Name: Drawing Blood von Ratten durch die Vena saphena und durch Herzpunktion (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2007-08-23T00:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 27 s
Description: Lernen Sie zwei Blutentnahmemethoden bei Ratten: die Vena saphena und die Herzpunktion. Diese Techniken ermöglichen präzise Blutproben für pharmakokinetische Studien mit minimalem Tierstress.

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Drawing Blood von Ratten durch die Vena saphena und durch Herzpunktion Hinweis: Alle Verfahren muss von Ihrem Instituts Tier in Pflege und Gebrauch Ausschuss genehmigt werden. 1. Blutentnahme aus der Vena saphena <ol><li> Dieses Verfahren wird ohne Narkose durchgeführt und erfordert zwei Personen, einer, der die Ratte Griffe, und derjenige, der die Auslosung führt. </li><li> Machen Sie einen Kegel aus einem Handtuch oder halten Sie die Ratte mit Nagetier Umgang mit Handschuhen, lassen eine Hinterbein ausgesetzt. </li><li> Shave der Rückseite des Beines mit einer elektrischen Heckenschere, bis der Vena saphena zu sehen ist. Shave eine ausreichend große Fläche, so dass kein Haar in Kontakt mit der Einstichstelle kommen. Verwenden Sie eine kleine Menge an nicht-duftenden Handcreme, die nicht rasiert Haar aus der Einstichstelle zu halten. </li><li> Machen Sie eine Komprimierung Punkt an der Basis des Beines die Vena saphena wölben sich (ähnlich wie bei einem Tourniquet, wenn Blut aus einem menschlichen oder ein großes Tier) zu machen. Punktion der Vene mit einer 20G Nadel und Schaufel das Blut, wie es rauskommt mit einem Microvette. Pumping mit dem Bein wird dazu beitragen, ziehen mehr Blut. Wenn Sie genug Blut gesammelt, halten eine saubere Kompresse auf die Einstichstelle, um die Blutung zu stoppen. </li></ol> 2. Blutentnahme durch Herzpunktion <ol><li> Dieses Verfahren erfordert Anästhesie und Terminal. Die Tiere müssen unmittelbar nach dem Ende einer Herzpunktion eingeschläfert werden. </li><li> Bereiten Sie eine 5 ml Spritze mit einer Nadel 23G1. </li><li> Tief anesthesize der Ratte und überprüfen Sie für die Anästhesie durch einen Mangel an spontanen Bewegungen, langsame Atmung, und der Mangel an Reaktion auf Reize (wie Kneifen einer Zehe). Um sicherzustellen, verlängerte Anästhesie, legen Sie ein Spritzenzylinder mit Papiertuch in volatilen Anästhetika auf die Ratte die Nase getränkt während des Verfahrens. </li><li> Legen Sie die Ratte auf seinem Rücken, von Ihnen weg zeigt. </li><li> Wenn Sie Rechtshänder sind, platzieren Sie Ihren linken Zeigefinger auf der Ebene der untersten Rippen, ohne Druck auszuüben. Das Herz wird ~ 1 cm oberhalb dieses Punktes, leicht nach rechts angeordnet werden. </li><li> Halten Sie die Spritze in einem 45-Grad-Winkel die Nadel zwischen zwei Rippen und achten Sie auf einen Tropfen Blut in die Nadel zu kommen. Dies ist ein Indiz dafür, dass Sie im Herzen sind. Ohne sich zu bewegen Sie die Spritze auf, auf den Kolben der Spritze zu füllen ziehen. Sobald die Spritze voll ist, ziehen Sie es sorgfältig von der Nadel und leeren Sie ihn in eine Röhre. Die Spritze kann dann auf die Nadel für das Zeichnen mehr Blut wieder angebracht. Es sollte möglich sein, 5-10 ml Blut aus einer 120-180 g Ratte zu ziehen. </li><li> Unmittelbar euthanize der Ratte. </li></ol>

<ol><li>Van Herck, H., Baumans, V., Brandt, C. J. W. M., Boere, H. A. G., Hesp, A. P. M., Van Lith, H. A., Schurink, M., Beynen, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+sampling+from+the+retro-orbital+plexus%2C+the+saphenous+vein+and+the+tail+vein+in+rats%3A+comparative+effects+on+selected+behavioural+and+blood+variables%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">Blood sampling from the retro-orbital plexus, the saphenous vein and the tail vein in rats: comparative effects on selected behavioural and blood variables.</a> Laboratory Animals. 35, 131-139 (2001).</li>
<li>Luzzi, M., Skoumbourdis, E., Baumans, V., Conte, A., Sherwin, C., Kerwin, A., Lang, T., Morton, D., Barley, J., Moreau, E., Weilenmann, R. F., Reinhardt, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Collecting+blood+from+rodents%3A+a+discussion+by+the+laboratory+animal+refinement+and+enrichment+forum%5BTitle%5D)+AND+%22Animal+Technology+and+Welfare%22%5BJournal%5D)">Collecting blood from rodents: a discussion by the laboratory animal refinement and enrichment forum.</a> Animal Technology and Welfare. 4, 99-102 (2005).</li>
<li>Angelow, O., Schroer, R. A., Heft, S., James, V. C., Noble, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comparison+of+two+methods+of+bleeding+rats%3A+the+venous+plexus+of+the+eye+versus+the+vena+sublingualis%5BTitle%5D)+AND+%22Jounal+of+Applied+Toxicology%22%5BJournal%5D)">A comparison of two methods of bleeding rats: the venous plexus of the eye versus the vena sublingualis.</a> Jounal of Applied Toxicology. 4, 258-260 (2006).</li>
<li>Beeton, C., Wulff, H., Barbaria, J., Clot-Faybesse, O., Pennington, M., Bernard, D., Cahalan, M. D., Chandy, K. G., Beraud, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selective+blockade+of+T+lymphocyte+K%2B+channels+ameliorates+experimental+autoimmune+encephalomyelitis%2C+a+model+for+multiple+sclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad%22%5BJournal%5D)">Selective blockade of T lymphocyte K+ channels ameliorates experimental autoimmune encephalomyelitis, a model for multiple sclerosis.</a> Proc. Natl. Acad. , 13942-13947 (2001).</li>
<li>Beeton, C., Pennington, M. W., Wulff, H., Singh, S., Nugent, D., Crossley, G., Khaytin, I., Chen, C. Y., Calabresi, P. A., Chandy, K. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeting+effector+memory+T+cells+with+a+selective+peptide+inhibitor+of+Kv1.3+channels+for+therapy+of+autoimmune+diseases%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Targeting effector memory T cells with a selective peptide inhibitor of Kv1.3 channels for therapy of autoimmune diseases.</a> Mol. Pharmacol. , 1369-1381 (2005).</li>
<li>Beeton, C., Wulff, H., Standifer, N. E., Azam, P., Mullen, K. M., Pennington, M. W., Kolski-Andreaco, A., Wei, E., Grino, A., Counts, D. R., Wang, P. H., LeeHealey, C. J., Andrews, B. S., Sankaranarayanan, A., Homerick, D., Roeck, W. W., Tehranzadeh, J., Stanhope, K. L., Zimin, P., Havel, P. J., Griffey, S., Knaus, H. G., Nepom, G. T., Gutman, G. A., Calabresi, P. A., Chandy, K. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kv1.3+channels+are+a+therapeutic+target+for+T+cell+mediated+autoimmune+diseases%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+USA%22%5BJournal%5D)">Kv1.3 channels are a therapeutic target for T cell mediated autoimmune diseases.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. , 17414-17419 (2006).</li>
<li>Beeton, C., Barbaria, J., Devaux, J., Benoliel, A. -M., Gola, M., Sabatier, J. -M., Bernard, D., Crest, M., Beraud, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selective+blocking+of+voltage-gated+K%2B+channels+treats+experimental+autoimmune+encephalomyelitis+and+inhibits+T-cell+activation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Immunol%22%5BJournal%5D)">Selective blocking of voltage-gated K+ channels treats experimental autoimmune encephalomyelitis and inhibits T-cell activation.</a> J. Immunol. , 936-944 (2001).</li>
<li>Devaux, J., Forni, C., Beeton, C., Barbaria, J., Beraud, E., Gola, M., Crest, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myelin+basic+protein-reactive+T+cells+induce+conduction+failure+in+vivo+but+not+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroreport%22%5BJournal%5D)">Myelin basic protein-reactive T cells induce conduction failure in vivo but not in vitro.</a> Neuroreport. , 317-320 (2003).</li>
<li>Beeton, C., Chandy, K. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+and+monitoring+of+adoptive+delayed+type+hypersensitivity+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Induction and monitoring of adoptive delayed type hypersensitivity in rats.</a> Journal of Visualized Experiments. 8, (2007).</li>
</ol>

Drawing Blut aus der Vena saphena ist ein bequemer Weg, um kleine Mengen von Blut ohne Betäubung bekommen. Wenn wiederholte Probenahme erforderlich ist, aktivieren Vorschriften, um sicherzustellen, Sie ziehen nicht zu viel Blut aus einer Ratte. Blutentnahme durch Herzpunktion ist ein bequemer Weg, um große Mengen von Blut zu erhalten, aber dies ist ein Terminal-Verfahren. Das Tier muss am Ende der Blutentnahme eingeschläfert werden. Diese Techniken (wie alle Techniken an lebenden Tieren) sollten zunächst in der Gegenwart von...

<table><tbody><tr><td>Kanüle 20G 1/2</td><td>Werkzeug</td><td>BD Biosciences</td><td>305176</td><td>Zum Punktionieren der Vena saphena</td></tr><tr><td>Microvette 300</td><td>Werkzeug</td><td>Sarstedt Ltd</td><td>20.1308.100</td><td>Zum Sammeln von Blut aus der Vena saphena</td></tr><tr><td>Elektrischer Trimmer</td><td>Werkzeug</td><td>Braintree Scientific, Inc.</td><td>CLP-32130</td><td></td></tr><tr><td>Kanüle 23 G 1</td><td>Werkzeug</td><td>BD Biosciences</td><td>305145</td><td>Für die Herzpunktion</td></tr><tr><td>5-ml-Kunststoffspritze, Slip-Tip</td><td>Werkzeug</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-826-12</td><td>Für die Herzpunktion</td></tr></tbody></table>

drawing blood von ratten durch die vena saphena und durch herzpunktion

Drawing Blood from Rats through the Saphenous Vein and by Cardiac Puncture

Drawing Blut von Nagern ist notwendig für eine große Anzahl von in vitro und in vivo Studien. Websites von Blutentnahmen sind bei Nagetieren zahlreich: retroorbitalen Sinus, Jugularvenen-, Kiefer-Vene, Vena saphena, Herz. Jede Technik hat ihre Vor-und Nachteile, und einige sind nicht mehr in einigen Ländern zugelassen (zB retroorbitalen zieht in Holland). Eine Diskussion der verschiedenen Techniken zur Blutentnahme zur Verfügung 1-3. Hier präsentieren wir zwei Techniken für die Entnahme von Blut von Ratten, die jeweils mit ihren spezifischen Anwendungen. Blutentnahme aus der Vena saphena, sofern es richtig gemacht wird, induziert minimal Not bei Tieren und erfordert keine Narkose. Diese Technik erlaubt es wiederholt zieht von geringen Mengen an Blut, wie Studien zur Pharmakokinetik 4,5 erforderlich, die Bestimmung Plasmachemie oder Blut zählt 6. Herzpunktion ermöglicht die Erfassung großer Mengen von Blut aus einem einzigen Tier (bis zu 10 ml Blut aus einer 150 g Ratte gezogen werden können). Diese Technik ist deshalb sehr nützlich, da ein Terminal Vorgehensweise bei der Entnahme von Blut aus der Vena nicht bieten würde eine ausreichend große Stichprobe. Wir verwenden Herzpunktion, wenn wir ausreichende Mengen an Serum aus einer spezifischen Belastung von Ratten auf T-Lymphozyten-Linien in vitro 4-9 wachsen müssen.

Blutabnahmen sind in einer Vielzahl von Studien, die zum Beispiel auf die Pharmakokinetik Profil einer Verbindung zu studieren. Hier zeigen wir, wie man Blut von Ratten mit zwei Techniken zurückgreifen: Blutentnahme aus der Vena saphena oder durch Herzpunktion.

Drawing Blood von Ratten durch die Vena saphena und durch Herzpunktion

Die Blutentnahme bei Nagern ist für eine Vielzahl von In-vitro- und In-vivo-Studien unerlässlich. Es gibt zahlreiche Entnahmestellen bei Nagern: ...

Hallo, ich bin Christine Beaton. Ich bin wissenschaftliche Mitarbeiterin im Labor von George Chen am Department für Physiologie und Biophysik der University of California in Irvine. In dem Video, das Sie gleich mit Hilfe von Adriana Garcia, einer Doktorandin des Labors, sehen werden, stelle ich eine Methode vor.Ich werde Ihnen zwei Techniken zur Blutentnahme bei Ratten zeigen. Die erste Technik, die wir Ihnen vorstellen werden, ist die Blutentnahme aus der Vena saphena. Diese Methode ist sehr nützlich, wenn Sie kleine Blutmengen von einer Ratte ohne Anästhesie entnehmen möchten.Beispielsweise, wenn Sie eine pharmakokinetische Studie durchführen, bei der kleine Blutmengen in regelmäßigen Abständen entnommen werden müssen. Die zweite Technik, die wir Ihnen zeigen werden, ist die Blutentnahme durch Herzpunktion. Dies ist eine terminale Methode, daher muss die Ratte am Ende der Blutentnahme getötet werden.Der Vorteil dieser Technik besteht jedoch darin, dass sie deutlich größere Mengen Blut liefern kann, mehrere Milliliter. Sobald wir die Stelle präpariert haben, tragen wir eine normale Hautlotion auf, hauptsächlich um zu verhindern, dass Haare herumfliegen und in das Röhrchen gelangen

drawing-blood-from-rats-through-saphenous-vein-cardiac

Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Chronische Katheterisierung von Blutgefäßen in der Ratte ist oft für die Verwaltung von Stoffen erforderlich, erhalten Blutprobe über einen Zeitraum oder für den direkten bewussten Blutdruckmessungen. Femoralarterie Katheterisierung der Ratte und entsprechende Messungen des Blutdrucks in der bewussten Tier nachgewiesen werden.

Femoral arterielle und venöse Katheterisierung zur Blutentnahme, Drug Administration und Conscious Blutdruck und Herzfrequenz-Messungen

Blutproben sind nützlich, um Biomarker für physiologische Zustände oder Krankheiten in vivo zu beurteilen. Hier beschreiben wir die Methode zur Entnahme von Blut aus der seitlichen Schwanzvene bei der Ratte. Diese Methode liefert schnelle Proben mit minimalen Schmerzen und Invasivität.

Blutprobenentnahme aus der laterale Schwanzvene der Ratte

Hier beschreiben wir eine einfache Rute Vene Blut Sampling-Methode in nicht betäubt Ratten mit einer Absauganlage Rohr. Diese Methode verringert das Risiko der direkten Kontakt mit Blut und vereinfacht, wobei mehrere Proben aus einem einzigen Venenpunktion.

Wiederholte Blutentnahme aus Tail Vene nicht betäubt Ratten mit einem Vakuum Blut-Sammelsystem

Hier präsentieren wir ein Protokoll, um Blutproben von der Ratte subclavia Vene zu sammeln.

Vene subclavia Punktion als eine Alternative Methode zur Probe Blutentnahme bei Ratten

Das vorliegende Protokoll beschreibt eine einfache und effiziente Methode zur Blutentnahme aus der Vena subclavia bei Ratten. Es ermöglicht eine schnelle, zeitnahe und leicht identifizierbare Probenahme ohne Anästhesie und erhält qualitativ hochwertiges Blut durch wiederholte Probenentnahme.

Wiederholte Blutentnahme aus der Vena subclavia einer bewussten Ratte

Das vorliegende Protokoll beschreibt eine einfache und effiziente Methode zur dynamischen Echtzeitgewinnung von Rattenherzblut mit Hilfe der Mikrodialysetechnik.

Dynamische kontinuierliche Blutentnahme aus Rattenherzen mittels nicht-invasiver Mikrodialysetechnik

Hier stellen wir ein Protokoll vor, das schnelle, einfache und zuverlässige Alternativen zur Blutentnahme für das Rattenmodell bietet. Je nach Kontext beschreiben wir drei verschiedene Methoden der Blutentnahme: Schwanzvenenpunktion unter Narkose oder bei bewusstem Bewusstsein und dorsale Penisvenenpunktion unter Narkose.

Modifizierte Schwanzvenen- und Penisvenenpunktion zur Blutentnahme im Rattenmodell

Hier stellen wir eine Kombination aus effektiver Rattenrestriktion und Subclaviavenenpunktionsmethoden vor, die eine schnelle, sichere und wiederholte Blutentnahme bei Ratten ohne Anästhesie ermöglichen.

Blutentnahme der Vena subclavia bei bewussten Ratten

Die subclavia kardiale Punktion ist eine einfache und zuverlässige Methode zur Entnahme von terminalem Blut bei Mäusen. Sie ist einfach zu bedienen und gewährleistet hohe Reinheitsproben.

Herzblutentnahme durch Subclavia Punktion bei Mäusen

Der amerikanische Pfeilschwanzkrebs Limulus Polyphemus, ist wohl die günstigste Quelle für große Mengen von Blut aller Wirbellosen. Das Blut ist einfach in der Komposition, mit nur einem Zelltyp in der allgemeinen Zirkulation, die körnige Amöbocyten, und nur drei vorkommenden Proteine ​​im Plasma, Hämocyanin, das C-reaktive Proteine ​​und α2-Makroglobulin. Das Blut wird vom Herzen gesammelt und die Blutzellen und Plasma durch Zentrifugation abgetrennt.

Blutentnahme aus der amerikanischen Horseshoe Crab, Limulus Polyphemus

Lernen Sie zwei Blutentnahmemethoden bei Ratten: die Vena saphena und die Herzpunktion. Diese Techniken ermöglichen präzise Blutproben für pharmakokinetische Studien mit minimalem Tierstress.

Drawing Blood von Ratten durch die Vena saphena und durch Herzpunktion

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