Name: Grundlegende chirurgische Techniken in der Göttinger Miniaturschwein: Intubation, Blasenkatheter, Femoral Schiff Katheterisierung und Transcardial Perfusion (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-06-26T14:00:00.000+00:00
Duration: 13 min 26 s
Description: Lernen Sie grundlegende chirurgische Techniken bei Göttinger Miniaturschweinen, darunter Intubation, Blasenkatheterisierung und Femoralgefäßkatheterisierung. Diese Methoden ermöglichen präzise physiologische Überwachung und sichere Anästhesie in der biomedizinischen Forschung.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Die Studie wurde finanziell von der Lundbeck Foundation, The Karen Elise Jensen-Stiftung, The Health Research Fund der Zentrale in Dänemark Region und das Institut für Klinische Medizin der Universitätsklinik Aarhus unterstützt. Wir erkennen dankbar die geschickte Hilfe von Donald F Smith, Anders Steen Sörensen, Henrik Soerensen, Asbjoern Ettrup-Christensen, und das Personal an Paaskehoejgaard.

1. Intubation <ol><li> Ausrüstung für die Intubation notwendig: mittels Beatmung, Schlingen für die Öffnung des Mundes, Niederdruck Absaugung mit stumpfer Spitze, Veterinär-Laryngoskop mit gerader Klinge zwischen 17 und 25 cm lang, Stilett, Spritze mit Luft, Stethoskop und Klebeband. Für erwachsene Göttingen Minipigs einen Endotrachealtubus Größe von 5 bis 7 mm geeignet ist 10. In diesem Video eine 5,5-mm-Rohr wurde 10 verwendet. </li><li> Das Minischwein ist auf den Rücken gelegt und richtig unterstützt werden, um sicherzustellen, dass der Kehlkopf-Passage gehalten ist gerade. </li><li> Die Zunge ist ein Stück herausgezogen und der Kiefer offen gehalten von einem Assistenten, ohne Überdehnung des Kopfes. Rotation der Atemwege oder der übermäßige Ausdehnung des Kopfes kann verschließen Atemwege, so dass die Larynxöffnung schwieriger zu identifizieren und zu kompliziert tracheale Platzierung des Tubus. </li><li> Das Laryngoskop wird in den Rachenraum weitergegeben und verwendet werden, um die Zunge drücken, so dass die Epiglottis sichtbar. Die Spitze des Saug wird verwendet, um die Epiglottis vom weichen Gaumen zu verdrängen. Die Spitze des Laryngoskop wird dann verwendet, um die Epiglottis nach oben drücken auf die Basis der Zunge und enthüllt die Larynxöffnung. </li><li> Die Aryknorpel Knorpel und Stimmbänder in den Blick gekommen sind und die Endotrachealtubus wird sanft mit einer leichten Drehung erweiterte, in die Luftröhre beim Ausatmen. </li><li> Die Schlauch-Manschette ist nach den Vorgaben der Herstellung aufgeblasen und achten dabei auf mehr als die Inflation, die Schwellungen und Ödeme der Atemwege verursachen können, zu vermeiden. Schweine haben einen Bronchus auf der rechten kranialen pulmonal lobe lüften. Es ist daher wichtig, dass das Rohr über der Bifurkation statt. Dies wird durch Verwendung der richtigen Rohrdurchmesser und allem durch das Anziehen der proximalen Ende des Rohres auf der Ebene der Schnauze mit Klebeband erleichtert. </li><li> Wenn das Minischwein richtig intubiert, müssen einen freien Durchgang von Luft durch das Rohr zu spüren sein, und die Brust Auskultation sollte Atmung klingt in der linken und rechten Seite des Brustkorbs zu offenbaren. </li><li> Nach dem Anschluss des Ventilators mit Monitoring-System zur Minischwein, sollte physiologischen exspiratorischen Kohlendioxid-Werte messbar sein und die Kohlendioxid-Kurve, die die Atmung, das durch die Ventilatoreinstellungen 6,10 beobachtet werden kann entschieden werden, folgt. </li><li> Das Kohlendioxid und Oxymetrie Werte können zunächst durch die Prämedikation und Narkoseeinleitung betroffen sein. Allerdings sind diese Werte sollten schnell wieder zur normalen mit der richtigen Belüftung 6,10. Jegliches Anzeichen von Zyanose trotz künstliche Beatmung zeigen falsche Platzierung der Röhre. Der häufigste Fehler ist, unbeabsichtigte Platzierung des Tubus in die Speiseröhre. </li></ol> 2. Transurethrale Blasenkatheter <ol><li> Dieses Verfahren ist nur für weibliche Schweine. Für erwachsene Minipigs ein Foley-Katheter Französisch Größe 8 oder 10 angebracht ist. Durch die Krümmung und Größe der externen Harnröhrenöffnung wird ein Katheter mit Mandrin vorzuziehen. Ein Nasenspekulum kann in kleinen Minipigs verwendet werden, während ein Spekulum mit längeren Klingen kann nützlich sein, für große Tiere. Notwendige Ausrüstung gehört auch ein stumpfes-Spitze Pinzette, eine Spritze mit Kochsalzlösung, Schmiermittel und ein geschlossenes System Urinbeutel. </li><li> Um eine optimale Visualisierung der externen Harnröhrenöffnung während der Katheterisierung der Minischwein ist auf seiner Rückseite mit einer Förderung im Rahmen der Lendenwirbelsäule gelegt, während ein Assistent zieht die Hinterbeine nach kranial. </li><li> Die geschmierten Spekulum eingesetzt und geöffnet, um die Scheidenwand zu visualisieren. Die weiblichen äußeren Harnröhrenöffnung ist in den Boden der Scheide etwa ein Drittel bis die Hälfte der Entfernung des Gebärmutterhalses (Abb. 1A) befindet. Doch weil das Tier auf den Rücken gelegt wird, wird die Position der Harnröhrenöffnung erscheinen invertiert werden. </li><li> Der Katheter mit der stumpfen Spitze-Zangen gesteuert, so dass die Spitze des Katheters wird in Fortsetzung der Zange. Schieben Sie den Katheter in die Öffnung der Harnröhre (Abb. 1B). Die Harnröhre ist leicht traumatisiert, wenn zu viel Kraft während der Katheterisierung verwendet wird. Allerdings kann leichter Widerstand zunächst fühlte, bis der Katheter die externe Blasenschließmuskel bestanden hat. Wenn dieses Problem weiterhin besteht, kann dies darauf hindeuten, dass das Tier nicht sediert tief genug. Die Lösung ist, eine Weile warten und ließ die Narkose auf sich wirken. </li><li> Da die Katheter erreicht die Blase, entfernen Sie das Stilett und Urin wird gesehen fließen werden. </li><li> Pumpen Sie den Ballon mit Kochsalzlösung nach den Vorgaben der Herstellung und ziehen Sie den Katheter aus, bis der Ballon fängt auf den Blasenhals. </li><li> Bringen Sie die geschlossenen System Urinbeutel. </li><li> Band des Katheters mit dem Schwanz, um ein versehentliches Verschieben des Katheters zu vermeiden beim Umgang mit dem Tier. </li></ol> 3. Arteria und Vena femoralis catheterization <ol><li> Notwendige Ausrüstung beinhaltet: Skalpell, stumpfen Spitze chirurgische Scheren, chirurgische Pinzetten, kleine stumpfe Spitze chirurgische Zange, kleine selbsthaltende Gewebe Retraktor, Nadelhalter, chirurgische Swaps, Nahtmaterial mit Nadel, heparinisierten Kochsalzlösung als Unterputz-Flüssigkeit Katheter Durchgängigkeit zu erhalten , zwei 18-Gauge-Kanüle IV, zwei 4-Französisch brite Spitze Hüllen mit Einführhilfe und Seldingerdraht. </li><li> Die Tiefe der Anästhesie sollte durch Prüfen der interdigitalen Schmerzen Reflex vor der Einleitung des Verfahrens bewertet werden. </li><li> Die Arteria und Vena femoralis mit dem Minischwein auf den Rücken gelegt näherte und das hintere Bein nach lateral. Identifizieren in die Hautfalte zwischen den gracilis und sartorius, wo das Pulsieren der oberflächliche Teil des medialen Arteria Saphena verschwindet. </li><li> Machen Sie eine longitudinale oberflächliche Hautinzision Schädelbasis bis zu diesem Punkt, wodurch versehentlich beschädigen die mediale Vena Schiffe. </li><li> Verwenden Sie einen stumpfen Spitze einer Schere auf die zugrunde liegende subkutane Gewebe zu sezieren. </li><li> Die Faszie Teilung der sartorius und M. gracilis ist unterteilt Schädel, um das Eindringen Ort der medialen Vena Schiffe, zuerst mit einem kleinen stumpfen Spitze chirurgischen Pinzette und dann digital. </li><li> Die beiden Muskelgruppen werden mit einem kleinen selbsthaltende Gewebe Retraktor getrennt und gleichzeitig dafür Sorge nicht auf den N. femoralis und Schiffe beschädigt. </li><li> Die Arterie wird auf einer Länge von ca. 1 bis 2 cm mit stumpf isoliert. </li><li> Drehen Sie den abgeschrägten Venflon Nadel so das Lumen nach oben zeigt. Biegen Sie die Nadel ein wenig so ist es das Schiff Krümmung leichter folgen. Denken Sie daran, sicherzustellen, dass die Nadel immer noch hin und her bewegen mit wenig Aufwand. </li><li> Die Arterie durchbohrt ist, eingefahrene der Nadel und der Seldingerdraht wird durch die Venflon Rohr eingeschoben. </li><li> Entfernen Sie die Venflon Rohr unter leichtem Druck auf die Arterie, um die Fixierung des Führungsdrahtes zu gewährleisten. </li><li> Der Mantel mit Einführhilfe über den Seldinger Draht eingeführt und an die gewünschte Position, nach der die Vertrauensperson und Seldinger Draht entfernt wird. </li><li> Die Vena femoralis ist nur unterhalb und medial der Arterie. Nach der Trennung von der Vene mit stumpfer Präparation wird die Vene kanülierten wie zuvor für die Arterie beschrieben. </li><li> Um sicherzustellen, dass sowohl die Arterie und Vene richtig katheterisiert, Blut aus beiden Scheiden und vergleichen Sie die Farbe der Proben. Wenn Zeichnung einer Blutprobe, denken Sie daran, anschließend spülen Sie die Katheter mit Heparin-Kochsalzlösung, um Katheter Durchgängigkeit zu erhalten. </li><li> Die Katheter sind gesichert und die Haut wird geschlossen mit einigen Nähten. </li><li> Ein Schiff Schleife rund um die Arterie und Vene gelegt werden, um die Schiffe vor der Punktion zu fixieren. Trotz ihrer Vorteile, wir in der Regel zu vermeiden ist dieser zusätzliche Schritt, weil es über Dissektion der Gefäße benötigt, und kann das Risiko einer Beschädigung der lateralen und tiefen Ästen zu erhöhen. </li></ol> 4. Transcardial Perfusion <ol><li> Die folgende Ausrüstung ist für das Verfahren benötigt: Perfusion System (Abb. 2), relevant Perfusion Flüssigkeiten, Skalpell, stumpfen Spitze chirurgische Scheren-, Knochen-Scheren, und zwei große Selbst-Haltezange, von denen mindestens eine eine gebogene Spitze. Ein selbst behalten sternalen Retraktor ist nicht unbedingt notwendig, aber es erleichtert das Verfahren erheblich. </li><li> Transcardial Perfusion müssen in einem gut belüfteten Raum mit einer hohen Leistung Absaugung und Einrichtungen, die Sammlung von Perfusat Flüssigkeiten und Blut lassen für eine spätere sichere Entsorgung durchgeführt werden. </li><li> Nach intravenöser Injektion einer tödlichen Dosis von Pentobarbital, testen Sie die interdigitalen Schmerzen Reflex, bevor Sie fortfahren. </li><li> Der beste Zugang zum Herzen und der Aorta wird über eine mediane Sternotomie zur Verfügung gestellt. Machen Sie eine tiefe Längs Hautschnitt, der sich vom Manubrium zum Schwertfortsatz des Brustbeins. Sie erhalten Zugriff auf die Brusthöhle, indem sie einen kleinen Einschnitt in die Membran direkt unterhalb der Schwertfortsatz. </li><li> Legen Sie die Knochen Schere in der Brusthöhle und halbiere das Brustbein. Vorsicht ist bei der Durchführung dieses Verfahrens sein, weil das Herz kann an irgendeiner Stelle auf der Innenseite des Brustbeins verwachsen. Stellen Sie daher sicher, dass die Klinge des Knochens Schere zu jeder Zeit innerhalb der Brusthöhle gegen die Innenseite des Brustbeins liegt. </li><li> Nach dem Brustbein gespalten hat, in der selbsthaltende sternalen Retraktor zu setzen und die Brusthöhle. </li><li> Wenn noch intakt ist, einen kleinen Einschnitt in den Herzbeutel an der Herzspitze und dann digital öffnen den Herzbeutel. </li><li> Identifizieren Sie die linke Herzkammer, den rechten Vorhof und der Aorta zusammen mit dem überlegenen Hohlvene (Abb. 1C) </li><li> Machen Sie einen kleinen oberflächlichen Schnitt in der Nähe der Herzspitze und der Zugang des linken Ventrikels durch Perforieren des Herzmuskels mit einem stumpfen Instrument. </li><li> Legen Sie die perfusIonen-Kanüle in die linke Herzkammer und bewegen Sie die Kanülenspitze nach kranial in die Aorta. </li><li> Wenn die Kanüle zwischen den Fingern in die Aorta zu spüren ist, klemmen Sie die Kanüle in Ort mit der Selbsthaltung einer gebogenen Pinzette. </li><li> Machen Sie einen Schnitt in den rechten Vorhof und beginnen die Injektion der Fixierlösung durch die Perfusionskanüle. Der Fluss der Perfusat in der Aorta kann gefühlt werden, und das Blut ausgießen werde durch die eingeschnittenen rechten Vorhof als Perfusat fließen in die Minischwein Schiffe weiter. Beachten Sie, wie systemische Perfusion mit Paraformaldehyd Überstreckung der Extremitäten induziert und Zucken der oberflächlichen Muskulatur aufgrund der Aldehyd-Vernetzung von Nerven und Muskeln. Bei Verwendung einer Perfusion System mit Druckluft statt der Schwerkraft angetrieben, vergewissern Sie sich, um die Kanüle entfernen oder klemmen Sie die klare Silikonschlauch, bevor der Behälter leer ist, um Luft in das Gefäßsystem zu vermeiden. </li></ol><img src="/files/ftp_upload/2652/2652fig1.jpg" alt="Abbildung 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 1"> Abbildung 1. A: Der weibliche Göttingen Minischwein externen Harnröhrenöffnung B:. Die Harnröhrenöffnung nach dem Einsetzen des Katheters C:. Ventrale Ansicht der Minischwein Herz nach mediane Sternotomie. <img src="/files/ftp_upload/2652/2652fig2.jpg" alt="Abbildung 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 2"> Abbildung 2. A: Die Perfusion System besteht aus Zulaufschlauch mit einer einstellbaren Druckventil und ein Hebel benutzt, um Einlass von Druckluft in den Behälter mit der Perfusat zu kontrollieren. Klare Silikonschlauch verbindet die Behälter zu einer stumpfen Spitze Kanüle aus einer 4 mm Stahlrohr B und C:.. Durch die Komprimierung der Einlass Hebel, steigt der Druck in dem Behälter und dem Perfusat wird durch die Kanüle D angetrieben: Wenn das klar Silikonschlauch und Kanüle mit Perfusat gefüllt sind, wird der Fluss mit einer Klemme gestoppt und das System ist einsatzbereit.

<ol><li>Lind, N. M., Moustgaard, A., Jelsing, J., Vajta, G., Cumming, P., Hansen, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+use+of+pigs+in+neuroscience%3A+modeling+brain+disorders%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosci+Biobehav+Rev%22%5BJournal%5D)">The use of pigs in neuroscience: modeling brain disorders.</a> Neurosci Biobehav Rev. 31, 728-751 (2007).</li>
<li>Ettrup, K. S., Sorensen, J. C., Bjarkam, C. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+anatomy+of+the+Gottingen+minipig+hypothalamus%5BTitle%5D)+AND+%22J+Chem+Neuroanat%22%5BJournal%5D)">The anatomy of the Gottingen minipig hypothalamus.</a> J Chem Neuroanat. 39, 151-165 (2010).</li>
<li>Larsen, M. O., Rolin, B., Sturis, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measurements+of+insulin+responses+as+predictive+markers+of+pancreatic+beta-cell+mass+in+normal+and+beta-cell-reduced+lean+and+obese+Gottingen+minipigs+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Endocrinol+Metab%22%5BJournal%5D)">Measurements of insulin responses as predictive markers of pancreatic beta-cell mass in normal and beta-cell-reduced lean and obese Gottingen minipigs in vivo.</a> Am J Physiol Endocrinol Metab. 290, 670-677 (2006).</li>
<li>Forster, R., Ancian, P., Fredholm, M., Simianer, H., Whitelaw, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+minipig+as+a+platform+for+new+technologies+in+toxicology%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pharmacol+Toxicol+Methods%22%5BJournal%5D)">The minipig as a platform for new technologies in toxicology.</a> J Pharmacol Toxicol Methods. , (2010).</li>
<li>Popov, A. F., Dorge, H., Hinz, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Accelerated+intimal+hyperplasia+in+aortocoronary+internal+mammary+vein+grafts+in+minipigs%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cardiothorac+Surg%22%5BJournal%5D)">Accelerated intimal hyperplasia in aortocoronary internal mammary vein grafts in minipigs.</a> J Cardiothorac Surg. 3, 20-20 (2008).</li>
<li>Swindle, M. M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSwindle%2C+MM+%22Swine+in+the+Laboratory%3A+Surgery%2C+Anesthesia%2C+Imaging%2C+and+Experimental+Techniques%22">Swine in the Laboratory: Surgery, Anesthesia, Imaging, and Experimental Techniques</a>. , Second ed., CRC Press. (2007).</li>
<li>Bjarkam, C. R., Cancian, G., Glud, A. N., Ettrup, K. S., Jorgensen, R. L., Sorensen, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MRI-guided+stereotaxic+targeting+in+pigs+based+on+a+stereotaxic+localizer+box+fitted+with+an+isocentric+frame+and+use+of+SurgiPlan+computer-planning+software%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">MRI-guided stereotaxic targeting in pigs based on a stereotaxic localizer box fitted with an isocentric frame and use of SurgiPlan computer-planning software.</a> J Neurosci Methods. 183, 119-126 (2009).</li>
<li>Val-Laillet, D., Blat, S., Louveau, I., Malbert, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+computed+tomography+scan+application+to+evaluate+adiposity+in+a+minipig+model+of+human+obesity%5BTitle%5D)+AND+%22Br+J+Nutr%22%5BJournal%5D)">A computed tomography scan application to evaluate adiposity in a minipig model of human obesity.</a> Br J Nutr. , 1-10 (2010).</li>
<li>Larsen, M., Bjarkam, C. R., Stoltenberg, M., Sorensen, J. C., Danscher, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+autometallographic+technique+for+myelin+staining+in+formaldehyde-fixed+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22Histol+Histopathol%22%5BJournal%5D)">An autometallographic technique for myelin staining in formaldehyde-fixed tissue.</a> Histol Histopathol. 18, 1125-1130 (2003).</li>
<li>Alstrup, A. K. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anaesthesia+and+Analgesia+in+Ellegaard+G%C3%B6ttingen+minipigs%5BTitle%5D)+AND+%22Jannerup.DK%22%5BJournal%5D)">Anaesthesia and Analgesia in Ellegaard Göttingen minipigs.</a> Jannerup.DK. , (2010).</li>
<li>Jensen, K. N., Deding, D., Sorensen, J. C., Bjarkam, C. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+implantation+of+deep+brain+stimulation+electrodes+in+the+pontine+micturition+centre+of+the+Gottingen+minipig%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Neurochir+%28Wien%29%22%5BJournal%5D)">Long-term implantation of deep brain stimulation electrodes in the pontine micturition centre of the Gottingen minipig.</a> Acta Neurochir (Wien). 151, 785-794 (2009).</li>
<li>Cumming, P., Moller, M., Benda, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+PET+study+of+effects+of+chronic+3%2C4-methylenedioxymethamphetamine+%28MDMA%2C+%22ecstasy%22%29+on+serotonin+markers+in+Gottingen+minipig+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Synapse%22%5BJournal%5D)">A PET study of effects of chronic 3,4-methylenedioxymethamphetamine (MDMA, "ecstasy") on serotonin markers in Gottingen minipig brain.</a> Synapse. 61, 478-487 (2007).</li>
<li>Olsen, A. K., Keiding, S., Munk, O. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+hypercapnia+on+cerebral+blood+flow+and+blood+volume+in+pigs+studied+by+positron+emission+tomography%5BTitle%5D)+AND+%22Comp+Med%22%5BJournal%5D)">Effect of hypercapnia on cerebral blood flow and blood volume in pigs studied by positron emission tomography.</a> Comp Med. 56, 416-420 (2006).</li>
<li>Jonkers, B. W., Sterk, J. C., Wouterlood, F. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transcardial+perfusion+fixation+of+the+CNS+by+means+of+a+compressed-air-driven+device%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">Transcardial perfusion fixation of the CNS by means of a compressed-air-driven device.</a> J Neurosci Methods. 12, 141-149 (1984).</li>
</ol>

Alle Arbeiten wurden von der dänischen Experimental Tiere Inspectorate, dänische Justizministerium genehmigt und wurden nach der &quot;Principles of Labor animal care&quot; (NIH Publikation Nr. 86-23, revised 1985) durchgeführt.

Diese Präsentation enthält Schritt-für-Schritt-visuelle Anweisungen, wie zu vier häufig verwendete Verfahren in Minischwein Forschung 12,13 auszuführen. Die beschriebenen Techniken kann mit wenig oder ohne Anpassung in Landrasse Schweine und andere große Forschungseinrichtungen Tiere wie Hunde und Schafe 14 verwendet werden. Aseptische Bedingungen müssen eingesetzt werden, um Infektionen zu vermeiden, bei der Durchführung der beschriebenen Verfahren in Überlebensstudien werden. Einleitung der Narkose ist für den Tierschutz und wissenschaftlichen Gründen wichtig, und sollte das Fehlen der Corneareflexe und gute muskuläre Entspannung zu bieten, vor Intubation versucht wird. Da jedoch die Anästhetika zur Induktion verwendet werden, nicht in festen Dosen verabreicht werden, sondern verabreicht, bis der gewünschte Effekt beobachtet wird, ist es wichtig, genau zu beobachten das Tier wegen der Gefahr der Apnoe, insbesondere bei Verwendung von Propofol 6,10. Bei der trachealen Intubation kann der Einsatz von Xylocain Spray oder Muskelrelaxans erleichtern die Einführung der Röhre, aber die Anwendung von neuromuskulären Blockern sollte nur von Personen in solchen Verfahren gut ausgebildet sind, um so mit den ethischen Anforderungen genügen durchgeführt werden. Es sollte darauf geachtet werden, dass der Kehlkopf-Passage während der Intubation zu traumatisieren, um trachealen Schwellungen und Ödeme zu vermeiden. Airway Ödem kann mit NSAID oder ähnliche entzündungshemmende Medikamente 10 behandelt werden. Schweine können aus verschiedenen Positionen intubiert werden, aber nachdem das Tier auf dem Rücken neigt leichter zu sein für diejenigen, die regelmäßig durchzuführen menschlichen Intubation, da es die Atemwege stellt in ähnlicher Weise 6. Der häufigste Fehler bei der Intubation wird ein unbeabsichtigtes Platzierung des Tubus in die Speiseröhre, die knapp unterhalb des Kehlkopfes Durchgang, wenn das Tier auf den Rücken gelegt befindet. Beachten Sie, sollte das Rohr nie, ohne vorher klar die Aryknorpel Knorpel und Stimmbänder vorangetrieben werden. Transurethrale Katheterisierung der Harnblase durch die Harnröhre ist leicht in weiblichen Schweinen durchgeführt, während dieser Prozedur ist extrem schwierig, vielleicht unmöglich, bei Männern 6. Es wird darauf hingewiesen, dass seit der weiblichen Harnröhrenmündung ist anterior der Vagina, der größere vaginale Öffnung irrtümlich kann katheterisiert werden. Die Verwendung von sterilen und Desinfektion Schmiermittel ist ratsam, für das Überleben Studien. Darüber hinaus kann Schmiermittel mit örtlicher Betäubung Wirkung erleichtert die Katheterisierung Verfahren. Bei der Durchführung von Arteria und Vena femoralis Katheterisierung, die Wahl des Schiffes Kathetern und wie sie gesichert sind unterschiedlich zwischen Nicht-Überleben und das Überleben Studien, vor allem, wenn Katheter für einen längeren Zeitraum 6 sind implantiert. Zum Beispiel Katheter für chronische Implantation sollte hoch biokompatibel, haben Retentionsperlen oder Manschetten für die Befestigung sowie nicht traumatisieren der Gefäßwand im Laufe der Zeit, und veranlassten eine Thrombose oder Erosion 6. Im vorliegenden Video, verwenden wir ein geschlossenes System mit Druckluft für transcardial Perfusion mit Strom versorgt. Eine weitere Möglichkeit ist, ein System von der Schwerkraft angetrieben verwenden. Der Vorteil der Schwerkraft-Systeme im Vergleich zu Systemen unter Verwendung von Druckluft ist, dass sie einfach, effizient sind, und stellen keine Gefahr von Druckluft in das Gefäßsystem. Jedoch ändert sich der hydrostatische Druck durch die Schwerkraft-Systeme ausgeübt kontinuierlich während der Perfusion, und dies kann die histologischen Ergebnisse 15 beeinflussen. Je nachdem, welche Art von histopathologischen Untersuchungen will man nicht, so kann es vorteilhaft sein, das Tier mit heparinisierten Kochsalzlösung ersten perfuse. Dies ist insbesondere bei der Durchführung importantance Immunfluoreszenzfärbung um Autofluoreszenz Probleme, die durch Erythrozyten zu vermeiden. Außerdem, wenn das Organ von Interesse ist das Gehirn, könnten die absteigende Aorta abgeklemmt, um zu retten Fixativ werden. Doch bei Schweinen, bringt dieser Schritt zusätzliche sezieren und das Verfahren zu verlängern.

<table border="1"><tbody><tr><th> Verfahren </th><th> Ausstattung </th><th> Firma </th><th> Katalog-Nummer </th></tr><tr><td> Intubation </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> Respirator </td><td> Datex-Ohmeda S / S Avance, GE Healthcare </td><td> 1009-9002-000 </td></tr><tr><td></td><td> Absaugung mit stumpfer Spitze </td><td> Unomedical </td><td> 34091181 </td></tr><tr><td></td><td> Laryngoskop </td><td> Müller </td><td> 85-0045 (Laryngoskop Set) </td></tr><tr><td></td><td> Endotrachealtubus 5,5 mm ID </td><td> Smiths Medical International Ltd </td><td> 100/199/055 </td></tr><tr><td></td><td> Stylet </td><td> Hudson RCI </td><td> 5-151001 </td></tr><tr><td></td><td> Spritze 5ml </td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> Stethoskop </td><td> Martin </td><td> 17-262-00 </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Blase Katheterisierung </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> AquaFlate Glycerin Silikon Foley Katheter 8-Französisch mit Mandrin </td><td> Rüsch </td><td> 178003 </td></tr><tr><td></td><td> Speculum nasal </td><td> Martin </td><td> 36-859-50 </td></tr><tr><td></td><td> Speculum rektale </td><td> Martin </td><td> 30-613-15 </td></tr><tr><td></td><td> Blunt-Spitze Pinzette </td><td> Martin </td><td> 13-374-16 </td></tr><tr><td></td><td> Katheter Gleitgel </td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> Cathejell Lidocain </td><td> Montavit </td><td> CJL08501 </td></tr><tr><td></td><td> Instillagel Comb. </td><td> Farco Pharma </td><td> 08-40-200 </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> A4 Urinbeutel </td><td> Unomedical </td><td> 38 155 1S </td></tr><tr><td></td><td> Klebeband </td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Arteria und Vena femoralis Katheterisierung </</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> Skalpell </td><td> Martin </td><td> 10-295-11 </td></tr><tr><td></td><td> Blunt-Spitze chirurgische Scheren </td><td> Martin </td><td> 11-881-18 </td></tr><tr><td></td><td> Tissue Zange </td><td> Martin </td><td> 12-100-14 </td></tr><tr><td></td><td> Kleine stumpfen Spitze chirurgischen Pinzette </td><td> Martin </td><td> 13-375-13 </td></tr><tr><td></td><td> Kleine selbsthaltende Tissue Retraktor </td><td> Martin </td><td> 15-753-13 </td></tr><tr><td></td><td> Nadelhalter </td><td> Martin </td><td> 20-634-14 </td></tr><tr><td></td><td> Chirurgische Swaps </td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> Suture mit Nadel </td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> Saline </td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> Heparine </td><td> LEO </td><td> 585679 </td></tr><tr><td></td><td> 18-Gauge-Venflon </td><td> BD Venflon Pro </td><td> 393206 </td></tr><tr><td></td><td> 4-Französisch brite Spitze Hüllen mit Einführhilfe und Seldingerdraht </td><td> Cordis </td><td> 154-2629-1/0017 </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Transcardial Perfusion </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> Pressurized Perfusionssystem </td><td> Startseite von Teilen in den meisten professionellen Baumärkten gemacht </td><td></td></tr><tr><td></td><td> Rauchabsaugsystems </td><td> Gram A / S </td><td> 01750000 und 0303700 </td></tr><tr><td></td><td> Perfusant 5L </td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> Blunt-Spitze chirurgische Scheren </td><td> Martin </td><td> 11-881-18 </td></tr><tr><td></td><td> Knochen Schere </td><td> FST </td><td> 16150-24 </td></tr><tr><td></td><td> Große gebogene Spitze selbst Haltezange </td><td> Martin </td><td> 13-421-18 </td></tr><tr><td></td><td> Selbst Beibehaltung sternalen Retraktor </td><td> Rudolf Medical </td><td> 7520-10 </td></tr><tr><td></td><td> Pentobarbital</td><td> TheRoyal Veterinary and Agricultural University (KVL) </td><td> 200 mg / ml </td></tr><tr><td></td><td> 22-Gauge-Venflon </td><td> BD Venflon Pro </td><td> 393202 </td></tr></tbody></table>

grundlegende chirurgische techniken in der göttinger miniaturschwein: intubation, blasenkatheter, femoral schiff katheterisierung und transcardial perfusion

Basic Surgical Techniques in the G&ouml;ttingen Minipig: Intubation, Bladder Catheterization, Femoral Vessel Catheterization, and Transcardial Perfusion

Die Entstehung des Göttinger Minischwein in der Forschung mit Themen wie Neurowissenschaften, Toxikologie, Diabetes, Fettleibigkeit und experimentelle Chirurgie spiegelt die Ähnlichkeit dieser Tiere für die menschliche Anatomie und Physiologie 1-6. Die Größe des Göttinger Minischwein erlaubt den Einsatz von chirurgischen Geräte und fortschrittliche bildgebende Verfahren ähnlich wie beim Menschen 6-8 verwendet. Das Ziel dieser Lehr-Video ist, das Bewusstsein über den Wert der Minipigs in der biomedizinischen Forschung zu erhöhen, indem die demonstrieren, wie Intubation, transurethrale Blasenkatheter, Arteria und Vena femoralis Katheter sowie transcardial Perfusion durchzuführen. Endotracheale Intubation sollte durchgeführt werden, wenn ein Minischwein erfährt Vollnarkose, weil es der Atemwege führt, ermöglicht Beatmung und schützt die Atemwege vor saugt werden. Transurethrale Blasenkatheter können nützliche Informationen über etwa Hydratisierung sowie Nieren-und Herz-Kreislauf-Funktion während der langen chirurgischen Eingriffen bieten. Darüber hinaus können Blasenkatheterisierung verhindern Kontamination empfindlicher medizinisch-technische Ausstattung und schmerzhafte Blase Erweiterung, die das Tier schaden kann und unnötig Einfluss des Experiments aufgrund der erhöhten Vagotonus und veränderte physiologische Parameter. Arterielle und venöse Katheterisierung ist nützlich für den Erhalt wiederholt Blutproben und Überwachung verschiedener physiologischer Parameter. Katheterisierung der Femoralgefäße vorzuziehen ist Katheterisierung der Halsgefäße für einen leichten Zugang, bei der Durchführung von Experimenten mit Frame-basierte stereotaktische Neurochirurgie und Bildgebung des Gehirns. Bei der Durchführung Schiff Katheterisierung der Überlebenszeit durchgeführt wurden, darf strengen aseptischen Bedingungen eingesetzt werden, um Infektionen 6 zu vermeiden sein. Transcardial Perfusion ist die effektivste Methode, Fixierung und liefert herausragende Ergebnisse bei der Vorbereitung Minischwein Organe für Histologie und Histochemie 2,9. Für weitere Informationen über Anästhesie, Chirurgie und experimentellen Techniken bei Schweinen in der Regel beziehen wir uns auf 2007 Swindle. Ergänzende Informationen über die Vorbereitung und Einleitung der Anästhesie, Beatmung, Analgesie, prä-und postoperativen Betreuung von Göttingen Minipigs sind über das Internet zur Verfügung unter <a href="http://www.minipigs.com">http://www.minipigs.com</a> 10. Für umfassende Informationen über Schweine Anatomie verweisen wir auf Nickel et al. Vol. 1-5 November.

Die Verwendung von in-und Minischweine in der Wissenschaft hat in den letzten Jahren stark zugenommen. Mit dem Nachweis, wie Intubation, transurethrale Blasenkatheter, Arteria und Vena femoralis Katheter sowie transcardial Perfusion durchzuführen, wollen wir weiter steigern den Wert von Göttingen Minipigs in der biomedizinischen Forschung.

Grundlegende chirurgische Techniken in der Göttinger Miniaturschwein: Intubation, Blasenkatheter, Femoral Schiff Katheterisierung und Transcardial Perfusion

Die Etablierung des Göttingen-Minipigs in der Forschung zu Themen wie Neurowissenschaften, Toxikologie, Diabetes, Adipositas und experimenteller Chirurgie spiegelt ...

Die endotracheale Intubation sollte immer dann durchgeführt werden, wenn ein Minischwein sich einer Vollnarkose zur Durchführung einer Operation unterzieht, da sie einen freien Atemweg sicherstellt, eine assistierte Beatmung ermöglicht und die Atemwege vor Aspiration schützt. Minischweine können in verschiedenen Positionen intubiert werden, doch die Rückenlage des Tieres erweist sich für Personen, die regelmäßig menschliche Intubationen durchführen, als einfacher, da der Atemweg ähnlich präsentiert wird und zudem die assistierte Beatmung erleichtert wird. Die für die endotracheale Intubation benötigte Ausrüstung umfasst Gurte zum Öffnen des Mauls, eine Niedrigdruckabsaugung mit stumpfem Ende, einen tiermedizinischen Laryngoskop mit geradem Blatt zwischen 17 und 25 Zentimetern Länge, einen Stylet, eine Spritze mit Luft, ein Stethoskop und Klebeband.Für das Ausnehmen von erwachsenen Tieren und Minischweine. Ein endotrachealer Tubus mit einem Durchmesser von fünf bis sieben Millimetern ist geeignet. In diesem Video wurde ein Tubus mit 5,5 Millimetern verwendet.Das Minischwein wird auf den Rücken gelegt und ordnungsgemäß abgestützt. Um sicherzustellen, dass der laryngeale Durchgang gerade bleibt, wird die Zunge leicht herausgezogen und der Kiefer von einem Assistenten geöffnet gehalten. Eine Überstreckung der Kopfdrehung oder übermäßige Extension des Kopfes kann die Atemwege verlegen und die Identifizierung der laryngealen Öffnung erschweren.Der Laryngoskop wird verwendet, um die Zunge herabzudrücken, und die Spitze des Absaugrohrs dient dazu, die Epiglottis vom weichen Gaumen wegzuschieben. Anschließend wird mit der Spitze des Laryngoskops die Epiglottis nach oben in Richtung Zungenwurzel gedrückt, wodurch die laryngeale Öffnung freigelegt wird. Beim Öffnen der Retinoidknorpel werden die Stimmbänder sichtbar, und der endotracheale Tubus wird vorsichtig unter leichtem Drehen in die Luftröhre vorgeschoben.Während der Exspiration wird der Tubus-Manschette gemäß den Herstellerangaben aufgepumpt. Dabei ist darauf zu achten, eine Überdehnung zu vermeiden, da diese Schwellung und Ödeme der Atemwege verursachen kann. Schweine besitzen einen Bronchus zur Beatmung des kranialen rechten Lungenlappens. Daher ist es wichtig, den Tubus oberhalb der Trachealgabelung zu platzieren.Dies wird durch die Verwendung der richtigen Tubusgröße und durch Befestigung des proximalen Tubusendes auf Höhe der Schnauze mit Klebeband erleichtert. Bei korrekter Intubation des Minischweins muss ein freier Luftdurchgang durch den Tubus spürbar sein, und die Auskultation des Brustkorbs sollte Atemgeräusche sowohl auf der linken als auch auf der rechten Seite des Thorax zeigen. Nach Anschluss des Beatmungsgeräts mit Überwachungssystem an das Minischwein sollten physiologische Werte des ausgeatmeten Kohlendioxids messbar sein, und die dem durch die Einstellungen des Beatmungsgeräts bestimmten Atemmuster folgende Kohlendioxid-Kurve kann beobachtet werden.Die endotracheale Intubation von Minischweinen kann herausfordernd sein, da der laryngeale Durchgang eng ist und die Schleimhaut der Stimmbänder leicht verletzt werden kann. Wenn ein zu großes Tubus oder übermäßige Kraft verwendet wird, kann die Anwendung eines Xylocain-Sprays oder eines Muskelrelaxans die Einführung des Tubus erleichtern. Die Verwendung von neuromuskulären Blockern sollte jedoch nur durch Personal durchgeführt werden, das gut in solche Verfahren geschult ist.Die Blasenkatheterisierung kann dazu verwendet werden, die Harnproduktion zu überwachen, was nützliche Informationen über den Hydratationszustand sowie die Nieren- und Herz-Kreislauf-Funktion während längerer chirurgischer Eingriffe liefern kann. Die Katheterisierung der Harnblase über die Harnröhre ist bei weiblichen Schweinen leicht durchführbar. Während dieses Verfahren bei erwachsenen männlichen Minischweinen äußerst schwierig, möglicherweise unmöglich ist, eignet sich ein Foley-Katheter der Franch-Größe acht oder 10 aufgrund der Krümmung und Größe der äußeren Harnröhre.Das Öffnen eines Katheters mit einem Drahtführer ist vorzuziehen. Erforderliche Ausrüstung umfasst einen Spekulum, stumpfe Pinzette, eine Spritze mit Salzlösung als Gleitmittel und einen geschlossenen Urinsammelbeutel. Um die äußere Harnröhrenmündung während der Katheterisierung optimal sichtbar zu machen, wird das Minischwein auf den Rücken gelegt, wobei der Lendenbereich abgestützt wird.Während ein Assistent die Hinterbeine kranial zieht, befindet sich die äußere Harnröhrenmündung des Weibchens im Vaginalboden, ungefähr ein Drittel bis die Hälfte der Strecke zum Gebärmutterhals. Da das Tier jedoch auf dem Rücken liegt, erscheint die Position der Harnröhrenmündung umgekehrt. Der Katheter wird mit einer stumpfen Pinzette geführt, sodass die Katheterspitze eine Fortsetzung der Pinzette bildet.Führen Sie den Katheter vorsichtig in die Harnröhrenöffnung ein. Die Harnröhre kann leicht verletzt werden, wenn beim Katheterisieren zu viel Kraft aufgewendet wird. Allerdings kann zunächst ein geringer Widerstand spürbar sein, bis der Katheter den äußeren Harnblinkersphinkter passiert hat. Wenn dieses Problem anhält, deutet dies möglicherweise darauf hin, dass das Tier nicht ausreichend tief sediert ist.Die Lösung besteht darin, eine Weile zu warten und die Anästhesie wirken zu lassen. Wenn der Katheter die Blase erreicht, entfernen Sie den Stilet, und Urin tritt sichtbar aus. Befüllen Sie den Ballon gemäß den Herstellerangaben mit Kochsalzlösung und ziehen Sie den Katheter vorsichtig heraus, bis der Ballon am Blasenhals anliegt.Befestigen Sie den Urinabnahmesack mit geschlossenem System und fixieren Sie den Katheter mit Klebeband am Schwanz, um eine versehentliche Verlagerung des Katheters zu vermeiden. Bei sachgemäßer Handhabung des Tieres mit entsprechender Ausbildung und Erfahrung kann die transurethrale Blasenkatheterisierung problemlos durchgeführt werden. Dieses minimalinvasive Verfahren kann eine Kontamination empfindlicher medizintechnischer Geräte sowie eine schmerzhafte Blasendehnung verhindern, die das Tier schädigen und das Experiment durch erhöhte vagale Tonuslage und veränderte physiologische Parameter beeinflussen könnte.Die arterielle und ven&ouml;se Katheterisierung ist n&uuml;tzlich f&uuml;r die Gewinnung wiederholter Blutproben und die &Uuml;berwachung verschiedener physiologischer Parameter. Bei der Durchf&uuml;hrung der Gef&auml;&szlig;katheterisierung in Langzeitstudien muss eine strenge aseptische Technik angewendet werden, um Infektionen zu vermeiden. Erforderliche Ausr&uuml;stung umfasst ein Skalpell, stumpfe Spitze, chirurgische Schere, Gewebepinzette, kleine stumpfe Spitze, chirurgische Pinzette, kleinen selbsthaltenden Geweberetraktor, Nadelhalter, chirurgische Tupfer, Nahtmaterial mit Nadel und heparinisierte Kochsalzl&ouml;sung als Sp&uuml;lfl&uuml;ssigkeit zur Aufrechterhaltung der Katheterpatenz.Zwei 18-Gauge-IV-Kanülen, zwei vierfranzige Bright-Tip-Schleusen mit Einführhilfe und Seldinger-G-Draht. Die Anästhesietiefe wird durch Prüfung des interdigitalen Schmerzreflexes beurteilt. Die A. und V. femoralis werden angesprochen, wobei das Minischwein in Rückenlage positioniert ist und das Hinterbein seitlich abduziert wird.Identifizieren Sie die Stelle in der Hautfalte zwischen dem Musculus gracilis und dem Musculus sartorius, an der die Pulsation des oberflächlichen Teils der Vena saphena medialis verschwindet. Führen Sie einen longitudinalen, oberflächlichen Hautschnitt kranial zu diesem Punkt durch, um versehentliche Schädigungen der Vena saphena medialis zu vermeiden. Verwenden Sie eine stumpfe Schere, um das darunterliegende subkutane Gewebe zu dissezieren.Die Faszienspaltung des Musculus sartorius und des Musculus gracilis erfolgt kranial zur Durchtrittsstelle der vena saphena medialis. Zunächst mit einer kleinen stumpfen Pinzette und anschließend digital werden die beiden Muskelgruppen mit einem kleinen selbsthaltenden Geweberelevator getrennt, wobei darauf geachtet wird, den Nervus femoralis sowie die Gefäße nicht zu beschädigen. Die Arterie wird über eine Strecke von etwa ein bis zwei Zentimetern freigelegt. Unter Verwendung einer stumpfen Präparation wird die abgeschrägte Venenflon-Kanüle so gedreht, dass das Lumen nach oben weist.Biegen Sie die Nadel leicht, damit sie der Krümmung des Gefäßes leichter folgen kann. Denken Sie daran, zu überprüfen, ob sich die Nadel immer noch vorwärts und rückwärts bewegen lässt. Die Arterie wird punktiert.Die Nadel wird zurückgezogen und der Seldinger-Führungsdraht durch die Venton-Sonde eingeführt. Entfernen Sie die Venflon-Sonde, während Sie vorsichtig Druck auf die Arterie ausüben, um die Fixierung des G-Drahts sicherzustellen. Die Hülse mit Einführhilfe wird über den Salter-Draht vorgeschoben und bis zur gewünschten Position vorwärtsbewegt, danach werden die Einführhilfe sowie der Seing-Draht oder Draht entfernt.Die Vena femoralis befindet sich direkt unterhalb und medial zur Arterie. Nachdem die Vene mittels stumpfer Dissektion freigelegt wurde, wird sie wie zuvor für die Arterie beschrieben katheterisiert. Um sicherzustellen, dass sowohl Arterie als auch Vene korrekt katheterisiert sind, entnehmen Sie Blut aus beiden Hülsen und vergleichen die Farbe der Proben.Beim Entnehmen einer Blutprobe muss stets daran gedacht werden, die Katheter anschließend mit heparinisiertem Kochsalzlösung zu spülen. Um die Durchgängigkeit der Katheter zu erhalten, werden diese befestigt und die Haut verschlossen. Mit einigen Nähten kann eine Vesselschleife um die Arterie und Vene gelegt werden, um die Gefäße vor der Punktion zu fixieren.Trotz seiner Vorteile vermeiden wir diesen zusätzlichen Schritt im Allgemeinen, da er eine übermäßige Dissektion der Gefäße erfordert und das Risiko erhöht, die lateralen und tiefen Äste zu beschädigen. Das vorliegende Filmmaterial zeigt, wie die femoralen Gefäße katheterisiert werden. Die Katheterisierung der femoralen Gefäße ist aufgrund der einfacheren Zugänglichkeit der Katheterisierung der Gefäße des Halses vorzuziehen.Bei Experimenten, die eine rahmenbasierte stereotaktische Neurochirurgie und Bildgebung des Gehirns beinhalten, ist die transkardiale Perfusion die effektivste Fixierungsmethode und liefert hervorragende Ergebnisse. Bei der Vorbereitung von Organen des Minischweins für die Histologie und Histochemie werden für den Eingriff folgende Geräte benötigt: Perfusionssystem, relevante Perfusionsflüssigkeiten, intravenöse Kanüle, Spritze, Pentobarbital, Skalpell, stumpfe Spitze, chirurgische Schere, Knochenschere und zwei große selbsthaltende Pinzetten, von denen mindestens eine eine gebogene Spitze aufweist.Ein selbsthaltender Sternumretraktor ist nicht unbedingt erforderlich, erleichtert jedoch das Verfahren erheblich. Die transkardiale Perfusion muss in einem gut belüfteten Raum mit einem leistungsstarken Abzugssystem durchgeführt werden, und es müssen Einrichtungen vorhanden sein, um größere Flüssigkeits- und Blutmengen aufzufangen, um sie anschließend sicher zu entsorgen. Nach der Injektion einer tödlichen Dosis Pentobarbital testen Sie den interdigitalen Schmerzreflex.Der beste Zugang zum Herzen und zur Aorta erfolgt über eine mediale Sternotomie. Führen Sie einen tiefen longitudinalen Hautschnitt aus, der sich vom Schwertfortsatz bis zum Brustbeinfortsatz erstreckt. Erhalten Sie Zugang zur Brusthöhle, indem Sie einen kleinen Schnitt im Zwerchfell knapp unterhalb des Schwertfortsatzes anlegen.Setzen Sie die Knochenscheren in die Brusthöhle ein und halbieren Sie das Brustbein. Bei diesem Vorgang ist Vorsicht geboten, da das Herz an manchen Stellen an der Innenseite des Brustbeins anhaften kann. Nachdem das Brustbein geteilt wurde, setzen Sie den selbsthaltenden Sternumretraktor ein und öffnen die Brusthöhle. Falls noch intakt, führen Sie einen kleinen Einschnitt im Perikard an der Herzspitze durch und öffnen Sie die Perikardhöhle dann digital. Identifizieren Sie den linken Ventrikel, das rechte Atrium und die Aorta.Zusammen mit der oberen Hohlvene einen kleinen oberflächlichen Schnitt nahe der Herzspitze machen und durch Perforation des Myokards mit einem stumpfen Instrument in den linken Ventrikel vordringen. Die Perfusionskanüle in den linken Ventrikel einführen und die Kanülenspitze kranial in die Aorta vorrücken. Wenn die Kanüle zwischen dem zweiten und dritten Finger in der Aorta ertastet wird, die Kanüle fixieren.Unter Verwendung der selbsthaltenden gekrümmten Pinzette einen Schnitt in das rechte Atrium vornehmen und mit der Injektion des Fixativs über die Perfusionskanüle beginnen. Der starke Durchfluss von Blut in der Aorta ist fühlbar, und Blut tritt durch das eingeschnittene rechte Atrium aus, während die Perfusionsflüssigkeit weiterhin in die Gefäße des Minischweins strömt. Beobachten Sie, wie die systemische Perfusion mit Paraformaldehyd eine Hyperextension der Gliedmaßen und ein Zucken der oberflächlichen Muskulatur hervorruft, verursacht durch die Aldehyd-Quervernetzung von Nerven und Muskeln.Bei Verwendung eines Perfusionsystems, das mit Druckluft betrieben wird, muss die Kanüle entfernt oder der durchsichtige Silikonschlauch geklemmt werden, bevor das Gefäß leer ist, um zu verhindern, dass Luft in das Gefäßsystem gelangt. In dem vorliegenden Video verwenden wir ein Perfusionsystem, das mit Druckluft anstelle von Schwerkraft betrieben wird. Der Vorteil von Systemen, die Druckluft nutzen, liegt darin, dass der hydrostatische Druck während des gesamten Vorgangs konstant bleibt und somit die beste Organperfusion gewährleistet wird.

basic-surgical-techniques-gttingen-minipig-intubation-bladder

Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Ein Verfahren zur Aussaat Titan mit Blut in Kontakt Biomaterialien mit autologen Zellen und Prüfung Biokompatibilität beschrieben. Diese Methode verwendet endothelialen Vorläuferzellen und Titan Rohre, innerhalb von Minuten von chirurgischen Implantation in porcine Hohlvenen ausgesät. Diese Technik ist geeignet für viele andere implantierbare biomedizinische Geräte.

Autologe endotheliale Vorläuferzellen Cell-Sätechnik und Biokompatibilitätstestung Für Herz-Kreislauf-Geräte in Großtiermodell

Das Video zeigt ein Verfahren zur Gewinnung eines Gefäßzugangs bei einem anästhesierten Schwein unter Ultraschallkontrolle. Nach der Desinfektion der Stelle und der Verabreichung einer Lokalanästhesie wird eine Ultraschallsonde verwendet, um die Blutgefäße sichtbar zu machen. Unter Ultraschallkontrolle wird eine Nadel in das arterielle Lumen eingeführt, ein Führungsdraht legt eine Spur fest und eine Schleuse wird eingeführt und mit Antikoagulans gespült. Zum Schluss wird eine Druckleitung...

Ein ultraschallgesteuerter Gefäßzugang bei einem anästhesierten Schwein

Wiederholte Lungenspülungen bei narkotisierten Schweinen Lungenverletzung ähnlich wichtigen Aspekte der menschlichen akutem Atemnotsyndrom (ARDS) induzieren. Zu diesem Zweck werden die Lungen wiederholt mit 0,9% Kochsalzlösung bei 37 ° C gespült. Das Ziel des Protokolls ist eine reproduzierbare Milderung der Gasaustausch und Hämodynamik für die Forschung in ARDS.

Lavage-induzierte Surfactant Depletion in Schweine als Modell des Acute Respiratory Distress Syndrome (ARDS)

Anästhesie-induzierte Entwicklung Neurotoxizität (AIDN) Forschung konzentriert sich auf Nagetiere, die nicht breit auf den Menschen anwendbar sind. Nicht-menschliche Primatenmodelle sind relevanter, aber kostenaufwendig und schwer zu experimentieren. Das Ferkel dagegen ist ein klinisch relevantes, praktisches Tiermodell, ideal für das Studium der anästhetischen Neurotoxizität.

Verwendung eines Ferkelmodells für die Untersuchung der anästhetisch-induzierten Entwicklungsneurotoxizität (AIDN): Ein Translational Neuroscience Approach

Ein Protokoll wird für die In-situ-Perfusion des Unterkörpers der Maus beschrieben, einschließlich der Blase, der Prostata, der Geschlechtsorgane, des Knochens, des Muskels und der Fußhaut.

Etablierung von In Situ Closed Circuit Perfusion von unteren Bauchorganen und Hinterbeinen bei Mäusen

Hier präsentieren wir einen geschlossenen Brustansatz für admittance-basierte biventrikuläre Druck-Volumen-Loop-Aufzeichnungen bei Schweinen mit akuter rechtsventrikulärer Dysfunktion.

Biventrikuläre Druck-Volumen-Loop-Aufnahmen mit Einlasskathetern im Schweinemodell

Die glomeruläre Filtrationsrate (GFR) ist der ideale Marker zur Beurteilung der Nierenfunktion. Die Standardmessmethode mit Inulininjektion mit serieller Blut- und Urinanalyse ist jedoch nicht praktikabel. Dieser Artikel beschreibt eine praktische Methode zur transdermalen Messung der GFR bei Ferkeln.

Transdermale Messung der glomerulären Filtrationsrate bei mechanisch belüfteten Ferkeln

In dieser Studie wird ein präklinisches orthotopes Herztransplantationsmodell bei Bama-Miniaturschweinen unter Verwendung der biatrialen Technik vorgeschlagen. Das Modell ist für die Transplantationsimmunologie, die Arzneimittelbewertung und die Optimierung von Operationstechniken anwendbar und bietet Unterstützung für klinische Herztransplantationsanwendungen.

Ein präklinisches Modell der orthotopen Herztransplantation bei Bama-Miniaturschweinen mit Hilfe der biatrialen Technik

Diese Studie präsentiert eine chirurgische Methode für eine subvalvulare Aortenklappenstruktur-Intervention mit gezieltem Gewebeschnitt im transaortischen Ansatz bei normalen Bama-Schweinen.

Eine chirurgische Methode zur Intervention der subvalvularen Struktur durch einen transaortischen Ansatz bei normalen Bama-Schweinen

Vascular Kartierung monochorialen (MC) twin Plazenten nach der Geburt stellt ein Mittel für ausführliche Demonstration der vaskulären Verbindungen zwischen den Zwillingen Auflagen. Ungleichgewicht dieser Verbindungen wird angenommen, dass eine zentrale Rolle in der Entwicklung von Komplikationen der MC Partnerschaften einschließlich Doppel-to-twin Transfusion Syndrom spielen.

Führungsdraht Assisted Katheterisierung und Farbstoff Injection for Vascular Mapping von Monochoriale Twin Plazenten

Lernen Sie grundlegende chirurgische Techniken bei Göttinger Miniaturschweinen, darunter Intubation, Blasenkatheterisierung und Femoralgefäßkatheterisierung. Diese Methoden ermöglichen präzise physiologische Überwachung und sichere Anästhesie in der biomedizinischen Forschung.

Grundlegende chirurgische Techniken in der Göttinger Miniaturschwein: Intubation, Blasenkatheter, Femoral Schiff Katheterisierung und Transcardial Perfusion (Video) | JoVE Journal

Grundlegende chirurgische Techniken in der Göttinger Miniaturschwein: Intubation, Blasenkatheter, Femoral Schiff Katheterisierung und Transcardial Perfusion

Weitere Videos entdecken