Name: Die Beurteilung Signaling Eigenschaften von ektodermale Epithel Während Craniofacial Entwicklung (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-03-24T11:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 25 s
Description: Lernen Sie eine Transplantationstechnik zur Erzeugung chimärer Embryonen, um Signaleigenschaften des oberflächlichen kranialen Ektoderms während der kraniofazialen Entwicklung zu untersuchen. Diese Methode ermöglicht molekulare und morphologische Analysen.

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Diese Arbeit wurde von R01-R01-DE018234 und DE019638 finanziert.

1. Vorbereiten des Spendergewebe <ol><li> Bereiten Kulturmedien, schärfen Glas Stifte, schärfen Wolfram Nadeln. </li><li> Sammeln Embryo aus der Schale, in eiskaltem PBS waschen. <ol class="lalpha"><li> Mit einer 10 ml-Spritze und eine 18-Gauge-Nadel entfernen 1,0 ml Albumin aus dem spitzen Ende der Eierschale. </li><li> Machen Sie ein kleines Loch an der Oberseite des Gehäuses mit dem Punkt der Schere, und schneiden Sie dann eine kreisrunde Öffnung, um den Embryo aussetzen </li></ol></li><li> Entfernen Sie den Kopf und Ort in DMEM (serumfreien, Raumtemperatur) </li><li> Dissect frontonasale Prozess aus dem Embryo (oder anderer Geber vor Ort wie Ober-oder Unterkiefer-Prozess) </li><li> Digest in 2.4U / mL Dispase in PBS auf Eis 20 Minuten </li><li> Abdeckung Gewebe mit DMEM mit 1% BSA, um die Verdauung zu stoppen </li><li> Verwenden geschärft Wolframnadel zu trennen Ektoderm, Mesenchym und Neuroektoderms </li><li> Shop Transplantatgewebes in DMEM 1% BSA auf Eis, bis Gastgeber ist bereit für die Transplantation </li></ol> 2. Vorbereiten des Host- <ol><li> Expose des Embryos <ol class="lalpha"><li> Mit einer 10 ml-Spritze und eine 18-Gauge-Nadel entfernen 1,0 ml Albumin aus dem spitzen Ende der Eierschale. </li><li> Machen Sie ein kleines Loch an der Oberseite des Gehäuses mit der Spitze einer Schere. Legen Sie ein Stück Klebeband über das Loch, und schneiden Sie dann eine kreisrunde Öffnung, um den Embryo aussetzen. </li></ol></li><li> Mit 2 Paar Zangen, fassen Sie das Amnion und sanft reißen ein Loch zu machen. </li><li> Drehen Sie den Kopf, indem sie einer Pinzette auf das rechte Auge und Druck. Halten Sie den Kopf ruhig, verwenden Sie eine Wolfram-Nadel an den Host-Ektoderm zu entfernen, um das Transplantat aufnehmen. </li><li> Übertragung des Transplantats an den Host mit einer Glaspipette. </li><li> Position des Transplantats, die entfernt Ektoderm zu ersetzen. Legen Sie ein Glas pin in jeder Ecke des transplantierten Gewebes, um das Transplantat an Stelle pin. Um Glas Stifte, ziehen eine Mikrokapillare Rohr zu einer feinen Spitze über ein Alkohol Flamme. </li><li> Legen Band dicht über dem Loch und zurück Embryo in den Inkubator für angemessene Zeit für die Analyse. </li><li> siehe auch: 9 </li></ol> 3. Repräsentative Ergebnisse: Um zu beurteilen, Chimären, sollte Embryonen erhoben und verarbeitet werden für die Analyse der Verteilung der Gastgeber und Spender Gewebe. Für den Nachweis von Wachtel-Zellen, Immunhistochemie mit dem QcPN Antikörper (beschrieben in: 3) eingesetzt wird, und für die Erkennung von Maus-Zellen, in situ Hybridisierung auf Paraffinschnitten ist 6 verwendet. Spenderzellen sollte das Epithel beschränkt werden, und es sollte keine Beweise für Spender mesenchymalen Gewebe (Abbildung 1). Die Anwesenheit von isolierten Spenderzellen in das Mesenchym zeigt die Anwesenheit von Kontaminationen Neuralleistenzellen die jede morphologische Interpretation durch den Einfluss dieser Zellen auf viele Aspekte der Entwicklung des Gesichtes (z. B. 10) zu verwechseln ist. Einmal überzeugt, dass die Graft-Technik frei von kontaminierenden Mesenchym ist, können weitere morphologischen und molekularen Ergebnissen Maßnahmen verwendet werden, um die Chimären zu beurteilen. Für unsere Zwecke, entdeckten wir das Vorhandensein von ektopen Knorpel und Knochen, die zu Vervielfältigungen im Oberkiefer, die durch die transplantierten Gewebe (Abbildung 2), und molekularen Veränderungen in den mesenchymalen Geweben in Reaktion auf die veredelten Ektoderm induziert wurden (Abbildung 3) entsprach 5,6. <img src="/files/ftp_upload/2557/2557fig1.jpg" alt="Abbildung 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 1"> Abbildung 1. Beurteilung des Chimärismus (A) Anti-QcPN Färbung wird verwendet, um Wachteln Zellen in Wachtel-Küken Chimären zu erkennen. Es gibt keinen Beweis der Färbung in das Mesenchym. (B) In-situ-Hybridisierung wird verwendet, um die Expression von SINE B2-Transkripte in der Maus-chick Chimären zu erkennen. Expression ist auf das Ektoderm aus dem Transplantat beschränkt. <img src="/files/ftp_upload/2557/2557fig2.jpg" alt="Abbildung 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 2"> Abbildung 2. Trichromfärbung zeigt Vervielfältigung des Oberkiefers Skelett in (A) Wachtel-Küken Chimäre, und (B) Maus-chick Chimären. <img src="/files/ftp_upload/2557/2557fig3.jpg" alt="Abbildung 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 3"> Abbildung 3. Das Ektoderm regultes Genexpression im Mesenchym. (A) Normal BMP7 Ausdruck in dem Mesenchym eines Hühnerembryo (radioaktive in situ Hybridisierung mit positives Signal Pseudo-rot in Adobe Photoshop). (B) BMP7 Ausdruck ist in dem Mesenchym neben dem Transplantat (Pfeil) in chimären Embryonen induziert.

<ol><li>Noden, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Role+of+the+Neural+Crest+in+Patterning+of+Avian+Cranial+Skeletal%2C+Connective%2C+and+Muscle+Tissues%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">The Role of the Neural Crest in Patterning of Avian Cranial Skeletal, Connective, and Muscle Tissues.</a> Developmental Biology. 96, 144-144 (1983).</li>
<li>Bronner-Fraser, M., Stern, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+Mesodermal+Tissues+on+Avian+Neural+Crest+Cell+Migration%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">Effects of Mesodermal Tissues on Avian Neural Crest Cell Migration.</a> Developmental Biology. 143, 213-213 (1991).</li>
<li>Schneider, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neural+crest+can+form+cartilages+normally+derived+from+mesoderm+during+development+of+the+avian+head+skeleton%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">Neural crest can form cartilages normally derived from mesoderm during development of the avian head skeleton.</a> Developmental Biology. 208, 441-441 (1999).</li>
<li>Couly, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interactions+between+Hox-negative+cephalic+neural+crest+cells+and+the+foregut+endoderm+in+patterning+the+facial+skeleton+in+the+vertebrate+head%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Interactions between Hox-negative cephalic neural crest cells and the foregut endoderm in patterning the facial skeleton in the vertebrate head.</a> Development. 129, 1061-1061 (2002).</li>
<li>Evans, D. J., Noden, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spatial+relations+between+avian+craniofacial+neural+crest+and+paraxial+mesoderm+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Dyn%22%5BJournal%5D)">Spatial relations between avian craniofacial neural crest and paraxial mesoderm cells.</a> Dev Dyn. , (2006).</li>
<li>Hu, D., Marcucio, R., Helms, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+zone+of+frontonasal+ectoderm+regulates+patterning+and+growth+in+the+face%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">A zone of frontonasal ectoderm regulates patterning and growth in the face.</a> Development. 130, 1749-1749 (2003).</li>
<li>Hu, D., Marcucio, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Unique+organization+of+the+frontonasal+ectodermal+zone+in+birds+and+mammals%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Unique organization of the frontonasal ectodermal zone in birds and mammals.</a> Dev Biol. 325, 200-200 (2009).</li>
<li>Le Lièvre, C. S., Le Douarin, N. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mesenchymal+derivatives+of+the+neural+crest%3A+analysis+of+chimaeric+quail+and+chick+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Embryology+and+Experimental+Morphology%22%5BJournal%5D)">Mesenchymal derivatives of the neural crest: analysis of chimaeric quail and chick embryos.</a> Journal of Embryology and Experimental Morphology. 34, 125-125 (1975).</li>
<li>Bollag, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+a+repetitive+mouse+B2+element+to+identify+transplanted+mouse+cells+in+mouse-chick+chimeras%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Cell+Res%22%5BJournal%5D)">Use of a repetitive mouse B2 element to identify transplanted mouse cells in mouse-chick chimeras.</a> Exp Cell Res. 248, 75-75 (1999).</li>
<li>Korn, M. J., Cramer, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Windowing+chicken+eggs+for+developmental+studies%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Windowing chicken eggs for developmental studies.</a> J Vis Exp. , (2007).</li>
<li>Eames, B. F., Schneider, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quail-duck+chimeras+reveal+spatiotemporal+plasticity+in+molecular+and+histogenic+programs+of+cranial+feather+development%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Quail-duck chimeras reveal spatiotemporal plasticity in molecular and histogenic programs of cranial feather development.</a> Development. 132, 1499-1499 (2005).</li>
<li>Odent, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expression+of+the+Sonic+hedgehog+%28SHH+%29+gene+during+early+human+development+and+phenotypic+expression+of+new+mutations+causing+holoprosencephaly%5BTitle%5D)+AND+%22Hum+Mol+Genet%22%5BJournal%5D)">Expression of the Sonic hedgehog (SHH ) gene during early human development and phenotypic expression of new mutations causing holoprosencephaly.</a> Hum Mol Genet. 8, 1683-1683 (1999).</li>
<li>Szabo-Rogers, H. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+skeletogenic+patterning+roles+for+the+olfactory+pit%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Novel skeletogenic patterning roles for the olfactory pit.</a> Development. 136, 219-219 (2009).</li>
</ol>

Mit dieser Transplantation Methode konnten wir feststellen, dass die Ektoderm Signalisierung Informationen, die dorsoventrale Polarität und proximodistalen Erweiterung des Oberkiefers regelt enthält. Die Ähnlichkeit der Ergebnisse bei der Verwendung von Wachteln oder Maus Ektoderm, und die Erhaltung der molekularen Signale in diesem Gewebe unter vielen Arten 6,11 bedeutet, dass eine hoch konservierte Signalisierung Zentrum unter den Wirbeltieren ist. Darüber hinaus haben andere Forscher ähnliche Techniken ver...

<table><tbody><tr><td>1x PBS</td><td>Tektronix, Inc.</td><td>TEKZR114</td><td></td></tr><tr><td>DMEM</td><td>University of California - San Francisco</td><td>CCFDA003</td><td></td></tr><tr><td>BSA</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A7906</td><td></td></tr><tr><td>Dispase</td><td>GIBCO, by Life Technologies</td><td>17105-041</td><td></td></tr><tr><td>35x10 mm Petrischale</td><td>Falcon BD</td><td>1008</td><td></td></tr><tr><td>Dumont-Pinzette Nr. 5</td><td>Fine Science Tools</td><td>11252-20</td><td></td></tr><tr><td>Schere</td><td>Fine Science Tools</td><td>14058-11</td><td></td></tr><tr><td>Federschere</td><td>Fine Science Tools</td><td>15010-11</td><td></td></tr><tr><td>Nadelhalter</td><td>Fine Science Tools</td><td>26016-12</td><td></td></tr><tr><td>Wolframnadel</td><td>Fine Science Tools</td><td>26000</td><td></td></tr><tr><td>Mikrokapi­llare</td><td>Drummond Scientific</td><td>3-000-225-G</td><td></td></tr><tr><td>Pasteur-Pipetten</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-678-6B</td><td></td></tr><tr><td>Federschere</td><td>Fine Science Tools</td><td>15010-11</td><td></td></tr><tr><td>Klingenhalter</td><td>Fine Science Tools</td><td>10052-11</td><td></td></tr><tr><td>Rasierklinge</td><td>Fine Science Tools</td><td>10050-00</td><td></td></tr></tbody></table>

die beurteilung signaling eigenschaften von ektodermale epithel während craniofacial entwicklung

Assessing Signaling Properties of Ectodermal Epithelia During Craniofacial Development

Die Zugänglichkeit der Vogelembryonen hat dazu beigetragen, experimentelle Embryologie verstehen das Schicksal der Zellen während der Entwicklung und der Rolle der Gewebe-Wechselwirkungen, die Strukturierung und Morphogenese von Wirbeltieren (z. B. 1, 2, 3, 4) zu regulieren. Hier zeigen wir eine Methode, die diese Zugänglichkeit nutzt die Signalisierungs-und Strukturierungs-Eigenschaften der ektodermalen Gewebe während Gesichts-Entwicklung zu testen. In diesen Experimenten, schaffen wir Wachtel-Küken 5 oder Maus-chick 6 Chimären durch Transplantation der Oberfläche cephalica Ektoderm, dass der Oberkiefer von Wachteln oder Maus deckt entweder auf der gleichen Region oder einer ektopischen Region Hühnerembryonen. Die Verwendung von Wachteln als Spendergewebe zur Transplantation in chicks wurde entwickelt, um die Vorteile eines nucleolar Marker in Wachteln, aber nicht chick Zellen tragen, sodass Ermittler zu hosten und zu Spendergewebe 7 unterscheiden. Ebenso ist eine sich wiederholende Element in der Maus-Genom und ist ubiquitär exprimiert, das uns erlaubt, Host-und Spendergewebe in Maus-chick Chimären 8 unterscheiden. Die Verwendung von Maus Ektoderm als Spendergewebe wird erheblich erweitern unser Verständnis dieser Gewebe-Wechselwirkungen, denn dies wird es uns ermöglichen, die Signalisierung Eigenschaften des Ektoderms aus verschiedenen mutierten Embryonen zu testen.

Dieser Artikel beschreibt ein Gewebetransplantation Technik, die entwickelt, um die Signal-und Strukturierungs-Eigenschaften der Oberfläche cephalica Ektoderm während kraniofazialen Entwicklung Test war.

Die Beurteilung Signaling Eigenschaften von ektodermale Epithel Während Craniofacial Entwicklung

Die Zugänglichkeit von Vogembryonen hat experimentellen Embryologen geholfen, die Schicksale von Zellen während der Entwicklung sowie die Rolle von Gewebe zu verstehen ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, chimäre Embryonen zu erzeugen, indem Ektoderm von Donorembrionen in den sich entwickelnden Oberkiefer von Hühnerembryonen transplantiert wird. Dies wird erreicht, indem zunächst das zu transplantierende Donorderm entfernt wird. Anschließend wird die Wirtsstelle für die Transplantation vorbereitet.Der letzte Schritt des Verfahrens besteht darin, das Spendergewebe auf die Empfängerstelle zu platzieren und das Transplantat in Position zu fixieren. Letztendlich können Ergebnisse erzielt werden, die eine ausschließliche Einheilung des Spenderectoderms zeigen, und durch molekulare und morphologische Analysen kann die Funktion des Spenderectoderms bestimmt werden. Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen der Entwicklungsbiologie zu beantworten, beispielsweise die Rolle verschiedener Gewebe während der Morphogenese zu identifizieren.Den Vorgang wird Dr. Diane demonstrieren, eine leitende Wissenschaftlerin aus unserem Labor. Bevor Sie mit diesem Verfahren beginnen, bereiten Sie das Medium vor und stellen Sie sicher, dass alle erforderlichen Lösungen verfügbar sind und die richtige Temperatur aufweisen. Ziehen Sie anschließend unter Verwendung eines geeigneten Augenschutzes Mikrokaptillröhrchen über einer Alkoholflamme zu einer feinen Spitze. Um Glasnadeln herzustellen, halten Sie Wolframnadeln in die Flamme einer Propanbrennerflamme, um sie zu spitzen. Beginnen Sie die Entnahme des Donorembryos aus der Eischale, indem Sie ein Stück Klebeband über das Ende des Eies legen. Schlagen Sie dann mit der Spitze einer Präpariernadel ein kleines Loch in die Mitte des Klebebands.Fügen Sie eine 10-Milliliter-Spritze und eine Hohlnadel mit 18 Gauge in das Loch ein und entnehmen Sie ein Milliliter Albumin aus dem Ei. Anschließend erzeugen Sie mit einer Präpariernadel ein kleines Loch an der Oberseite der Schale. Bringen Sie ein zweites Stück Klebeband an, um dieses Loch abzudecken.Schneiden Sie mit zwei Pinzetten eine kreisförmige Öffnung in das Ei. Greifen Sie den Embryo und legen Sie ihn zur Wäsche in eine Schale mit eiskalter PBS. Nachdem der Kopf des Embryos entfernt wurde, legen Sie ihn in eine Zellkulturschale, die DMEM ohne Serum bei Raumtemperatur enthält.Platzieren Sie die Schale unter dem Stereomikroskop, während Sie den Kopf mit einer Pinzette halten. Verwenden Sie Feder-Scheren, um den Oberkiefer und das Lagon grob vom restlichen Kopf zu trennen. Anschließend schneiden Sie mithilfe eines Klingenhalters mit scharfer Rasierklinge den frontalen Nasenfortsatz vom Oberkiefer ab. Verwenden Sie eine Pipette, um den frontonasalen Fortsatz in eine 30 mm Petrischale zu überführen, die ein ausreichendes Volumen an Diss in PBS enthält, und inkubieren Sie die Probe 20 Minuten auf Eis. Nach Ablauf der Inkubationszeit aspirieren Sie die Dispa-Lösung, ohne das Gewebe zu stören. Danach bedecken Sie das Gewebe vollständig mit DMEM, der 1 % BSA enthält.Um die Verdauung zu stoppen, überführen Sie das Gewebe in eine neue Kulturschale. Arbeiten Sie dann unter einem Stereomikroskop. Halten Sie das Gewebe mit einer abgerundeten Wolframnadel fest, während Sie eine geschliffene Wolframnadel verwenden.Lösen Sie das Ektoderm ab, indem Sie es von den anderen Geweben ablösen. Lagern Sie das Transplantat nach der Vorbereitung in DMEM mit BSA auf Eis, bis der Wirt für die Transplantation bereit ist. Erstellen Sie mit der zuvor demonstrierten Methode ein Fenster im Hühnerei.Platzieren Sie das Ei mit dem Embryo unter dem Stereomikroskop mit Hilfe von zwei Pinzettenpaaren. Greifen Sie die IGN-Membran und das Amnion und reißen Sie vorsichtig, um ein Loch zu erzeugen und den Wirtsembryo freizulegen. Drehen Sie den Kopf, indem Sie eine Pinzette am rechten Auge ansetzen und Druck ausüben, während Sie den Kopf stabil halten.Verwenden Sie eine Zange und eine Nadel, um die Wirtshaut zu entfernen, um Platz für die Transplantation zu schaffen. Geben Sie zwei Mikroliter Neutralrot in die Petrischale, die die vorbereiteten Transplantate enthält. Überführen Sie das Transplantat mit einer Glaspipette auf den Wirt. Platzieren Sie die Transplantat, um das entfernte Ektoderm zu ersetzen. Führen Sie eine Glasnadel in jede Ecke des transplantierten Gewebes ein, um das Transplantat nach der Transplantation an Ort und Stelle zu fixieren. Schließen Sie das Fenster mit Klebeband fest.Bringen Sie das Embryo in den Inkubator zurück, bis der für die Analyse erforderliche Entwicklungsstadium erreicht ist. Dieses Bild zeigt Gewebe von einem Wachtel-Hühnchen-URA, das mit einem gegen Q-C-P-N-A spezifischen Antikörper für Wachteln angefärbt wurde. Das transplantierte Gewebe befindet sich zwischen den beiden Pfeilen. Es gibt keine Nachweise für QCPN-Färbung im mittleren Keimgewebe eines Maus-Hühnchen-Chimären, das hier gezeigt wird. Auch hier befindet sich das transplantierte Gewebe zwischen den beiden Pfeilen in C. Zwei Hybridisierungen mit für die Signatur B zwei spezifischen, sich wiederholenden Sequenzen.Die Untersuchung der Klasse-eins-Gene zeigt, dass die Expression von Marker B2 auf das Ome beschränkt ist, das das hier als Bild eines Wachtel-Huhn-Chimärenspiegels dargestellte Transplantat umfasst, das mit einer Dreifachfärbung gefärbt wurde; die Trichromfärbung färbt Kollagen und Knochen blau. Eine Verdopplung des Oberkieferskeletts ist wie durch den Pfeil angezeigt zu erkennen. Dieses Bild zeigt erneut einen Maus-Huhn-Chimärenspiegel, der trichrom gefärbt wurde.Es ist eine Verdopplung des oberen Kiefer-Skeletts zu sehen. Dieses Bild zeigt die radioaktive In-situ-Hybridisierung der normalen BMP7-Expression in der Mesenchymsubstanz eines chimären Hühnerembryos. Das hier gezeigte Gewebe stammt von einer Maus-Huhn-Chimäre. Man erkennt, dass die BMP7-Expression im Mesenchym benachbart zur Transplantation induziert wird, wie durch den Pfeil angezeigt.Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie Hühnerembryonen manipuliert werden können, um Mechanismen zu untersuchen, die die Entwicklung des vorderen und nasalen Bereichs steuern.

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Gesichtstransplantation in<em&gt; Xenopus laevis</em&gt; Embryonen

Dieses Protokoll beschreibt, wie premigratory Schädel Neuralleiste (NC) von Xenopus laevis neurulas sezieren. Diese Explantate können sich auf Fibronektin und in vitro kultiviert beschichtet werden, oder zurück in die Wirts Embryonen gepfropft wird. Diese Technik ermöglicht die Untersuchung der Mechanismen der NC-Epithel-Mesenchym-Übergang an, Migration und Differenzierung.

Dissektion der<em&gt; Xenopus laevis</em&gt; Neural Crest für<em&gt; In-vitro-</em&gt; Explantation Kultur oder<em&gt; In vivo</em&gt; Transplantation

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