedingungen an der Ausfahrt des Gerätes zurück, fixiert mit 2% Paraformaldehyd, zentrifugiert, um Erythrozyten Trümmer CNCs trennen und suspendiert in Flow-Puffer für die Färbung und Analyse mittels Durchflusszytometrie. Die Ergebnisse zeigen, sauber Durchflusszytometrie Streudiagramme mit CNC Populationen gerettet. Bedeutung dieses Gerät und Protokoll kommt in der Studie und das Verständnis der Pathogenese der Erkrankung durch eine Analyse der CNC Populationen. Daher sind Automatisierung, Effizienz und Einfachheit der mikrofluidischen Protokoll demonstriert.

Ein automatisiertes mikrofluidischen Gerät wurde für den Umlauf kernhaltigen Zelle Bereicherung aus dem peripheren Blut über Erythrozytenlyse dass die Isolierung von hoher Qualität Probe stellt sicher, ohne Zellverlust entwickelt.

Automatisierte Microfluidic Blut Lysis-Protokoll zur Anreicherung von zirkulierenden Zellen mit Zellkern

In diesem Bericht wird das Protokoll für ein automatisiertes mikrofluidisches Blutlysegerät detailliert beschrieben. Zirkulierende kernhaltige Zellen (CNC), einschließlich Leukozyten und ...

Um zirkulierende kernhaltige Zellen aus dem Blut anzureichern. Die mikrofluidische Vorrichtung wird zunächst mit einem XPBS ansatzweise befeuchtet, um Blasen, deionisiertes Wasser und 2 % Paraldehyd in zwei Portionen XPBS durch die Vorrichtung mittels Spritzenpumpen zu leiten, bevor die Blutprobe beladen wird. Anschließend wird das Blut durch die mikrofluidische Vorrichtung verarbeitet, und die Aufarbeitung der Probe umfasst Zentrifugation und Entfernung des Überstandes.Schließlich wird die Probe mittels Durchflusszytometrie analysiert, um FACS-Diagramme zu erzeugen. Hallo, ich bin William White aus dem Labor für Mikroskalen-Biotechnologie am Fachbereich Bioingenieurwesen der University of Wool. Heute zeigen wir Ihnen ein Verfahren zur Anreicherung zirkulierender Zellkerne durch Lyse von Vollblut mittels Mikrofluidik.Wir verwenden dieses Verfahren in unserem Labor, um Entzündungen bei verschiedenen Krankheitsprozessen zu untersuchen, um eine Anreicherung von Leukozyten und anderen zirkulierenden kernhaltigen Zellen sicherzustellen, ohne Verlust oder Aktivierung. Beginnen wir also. Zum Starten dieses Verfahrens stecken Sie Zuleitungen mit einem leicht größeren Durchmesser als die Kanalanschlussbohrungen in die Einlass- und Auslassöffnungen.Danach, um die Makro-Mikro-Schnittstelle bereitzustellen, eine 30-Gauge-Spritzennadel an das Schlauchstück jedes Zulaufs anschließen. Anschließend eine Ein-Milliliter-Spritze mit einem XPBS füllen und sicherstellen, dass keine Blasen enthalten sind. Die Spritze mit Zulauf eins verbinden und die Spritze vorsichtig von Hand betätigen, bis ein XPBS aus Zulauf zwei austritt.Dann sofort den Inlet zwei mit einer Büroklammer verschließen. Weiterhin den Kolben betätigen, bis die X-PBS-Lösung den Auslassanschluss des mikrofluidischen Geräts erreicht. Sobald die Lösung aus dem Auslass austritt, das Auslassrohr mit einer weiteren Büroklammer verschließen.Drücken Sie weiterhin den Ein-Milliliter-Spritzenkolben, bis XPBS aus Einlass drei austritt, und verschließen Sie den Einlass-drei-Anschluss mit einer dritten Büroklammer. Die mikrofluidische Vorrichtung ist nun vollständig entlüftet. Beginnen Sie mit der Kalibrierung der Spritzenpumpen mithilfe der großen Harvard-Spritzenpumpe, indem Sie den Durchmesser auf 22,5 Millimeter und die Flussrate auf 600 Mikroliter pro Minute einstellen.Für die kleine Harvard-Spritzenpumpe. Stellen Sie den Durchmesser auf 4,61 Millimeter und die Flussrate auf 20 Mikroliter pro Minute ein. Füllen Sie anschließend eine 30-Milliliter-Spritze mit entionisiertem Wasser, indem Sie die Lösung direkt aus dem 50-Milliliter-Konischkolben aufziehen.Denken Sie daran, die Spritze zu beschriften, und füllen Sie eine weitere 30-Milliliter-Spritze mit zwei XPBS 2 % Paraformaldehyd-Lösung. Ziehen Sie die Lösung erneut direkt aus einem kegelförmigen Reagenzglas auf und beschriften Sie die Spritze. Schließen Sie nun die mit Wasser gefüllte Spritze an Einlass zwei und die mit 2 % Paraformaldehyd in zwei XPBS gefüllte Spritze an Einlass drei an, wobei sichergestellt werden muss, dass sich keine Blasen in der Schlauchleitung oder in der mikrofluidischen Vorrichtung befinden.Entfernen Sie dann die Klemmen von der Zuleitung zwei, der Zuleitung drei und der Ablaufschlauchleitung, wobei alle drei Spritzen angeschlossen bleiben. Verbinden Sie anschließend die beiden großen Spritzen am großen Harvard-Spritzenpumpen und setzen Sie die Ein-Milliliter-Spritze auf die kleine Harvard-Spritzenpumpe. Legen Sie die Ablaufschlauchleitung in ein kegelförmiges 50-Milliliter-Abfallsammelröhrchen.Schalten Sie nun die große Harvard-Spritzenpumpe, die die 30-Milliliter-Spritzen hält, ein und lassen Sie sie eine Minute lang laufen. Überprüfen Sie, ob keine Blasen und keine Leckagen im Gerät oder in den Schläuchen vorhanden sind. Schalten Sie dann die kleine Harvard-Spritzenpumpe ein und lassen Sie sie hier ebenfalls eine zusätzliche Minute lang laufen.Überprüfung auf Blasen und Leckagen. Stoppen Sie die Pumpen nach zwei Minuten. Da das mikrofluidische Gerät nun bereit zur Verwendung mit Blutproben ist, wurden die zu analysierenden Blutproben wie im begleitenden schriftlichen Protokoll beschrieben gesammelt und innerhalb einer Stunde nach der Entnahme verwendet.Das erste Röhrchen des gesammelten Bluts wird verworfen, um falsch positive Ergebnisse auszuschließen. Entfernen Sie die Ein-Milliliter-Spritze von der kleinen Harvard-Spritzenpumpe und injizieren Sie dann ein XPBS aus der Ein-Milliliter-Spritze, um die Spritzennadel zu füllen. Um die Bildung von Blasen zu vermeiden, füllen Sie eine Ein-Milliliter-Spritze mit 50 Mikrolitern eines XPBS, ohne Blasen einzuschließen.Füllen Sie dann die Spritze mit 0,5 Milliliter Blut. Halten Sie die Spritze während des Befüllens senkrecht, um eine Vermischung des PBS mit dem Blut zu vermeiden. Schließen Sie anschließend die Spritze mit dem Blut wieder an Einlass eins an.Wischen Sie jegliche überschüssige Flüssigkeit ab und befestigen Sie die Spritze senkrecht an der kleinen Harvard-Spritzenpumpe. Achten Sie darauf, das Blut nicht durch die Schläuche in das Gerät zu drücken. Entfernen Sie das Auslassrohr vom Abfallrohr und platzieren Sie es in einem sauberen 50-Milliliter-Zentrifugenröhrchen, das in einem Eisbehälter steht.Schalten Sie nun zuerst den Laufschalter der großen Harvard-Spritzenpumpe ein und lassen Sie sie eine Minute lang laufen. Danach schalten Sie die kleine Harvard-Spritzenpumpe ein. Die Probe beginnt, sich am Auslassschlauch in dem 50-Milliliter-Zentrifugenröhrchen zu sammeln.Lassen Sie die Blutprobe in der Ein-Milliliter-Spritze vollständig durch das Gerät fließen, was etwa 20 Minuten dauert. Stoppen Sie dann beide Pumpen. Da der Durchlauf abgeschlossen ist, zentrifugieren Sie die gesammelte Probe fünf Minuten lang bei 350 × g bei Raumtemperatur ohne Bremse.Entfernen Sie den Überstand, indem Sie die Pipettenspitze auf der gegenüberliegenden Seite des weißen Pellets platzieren. Entfernen Sie so viel Überstand wie möglich, insbesondere rote Zelltrümmer, ohne das weiße Pellet zu stören. Resuspendieren Sie die Probe durch Pipettieren in einem Milliliter Flusspuffer, der 1 % BSA und 2 % Paraformaldehyd in 1 × PBS enthält.Hoch und runter überführen Sie die Probe in ein 1,5-Milliliter-Eppendorf-Röhrchen und zentrifugieren die gesammelte Probe fünf Minuten lang bei vierfacher Erdbeschleunigung. Entfernen Sie bei Raumtemperatur das Überstandsvolumen so vorsichtig wie im vorherigen Zentrifugationsschritt. Geben Sie abschließend ein Milliliter Flusspuffer zu, wirbeln Sie die Probe gründlich um und fahren Sie mit der Analyse der Probe mittels Durchflusszytometrie fort.Nun zeigen wir einige repräsentative Ergebnisse in Form von Fax-Diagrammen aus einer Blutprobe, die mittels des mikrofluidischen Geräts angereichert und mit Durchflusszytometrie analysiert wurde. Die Bedeutung der Anreicherung durch Lyse wird anhand eines Fax-Diagramms deutlich, bei dem rote Blutkörperchen überlagern. Das Streudiagramm, das durch das mikrofluidische Anreicherungsprotokoll erzeugt wird, ist ein klares Streudiagramm mit gut definierten Populationen kernhaltiger Zellen, die in der Zirkulation vorkommen.Der rote Bereich repräsentiert Lymphozyten, grün repräsentiert Monozyten, blau repräsentiert Granulozyten, und der violette Bereich ist noch nicht charakterisiert. Wenn rote Zelltrümmer im Protokoll nicht entfernt werden, entsteht ein Cluster von Ereignissen im Fax-Plot, der im cyanfarbenen Bereich sichtbar ist. Zellpopulationen können in separaten Fax-Plots visualisiert werden.Lymphozyten, die mit CD3 und CD4 markiert sind. Monozyten, die mit CD14 markiert sind, und Granulozyten, die mit CD66b markiert sind. Wir haben Ihnen soeben gezeigt, wie man eine Blutprobe mit dem mikrofluidischen Blutlysegerät aufbaut und durchführt. Bei diesem Verfahren ist es wichtig, die Blutprobe unverzüglich durchzuführen, um zu verhindern, dass PBS mit dem Blut vermischt wird, bevor es das Gerät erreicht, und um die Bildung von Blasen in den Kanälen des Geräts zu vermeiden.Das war's. Vielen Dank fürs Zuschauen und viel Erfolg bei Ihren Experimenten.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

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