Name: In-vivo-Imaging von der Maus Spinal Cord mit Zwei-Photonen-Mikroskopie (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-01-05T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 24 s
Description: Lernen Sie die stabile In-vivo-Bildgebung des Mäuserückenmarks mit Zwei-Photonen-Mikroskopie. Diese Methode minimiert Bewegungsartefakte durch tiefe Anästhesie und ein spezielles Stabilisierungsgerät.

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Diese Arbeit wurde von der National Multiple Sclerosis Society unterstützt gewähren RG4595A1 / T auf DD und das NIH / NINDS gewährt NS051470, NS052189 und NS066361 zu KA Figuren und Filme angepasst und / oder nachgedruckt aus Davalos et al., J Neurosci Methods. 2008 Mär 30; 169 (1) :1-7 Copyright 2008, mit Genehmigung von Elsevier.

1. Aufbau der Wirbelsäule Stabilisierung Gerät <ol><li> Bestellen Sie die Narishige STS-A Compact Spinal Cord Klemmen und die Narishige MA-6N Head Holding-Adapter. </li><li> Individuelles Design und einen Edelstahl-Bodenplatte, die beiden Narishige Teile in Ausrichtung zu halten, so dass der Kopf des Tieres wird unterstützt, während die Wirbelsäule und Schwanz eingeklemmt sind. Denken Sie daran, dass das gesamte Gerät sollte unter dem Mikroskop-Objektiv in der Regel auf eine abgesenkte Mikroskoptisch fit. </li></ol> 2. Tierische Chirurgie <ol><li> Pre-heat dem Mikroskop Kammer mit einer Luftheizung Gerät und halten sie auf 37 ° C. </li><li> Wiegen Sie das Tier und stellen die Narkose-Mix mit 100 mg Ketamin, 15 mg Xylazin und 2,5 mg Acepromazin pro kg Körpergewicht, in 0,9% NaCl-Lösung unter sterilen Bedingungen verdünnt werden. </li><li> Anesthetize das Tier durch Injektion des Anästhetikums Mix (KXA) intraperitoneal. Regelmäßige Zeh kneifen sollte durchgeführt werden, um tiefe Narkose ganz sicher seindas Experiment. Supplement mit der Hälfte der ursprünglichen Dosis stündlich oder nach Bedarf. </li><li> Verwenden Sie ein kleines Tier Heizkissen zur thermischen Unterstützung während der Durchführung des chirurgischen Eingriffs. </li><li> Übernehmen künstliche Tränen Salbe über die Augen, um Hornhaut Austrocknung und Schäden zu vermeiden. </li><li> Shave dem Rücken des Tieres zunächst mit einem Besatz Gerät und dann mit einer scharfen Klinge vollständig zu entfernen Haare aus der Gegend um den Einschnitt. </li><li> Nehmen Sie rasierten Haaren und desinfizieren Sie die rasierte Haut Oberfläche mit einer Alkohol-Pad. </li><li> Führen Sie eine kleine (~ 1,5 cm) Längsschnitt der Haut über den gewünschten spinaler Ebene (Brustwirbel hier abgebildet). </li><li> Expose der Rückenmuskulatur durch vorsichtiges Zurückziehen des subkutanen Bindegewebes. </li><li> Sorgfältig trennen die paravertebralen Muskeln von der Wirbelsäule auf dem gewünschten Niveau. Führen Sie möglichst wenige Schnitte, um die Muskeln von beiden Seiten jeweils Dornfortsatz lösen und dann kratzen die abgelösten MuskelnWeg von der laminaren Oberfläche. </li><li> Wählen Sie die Lamina, die entfernt werden und bereiten den Standorten der Eintrag für die Wirbelsäulen-Klemmen auf jeder Seite der Wirbelsäule, sofort rostral und kaudal der Laminektomie. Sorgfältig verdrängen Muskelgewebe zu vier Taschen, in denen die Klammern eingefügt werden können. </li><li> Heben Sie die Wirbelsäule mit dem geraden Zahn-Spitze Pinzette sichere Einsetzen der gebogenen stumpfen Spitze Schere unter der Lamina ohne sie zu berühren das Rückenmark zu ermöglichen. Führen Sie die Laminektomie durch langsames Schneiden des Knochens auf der einen Seite und dann auf der anderen Seite. </li><li> Verwenden Sie ein Wattestäbchen oder legen vorgeschnitten kleinen Gelschaum resorbierbare Gelatineschwamm Stücke neben den Einschnitten auf kleinere Blutungen zu begrenzen. Mit einem kleinen Schiff cauterizer weitere Blutungen zu kontrollieren, wenn nötig. Verwenden Sie vorgewärmte sterile künstliche Liquor (ACSF), um Gewebe zu waschen. </li></ol> 3. Die Stabilisierung der Wirbelsäule und der Vorbereitung auf in-vivo-Bildgebung <ol><li> Plac e das Tier auf einer Anhöhe Pad auf der Grundplatte der Wirbelsäule Stabilisierung Gerät und sichern den Kopf in den Kopf halten Adapter. </li><li> Legen Sie die Wirbelsäule Klemmen des STS-A-Gerät entlang der anterior-posterioren Achse des Tieres in die vorbereiteten Taschen flankierenden Laminektomie (Abbildung 1). Die beiden Klemmen sollten in einem Winkel von ~ 45 platziert werden ° gegenüber dem Tier rostro-kaudalen Achse, um genügend Platz für das Absenken eines Wasser Immersionslinse über die freiliegende Rückenmark (Abbildung 1) zu ermöglichen. </li><li> Setzen Sie die dritte Klammer der STS-A-Gerät an der Basis des Schwanzes so dem Körper des Tieres in der Luft kann nach Entfernen der Erhebung Pad für die Dauer der bildgebenden Untersuchungen (Abbildung 1) ausgesetzt werden. </li><li> Bauen Sie ein kleines und von Gelseal (Amersham Biosciences Corp) um den freigelegten Rückenmark zur Aufrechterhaltung des Rückenmarks in ACSF und das Eintauchen des Mikroskop-Objektiv in dieser Lösung in-vivo-Bildgebung zu erleichtern. </li></ol>jove_title "&gt; 4. In-vivo-Bildgebung der Maus Rückenmark mit Zwei-Photonen-Mikroskopie <ol><li> Übertragen Sie die Tiere auf der Wirbelsäule Stabilisierung Gerät in den vorgeheizten Kammer für das Mikroskop und sichern Sie sie auf eine abgesenkte Mikroskoptisch Platzierung des Laminektomie direkt unter dem Objektiv (Abbildung 1). </li><li> Lower eine Wasser-Immersions-Objektiv vorsichtig in das ACSF-Lösung dafür sorgen, dass sie nicht berühren das Rückenmark Klammern oder Gelseal. </li><li> Verwenden Sie Epifluoreszenz, um den Bereich von Interesse zu identifizieren und sich auf sie. Switch to Laser-Scanning-Modus und führen in-vivo-Bildgebung mit den entsprechenden Zwei-Photonen-Laser-Anregungswellenlänge dichroics und Bandpass-Filter für die Fluorophore in dem abgebildeten Gewebe. </li></ol> 5. Repetitive Bildgebung und post-operative Betreuung <ol><li> Am Ende der bildgebenden Untersuchungen, entfernen Sie die Maus aus dem Rückenmark Stabilisierung Gerät und wischen die Gelseal aus der Gegend um die Laminektomie.Reinigen Sie den Bereich gut. </li><li> Wiederherstellen und Naht der Rückenmuskulatur über die Laminektomie. </li><li> Wiederherstellen und Naht der Haut über der Laminektomie, Tupfer mit betadine. </li><li> Geben Sie 1 ml Ringer-Laktat-Lösung (Baxter Healthcare) als Nährstoff-und Flüssigkeitszufuhr zu ergänzen, sowie analgetische Behandlung subkutan (0,1 mg / kg Buprenorphin). </li><li> Verwalten antiseptische Behandlung intraperitoneal (0,03 ml pro Maus, 2,27% Enrofloxacin injizierbaren antibakteriellen Lösung). </li><li> Legen Tier auf einem Heizkissen bis zur vollständigen Erholung aus der Narkose und anschließend Haus ist individuell. </li><li> Wiederholen Sie die antiseptische Verwaltung täglich für die ersten 3-5 Tage nach der Operation und analgetische Behandlung alle 8-12 Stunden für 2-3 Tage nach der Operation. Monitor Tier täglich zum normalen Verhalten und vollständige Genesung zu gewährleisten. </li><li> Für Re-Imaging durch die gleiche Laminektomie, öffnen Sie die Naht der Haut und Muskeln und wiederholen Sie die Schritte in den Abschnitten 2 - 4 beschrieben. </li><li> Re-locate dem Vorjahrously abgebildeten Bereich durch das Blut Blutgefäße als eine Karte, wie oben beschrieben 10. </li></ol> 6. Repräsentative Ergebnisse Alle tierischen Verfahren wurden nach den Richtlinien von institutionellen Animal Care und Verwenden Ausschüsse an der University of California, San Francisco Set durchgeführt und sind in Übereinstimmung mit behördlichen Vorschriften. Ein Bild der spinalen Stabilisierung Gerät und eine schematische Darstellung der Positionierung der Maus auf dem Gerät unter einem Mikroskop-Objektiv ist in Abbildung 1 dargestellt. Unter Berücksichtigung adäquater Raum zum Atmen Bewegungen unter dem Körper des Tieres gewährleistet in-vivo-Bildgebung im Rückenmark stabil. Abbildung 2 zeigt die enge Beziehung zwischen Mikroglia und das Gefäßsystem, wie es war in vivo in das Rückenmark von CX3CR1 GFP / + transgenen Mäusen 18 abgebildet, in die Mikrogliazellen sind endogen mit GFP-markierten. Abbildung 3 zeigt Beispiele für repetitivein-vivo-Bildgebung, wie sie in der gleichen Rückenmarks Bereiche in Mäusen, die ein fluoreszierendes Protein in der Wirbelsäule Axone (YFP-H-Linie 3) und Mikroglia (in der CX3CR1 GFP / + Mäusen) durchgeführt wurde. <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/2760/2760fig1.jpg" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 1"> Abbildung 1. Stabilisierung der Maus Wirbelsäule in-vivo-Bildgebung mittels Zwei-Photonen-Mikroskopie. (A) Eine maßgeschneiderte Grundplatte aus Stahl wird verwendet, um die Unterstützung und Ausrichtung der STS-A Narishige kompakte Rückenmark Schraubzwingen und MA-6N Narishige Kopf hält Adapter wie hier gezeigt. (B) Die richtige Positionierung der erwachsenen transgenen Mäuse betäubt mit einer KXA Narkose an der Wirbelsäule Stabilisierung Gerät. Der Einschub zeigt die Platzierung der Wirbelsäule Klammern unmittelbar rostral und kaudal auf die Laminektomie und die freigelegten Rückenmark. &lt;img alt = "Bild 2" src = "/ files/ftp_upload/2760/2760fig2.jpg" /&gt; Abbildung 2. In-vivo-Bildgebung mit hoher Dichte Mikroglia-Zellen und Blutgefäßen in das Rückenmark von narkotisierten Mäusen. Projizierte aber blockfreien z-Stapel (A) sehr dicht GFP-positive Mikroglia (grün) in das Rückenmark eines CX3CR1 GFP / + Maus in der Nähe von Blutgefäßen (rot, beschriftet mit iv-Injektion von Rhodamin Dextran). (B) Hohe Vergrößerung Bild wie in (A) aus einem einzigen Mikrogliazellen an der Wand eines Blutgefäßes mit Prozessen rund um das Schiff verlängert und in Richtung des Rückenmarks Parenchym bezeichnet. Scale-Bars, 10 um. <img alt="Abbildung 3" src="/files/ftp_upload/2760/2760fig3.jpg" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 3"> Abbildung 3. Repetitive in-vivo-Bildgebung des gleichen axonalen Segmenten und Mikroglia, wie sie verlegt wurden und reimaged in das Rückenmark von anästhesierten Mäusen an verschiedenen Tagen. (A) YFP-lab ELED Axone an den Tagen 0 und 5. (B). Das gleiche vaskuläre Strukturen und Mikroglia-Zellen um sie herum abgebildet in vivo in das Rückenmark von CX3CR1 GFP / + Mäusen an den Tagen 0 und 1. Scale-Bars, 10 um. Movie 1. Representative Zeitraffer-Sequenz in vivo von der Maus Rückenmark erworben. Diese Sequenz zeigt im Detail fein Mikroglia Prozessdynamik (grün) und ihre Wechselwirkungen mit dem Gefäßsystem (rot, beschriftet mit iv-Injektion von Rhodamin Dextran) im Laufe der Zeit innerhalb eines Gewebes dicht mit fluoreszierender Strukturen besiedelt. Die RAW-Bilder waren nur für Hintergrundgeräusche, Helligkeit und Kontrast korrigiert und die Zeitraffer Film wurde von z-Projektion nacheinander erworben Bildstapeln gebaut, ohne Bildausrichtung, durchschnittlich oder z-Auswahl der einzelnen Ebenen. Blutgefäße durchlaufen eine ähnliche Reihe von z Ebenen wie die Bilder von Mikroglia. Z-Ebene Tiefe: 38 um.oad/2760/Davalos_Movie_1.mov "&gt; Klicken Sie hier, um den Film zu sehen. Movie 2. Timelapse-Sequenz zeigt die rohe Stabilität der bildgebenden Verfahren auf der Ebene eines einzelnen z-Ebene. Schnelle Erfassung der gleichen einfachen z-Ebene in das Rückenmark von CX3CR1 GFP / + Mäuse an der Wirbelsäule Stabilisierung Gerät unter KXA Narkose gelegt, zeigt minimal image Verschiebung zwischen aufeinander folgenden Frames bei einer Abtastrate von 1 Bild / s, die schneller ist als die Atemfrequenz der Maus. Der kleine Rest-Verschiebung ist wahrscheinlich auf Herzschlag. <a alt="Movie 2" href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/2760/Davalos_Movie_2.mov">Klicken Sie hier, um den Film zu sehen.</a>

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<li>Jung, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+Fractalkine+Receptor+CX3CR1+Function+by+Targeted+Deletion+and+Green+Fluorescent+Protein+Reporter+Gene+Insertion%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Cell.+Biol%22%5BJournal%5D)">Analysis of Fractalkine Receptor CX3CR1 Function by Targeted Deletion and Green Fluorescent Protein Reporter Gene Insertion.</a> Mol. Cell. Biol. 20, 4106-4114 (2000).</li>
<li>Kerschensteiner, M., Schwab, M. E., Lichtman, J. W., Misgeld, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+imaging+of+axonal+degeneration+and+regeneration+in+the+injured+spinal+cord%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Med%22%5BJournal%5D)">In vivo imaging of axonal degeneration and regeneration in the injured spinal cord.</a> Nat. Med. 11, 572-577 (2005).</li>
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<li>Shakhar, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stable+T+cell-dendritic+cell+interactions+precede+the+development+of+both+tolerance+and+immunity+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Immunol%22%5BJournal%5D)">Stable T cell-dendritic cell interactions precede the development of both tolerance and immunity in vivo.</a> Nat. Immunol. 6, 707-714 (2005).</li>
<li>Tadokoro, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulatory+T+cells+inhibit+stable+contacts+between+CD4%2B+T+cells+and+dendritic+cells+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22J+Exp+Med%22%5BJournal%5D)">Regulatory T cells inhibit stable contacts between CD4+ T cells and dendritic cells in vivo.</a> J Exp Med. 203, 505-511 (2006).</li>
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<li>Schwickert, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((vivo+imaging+of+germinal+centres+reveals+a+dynamic+open+structure%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">vivo imaging of germinal centres reveals a dynamic open structure.</a> Nature. 446, 83-87 (2007).</li>
</ol>

Wir haben nichts zu offenbaren.

Die hier beschriebene Methode ermöglicht einen stabilen und repetitive in vivo Bildgebung von dicht besiedelten fluoreszierende zellulären Strukturen in das Rückenmark von anästhesierten Mäusen mit zwei-Photonen-Mikroskopie. Die erreichte Stabilität ist das Ergebnis einer maßgeschneiderten Wirbelsäulenstabilisierung Gerät und ein Anästhetikum Regime, Atemwegs-induzierte Bewegung Artefakt reduziert. Die Wirbelsäule Stabilisierung Gerät ermöglicht Atempause der Unterseite der Maus Körper und kann mithilfe von kom...

<table border="1"><tbody><tr><td> Name des Reagenzes </td><td> Firma </td><td> Katalog-Nummer </td><td> Kommentare </td></tr><tr><td> Rhodamin B Dextran </td><td> Invitrogen </td><td> D1841 </td><td> 70 kDa, verdünnt in ACSF (3% w / v) </td></tr><tr><td> Ketamin HCl </td><td> Bionichepharma </td><td> NDC No: 67457-001-10 </td><td> Injizierbare, 50mg/ml </td></tr><tr><td> Anased </td><td> Lloyd Labs </td><td> NADA No: 139-236 </td><td> Xylazin injizierbare, 20mg/ml </td></tr><tr><td> Acepromazine </td><td> Vedco </td><td> NADA No: 117-531 </td><td> Injizierbare, 10mg/ml </td></tr><tr><td> Künstliche Tränen Salbe </td><td> Phönix Pharma- </td><td> NDC No: 57319-760 - 25 </td><td> Schmiermittel </td></tr><tr><td> Betadine </td><td> Fischer </td><td> 19-061617 </td><td></td></tr><tr><td> McPherson-Westcott Schere </td><td> World Precision Instruments </td><td> 555500S </td><td> Gebogen, stumpf-Spitze Schere </td></tr><tr><td> Gerade Pinzette </td><td> World Precision Instruments </td><td> 555047FT </td><td> Zahnriemen Spitze Pinzette </td></tr><tr><td> Kleine Schiffe cauterize </td><td> Feine Science Tools </td><td> 18000-00 </td><td></td></tr><tr><td> Gelfoam </td><td> Pharmacia, Pfizer Inc. </td><td> Schwingmühle MM400 </td><td></td></tr><tr><td> Compact Rückenmark Klemmen </td><td> Narishige </td><td> STS-A </td><td></td></tr><tr><td> Head Holding-Adapter </td><td> Narishige </td><td> MA-6N </td><td></td></tr><tr><td> Gelseal </td><td> Amersham Biosciences Corp </td><td> 80-6421-43 </td><td></td></tr><tr><td> Ringer-Laktat- </td><td> Baxter Healthcare &lt;/ Td&gt; <td> 2B8609 </td><td></td></tr><tr><td> Buprenex </td><td> Reckit Benckiser Pharmaceuticals Inc. </td><td> NDC No: 12496 - 6757-1 </td><td> Buprenorphin, injizierbare </td></tr><tr><td> Baytril </td><td> Bayer </td><td> NADA 140-913 </td><td> Enrofloxacin, antibakterielle injizierbaren 2,27% (20ml) </td></tr><tr><td> Heizkissen - Large </td><td> Feine Science Tools </td><td> 21060-10 </td><td></td></tr></tbody></table>

in-vivo-imaging von der maus spinal cord mit zwei-photonen-mikroskopie

In vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord Using Two-photon Microscopy

In-vivo-Bildgebung mittels Zwei-Photonen-Mikroskopie 1 in Mäusen, die gentechnisch verändert wurden, um fluoreszierende Proteine ​​in bestimmten Zelltypen 2-3 hat unsere Kenntnis der physiologischen und pathologischen Prozessen in zahlreichen Geweben in vivo 4-7 erweitert auszudrücken. In Studien des zentralen Nervensystems (ZNS), hat es eine breite Anwendung der in-vivo-Bildgebung des Gehirns, die eine Vielzahl von neuartigen und oft unerwartete Erkenntnisse über das Verhalten der Zellen wie Neuronen, Astrozyten, Mikroglia unter produziert wurde physiologische oder pathologische Zustände 8-17. Allerdings haben vor allem die technischen Komplikationen der Umsetzung der in-vivo-Bildgebung in Studien der lebenden Maus Rückenmark beschränkt. Insbesondere erzeugt die anatomische Nähe des Rückenmarks in die Lunge und das Herz signifikante Bewegung Artefakt, das zur Bildgebung im lebenden Rückenmark eine anspruchsvolle Aufgabe macht. </p&gt; Wir entwickelten eine neuartige Methode, die die inhärenten Grenzen des Rückenmarks Bildgebung überwindet durch die Stabilisierung der Wirbelsäule, wodurch der Atemwege-induzierte Bewegungen und damit die Erleichterung der Anwendung der Zwei-Photonen-Mikroskopie zur Abbildung der Maus Rückenmark in vivo. Dies ist durch die Kombination eines maßgeschneiderten Wirbelsäulenstabilisierung Gerät mit einer Methode der tiefen Narkose, was zu einer signifikanten Reduktion von Atemwegs-induzierte Bewegungen erreicht. Dieses Video-Protokoll zeigt, wie man einen kleinen Bereich des Lebendigen Rückenmarks, die unter physiologischen Bedingungen stabil über längere Zeiträume hinweg, indem sie Gewebeschäden und Blutungen auf ein Minimum gehalten werden kann aussetzen. Vertreter von RAW-Bildern erworben in vivo Details in hoher Auflösung die enge Beziehung zwischen Mikroglia und das Gefäßsystem. Ein Zeitraffer-Sequenz zeigt das dynamische Verhalten von Mikroglia-Prozesse in der lebenden Maus Rückenmark. Darüber hinaus zeigen einen kontinuierlichen Scan der gleichen z-frames die herausragende Stabilität, die dieser Methode erreichen können, um Stapel von Bildern und / oder Zeitraffer-Filme, die keine Bildausrichtung nach dem Erwerb zu generieren. Schließlich zeigen wir, wie diese Methode verwendet werden, um erneut und reimage der gleichen Gegend des Rückenmarks zu späteren Zeitpunkten werden, so dass für Längsschnittstudien der laufenden physiologische oder pathologische Prozesse in vivo.

Ein minimal-invasiven Protokoll, um die Maus Wirbelsäule zu stabilisieren und sich wiederholende<em&gt; In vivo</em&gt; Rückenmarks Bildgebung mittels Zwei-Photonen-Mikroskopie ist beschrieben. Diese Methode verbindet eine Wirbelsäulen-Stabilisierung Gerät und ein Anästhetikum Regime die Atmungsorgane-induzierte Bewegungen zu minimieren und produzieren Rohstoffe Bilddaten, die keine Ausrichtung oder andere Nachbearbeitung erfordern.

In-vivo-Imaging von der Maus Spinal Cord mit Zwei-Photonen-Mikroskopie

Die In-vivo-Bildgebung mittels Zwei-Photonen-Mikroskopie 1 bei Mäusen, die genetisch so verändert wurden, dass sie fluoreszierende Proteine in spezifischen Zelltypen exprimieren 2-3, hat ...

Das Ziel dieses Verfahrens besteht darin, eine stabile In-vivo-Bildgebung im Maus-Rückenmark mithilfe der Zweiphotonenmikroskopie durchzuführen. Dies wird erreicht, indem das Tier zunächst mit einer Anästhetikamischung anästhesiert wird, die einen gleichmäßigen, aber ruhigen Atemrhythmus bewirkt. Der zweite Schritt des Verfahrens besteht darin, die Wirbelsäule auf der gewünschten Ebene freizulegen und anschließend eine Laminektomie durchzuführen, um das darunterliegende Rückenmark freizulegen, sodass es in vivo abgebildet werden kann.Der dritte Schritt besteht darin, das Tier auf die Wirbelsäulen-Stabilisierungsvorrichtung zu legen. Der letzte Schritt ist die Isolierung des freigelegten Rückenmarkssegments. Zur Vorbereitung der In-vivo-Bildgebung können schließlich Ergebnisse erzielt werden, die das dynamische Verhalten von Zellen und ihre Wechselwirkungen mit anderen Zelltypen oder Strukturen im lebenden Rückenmark im Zeitraffer mittels Zwei-Photonen-Mikroskopie detailliert darlegen.Der Hauptvorteil dieser Technik gegenüber früheren Versuchen, das Rückenmark in vivo abzubilden, liegt darin, dass sie Rohdaten für die in-vivo-Bildgebung erzeugt, die keiner Nachbearbeitung bedürfen u

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Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

Source: Nishimura, C. et al. Quantifizierung der zerebralen Gefäßarchitektur mittels Zwei-Photonen-Mikroskopie in einem Mausmodell der HIV-induzierten Neuroinflammation. J. Vis. (2016). Dieses Video zeigt die In-vivo-Visualisierung von kortikalen Kapillaren im Gehirn von Mäusen mittels Zwei-Photonen-Mikroskopie. Es beschreibt die Schritte zur Injektion eines Fluoreszenzfarbstoffs in eine anästhesierte Maus mit einem dünnschädeligen kortikalen Fenster, zur Vorbereitung des Aufbaus für die...

 Zwei-Photonen-Mikroskopie für die In-vivo-Bildgebung von Mikrogefäßen im Gehirn von Mäusen 

Experience-abhängigen molekularen Veränderungen in Nervenzellen sind essentiell für die Fähigkeit des Gehirns, in Reaktion auf Verhaltensstörungen Herausforderungen anzupassen.

In Vivo Zwei-Photonen-Imaging Of Experience-abhängigen molekularen Veränderungen in kortikalen Neuronen

Zeitraffer-Bildgebung am lebenden Tier liefert wertvolle Informationen über die strukturelle Reorganisation im intakten Gehirn. Hier stellen wir ein verdünntes Schädelpräparat vor, das die transkranielle Bildgebung von fluoreszenzmarkierten synaptischen Strukturen in der lebenden Mausrinde mittels Zwei-Photonen-Mikroskopie ermöglicht.

Zwei-Photonen-<em&gt; In vivo</em&gt; Imaging von dendritischen Dornen in der Maus Cortex Mit einem ausgedünnten Schädel Vorbereitung

In diesem Video, beschreiben wir ein Verfahren zum Implantieren einer chronischen optischen Abbildungskammer über der dorsalen Rückenmark von einer Live-Maus. Die Kammer, chirurgischen Eingriff und chronische Bildgebung werden überprüft und demonstriert.

Ein Verfahren für die Implantation eines Spinal Kammer für Längs In-vivo- Imaging der Maus Spinal Cord

Zwei-Photonen-Intravital-Bildgebung kann verwendet werden, um Interaktionen zwischen verschiedenen Zelltypen im Rückenmark in ihrer natürlichen Gewebeumgebung bei einem chimären Knochenmarktier mit einer traumatischen Rückenmarksquetschung der Dorsalsäule zu untersuchen.

Intravital Imaging von Axonal Wechselwirkungen mit Mikroglia und Makrophagen in einem Maus-Rücken Spalte Quetschverletzung

Eine neue ex vivo Herstellung zum Abbilden der Rückenmark der Maus. Dieses Protokoll ermöglicht die Zwei-Photonen-Bildgebung von lebenden zellulären Interaktionen ganzen Rückenmark.

Zwei-Photonen-Imaging von Zelluläre Dynamik in der Maus Spinal Cord

Dieses Video zeigt das Kraniotomieverfahren, das die chronische Bildgebung von Neuronen im retrosplenialen Kortex der Maus mittels in vivo Zwei-Photonen-Mikroskopie in der transgenen Thy1-GFP-Linie ermöglicht. Dieser Ansatz wird mit der Injektion von mCherry-exprimierenden Adeno-assoziierten Viren in den dorsalen Hippocampus kombiniert. Diese Techniken ermöglichen eine langfristige Überwachung der erfahrungsabhängigen strukturellen Plastizität bei RSC.

Die gleichzeitige Zwei-Photonen<em&gt; In Vivo</em&gt; Imaging der synaptischen Eingänge und Postsynaptische Targets in der Maus retrosplenialen Cortex

Wir stellen eine in-Vivo imaging-Verfahren unter Verwendung von zwei unterschiedlichen Fluoreszenzfarbstoffen, um dynamische Wirbelsäule Gefäßveränderungen nach contusive Rückenmarksverletzungen bei Erwachsenen Sprague-Dawley Ratten zu verfolgen.

Eine In Vivo Duo-Farbe-Methode für Imaging-vaskuläre Dynamik nach Contusive Spinal Cord Injury

Dieses Protokoll beschreibt die Implantation eines Glasfensters auf das Rückenmark einer Maus, um die Visualisierung durch intravitale Mikroskopie zu erleichtern.

Laminektomie und Rückenmarksfenster-Implantation in der Maus

Die stimulierte Raman-Streuung (SRS) -Mikroskopie ermöglicht eine markierungsfreie Bildgebung von Biomolekülen basierend auf ihrer intrinsischen Schwingung spezifischer chemischer Bindungen. In diesem Protokoll wird der instrumentelle Aufbau eines integrierten SRS- und Zwei-Photonen-Fluoreszenzmikroskops beschrieben, um zelluläre Strukturen im Rückenmark lebender Mäuse sichtbar zu machen.

Im lebenden Organismus Bildgebung von biologischem Gewebe mit kombinierter Zwei-Photonen-Fluoreszenz und stimulierter Raman-Streumikroskopie

Dieses Protokoll enthält eine ausführliche Beschreibung eines Schritt-für-Schritt-Ansatzes für ein chronisches Schädelfenster- und mikrovaskuläres Embolismus-Mausmodell, das für die in vivo Zweiphotonenmikroskopie mit fluoreszierenden Polystyrol-Mikrosphären optimiert ist.

Mikrovaskuläres Embolismus-Mausmodell für die In-vivo-Zweiphotonenmikroskopie mit fluoreszierenden Polystyrol-Mikrosphären

Lernen Sie die stabile In-vivo-Bildgebung des Mäuserückenmarks mit Zwei-Photonen-Mikroskopie. Diese Methode minimiert Bewegungsartefakte durch tiefe Anästhesie und ein spezielles Stabilisierungsgerät.

In-vivo-Imaging von der Maus Spinal Cord mit Zwei-Photonen-Mikroskopie

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