Name: Orthotopen Xenografting of Human Luciferase-Tagged malignen peripheren Nervenscheide Tumorzellen für In vivo Prüfung von Kandidaten Therapeutika (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-03-07T13:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 10 s
Description: Erfahren Sie die orthotope Xenotransplantation von Luciferase-markierten malignen peripheren Nervenscheidentumorzellen in den N. ischiadicus immundefizienter Mäuse. Diese Methode ermöglicht die Bewertung von Kandidatentherapeutika mittels Biolumineszenzbildgebung.

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Diese Arbeit wurde vom National Institute of Neurological Diseases and Stroke (R01 NS048353 nach SLC), das National Cancer Institute (R01 CA122804 auf SLC, R01 CA134773 zu Kevin A. Roth und SLC und CA13148-35 zu KRZ) und dem Department of unterstützt Defense (X81XWH-09-1 bis 0086 auf SLC). Fonds zur Förderung der Betrieb der UAB Comprehensive Cancer Center Small Animal Imaging Gemeinsame Einrichtung wurden von einem NCI-Core-Unterstützung zu gewähren (; E. Partridge, PI P30 CA13148-35) zur Verfügung gestellt. Wir danken dem Alabama Neuroscience Blueprint Core Center (P30 NS57098) und der UAB Neuroscience Core Center (P30 NS47466) für ihre Unterstützung. Der Inhalt ist ausschließlich in der Verantwortung der Autoren und stellen nicht notwendigerweise die offizielle Meinung der National Institutes of Health oder das Department of Defense.

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Die detaillierte orthotopen xenografting hier vorgestellte Methode ist eine, die wir entwickelt mit ST88-14 MPNST Zellen, eine Linie, die weit in Studien dieser NF1-assoziierten peripheren Nervenscheidentumoren verwendet wird. Allerdings ist diese Methode leicht anpassbar für präklinische Studien mit anderen MPNST Zelllinien. Zum Beispiel haben wir ebenfalls durchgeführt orthotopen xenografting mit STS-26T 10 Zellen, eine Zeile aus einem sporadisch auftretenden MPNST und T265-2c 11 Zellen, die aus einer NF1-assoziierten MPNST abgeleitet abgeleitet werden, mit Erfolg ähnlich, dass wir mit ST88 beobachtet -14 Zellen. Having said that, würden wir zur Kenntnis, dass die genauen Bedingungen beschreiben wir hier für orthotopen xenografting der ST88-14-Zellen nicht direkt für die Veredelung von anderen MPNST Linien angenommen werden. Stattdessen müssen wichtige Parameter der Methodik empirisch für jede Zelllinie bestimmt werden. Zu diesen Parametern gehören die Anzahl der MPNST Zellen zunächst veredelt, die Zeit für die Graft-Entwicklung und, in geringerem Maße erlaubt, die Lautstärke, in der die Tumorzellen injiziert. Um festzustellen, diese Parameter für eine neue Zeile, inhaltlicher Kontrolle übernehmen wir Transplantat Gruppen von Mäusen (5 Mäuse pro Gruppe) mit 3 bis 5 Oktober x 10 6 Tumorzellen, zwei Konzentrationen von Zellen für jede Größenordnung (dh 10 3 Zellen, 5 x 10 3 Zellen, 10 4 Zellen, 5 x 10 4 Zellen, etc.). Größere Zahlen von Tumorzellen (&gt; 10 6) muss in einem größeren Volumen injiziert werden, und wir haben festgestellt, dass bis zu 5 ml ohne Verlust von Zellen aus der veredelten Nerv injiziert werden kann. Wir haben auch festgestellt, dass nicht mehr als 5 x 10 6 Tumorzellen pro 5 ml Volumen injiziert werden kann, als dichter Suspensionen zunehmend anfällig zu scheren, die die Tumorzellen abtötet zu werden. Wir folgen dieser Mäuse, bis mindestens drei Tieren innerhalb jeder Gruppe tastbaren Tumoren, an welcher Stelle beenden wir diese Gruppe und prüfen die Nerven histologisch zu pfropfen Wachstum bestätigen müssen. Offensichtlich ist die erforderliche Zeit, um diesen Punkt erreichen unterscheiden sich je nach der Anzahl der Zellen injiziert, im allgemeinen, suchen wir eine Konzentration von Zellen, die maximal zulässige Tumorwachstum innerhalb von 30-60 Tagen zu erreichen. Mehr schnelle Wachstum machen es schwierig, eine effektive therapeutische Konzentrationen vor erreichen der Beendigung des Experiments und / oder verhindern, dass die Sammlung von ausreichenden Biolumineszenz-Bildgebung Datenpunkte im Laufe der Experimente. Eine zeitliche Verlauf mehr als 60 Tage macht das Einstellen experimentellen Parameter unhandlich und unnötig verlängert die Dauer der geplanten Experimente. Schließlich möchten wir auch zur Kenntnis, dass wir diesen orthotopen xenografting Methodik mit ST88-14-Zellen in NIH III Mäuse transplantiert, um die therapeutische Wirksamkeit von Tamoxifen 6 demonstrieren verwendet. Eine detaillierte Beschreibung der Methoden, die wir routinemäßig verwenden, um die Auswirkungen der Kandidat Therapeutika auf orthotopen Xenotransplantate beurteilen kann in diesem Manuskript zu finden. Es wurde auch gezeigt, dass Neurofibrom Zellen erfolgreich in peripheren Nerven 12 gepfropft werden, was darauf hindeutet, dass mit Änderungen, die in diesem Protokoll beschriebenen verwendet werden, um präklinischen Studien mit Kandidaten Therapeutika gegen Neurofibrome Regie durchzuführen.

<table><tbody><tr><td>Foxchase Outbred-SCID-Mäuse</td><td>Charles River Laboratories</td><td>#236</td><td></td></tr><tr><td>NIH-III-Mäuse</td><td>Taconic</td><td>#NIHBNX</td><td></td></tr><tr><td>NOD-SCID&amp;#947;-Mäuse</td><td>Jackson Laboratory</td><td>#005557</td><td></td></tr><tr><td>Cell Stripper</td><td>Fisher Scientific</td><td>25-056-cl</td><td></td></tr><tr><td>Vetbond Operationskleber</td><td>3M</td><td>1469SB</td><td></td></tr><tr><td>Hamilton-Spritze</td><td>Hamilton Co</td><td>#80030</td><td>10 &amp;#x03BC;L Volumen</td></tr><tr><td>Nadeln für Hamilton-Spritze</td><td>Hamilton Co</td><td>#7803-05</td><td>33 Ga., 0,5 Zoll, PT4 (speziell angefertigt)</td></tr><tr><td>Ohrmarken</td><td>National Band and Ear Tag Co.</td><td>1005-1</td><td></td></tr><tr><td>Augensalbe</td><td>Dechra</td><td>NDC 17033-211-38</td><td></td></tr></tbody></table>

orthotopen xenografting of human luciferase-tagged malignen peripheren nervenscheide tumorzellen für in vivo prüfung von kandidaten therapeutika

Orthotopic Xenografting of Human Luciferase-Tagged Malignant Peripheral Nerve Sheath Tumor Cells for in vivo Testing of Candidate Therapeutic Agents

Obwohl in vitro-Bildschirme sind für die erste Identifizierung von Kandidaten-Therapeutika, eine strenge Bewertung der Droge die Fähigkeit zur Hemmung des Tumorwachstums in einem geeigneten Tiermodell durchgeführt werden muss unerlässlich. Die Art des Tieres, das am besten für diesen Zweck ist ein Thema intensiv diskutiert. Einige Hinweise darauf, dass präklinischen Studien untersucht Wirkung von Medikamenten auf Tumoren, die in transgenen Mäusen mehr Vorhersagekraft der klinischen Ergebnisse 1 sind und so Kandidaten Therapeutika sind oft in dieser Modelle getestet. Leider sind transgene Modelle nicht verfügbar für viele Tumorarten. Weitere transgene Modelle haben oft andere Einschränkungen wie Bedenken, wie gut die Maus-Tumor-Modellen seiner menschlichen Gegenstück, unvollständiger Penetranz des Tumor-Phänotyp und eine Unfähigkeit, vorauszusagen, wann Tumoren entwickeln. Daher verwenden viele Forscher Xenotransplantatmodellen (humane Tumorzellen in immundefizienten Mäusen gepfropft) für die präklinische Studien gegebenenfalls transgenen Tumormodellen nicht verfügbar sind. Auch wenn transgene Modelle zur Verfügung stehen, sind sie oft mit Xenotransplantatmodellen Partnerschaft wie diese erleichtern die schnelle Bestimmung der therapeutischen Bereiche. Darüber hinaus ermöglicht diese Partnerschaft ein Vergleich der Wirksamkeit des Mittels in transgenen Tumoren und echte menschliche Tumorzellen. Historisch gesehen hat xenografting oft durch die Injektion von Tumorzellen subkutan (ektopische Xenotransplantate) durchgeführt. Diese Technik ist eine schnelle und reproduzierbare, relativ kostengünstig und ermöglicht eine kontinuierliche Quantifizierung des Tumorwachstums während der therapeutischen Periode 2. Allerdings ist die subkutane Raum nicht den normalen Mikroumgebung für die meisten Tumoren und so Ergebnisse mit ektopischen xenografting erhalten können aufgrund von Faktoren wie das Fehlen von Organ-spezifische Expression von Wirtsgewebe und Tumor-Gene in die Irre führen. Es wurde deshalb dringend empfohlen, dass ektopische Pfropfen Studien ersetzt oder durch Studien, in denen menschliche Tumorzellen in ihrem Gewebe Ursprungsbezeichnung (orthotopen xenografting) 2 aufgepfropft sind, ergänzt werden. Leider ist die Umsetzung dieser Empfehlung häufig durch die Tatsache, dass orthotopen xenografting Methoden noch nicht für viele Tumorarten entwickelt vereitelt. Bösartige peripheren Nervenscheidentumoren (MPNSTs) sind hoch aggressive Sarkome, die sporadisch oder in Verbindung treten mit Neurofibromatose Typ 1 3 und am häufigsten in den Ischiasnerv 4 entstehen. Hier beschreiben wir eine technisch einfache Methode, bei der Glühwürmchen-Luciferase-markierten menschlichen MPNST Zellen orthopically in den Ischiasnerv von immundefizienten Mäusen sind xenotransplantiert. Unser Ansatz zur Bewertung des Erfolgs der Transplantation Verfahren in einzelnen Tieren und nachfolgenden nicht voreingenommen Randomisierung in Lerngruppen wird ebenfalls diskutiert.

Ein Verfahren zur sicheren Pfropfen Luciferase-markierten menschlichen malignen peripheren Nervenscheide Tumorzellen in den Ischiasnerv von immundefizienten Mäusen beschrieben. Der Einsatz von Biolumineszenz-Bildgebung, um die ordnungsgemäße Errichtung von Tumor Transplantate und Kriterien für die zufällige Trennung der Tiere in Arbeitsgruppen zeigen, werden ebenfalls diskutiert.

Orthotopen Xenografting of Human Luciferase-Tagged malignen peripheren Nervenscheide Tumorzellen für In vivo Prüfung von Kandidaten Therapeutika

Obwohl In-vitro-Screenings für die erste Identifizierung potenzieller Therapeutika unerlässlich sind, ist eine strenge Bewertung der Fähigkeit des Wirkstoffs zur ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, zu bestimmen, ob ein aussichtsreicher therapeutischer Wirkstoff das Wachstum von M-P-N-S-T-Zellen, die in den Nervus ischiadicus immundefizienter Mäuse implantiert wurden, wirksam hemmt. Dies wird erreicht, indem man zunächst die Tumorzellen aus einem Gewebekulturkolben entnimmt, sie wäscht und in der geeigneten Konzentration resuspendiert. Der zweite Schritt des Verfahrens besteht darin, den Nervus ischiadicus chirurgisch freizulegen und anschließend 5.000 Zellen in den Nerv zu injizieren.Der nächste Schritt besteht darin, den Erfolg der Transplantation mittels in-vivo-Lichtbildgebung zu bestimmen, wobei die CIN zufällig auf Studiengruppen verteilt werden, um anschließend mit der Therapie unter Verwendung des untersuchten therapeutischen Wirkstoffs zu beginnen. Der letzte Schritt des Verfahrens ist die Entnahme der Tumore 30 Tage nach der Transplantation und die Analyse der Auswirkungen, die der untersuchte therapeutische Wirkstoff auf den Tumor hatte. Letztendlich können Ergebnisse gewonnen werden, die zeigen, ob der therapeutische Wirkstoff das Tumorwachstum verringert hat, beispielsweise durch den Vergleich von Tumorgewichten, die Untersuchung relativer Proliferationsraten mittels Immunfärbung für KI 67 sowie die Beurteilung des Ausmaßes des Tumorzelltods in Kontroll- und behandelten Mäusen mittels TUNEL-Assays.Der Hauptvorteil dieser Technik im Vergleich zu bestehenden Methoden wie der subkutanen Transplantation besteht darin, dass sie das normale Mikromilieu modelliert, wodurch das Wachstum von M-P-N-S-T besser abgebildet wird. Diese Technik wird von Amy Turk, einer Technikerin aus meinem Labor, demonstriert. Nicht-nackte immundefiziente Mäuse werden am Tag vor der Transplantation vorbereitet. Verwenden Sie eine Schermaschine, um die Haare von einer auf einer Heizplatte liegenden, anästhesierten Maus zu rasieren, um die Körpertemperatur aufrechtzuerhalten. Verwenden Sie ein chemisches Enthaarungsmittel, um eventuell verbliebene Haare zu entfernen. Sobald alle Haare entfernt sind, stellen Sie die Maus in einen Isolationskäfig ohne Einstreu auf eine Heizplatte, bis sie sich vollständig erholt hat. Am Tag der Transplantation zentrifugieren Sie die Zellen bei 3000 U/min für fünf Minuten.Entfernen Sie den Überstand vorsichtig und resuspendieren Sie das Zellpellet in DMEM 10 ohne Puromycin, um eine Endkonzentration von fünf mal 10 hoch drei Zellen pro drei Mikroliter zu erreichen. Bewahren Sie die Zellen bis zur Verwendung auf Eis auf. Beginnen Sie damit, ein anästhesiertes Tier auf eine Heizplatte zu legen und auf jedes Auge einen Augensalbe aufzutragen.Befestigen Sie ein Ohrmarken-Schild mit einer eindeutigen Identifikationsnummer am rechten Ohr jedes M&auses. Um die Identifizierung w&auml;hrend der gesamten Studie zu erleichtern, legen Sie das Tier auf den Bauch und spreizen Sie die Hinterbeine. Bedecken Sie das Maus mit einer sterilen Abdeckung und legen Sie ein Operationsfenster frei, an dem die Transplantation durchgef&uuml;hrt wird.Tragen Sie Betadine mit einem Wattestäbchen auf die Operationsstelle auf, beginnend in der Mitte der Flanke und sich allmählich spiralartig bis zu den Rändern des Operationsfeldes nach außen bewegend. Anschließend wird 70 % Ethanol auf dieselbe Weise auf die Operationsstelle aufgetragen. Aufeinanderfolgende Anwendungen von Betadine, gefolgt von Ethanol, werden noch zweimal wiederholt.Entfernen Sie die Zellen vom Eis und wirbeln Sie das Röhrchen vorsichtig oder klopfen Sie leicht darauf, um die abgesetzten Zellen erneut in Suspension zu bringen. Entnehmen Sie mithilfe einer Pipette 3,2 Mikroliter der Zellsuspension und geben Sie diese auf ein Stück Paraform. Ziehen Sie drei Mikroliter der Zellsuspension in eine 10-Mikroliter-Hamilton-Spritze. Ausgestattet mit einer Kanüle der Größe 33. Halten Sie die Zellen und die Zellen enthaltende Spritze bis zur Verwendung auf Eis. Verwenden Sie einen Skalpellgriff der Größe vier, ausgestattet mit einer Skalpellklinge der Größe 22, um einen Schnitt durch die Haut der Flanke direkt unterhalb und parallel zum Femur durchzuführen.Öffnen Sie den Hautschnitt mit der chirurgischen Klammer, um den darunterliegenden Muskel freizulegen. Benutzen Sie eine Schere mit scharfer Spitze, um stumpf durch die Faszie zu dissezieren, die entlang des Beins verläuft, und legen Sie den Ischiasnerv frei, der unterhalb einer weißen, fadenförmigen Struktur liegt, die etwa die Dicke eines dicken Fadens aufweist und unter dem Mikroskop bearbeitet wird. Verwenden Sie eine gebogene Pinzette mit scharfer Spitze, um vorsichtig unter dem Nerv zu dissezieren und ihn vom darunterliegenden Muskel zu lösen.Lassen Sie die Pinzette an Ort und Stelle, um den Nerv vorsichtig erhöht und isoliert zu halten. Führen Sie die Nadel der Hamilton-Spritze in den Nerv ein und versuchen Sie dabei, den Injektionswinkel so parallel wie möglich zum Nerv zu halten, um eine Durchstechung bis zur Unterseite zu vermeiden. Sobald die Nadel korrekt im Nerv positioniert ist, lockern Sie die von der Pinzette erzeugte Spannung und injizieren Sie die Zellen langsam über einen Zeitraum von 45 bis 60 Sekunden. Eine langsame Injektion ist entscheidend, um einen Rückfluss von Tumorzellen und damit verbundenen Zellverlust zu verhindern.Nachdem alle Zellen erfolgreich injiziert wurden, ziehen Sie die Nadel langsam zurück, um den Verlust des injizierten Materials zu minimieren. Entfernen Sie nach Abschluss der Injektion die chirurgische Klemme und die Pinzette. Legen Sie dann den Nerv vorsichtig an seine ursprüngliche Position zurück.Schließen Sie die Inzision mit Vet-Bond-Chirurgiekleber, wobei Sie sie mit einer Pinzette etwa 20 Sekunden lang zusammenhalten, damit der Kleber trocknen kann. Stellen Sie das Tier in einen beheizten Käfig ohne Einstreu, bis es sich vollständig erholt hat. Überwachen Sie den Gesundheitszustand der Mäuse.Täglich werden Mäuse aus der Studie genommen. Wenn die Tumormasse mehr als 10 % des normalen Körpergewichts des Tieres überschreitet oder der Gewichtsverlust mehr als 20 % beträgt, um den Erfolg des Eingriffs zu bestimmen, führen Sie eine Biolumineszenzbildgebung einen und drei Tage nach der Transplantation durch. Injizieren Sie einer Maus 2,5 Milligramm Luciferin und platzieren Sie das anästhesierte Tier auf der beheizten Bildgebungsplattform.Die Lichtemission aus dem Tumor, der Feuerfliegen-Luciferase exprimiert, wird 10 Minuten nach der Injektion des Substrats erfasst. Stellen Sie mithilfe der Software von Xeno Gen die Bildaufnahmezeiten auf einen Bereich von einer Sekunde bis zu 10 Minuten ein. Nehmen Sie anschließend Schwarz-Weiß-Fotografien der Mäuse in Pseudofarben auf.Die Skalierung der Biolumineszenz ist überlagert mit diesen Bildern, um eine Messgröße für die Intensität der Lichtemission bereitzustellen. Um für die Aufnahme in eine präklinische Studienkohorte in Frage zu kommen, müssen Mäuse ein nachweisbares Biolumineszenzsignal sowohl einen als auch drei Tage nach der Transplantation aufweisen, und die Intensität des Signals muss zwischen Tag eins und Tag drei zunehmen. Gezeigt ist hier eine typische progrediente Zunahme der Biolumineszenz, die von Tag eins bis Tag 18 nach der Transplantation in einem korrekt etablierten orthotopen Xenotransplantat bei einer Nacktmaus beobachtet wurde.Beachten Sie die Ähnlichkeit der Signale, die im Bereich von Interesse bei verschiedenen Mäusen detektiert wurden. Die erneute Bildgebung 10 und 18 Tage nach der Transplantation zeigt, dass die biolumineszenten Signale am Transplantationsort bei einzelnen Mäusen progressiv zunehmen. Die Quantifizierung der biolumineszenten Signale, die ein bis 24 Tage nach der Transplantation beobachtet wurden, zeigt, dass diese Signale zwar progressiv ansteigen, das Tumorwachstum jedoch in den späteren Stadien des Untersuchungszeitraums deutlich beschleunigt wird.Angesichts des aggressiven Wachstums von M pns ts durchbrechen die transplantierten Tumorzellen häufig die normalen Grenzbarrieren des Nervs und infiltrieren angrenzende Gewebe. Diese Lichtmikroskopieaufnahme der Transplantationsstelle zeigt ein Tumorwachstum mit fokaler Invasion in das benachbarte Skelettmuskelgewebe. Sobald die Technik beherrscht ist, kann sie bei korrekter Durchführung an einer Maus innerhalb von 10 Minuten durchgeführt werden.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

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Luciferase-modifizierten menschlichen Gehirns Tumorxenotransplantaten können intrakraniell in athymischen Mäusen festgestellt werden, mit anschließender Überwachung des Tumorwachstums und Ansprechen auf die Therapie mit Biolumineszenz-Bildgebung. In Kombination mit dem Überleben Analyse wird Biolumineszenz Überwachung ein wesentliches Recherche-Tool für die präklinische Prüfung von Therapien, zur Behandlung von Gehirntumoren betrachtet.

Gründung Intrakranielle Brain Tumor Xenografts mit anschließender Analyse des Tumorwachstums und Ansprechen auf die Therapie mit Biolumineszenz-Bildgebung

Hier beschreiben wir die Methoden zu konstruieren, zu visualisieren und zu quantifizieren Biolumineszenzreaktionen sowohl Glühwürmchen und Renilla Luciferase Enzymen bei metastasierendem Brustkrebs-Zellen während deren Wachstum und Metastasierung...

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GL261 Gliomzellen stellen ein nützliches immunkompetentes Tiermodell des Glioblastoms dar. Die Ziele dieses Protokolls sind die Demonstration geeigneter Techniken zur Überwachung des intrakraniellen Tumorwachstums unter Verwendung von in vivo Biolumineszenz-Bildgebung und die Überprüfung des Nutzens von Luciferase-modifizierten GL261-Zellen für die Untersuchung der Tumorimmunologie und immuntherapeutischer Ansätze zur Behandlung von Glioblastomen.

Biolumineszenz-Bildgebung von einem immunkompetenten Tiermodell für Glioblastoma

Biolumineszenz-Bildgebung ist ein bekanntes Werkzeug für Tumoren und Metastasen zu lokalisieren, aber Quantifizierung dieser Bilder erfordert oft komplexe Berechnungen und bestimmte Instrumente. Wir beschreiben die einfach zu bedienende luminoscore-Methode, basierend auf genauen Aufnahmebedingungen, keine Berechnungen erfordern, und ermöglicht die Tumorlast und Ansprechen auf die Behandlung in Mausmodellen beobachtet werden.

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Hier präsentieren wir Ihnen ein Protokoll zur Ultraschall-gesteuerte Injektion von Neuroblastom (NB) und Ewing Sarkom (ES) Zellen zu nutzen (gegründet Zelllinien und Patienten abgeleitet Tumorzellen) an biologisch relevanten Standorten erstellen zuverlässigere präklinische Modellen für Krebs Forschung.

Nutzung von Ultraschall geführte Gewebe gerichtet zellulären Implantation für die Einrichtung der biologisch relevanten metastasiertem Tumor Xenografts

Hier verwenden wir Biolumineszenz, Röntgen und Positronen-Emissions-Tomographie/berechnet Tomographie Bildgebung wie hemmende mTOR-Aktivität zu studieren Auswirkungen des Knochenmarks pfropfte Myelom Tumoren in einem Xenograft-Modell. Dies ermöglicht eine physiologisch relevante, nicht-invasive und multimodalen Analysen der Anti-Myelom-Wirkung von Therapien gezielt Knochenmark pfropfte Myelom Tumoren in Vivo.

Multimodale Biolumineszenz und Positronic-Emissions-Tomographie/Computational Tomographie Bildgebung des multiplen Myeloms Knochenmark Xenotransplantate NOG Mäuse

Wir beschreiben die intraparenchymale Transplantation von humanen neuralen Vorläuferzellen, die mit einem dualen Reportervektor transduziert werden, der Luciferase-grün fluoreszierendes Protein (GFP) im Gehirn der Maus exprimiert. Nach der Transplantation wird das Luciferase-Signal wiederholt mit In-vivo-Biolumineszenz und GFP-exprimierenden transplantierten Zellen gemessen, die in Hirnschnitten mittels Fluoreszenzmikroskopie identifiziert wurden.

Intracerebrale Transplantation und In Vivo Biolumineszenz-Tracking von menschlichen neuralen Vorläuferzellen im Gehirn der Maus

Eine große Herausforderung bei der Entwicklung neuer Therapien für Lungenkrebs besteht darin, die Mikroumgebung des Tumors zu modellieren, wenn die regionale Erkrankung zu einer metastasierenden Erkrankung fortschreitet. Hier beschreiben wir eine einfache Methode zur Etablierung eines orthotopen syngenen Modells von Lungenkrebs, das eine In-vivo-Verfolgung der Krankheit im Zeitverlauf ermöglicht.

Eine minimalinvasive Methode zur Generierung eines syngenen orthotopen Mausmodells für Lungenkrebs

Die Neurofibromatose Typ 1 (NF1) führt zu gutartigen Tumoren der peripheren Nervenscheide (Neurofibrome), die für ihr Wachstum eine spezifische Nervenmikroumgebung benötigen. Es wurde ein optimiertes orthotopes Xenotransplantatmodell entwickelt, bei dem intraneurale Injektion von humanen Schwann-Zellen in NSG-Mäuse verwendet wurde. Dieses Modell rekapituliert humane Neurofibrome und bietet eine wertvolle Plattform zur Evaluierung therapeutischer Strategien.

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Orthotopen Xenografting of Human Luciferase-Tagged malignen peripheren Nervenscheide Tumorzellen für In vivo Prüfung von Kandidaten Therapeutika

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