Natriumdodecylsulfat-Polyacrylamid-Gelelektrophorese für die Proteinanalyse: Eine Technik zur Trennung und Visualisierung von Proteinen auf der Grundlage des Molekulargewichts

Beginnen Sie mit der Behandlung der Proteinprobe mit einem denaturierenden Puffer, der aus einem Detergens - Natriumdodecylsulfat, SDS - und einem Reduktionsmittel - Beta-Mercaptoethanol - besteht. Kurz erhitzen. Während dieses Schritts unterbricht Beta-Mercaptoethanol die Disulfidbindungen und sorgt für eine entfaltete Konformation des Proteins.

Die entfalteten Proteine mit ihren exponierten hydrophoben Aminosäuren binden an das negativ geladene SDS und erhalten eine gleichmäßige negative Ladung. Fügen Sie der Probe einen geeigneten Tracking-Farbstoff hinzu, um sie in Echtzeit zu visualisieren.

Laden Sie nun die Probe und den Marker für die Standardmolekülgröße in separate Vertiefungen, die im Stapelgel vorhanden sind - die oberste Schicht des Polyacrylamidgels enthält eine geringere Konzentration an vernetzten Acrylamidpolymeren.

Schließen Sie das mit Puffer gefüllte Gelgerät an die Stromversorgung an.

In Gegenwart eines elektrischen Feldes wandern negativ geladene Proteine frei zur Anode und stapeln sich zusammen, um in das auflösende Gel einzudringen - die untere Schicht enthält ein Gel mit höherer Konzentration.

Im auflösenden Gel beginnen die Proteine entsprechend ihrer Molekülgröße zu wandern, wobei kleinere Proteine schnell wandern, was zu optimal aufgelösten Proteinbanden führt. Stoppen Sie danach den Lauf und entfernen Sie das Gel.

Färben Sie das Gel mit einem anionischen Farbstoff, Coomassie blue, der elektrostatisch an die basischen Aminosäuren in Proteinen bindet und ihnen eine blaue Färbung verleiht. Entfärben Sie das Gel anschließend zur besseren Visualisierung in Essigsäurelösung.

Entfernen Sie das Gel und identifizieren Sie die getrennten Proteine anhand ihres geschätzten Molekulargewichts.