Name: Aseptische Labortechnik: Volume Transfers mit serologischen Pipetten und Mikropipetten (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-05-31T12:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 43 s
Description: Lernen Sie aseptische Labortechniken für präzise Volumenübertragungen mit serologischen Pipetten und Mikropipetten. Diese Methoden minimieren Kontaminationen und gewährleisten experimentelle Erfolge in der Mikrobiologie.

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Besonderer Dank geht an Cori Sanders bei Iroc Designs zur Vorbereitung von Illustrationen und Kris Reddi an der UCLA für die Einrichtung Probe Kulturen für Zahlen. Finanzierung für dieses Projekt wurde von HHMI (HHMI Grant Nr. 52006944) zur Verfügung gestellt.

<ol><li>Barker, K. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBarker%2C+K+%22At+the+Bench%3A+A+Laboratory+Navigator%22">At the Bench: A Laboratory Navigator</a>. , Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor. New York. (1998).</li>
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Ich habe nichts zu offenbaren.

Aseptische Technik bezieht sich auf eine Reihe von Routine-Verfahren erfolgen, um sterile Lösungen und Kulturen kontaminiert werden durch unerwünschte Mikroorganismen im Labor zu verhindern. Solche Techniken sind für Experimente, die wachsenden Zellen erfordern. Obwohl ein Werk-Einstellung, die völlig steril ist, kann nicht erreicht werden, dass Verfahren wie desinfizierende Oberflächen im Labor, die Schaffung eines sterilen Bereich mit einem Bunsenbrenner, die Begrenzung der Exposition der nicht begrenzten Kulturen und Medien an der Luft, Sterilisieren Materialien wie Flaschen, Tuben und Glaspipetten, und die Vermeidung von Kontakt von sterilen Instrumenten mit nicht-sterilen Oberflächen verringert die Möglichkeit einer Kontaminierung Lösungen und Kulturen in einem Experiment. Das Ziel ist, für diese vorsorgliche Verfahren zur zweiten Natur werden, dies wird mit Ausbildung und Praxis während der Arbeit in einem Labor. Volume Transfers mit sterilen Lösungen und Kulturen mit Instrumenten wie serologischen Pipetten und Mikrofonropipettors sind eine von vielen Arten von Routinetechniken in einem Labor durchgeführt. Verschiedene experimentelle Anwendungen erfordern Instrumente übertragen kann eigenständig, aber präzise und genau, Bände. Serologische Pipetten werden in mikrobiologischen Laboratorien verwendet werden, um Zellkulturen erfordern Medien Vorbereitungen beteiligt Milliliter Volumen vorzubereiten, während Mikroliterpipetten unbedingt molekularbiologische Experimente, die nur Mikroliter-Mengen von Lösungen benötigen. Wenn aseptischen Bedingungen mit diesen Instrumenten ausgeübt wird, wird Verunreinigung während Volumen Übertragungen unabhängig von der Höhe der Flüssigkeit oder Art von Experiment minimiert. Obwohl es in diesem Protokoll beschrieben, ist ein weiteres Mittel häufig verwendet, um eine Kontamination zu verhindern in einer Sterilbank (10) arbeiten. Diese Ausrüstung ist entscheidend für Gewebekulturen und für Experimente mit Mikroorganismen wie BLS-2 oder höher eingestuft durchgeführt. Ein Laminarströmungshaube enthält einen HEPA (high-efficiencyParticulate Air)-Filter, der Verunreinigungen aus der Luft entfernt von der strömenden Luft in die Haube und verhindert gleichzeitig ungefilterte Luft aus dem Raum durchdringt den Arbeitsbereich aus. Zu beachten ist, kann ein Bunsenbrenner nicht in einer Sterilbank verwendet werden, da die Wärme von der Flamme stört Luftstrom wesentlich für die Funktion der Haube. Es ist oft hilfreich, um die Qualität Ihrer aseptischen Bedingungen zu überprüfen, wenn die Durchführung von Experimenten. Um Lösungen zu bestätigen und Kulturmedien nicht während experimentelle Manipulationen verunreinigt, stets einen negativen Kontrolle. Zum Beispiel, wenn Herstellung Röhren-Bouillon für das Wachstum von Bakterienkulturen, nicht zu inokulieren ein Rohr so ​​dass nur sterile Medien. Inkubieren Sie das Medium neben den inokulierten Röhrchen dann inspizieren inokulierten Kontrolle Rohr auf Anzeichen von Kontamination wie Trübung von Wachstum unerwünschter Zellen unbeabsichtigt in das Rohr eingeführt. Wenn das Steuerrohr verunreinigt ist, die Versuchsröhres wahrscheinlich ist es, wie auch, kontaminiert und das Experiment muss wiederholt werden. Diese Vorsicht sollte bei jedem Experiment durchgeführt werden.

<table border="1"><tbody><tr><td> Name des Reagenzes </td><td> Firma </td><td> Katalog-Nummer </td><td> Kommentare </td></tr><tr><td> LB-Nährlösung </td><td> Difco </td><td> 244620 </td><td> Rezept auch in Referenz 6 </td></tr><tr><td colspan="4"> TE-Puffer: </td></tr><tr><td> EDTA Dinatriumsalz Dihydrat </td><td> Sigma </td><td> E5134 </td><td></td></tr><tr><td> Trizma-HCl </td><td> Sigma </td><td> T-3253 </td><td></td></tr><tr><td> CiDecon </td><td> Decon Laboratories, Inc. </td><td> 8504 </td><td> Desinfektionsmittel </td></tr><tr><td> Ethanol </td><td> Fisher Scientific </td><td> A406 </td><td> Für die Verwendung als Desinfektionsmittel, bereiten 70% (v / v) mit destilliertem Wasser </td></tr></tbody></table>

aseptische labortechnik: volume transfers mit serologischen pipetten und mikropipetten

Aseptic Laboratory Techniques: Volume Transfers with Serological Pipettes and Micropipettors

Mikroorganismen sind überall - in der Luft, des Bodens und menschlichen Körper als auch auf unbelebten Oberflächen wie Labortische und Computer-Tastaturen. Die weite Verbreitung von Mikroben erzeugt eine reichliche Menge von möglichen Verunreinigungen in einem Labor. Um experimentelle Erfolg zu gewährleisten, muss die Zahl der Verunreinigungen an Geräten und Arbeitsflächen minimiert werden. Gemeinsame unter vielen Experimenten in der Mikrobiologie sind Techniken, bei denen die Messung und Übertragung von Kulturen mit bakteriellen Zellen oder Viruspartikeln. Um dies tun, ohne Kontakt mit unsterilen Oberflächen oder verunreinigen sterilen Medien erfordert (1) Herstellung einer sterilen Arbeitsbereich (2) eine exakte Einstellung und genau liest Instrumente für die aseptische Transfer von Flüssigkeiten, und (3) richtig zu manipulieren Instrumente, Kulturen Flakons, Flaschen und Rohre in einem sterilen Bereich. Lernen Sie diese Verfahren ruft für Ausbildung und Praxis. Zunächst sollten die Maßnahmen nur langsam, bedächtig und kontrolliert mit dem Ziel einer für die aseptische technik zur zweiten Natur werden bei der Arbeit an der Werkbank. Hier präsentieren wir Ihnen die Schritte zur Messung von Volumes mit serologischen Pipetten und Mikroliterpipetten in einem sterilen Bereich durch einen Bunsenbrenner erstellt. Volumenbereich von Mikroliter (ul) bis Milliliter (ml) je nach Instrument eingesetzt. Flüssigkeiten im Allgemeinen übertragen gehören steriler Bouillon oder chemische Lösungen sowie bakterielle Kulturen und Phagen-Aktien. Durch die folgenden Verfahren sollen die Studierenden in der Lage: <ul><li> Die Arbeiten innerhalb des sterilen Feldes durch die Bunsenbrennerflamme erstellt. </li><li> Verwenden Sie serologischen Pipetten, ohne Sterilität der Instrumente. </li><li> Absaugen von Flüssigkeiten mit serologischen Pipetten, genau zu lesen kalibrierten Volumina durch Ausrichten des Meniskus durch die Flüssigkeit zu den Teilstrichen auf der Pipette gebildet. </li><li> Halten Kultur Flaschen, Flakons, Tuben und ihrer jeweiligen Caps sterile Flüssigkeit während des Transfers. </li><li> Identifizieren verschiedene Anwendungen für Kunststoff gegenüber Glas serologische pipEttes. </li><li> Staatliche Grenzen für Genauigkeit Mikroliterpipetten. </li><li> Präzise und genau eingestellt Volumes auf Mikroliterpipetten. </li><li> Wissen, wie man richtig mit dem ersten und zweiten Station auf einer Mikropipette zum Ansaugen und übertragen richtige Bände. </li></ul>

Bei der Arbeit in einem Labor, ist es zwingend notwendig, um Quellen der Kontamination zu minimieren. Aseptische Technik bezieht sich auf Verfahren, die Übertragung von Kulturen und Reagenzien ermöglichen, während der Kontakt mit nicht-sterilen Oberflächen. Serologische Pipetten und Mikroliterpipetten werden verwendet, um genaue Volumen, ohne dabei die Sterilität der Lösungen in Versuchen verwendet zu messen.

Aseptische Labortechnik: Volume Transfers mit serologischen Pipetten und Mikropipetten

Mikroorganismen sind überall vorhanden – in der Luft, im Boden und im menschlichen Körper sowie auf unbelebten Oberflächen wie Labortischen und Computertastaturen. Die ...

Diese Demonstration stellt aseptische Laborverfahren bei Volumenübertragungen mit serologischen Pipetten und Mikropipettiergeräten am Laborarbeitsplatz vor. Arbeiten Sie innerhalb des sterilen Bereichs, der durch eine Bunsenbrennerflamme erzeugt wird. Wählen Sie das geeignete Volumenübertragungsinstrument für die jeweilige Anwendung aus.Verwenden Sie sie anschließend sachgemäß, ohne ihre Sterilität zu beeinträchtigen, und halten Sie Kultur-Reagenzien und Materialien steril, indem Sie Flüssigkeiten präzise abpipettieren. Diese Verfahren sind entscheidend, um Kontaminationsquellen zu minimieren und Präzision bei grundlegenden Experimenten zu gewährleisten. Zu Beginn ist es schwierig, die Instrumente genau einzustellen und korrekt abzulesen sowie Bewegungen mit den Instrumenten und Laborgegenständen zu koordinieren, ohne die Sterilität der transferierten Flüssigkeiten zu gefährden.Die Anwendung einer sterilen Technik im Labor ist unerlässlich für den experimentellen Erfolg bei der Arbeit mit lebenden Proben. Investieren Sie daher Zeit in das Erlernen dieser Verfahren, damit sie Ihnen zur zweiten Natur werden. Wenn Sie am Laborplatz arbeiten, wird Ihnen Dr. Chris Reddy, mein Laborleiter, die Protokolle demonstrieren. Waschen Sie die Hände stets gründlich mit antiseptischer Seife und warmem Wasser, bevor Sie mit irgendwelchen Laborarbeiten beginnen. Benetzen Sie die Hände zunächst mit fließendem warmem Wasser.Anschließend Seife auftragen und kräftig und gründlich verteilen. Die Hände unter Bildung von Reibung an allen Flächen einschließlich Daumen, Fingerspitzenrücken, Handrücken und unter den Fingernägeln reiben. Danach gründlich abspülen, um restliche Seife zu entfernen, und mit aus einem Spender entnommenen Papiertüchern abtrocknen.Schließlich mit einem frischen Papiertuch den Wasserhahn abstellen und den Arbeitsbereich der Laborbank freiräumen. Danach ein vorbefeuchtetes Desinfektionstuch aus dem Behälter entnehmen und die gesamte Fläche damit abwischen. Zulassen, dass das Desinfektionsmittel mit Hilfe eines Zündgeräts verdunstet.Der Bunsenbrenner. Stellen Sie die Flamme so ein, dass der blaue Kegel in der Mitte sichtbar ist. Ordnen Sie alle für das Verfahren benötigten Materialien in der Nähe des sterilen Bereichs auf der Laborbank an.Stellen Sie außerdem sicher, dass alle Materialien ordnungsgemäß beschriftet sind. Es gibt zahlreiche Varianten von Serologenpipetten, aus Kunststoff oder Glas, Einweg- oder Mehrwegpipetten, mit oder ohne Filter. Die verschiedenen Größen sind mit Kalibrierungen versehen, bei denen Stopfen als Barrieren gegen ein Überfüllen der Pipette fungieren.Beachten Sie, dass serologische Pipetten ebenfalls auf zwei Arten kalibriert sind. TD-Pipetten, die mit Doppelringen an der Oberseite gekennzeichnet sind, sind so kalibriert, dass das Volumen der Spitze nicht abgegeben werden soll. Dies ist hier nicht dargestellt, aber die TC-Pipetten müssen ausgeblasen werden, da sie so kalibriert sind, dass das gesamte Volumen abgegeben wird. Verwenden Sie dazu eine aseptische Technik mit einer einzeln verpackten, sterilen Kunststoff-serologischen Pipette, beginnen Sie am verschlossenen Ende und lösen Sie vorsichtig das Papier ab.Entfernen Sie nicht die gesamte Hülle. Schützen Sie stattdessen nur die Spitze des Pipettiergriffs und den oberen Teil der Pipette oberhalb der Eichmarkierungen, und befestigen Sie eine Pipettierhilfe wie einen Birnenbalg oder eine Pipettierpistole am oberen Ende der serologischen Pipette. Halten Sie die Pipettierhilfe mit einer Hand und ziehen Sie mit der anderen Hand die Papierhülle von der Kunststoffpipette ab. Für Glasspipetten, die in Metallbehältern aufbewahrt werden, lockern Sie die Oberseite des Behälters und nehmen Sie die Kappe ab. Flämen Sie die offenen Enden von Kappe und Behälter ab. Legen Sie die Kappe dann seitlich auf die desinfizierte Arbeitsfläche. Halten Sie den Behälter horizontal und schütteln Sie ihn, sodass die Spitzen einer oder zwei Pipetten herausragen.Etwa einen Zoll herausragen lassen. Legen Sie das Gefäß seitlich ab und entnehmen Sie eine Pipette, ohne die anderen Pipetten zu berühren. Achten Sie darauf, dass die untere Spitze der Pipette nicht mit den Händen oder nicht sterilen Oberflächen in Kontakt kommt.Fahren Sie fort, indem Sie die Pipettierhilfe befestigen. Führen Sie danach das untere Drittel einer Glaspipette ein bis drei Sekunden lang durch die blaue Flamme des Bunsenbrenners. Entfernen Sie nun die Kappe der Flasche, die sterile Medien enthält.Halten Sie es mit dem Ringfinger und der Handfläche der einen Hand, während Sie mit dem Daumen, Zeigefinger und Mittelfinger derselben Hand das Pipettierhilfsmittel bedienen. Mit der anderen Hand halten Sie die Flasche in einem Winkel von 45 Grad und führen den Flaschenrand durch die Flamme des Bunsenbrenners. Setzen Sie die sterile Pipettenspitze in das Medium ein. Anschließend saugen Sie unter Verwendung des Pipettierhilfsmittels unter Kontrolle des Flusses anhand der Skalierungsmarkierungen auf.Überwachen Sie das in die Pipette aufgenommene Volumen, um das Volumen genau ablesen zu können. Halten Sie die Pipette senkrecht und betrachten Sie den Flüssigkeitsmeniskus auf Augenhöhe genau von vorne. Führen Sie den Flaschenrand erneut durch die Flamme des Bunsenbrenners.Dann verschließen Sie es. Stellen Sie die Mediumsflasche beiseite. Nehmen Sie dann ein steriles Röhrchen und arbeiten Sie aseptisch.Entfernen Sie die Kappe wie zuvor beschrieben. Erstellen Sie ein steriles Feld, indem Sie den Rand des Reagenzglases abbrennen. Geben Sie das Medium mit der Pipette in das Reagenzglas ab, und kontrollieren Sie den Flüssigkeitsfluss, sodass es nicht spritzt.Flammen Sie den Rand ab. Setzen Sie danach die Kappe erneut auf und stellen Sie das Röhrchen beiseite. Entfernen Sie nun die Pipettierhilfe, entsorgen Sie Plastikpipetten in einem dafür vorgesehenen Spitzenbehälter und tauchen Sie Glaspipetten in eine 10 %ige Bleichmittel-Lösung ein.Ein Mikropipettierer ermöglicht präzises Messen und Dosieren geringer Volumina mit unterschiedlich großen Geräten für spezifische Volumenbereiche. Vorsterilisierte Röhrchen und Plastikspitzen. Verwenden Sie außerdem einen vorbefeuchteten Desinfektionstupfer, um die Mikropipettierer abzuwischen. Hinweis.Der Volter zeigt drei Zahlen an, die in Bezug auf die Art der Mikropipette zu interpretieren sind, wobei die Genauigkeit sich nach der kleinsten Skaleneinteilung richtet. Markieren Sie beispielsweise, dass der P 20 für Volumina zwischen 2,0 und 20,0 Mikrolitern verwendet wird. Die obere Zahl in Schwarz steht für Zehntel von Mikrolitern.Die zweite schwarze Zahl bezeichnet das Volumen in Mikrolitern. Die rote Zahl markiert Zehntel eines Mikroliters, sodass jeder Teilstrich einem Inkrement von 0,02 Mikrolitern entspricht. Drehen Sie zuerst den Einstellknopf, um das Dosierervolumen gemäß der Anzeige am numerischen Volter einzustellen.Wenn Sie die Volumeneinstellung des Mikropipettiersystems verringern, drehen Sie das Daubenrad langsam bis zur gewünschten Skalenmarkierung herunter. Wenn Sie die Volumeneinstellung erhöhen, drehen Sie zunächst etwa ein Drittel einer Umdrehung über die gewünschte Skalenmarkierung hinaus. Danach drehen Sie das Daumenrad langsam zurück, um das gewünschte Volumen genau zu erreichen.Verwenden Sie stets sterile, plastische Einwegspitzen. Befestigen Sie eine Spitze fest am Ende des Kolbens des Mikropipettiergeräts. Drücken Sie nach unten und drehen Sie leicht, um eine luftdichte Abdichtung sicherzustellen.Halten Sie den Mikropipettierer in vertikaler Position. Beachten Sie, dass der Mikropipettierer drei Positionen hat: Ruheposition, erster Anschlag und zweiter Anschlag.Drücken Sie die Drucktaste am Kolben von der Ruheposition bis zum ersten Anschlag, um Luft zu verdrängen, die dem eingestellten Volumen entspricht. Tauchen Sie nun die Spitze in die Flüssigkeit ein, während Sie die Drucktaste bis zum ersten Anschlag gedrückt halten. Lassen Sie die Drucktaste langsam los, um die Flüssigkeit in die Spitze aufzusaugen.Wenn der Druckknopf die Ruheposition erreicht, warten Sie, bis die Flüssigkeit in die Spitze gezogen wurde. Entfernen Sie dann die Spitze von der Flüssigkeit. Überprüfen Sie visuell, wie weit die Flüssigkeit in die Spitze aufgestiegen ist, und stellen Sie sicher, dass sich keine Luftblasen befinden.Bringen Sie die Spitze in einem Winkel von 10 bis 45 Grad an der Wand des Gefäßes an, das die Flüssigkeit aufnehmen soll. Drücken Sie nun langsam den Druckknopf am Kolben bis zum ersten Anschlag. Dadurch wird die Flüssigkeit ausgepresst.Nach einer kurzen Pause drücken Sie den Druckknopf bis zum zweiten Anschlag, um verbleibende Flüssigkeit vollständig auszustoßen. Ziehen Sie die Pipettenspitze anschließend aus der Flüssigkeit und lassen Sie den Kolben in die Ausgangsposition zurückkehren. Entsorgen Sie die Spitzen schließlich im vorgesehenen Behälter für scharfe Abfälle, indem Sie die Auswurftaste am Mikropipettiergerät betätigen.Schalten Sie zuerst den Brenner aus. Nachdem Sie alle Materialien und Reagenzien verstaut haben, wischen Sie die Außenflächen des LabWare mit einem Desinfektionstuch ab, bevor Sie sie an ihren Lagerplatz bringen. Anschließend entsorgen Sie kontaminiertes Glaswerk und gefährliche Abfälle in der dafür vorgesehenen Weise.Reinigen Sie anschließend den gesamten Arbeitsbereich erneut und lassen Sie das Desinfektionsmittel verdunsten. Waschen Sie Ihre Hände abschließend gründlich mit antiseptischer Seife und warmem Wasser. Ohne eine sterile Technik können Kulturen verunreinigt werden und die Experimente verzögern.Die sterile Übertragung von Flüssigkeiten mithilfe von serologischen Pipetten ist entscheidend für die Vermehrung reiner Bakterienkulturen wie dieser 25-Milliliter-E.-coli-Präparation. Außerdem ermöglichen serologische Pipetten die sterile Übertragung von Flüssigkeiten in sterile Reagenzgläser. Dieses Beispiel zeigt eine reine im Vergleich zu einer kontaminierten E.-coli-Kultur bei der punktgenauen Übertragung von Nährmedium in die Gläser.Manchmal sind genaue Volumina erforderlich. In diesem Fall erfolgt offensichtlich eine ungenaue Übertragung des Mediums. Dieses Beispiel zeigt ein falsches übertragenes Puffervolumen.Statt 12,5 Mikroliter abzugeben, pipettierte der Student 125 Mikroliter. Obwohl die Zahlen am Einstellrad identisch eingestellt waren, wurde der falsche Mikropipettierer für den Vorgang ausgewählt. Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie wissen, wie man eine sterile Technik bei routinemäßigen Laborverfahren anwendet, beispielsweise beim Übertragen von Lösungen und Kulturen mit serologischen Pipetten und Mikropipettierern, ohne deren Sterilität zu beeinträchtigen.Das Ziel besteht darin, dass vorbeugende Verfahren wie das Flammen von Glas, Pipettenspitzen, Kulturröhrchen und Kolben sowie das Arbeiten innerhalb der Grenzen eines sterilen Bereichs am Laborarbeitsplatz bei jedem Experiment zur Gewohnheit werden. Es ist außerdem entscheidend, dass bei der Durchführung von Experimenten präzise und genaue Volumina gemessen und abgegeben werden. Das Erlernen der korrekten Anwendung dieser Volumenübertragungsinstrumente verbessert die Zuverlässigkeit der experimentellen Ergebnisse.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Beim Arbeiten mit und Reagenzien zur Kultur von Mikroorganismen, muss aseptischen Technik praktiziert, um sicherzustellen, Kontamination zu minimieren werden. Eine Vielzahl von Beschichtungsverfahren werden routinemäßig verwendet, um zu isolieren, verbreiten oder aufzuzählen Bakterien und Phagen, die alle Verfahren, die die Sterilität der experimentellen Materialien zu erhalten übernehmen.

Aseptische Labortechnik: Überzug Methoden

Listeria monocytogenes ist ein Modellorganismus für die Untersuchung Immunreaktionen und die genetische Anfälligkeit für Bakterien bei Mäusen intrazellulär. Diese Methode ermöglicht ein bis bakterielle Belastung zu messen und generieren Single-Cell-Suspensionen der Leber und Milz von Mäusen für FACS-Analyse auf Veränderungen in Immunzellen durch Listeria-Infektion zu bestimmen.

Mess-bakterielle Belastung und Immunreaktionen in Mäuse Infizierte mit Listeria monocytogenes</em

Zell-zu-Zell-Transfer von Proteinaggregaten oder proteopathischen Seeds könnte dem Fortschreiten der Pathologie bei neurodegenerativen Erkrankungen zugrunde liegen. In dieser Arbeit wird ein neuartiger FRET-Durchflusszytometrie-Assay beschrieben, der einen spezifischen und sensitiven Nachweis der Seeding-Aktivität aus rekombinanten oder biologischen Proben ermöglicht.

Sensitive Detection von Proteopathic Seeding Aktivität mit FRET Durchflusszytometrie

Dieses Protokoll beschreibt , wie C57BL / 6J - Mäuse mit dem Stamm EGD von Listeria monocytogenes (L. monocytogenes) und zur Messung der Interferon-γ (IFN-γ) Antworten , die durch natürliche Killer (NK) Zellen, natürliche Killer - T (NKT) -Zellen zu inokulieren, und adaptive T-Lymphozyten nach der Infektion. Dieses Protokoll beschreibt auch , wie Überlebensstudien bei Mäusen mit einer modifizierten LD 50 Dosis des Erregers nach der Infektion zu führen.

Experimentelle Infektion mit<em&gt; Listeria monocytogenes</em&gt; Als Modell für die Untersuchung Host-Interferon-γ Antworten

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Die In-vitro-Kultur ist eine direkte Nachweismethode für das Vorhandensein lebender Bakterien. Dieses Protokoll beschreibt Methoden für die Kultivierung verschiedener Borrelien-Spirochäten, einschließlich der Borrelia burgdorferi sensu lato-Komplexes, der Rezidivfieber-Borrelienarten und  der Borrelia miyamotoi. Diese Arten sind anspruchsvoll und wachsen langsam, können aber kultiviert werden.

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Virusvermehrung und zellbasierte kolorimetrische Quantifizierung

Mikrobielle Gemeinschaften in Natur und Labor - Interview

Dieses Video zeigt, wie eine programmierbare Abzieher verwenden, um Patch-Pipetten und scharfen Elektroden für die Elektrophysiologie zu machen. Das gleiche Verfahren kann verwendet werden, um eine Vielzahl von Glas-Tools, einschließlich Injektionsnadeln zu machen.

Machen Patch-Pipetten und Sharp Elektroden mit einem programmierbaren Puller

Lernen Sie aseptische Labortechniken für präzise Volumenübertragungen mit serologischen Pipetten und Mikropipetten. Diese Methoden minimieren Kontaminationen und gewährleisten experimentelle Erfolge in der Mikrobiologie.

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