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Unter pathologischen Bedingungen helfen aktivierte Mikroglia - spezialisierte Hirnmakrophagen - dabei, Krankheitserreger und Zelltrümmer zu eliminieren. Diese Mikroglia exprimieren einzigartige Rezeptoren, die sie von anderen Makrophagen unterscheiden.
Um Mikroglia zu isolieren, beginnen Sie mit einer Gehirnzellkultur, die aus transgenen Zebrafischen gewonnen wurde und spezifische fluoreszierende Moleküle in verschiedenen Zelltypen exprimiert.
Die Kultur enthält eine Mischung aus Neuronen - die rote Fluoreszenz exprimieren, Makrophagen - die grüne Fluoreszenz exprimieren, und nicht-fluoreszierenden Mikroglia.
Fügen Sie nun ein Blockierungsreagenz hinzu und inkubieren Sie die Kultur unter intermittierender Bewegung. Das Blockierungsreagenz bindet an die unspezifischen Stellen auf den Zellen und reduziert das Hintergrundsignal.
Als nächstes fügen Sie primäre Antikörper hinzu und inkubieren. Diese Antikörper binden an spezifische Rezeptoren, die auf der Oberfläche der Mikroglia exprimiert werden.
Die Kultur wird zentrifugiert und der Überstand mit ungebundenen Antikörpern entfernt. Resuspendieren Sie das Zellpellet in einem frischen Medium.
Anschließend Fluoreszenzfarbstoff-konjugierte Sekundärantikörper zugeben und inkubieren. Diese Antikörper binden an die primären Antikörper und verleihen dem Mikroglia-Antikörper-Komplex eine rote Farbe.
Zentrifugieren Sie die Kultur und entfernen Sie ungebundene Antikörper. Suspendieren Sie das Pellet in einem frischen Medium.
Filtern Sie die Zellen, um Schmutz zu entfernen.
Mit einem fluoreszenzaktivierten Zellsortierer (FACS) sortieren Sie die Population der Mikrogliazellen basierend auf ihrer Zellgröße und Fluoreszenz.
Die isolierten Mikroglia können für weitere Anwendungen verwendet werden.
Um Mikroglia zu immunfärben, verwenden Sie 0,3 Milliliter Medium A plus 2 % NGS, um das Zellpellet zu resuspendieren. Teilen Sie dann die Zellen auf drei 1,5-Milliliter-Röhrchen auf: eines für ungefärbte Zellen zur Messung der Autofluoreszenz, eines zur Messung der unspezifischen Bindung eines Sekundärantikörpers an Mikroglia und ein drittes als Test.
Geben Sie zu allen Röhrchen 1 % niedriges Endotoxin, azidfrei (LEAF), um CD16/CD32-Wechselwirkungen mit der Fc-Domäne von Immunglobulinen zu blockieren. Inkubieren Sie die Zellen dann 10 Minuten lang unter leichtem Rühren alle 5 Minuten.
Geben Sie dann den 4C4-Antikörper in das dritte Röhrchen und inkubieren Sie ihn 30 Minuten lang unter leichtem Rühren alle 10 Minuten. Dann die Röhrchen bei 300 x g und 4 Grad Celsius 10 Minuten lang drehen.
Nach dem Entsorgen des Überstands das Pellet einmal mit 0,5 Millilitern Medium A plus 2 % NGS waschen, bevor die Röhrchen erneut geschleudert werden. Resuspendieren Sie das Zellpellet mit 0,5 Millilitern Medium A plus 2 % NGS, fügen Sie dann 1 % LEAF hinzu und inkubieren Sie die Zellen 10 Minuten lang unter leichtem Rühren alle 5 Minuten.
Zu den Röhrchen 2 und 3 fügen Sie Sekundärantikörper hinzu und stellen Sie die Röhrchen in die Dunkelheit. Nachdem Sie die Röhrchen gedreht und den Überstand verworfen haben, verwenden Sie 0,5 Milliliter Medium A plus 2 % NGS, um die Proben zweimal zu waschen, und resuspendieren Sie dann die Zellpellets mit 1 Milliliter Medium A plus 2 % NGS.
Lassen Sie die Zellsuspension durch eine 35-Mikron-Zellsiebkappe laufen und überführen Sie sie in kalte 5-Millimeter-FACS-Röhrchen auf lichtgeschütztem Eis. Führen Sie abschließend die FACS-Sortierung und RNA-Extraktion gemäß dem Textprotokoll durch.