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Aus einer einzigen Brustkrebsstammzelle entsteht eine Ansammlung von Zellen, die als primäre Mammosphäre bezeichnet wird. Um sie zu erhalten, kultivieren Sie zunächst eine Brustkrebszelllinie, bis sie zu 70 bis 80 % konfluent ist, um sicherzustellen, dass sich die Zellen in ihrer Wachstumsphase befinden. Fügen Sie Tripsin-EDTA hinzu, um Zellen aus dem Kolben zu lösen, und fügen Sie ein Medium mit Serum hinzu, um die Wirkung von Tripsin zu stoppen.
Nehmen Sie nun die Zellen in ein Röhrchen und zentrifugieren Sie, um das Zellpellet zu erhalten. Resuspendieren Sie das Pellet im Mammosphärenmedium ohne Serum und leiten Sie die Suspension durch einen Filter mit Zellsiebkappe, um eine Einzelzellsuspension zu erhalten. Diese Suspension besteht aus Stammzellen, Vorläuferzellen und differenzierten Zellen, die unterschiedliche Proteinexpressionen aufweisen.
CD44 und CD24 sind Zelloberflächenproteine, die für Brustkrebsstammzellen charakteristisch sind. Sie sind positiv für die CD44-Expression und negativ für CD24. Isolieren Sie Zellen aus der Zellsuspension mittels Fluoreszenz oder magnetisch aktivierter Zellsortierung. Nehmen Sie als Nächstes eine Aliquot- und Ad-Trypanblau-Färbung auf die Zellen und berechnen Sie die Anzahl lebensfähiger Zellen pro Milliliter mit einem Hämozytometer-Objektträger, um die Aussaatdichte zu ermitteln.
Zum Schluss säen Sie die Zellen in einer Sechs-Well-Platte mit extrem niedrigem Adhärent, so dass die Zellen in der Schwebe bleiben. Inkubieren Sie die Platte 5 bis 10 Tage lang, ohne die Platte zu stören, bis die Kugeln einen Durchmesser von 40 Mikrometern haben. Im folgenden Protokoll werden wir primäre Mammosphären aus einer Brustkrebszelllinie erzeugen.
- Beginnen Sie dieses Verfahren unter einer sterilen Kulturhaube mit MCF7- oder MDA-MB-231-Zellen, die zu 70 % bis 80 % konfluent sind. Das Medium wird aus dem Kolben abgesaugt. Waschen Sie die Zellen zweimal mit PBS, fügen Sie dann Tripsin-EDTA hinzu und inkubieren Sie zwei bis sechs Minuten lang. Nach der Ablösung durch Zugabe von Mammosphärenmedium mit 10 % FBS abschrecken.
Sobald sich die Zellen gelöst haben, geben Sie sie in ein konisches 15-Milliliter-Zentrifugenröhrchen und drehen Sie es fünf Minuten lang bei Raumtemperatur 200 Mal g. Nach dieser Zentrifugation dekantieren Sie den Überstand und resuspendieren die Zellen dann in ein bis fünf Millilitern Mammosphärenmedium. Pipettieren Sie 10 Mal auf und ab, um das Küvettenpellet aufzubrechen.
Übertragen Sie anschließend die Zellsuspension in einen 40-Mikron-Filter mit Zellsiebkappe und sammeln Sie den Durchfluss in dem beigefügten Röhrchen, um eine Einzelzellensuspension zu erhalten. Pipettieren Sie ein 20-Mikroliter-Aliquot der resuspendierten Zellen auf ein Hämozytometer und untersuchen Sie es mit einem Mikroskop. Wenn Zellcluster beobachtet werden, wie hier zu sehen, verwenden Sie eine Spritze, um die Suspension ein- oder zweimal in eine 25-Gauge-Nadel hinein- und herauszugeben.
Sobald die Zellen wie hier gezeigt in eine Einzelzellsuspension dispergiert wurden, fahren Sie mit der Isolierung von CD44-positiven, CD24-negativen zellulären Untergruppen durch fluoreszenzaktivierte Zellsortierung oder magnetisch aktivierte Zellsortierung mit LS-Säule fort, um die CD44-positiven Zellen positiv auszuwählen. Da die gewünschten Zellen an den Wänden der LS-Säule anhaften, verwerfen Sie den Durchfluss, entfernen Sie dann die Zellen aus der Säule, tragen Sie fünf Milliliter Puffer auf und setzen Sie den mit der Säule gelieferten Kolben an und drücken Sie ihn, um die gewünschten Zellen auszuspülen.
Als nächstes verwenden Sie eine LD-Säule, um die Population durch Negativselektion weiter zu reinigen. Hier heften sich die CD24-positiven Zellen an die LD-Säulen. Sammeln Sie den Durchfluss, der die CD24-negativen Zellen enthält. Als nächstes bestätigen Sie mit Hilfe der Durchflusszytometrie die Phänotypen aller isolierten Zellen. Berechnen Sie mit der Trypanblau-Ausschlussmethode die Dichte lebensfähiger Zellen.
Nach entsprechender Verdünnung der Zellsuspension wird jede Vertiefung einer sechs Vertiefungen umfassenden ultraniedrigen Anheftungsplatte mit 500 bis 4.000 Zellen pro Quadratzentimeter in 2 Millilitern vollständigem Mammosphärenmedium besiedelt. Inkubieren Sie die Platten und achten Sie darauf, sie 5 bis 10 Tage lang nicht zu stören, bis Kugeln beobachtet werden. Kultivieren Sie weiter, bis die Kugeln einen Durchmesser von mindestens 40 Mikrometern haben, aber noch nicht begonnen haben, apoptotisch zu werden.