Name: Ein einfacher Weg zu Ethanol Empfindlichkeit in Flies Measure (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-02-19T17:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 15 s
Description: Lernen Sie eine einfache Methode zur Messung der Ethanol-Empfindlichkeit bei Drosophila melanogaster durch den Verlust des Richtreflexes. Dieser Assay quantifiziert Alkoholsensitivität und Toleranzentwicklung.

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Wir bedanken uns bei Aylin Rodan für die kritische Durchsicht des Manuskripts und die Mitglieder des Labors für hilfreiche Diskussionen. Diese Forschung wird durch die NIH, R01AA019526 unterstützt.

1. Erstellen der Bestrahlungskammer <ol><li> Schneiden Sie ein Fläschchen Stecker in zwei Hälften mit einer Rasierklinge. Alternativ können Sie auch Wattebäusche. </li><li> Schieben Sie das Fläschchen Plug Hälfte oder die Watte, auf den Boden eines Lebensmittels Fläschchen um eine glatte Oberfläche, dass Fliegen nicht in. stecken machen </li><li> Wenn Sie mehrere Exposition Kammern, stellen Sie sicher, dass die Fläschchen Plug-and-Food bis zu dem gleichen Volumen in jeder Kammer. Eine Markierung auf der Seite der Flasche kann dies erleichtern. </li></ol> 2. Offenlegen der Fliegen <ol><li> Sammelt 8 fliegt von einem Geschlecht, Alter 1-5 Tage, dem Tag vor der Bestrahlung in regelmäßigen Essen Fläschchen ohne Hefe. </li><li> Label sie im Code, so dass der Experimentator den tatsächlichen Genotyp / Stamm ist geblendet. </li><li> Übertragung der acht fliegt in die Exposition Kammern durch Antippen. Nicht zu betäuben. </li><li> Fügen Sie eine kleine Menge der Nahrung Farbstoff, zB Acid Blue 9, bis 200 Proof Ethanol, damit es gut sichtbar. </li><li> Streichen Sie die Unterseite einer Flasche Stecker, oder Wattebausch, mit 0,5 ml Ethanol. </li><li> Legen Sie die Ethanol-Stecker in die Exposition Durchstechflasche. Stellen Sie sicher, dass der Alkohol in das Fläschchen, und nicht gegen die Wand der Durchstechflasche nach. </li><li> Starten Sie einen Timer auf. </li></ol> 3. Rekord Ethanol-induzierten Rausch <ol><li> Jede Minute, nachdem der Timer gestartet wird, tippen Sie auf die Exposition Kammer auf der Bank, um die Fliegen zu erschrecken und zu beobachten sie für 10 Sekunden. </li><li> Notieren Sie die Anzahl der stationären Fliegen für jede Minute. Fliegen sind stationär, wenn sie nicht aussteigen dem Rücken, an einem Ort bleiben, oder schnell zu vibrieren ihre Flügel über den gesamten Zehn-Sekunden-Beobachtung-Periode. Letzterer fliegt gelten als stationäre, weil die überwiegende Mehrheit dieser fliegt stationär zwischen den Perioden des schnellen Flügel Bewegung sind. Fliegen sind nicht stationär, wenn sie aussteigen dem Rücken und zu Fuß entfernt und / oder bis das Fläschchen Wand. </li><li> Eine Exposition Studie ist abgeschlossen, wenn 4 oder mehr Fliegen als stationäre aufgezeichnet. </li><li> Entsorgen Sie fliegt und lassen Sie die Belichtung Kammer Luft für die spätere Wiederverwendung. </li></ol> 4. Bestimmen Sie die Zeit auf 50% Sedierung Die Zeit bis zu 50% Sedierung (ST50) ist die Zeit nach dem Start der Ethanol-Exposition, wenn vier der acht fliegt stationär bleiben. Dieser wird wie folgt bestimmt: Entweder: die erste Messung Minute, wenn genau vier fliegt stationär sind. Oder: wenn weniger als vier Fliegen (Y1) sind an einem Zeitpunkt (Minute X), und mehr als vier (Y2) bei der nächsten Messung Zeitpunkt (Minute X +1), dann linear interpoliert die ST50 mit Hilfe der Formel stationär: ST50 = (4 - Y1) / (Y2 - Y1) + X 5. Wiederholen Sie die Exposition gegenüber Toleranz zu bestimmen Offenlegen der Fliegen <ol><li> Bestimmen Sie die ST50 (wt) für die Wildtyp-Kontrollstamm in Ihrem Experiment verwendet. </li><li> Setzen Sie den experimentellen Gruppen von Fliegen zu Ethanol wie oben beschrieben. </li><li> Messen Sie ihre ST50 (1), aber weiterhin aussetzen, bis Sie die Zeit, 2x ST50 (wt) zu erreichen. </li><li> Übertragen Sie die fliegt zurück in ein leeres Fläschchen Nahrung, und halten Sie für 4 Stunden. </li><li> Re-Setzen Sie die Fliegen, und bestimmen Sie die ST50 (2) der Exposition 2. </li></ol> Bestimmen Toleranz Berechnen Toleranz in% (ST50 (2) / ST50 (1) - 1) x100. 6. Repräsentative Ergebnisse: Sehen Sie hier sind einige repräsentative Ergebnisse, die wir mit 6-8 Fläschchen Fliegen pro Genotyp und Dosis erhalten. Wenn Ihr Standardfehler ist wesentlich größer, dann ein systematisches Problem wahrscheinlich aufgetreten. Stellen Sie sicher, dass das Ethanol in die Exposition Kammern Gesichter, und dass die Kammern das gleiche Volumen sind. <img src="/files/ftp_upload/2541/2541fig1.jpg" alt="Abbildung 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 1"> Abbildung 1. Dosis-Wirkungs-Kurve von Wildtyp-Fliegen auf steigende Prozentzahlen von Ethanol ausgesetzt. Acht Fläschchen Fliegen wurden pro Dosis und Geschlecht ausgesetzt. Männliche und weibliche Fliegen zeigen die gleichen ST50 bei jeder Dosis (p&gt; 0,22, 2-Wege-ANOVA), während die ST50 über Dosierungen sinkt signifikant mit steigenden Ethanol-Dosis (p &lt;0,001). Beachten Sie, dass aus überfüllten Flaschen fliegen kann wesentlich kleiner als jene von gesunden Flaschen, und dies Größenunterschied kann die ST50 beeinflussen. Seed jede Flasche mit 15-20 Frauen über 1-2 Tage, um eine optimale Larven Dichte pro Flasche zu bekommen. <img src="/files/ftp_upload/2541/2541fig2.jpg" alt="Abbildung 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 2"> Abbildung 2. Exposing fliegt entweder 90% oder 100% Ethanol gibt den zuvor beschriebenen Ethanol-Widerstand durch den weißen rabbit1 mutation2 (p &lt;0,001, 2-Wege-ANOVA) verursacht. <img src="/files/ftp_upload/2541/2541fig3.jpg" alt="Abbildung 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 3"> Abbildung 3. Repeat Exposition gegenüber 100% Ethanol, im Abstand von 4 Stunden recovery interval, führt zu einem deutlichen Anstieg der ST50 nach dem zweiten Exposition (p &lt;0,001, gepaarter t-Test). Beachten Sie, dass die Fliegen für 24 Minuten wurden während der ersten Exposition (entsprechend auf das Doppelte ihrer na ve ST50) ausgesetzt. Exposure für einen kürzeren Zeitraum (12 Minuten) nicht zu einem signifikanten Anstieg in ST50 bei wiederholter Exposition (Daten nicht gezeigt).

<ol><li>Bainton, R. J., Tsai, L. T. -Y., Singh, C. S., Moore, M. S. Curr. Biol. 10, 187-194 (2000).</li>
<li>Rothenfluh, A., Threlkeld, R. J., Bainton, R. J., Tsai, L. T. -Y. Cell. 127, 199-211 (2006).</li>
<li>Devineni, A. V., Heberlein, U. Curr. Biol. 19, 2126-2132 (2009).</li>
<li>Scholz, H., Ramond, J., Singh, C. S., Heberlein, U. Neuron. 28, 261-271 (2000).</li>
<li>Allen, M. J., Godenschwege, T. A., Tanouye, M. A., Phelan, P. Semin. Cell Dev. Biol. 17, 31-41 (2006).</li>
<li>Feany, M. B., Bender, W. W. Nature. 404, 394-398 (2000).</li>
</ol>

In dieser Präsentation haben wir eine einfache Möglichkeit, Ethanol-induzierten Rausch auf der Grundlage früherer Untersuchungen durch Bainton et al bestimmen skizziert. 2000 1 und Rothenfluh et al. 2006 2. Da Alkohol-induzierte Sedierung mit Alkohol trinken bevorzugt 3 korreliert ist, ist dieser Test relevant für das Studium der durch Alkoholkonsum bedingte Störungen. Der beschriebene Assay basiert auf erschrecken-induzierten negativen Geotaxis basiert, und wie ein Alkohol Exposition stört diese angeborene Reaktion. Vor Beginn der Aufnahmen sicher, dass alle Ihre Fliegen zeigen eine normale Reaktion auf eine solche erschrecken, dh nach dem Klopfen Sie die Fliegen in der Lebensmittel-Fläschchen, sie sollten alle nach oben aus dem Boden in einem 10 Sekunden Beobachtungszeit. Beispiele von Fliegen mit einer verringerten negativen Geotaxis gehören Knall-und Kleinschreibung Beschlagnahme Mutanten 5, und Lokomotion-defizienten Fliegen durch die Degeneration von Dopamin-Neuronen 6 verursacht. Auch wenn die beschriebene Assay ist relativ einfach, verdienen zwei Variablen die größte Aufmerksamkeit, um reproduzierbare Ergebnisse zu gewährleisten. Erstens sollten alle Exposition Fläschchen die gleiche Menge sein. Dazu gehört auch, dass der Boden des Fläschchens die gleiche Menge an Nahrung + Fläschchen Stecker / Wattebausch, sowie das Einlegen der Ethanol-haltigen Stecker die gleiche Strecke für jede Flasche enthält. Eine komplett leere Flasche kann für diesen Test verwendet werden, aber es führt zu längeren ST50-Werte, die Verringerung der Durchsatz des Assays. Dieser Test eignet sich auch zur Höhe der Toleranz fliegt bestimmen zu entwickeln, auf Wiederholung Ethanol Exposition. Eine Reihe von Variablen sollte bei der Wiederholung Belichtungen werden. Erstens ist die inter-Belichtungsintervall hier als 4 Stunden beschrieben. Diese Variable kann geändert werden, aber wir empfehlen es nicht weniger als 2 Stunden, um Abstand von Ethanol aus der ersten Exposition zu gewährleisten. Siehe Scholz et al. 2000 4 für die Kinetik der Ethanol-Toleranz Entwicklung und Verfall. Die zweite Variable zu prüfen, ist die Dauer der ersten Exposition. Dies hat natürlich das gleiche für die Kontrolle und die experimentellen Fliegen werden. Dies kann jedoch nicht in der gleichen Menge Ethanol geliefert, diese beiden fliegen Stämme führen. Sedated fliegt absorbieren mehr Ethanol als aktive Fliegen 2, also eine Sorte, die früher möglicherweise eine höhere Dosis als zu einem späteren sedierenden Belastung erhalten sediert, und entwickeln so mehr Toleranz durch eine höhere Anfangsdosis. Es wird dringend warnen die Leser beim Vergleich Toleranz Entwicklung der Stämme, die Unterschiede in den Anfangsbedingungen ST50 (1) zu zeigen. Der Test wir hier beschreiben, ist ein nützliches Werkzeug in leicht und reproduzierbar zu ermitteln, fliegt Verhaltensreaktionen auf Alkohol.

<table><tbody><tr><td>Expositionsgefäße</td><td>www.flystuff.com</td><td>32-116</td><td></td></tr><tr><td>Stopfen</td><td>www.flystuff.com</td><td>49-102</td><td></td></tr><tr><td>Säureblau 9</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>861146</td><td></td></tr></tbody></table>

ein einfacher weg zu ethanol empfindlichkeit in flies measure

A Simple Way to Measure Ethanol Sensitivity in Flies

Niedrige Dosen von Ethanol verursachen fliegt hyperaktiv werden, während hohe Dosen sedierende werden. Die Empfindlichkeit gegenüber Ethanol-induzierten Sedierung eines bestimmten fliegen Stamm mit, dass der Stamm s Ethanol Präferenz korreliert und daher Sedierung ist eine sehr relevante Maßnahme, um die Genetik der Alkohol Antworten und trinken zu studieren. Wir zeigen einen einfachen Weg, fliegt aussetzen Ethanol und messen ihre berauschende Wirkung. Der Test beschreiben wir können bestimmen, akute Empfindlichkeit sowie Ethanol-Toleranz durch wiederholte Exposition induziert. Es erfordert keine technisch aufwendige Setup, und kann daher in jedem Labor mit grundlegenden fliegen Kultur-Tools angewendet werden.

Ein einfacher Test, um die sedierende Wirkung von Ethanol auf Maß<em&gt; Drosophila</em&gt; Fliegen, über den Verlust des Gleichgewichtsreflexes basiert, wird beschrieben.

Ein einfacher Weg zu Ethanol Empfindlichkeit in Flies Measure

Niedrige Dosen von Ethanol führen bei Fliegen zu Hyperaktivität, während hohe Dosen sedierend wirken. Die Empfindlichkeit eines bestimmten Fliegenstamms gegenüber ethanolinduzierter Sedierung ...

Hallo, ich bin Thomas Maples aus dem Labor von Dr. Adrian Rothenfluh in der Abteilung für Psychiatrie am UT Southwestern Medical Center in Dallas. Heute werde ich eine einfache Methode zur Bestimmung der Empfindlichkeit von Fliegen gegenüber Ethanol-induzierter Sedierung demonstrieren. Dieser Test basiert auf dem Verlust des Aufrechte-Haltungs-Reflexes und der Gehfähigkeit von Fliegen nach Exposition gegenüber Ethanol.Dieses Maß kann verwendet werden, um Unterschiede in der Alkoholempfindlichkeit zwischen verschiedenen Stämmen von Drosophila und Mutanten zu bestimmen. Wir können diesen Test auch nutzen, um eine Toleranz bei Fliegen zu induzieren, wobei Toleranz eine verminderte Reaktion auf Alkohol nach wiederholter Exposition bedeutet. Beginnen wir.Für dieses Experiment benötigen Sie die folgenden Gefäße mit jeweils acht Fruchtfliegen, die Sie ein oder zwei Tage zuvor gesammelt haben. Die Expositionen können entweder mit Männchen oder Weibchen durchgeführt werden.Jedoch sollte jedes Gefäß nur ein Geschlecht enthalten. Ein leeres Futtergefäß, das keine Fliegen enthält, eine Rasierklinge, zwei Stopfen aus einem baumwollähnlichen Material. Falls Sie diese Art von Stopfen nicht haben, können Sie auch Wattebällchen, eine 1000-Mikroliter-Mikropipette mit Spitzen, 200-prozentigen Ethanol, der Lebensmittelfarbe enthält (erhältlich in jedem Lebensmittelgeschäft), und einen Timer verwenden.Als Erstes müssen wir eine Expositions­kammer herstellen, in der wir die Fliegen Ethanol aussetzen und ihre Beweglichkeit überwachen. Um diese Kammer herzustellen, schneiden Sie zunächst einen Vial­stopfen mit einer Rasierklinge der Länge nach in zwei Hälften. Dann schieben Sie eine der Hälften bis zum Boden eines Vials, wodurch das Futter bedeckt wird.Dadurch entsteht eine ebene, nicht klebrige Oberfläche, auf der die Fliegen laufen können. Wenn Sie einen Wattebausch verwenden, drücken Sie ihn gleichmäßig nieder und versuchen Sie, ihn so glatt wie möglich zu machen, damit die Fliegen nicht in den Wattefasern hängen bleiben. Wenn Sie mehrere Kammern anlegen, stellen Sie sicher, dass das Futter und der Vialstopfen in jeder Kammer denselben Platz einnehmen.Dadurch wird sichergestellt, dass die Fliegen in jeder Kammer dem Alkohol in gleichem Volumen ausgesetzt sind. Mit etwas Übung lassen sich leicht drei Gefäße mit Fliegen parallel behandeln. Sobald die Expositions-Kammern hergestellt sind, können wir die Fliegen nun Alkohol aussetzen.Überführen Sie zunächst ein Gefäß mit acht Fliegen in eine Expositions­kammer und verschließen Sie die Kammer mit dem Stopfen aus dem ursprünglichen Fliegen­gefäß. Pipettieren Sie anschließend 500 µL gefärbten Ethanol der gewählten Konzentration auf ein Ende eines baumwoll­ähnlichen Gefäßstopfens. Ersetzen Sie dann den Stopfen der Expositions­kammer durch den mit Ethanol beschichteten Stopfen, wobei das mit Ethanol beschichtete Ende in die Kammer hineinragt.Starten Sie unmittelbar nach dem Hinzufügen des mit Ethanol beschichteten Pfropfens zur Expositions­kammer einen Timer. Der Farbstoff im Ethanol hilft sicherzustellen, dass das Ethanol in Richtung der Expositions­kammer und nicht in Richtung der Vialwand zeigt. Dies ist besonders wichtig, wenn Sie Wattebäusche anstelle von Buzz-Pfropfen verwenden, da jede Seite eines Wattebäuschens in das Vial weisen kann.In dieser Exposition verwenden wir 100 % Alkohol, der nun in die Expositions­kammer diffundiert, wo die Fliegen ihn aus der Luft einatmen. Jede Minute nachdem der mit Ethanol beschichtete Stopfen der Expositions­kammer hinzugefügt wurde, zählen wir, wie viele Fliegen unbeweglich geworden sind, das heißt, sie können sich nicht mehr umdrehen und laufen. Je länger die Fliegen beweglich bleiben, desto resistenter sind sie in jedem einminütigen Intervall.Verblüffen Sie die Fliegen, indem Sie die Kammer auf die Bank klopfen, um sicherzustellen, dass alle Fliegen, die sich bewegen können, sich tatsächlich bewegen. Beobachten Sie die Fliegen 10 Sekunden lang nach dem Klopfen, um ihnen Zeit zu geben, sich zu bewegen oder sich umzudrehen, und zwar für jedes einminütige Intervall. Notieren Sie, wie viele der acht Fliegen zu Beginn des Experiments regungslos sind.Die meisten Fliegen laufen normalerweise schnell die Wand des Gefäßes hinauf, nachdem sie erschreckt wurden. Nach etwa sechs Minuten Exposition gegenüber 100 %igem Ethanol beginnen sie, sich träge zu bewegen, manchmal auch unregelmäßig, bis 12 Minuten erreicht sind. Die meisten Fliegen verharren in Ruhe, unfähig zu laufen oder sich von der Rückenlage wieder umzudrehen.Nur Fliegen, die in der Lage sind, sich aufzurichten und zu laufen, sollten als beweglich gezählt werden. Fliegen, die lediglich ihre Beine oder Flügel an Ort und Stelle bewegen, sollten als unbeweglich gezählt werden. Fliegen, die während des gesamten Beobachtungszeitraums auf dem Rücken liegen bleiben, sollten ebenfalls als unbeweglich gezählt werden, da ihre Unfähigkeit, sich aufzurichten, ein Zeichen von Intoxikation ist. Fliegen, die während der gesamten zehnsekündigen Beobachtungszeit ihre Flügel heftig vibrieren lassen, sollten ebenso als unbeweglich gezählt werden, auch wenn sie ihre Position wechseln. Die überwiegende Mehrheit dieser Fliegen verharrt zwischen Phasen schneller Flügelbewegungen unbeweglich.Zusammenfassend sind Fliegen, die sich umdrehen und laufen können, beweglich, während Fliegen, die sich nicht umdrehen können, ihre Beine und Flügel an Ort und Stelle bewegen oder ihre Flügel rasch vibrieren lassen, stationär sind. Wenn wir diese Regeln anwenden, stellen wir fest, dass immer mehr Wildtyp-Fliegen mit zunehmender Expositionszeit gegenüber Ethanol-Dämpfen stationär werden. Der Wert, den dieser Test zur Quantifizierung der Ethanol-Empfindlichkeit verwendet, ist die mediane Sedierungszeit oder MST.Wir definieren MST als die Minuten der Ethanol-Exposition, die erforderlich sind, damit vier der acht Fliegen in der Expositions­kammer bewegungslos werden. Dieser Wert lässt sich leicht bestimmen, wenn genau vier Fliegen zu einem bestimmten Beobachtungs­zeitpunkt regungslos sind. Wenn beispielsweise nach 11 Minuten Exposition genau vier Fliegen stillhalten, beträgt der MST 11.Wenn nach 11 Minuten Exposition genau vier Fliegen unbeweglich sind und dies nach 12 Minuten weiterhin zutrifft, dann wird der erste Wert als Zeitpunkt genommen, zu dem die Fliegen erstmals ihre ST erreichen. Falls zu einem bestimmten Beobachtungszeitpunkt nicht genau vier Fliegen unbeweglich sind, muss der Zeitpunkt, zu dem vier Fliegen stationär wurden, linear interpoliert werden. Beispielsweise kann, wenn die Anzahl der unbeweglichen Fliegen zwischen neun und zehn Minuten Exposition von drei auf fünf ansteigt, grafisch ermittelt werden, dass die MST 9,5 beträgt. Die folgenden mit diesem Assay erhobenen Daten zeigen, dass dieses experimentelle Design eine genaue Methode zur Bestimmung der Empfindlichkeit gegenüber Ethanol darstellt.Bei den folgenden Experimenten wurden sechs bis acht Vials verwendet, was innerhalb der Balken angegeben ist. Die MST von männlichen Wildtyp-Fliegen, die 100 % Ethanol ausgesetzt waren, beträgt etwa 11 Minuten mit einem geringen Standardfehler. Die Variabilität von Tag zu Tag ist gering und meist nicht statistisch signifikant, dennoch empfehlen wir, Ihre Experimente und Kontrollen am selben Tag parallel durchzuführen.Beachten Sie außerdem, dass die Fliegen, die am Tag A und am Tag B exponiert wurden, nicht dieselben Individuen sind. Es handelt sich um Geschwister, die denselben genetischen Stamm repräsentieren. Männliche und weibliche Fliegen, die 100 % Ethanol ausgesetzt waren, zeigen keinen Unterschied in der mittleren Überlebenszeit (MST). Dennoch empfehlen wir, sich auf ein einziges Geschlecht zu beschränken.Wenn wir männliche und weibliche Fliegen steigenden Dosen Ethanol aussetzen, erhalten wir eine deutliche Dosis-Wirkungs-Kurve, die eine statistisch signifikante Abnahme der MST in Abhängigkeit von der erhöhten Ethanolkonzentration zeigt. Dieser Test reproduziert außerdem zuvor veröffentlichte Phänotypen, die mit einer aufwändigeren Ethanolverdampfungsanordnung gemessen wurden: Fliegen mit der right-rabbit-one-Mutation zeigten eine signifikante Zunahme der MST. Dieser Anstieg wurde sowohl bei 100 % als auch bei 90 % Ethanol beobachtet.Mit diesem Assay können wir auch Ethanol-Toleranz bei Fliegen induzieren und messen. Toleranz ist definiert als eine Verringerung der Reaktion auf Alkohol nach einer Vorbehandlung mit Alkohol zur Induktion der Toleranz. Exponieren Sie eine Röhre mit Fliegen für etwa die doppelte Zeit ihrer MST gegenüber Ethanol.Beispielsweise setzen wir diesen männlichen Berliner Wildtyp-Stamm 24 Minuten lang 100%igem Ethanol aus. Nach der Exposition klopfen Sie die acht Fliegen vorsichtig zurück in ihr Nahrungsröhrchen, in dem sie sich vier Stunden lang erholen können. Notieren Sie die ursprüngliche MST der Fliegen auf ihrem Röhrchen nach vierstündiger Erholungsphase, setzen Sie dieselben Fliegen erneut derselben Dosis Ethanol aus und erfassen Sie ihre zweite MST.Wie Sie an diesem Diagramm sehen können, ist die MST bei der zweiten Exposition gegenüber Ethanol signifikant höher als die MST bei der ersten Exposition, was darauf hinweist, dass die Fliegen eine Toleranz gegenüber den sedierenden Wirkungen von Ethanol entwickelt haben. Ein Maß für die Toleranz wird berechnet, indem die zweite MST einer bestimmten Fläschchenportion Fliegen durch die erste MST derselben Fliegen dividiert und eins subtrahiert wird. Der Wert wird als prozentuale Toleranz angegeben, was in unserem Fall etwa 50 % beträgt. Vielen Dank fürs Zuschauen und viel Erfolg bei Ihrem Experiment.

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