Normothermen Herzstillstand und Herz-Lungen: Ein Maus-Modell der Ischämie-Reperfusionsschaden

Ein leistungsfähiges Modell für perioperative und Intensivmedizin akute Nierenversagen wird vorgestellt. Mit ganzen Körper Hypoperfusion durch Herzstillstand ist es möglich, fast replizieren die histologische und funktionelle Veränderungen der klinischen AKI induziert.

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens ist es, die norm-themische globale Ischämie-Reperfusion zu modellieren, um die Wirkung von Interventionen auf diesen wichtigen und häufigen Krankheitszustand zu bewerten. Zunächst wird eine anästhesierte, instrumentierte Maus für einen Herzstillstand und eine Wiederbelebung oder eine Herz-Lungen-Wiederbelebung vorbereitet. Als nächstes wird ein Herzstillstand induziert.

Dann wird die Maus nach einem Herzstillstand mit Thoraxkompressionen und Adrenalin wiederbelebt. Letztendlich können funktionelle Assays wie Blutharnstoff, Stickstoff, Serumkreatinin, Alan-Transferasen, Aspartat bis hin zu kleinen Transferasen und Histologie durchgeführt werden, um die erheblichen Organschäden zu beurteilen. Das Vorhandensein früher Biomarker wie neutrophiles gelatineassoziiertes Lipo-Callin kann ebenfalls gemessen werden.

Schließlich wird hier das Ergebnis der Wiederbelebung bewertet, das als 24-Stunden-Transkardio-, Perfusions- und Nierenentnahme demonstriert wird. Der Hauptvorteil dieses Modells gegenüber unseren anderen Methoden, wie z. B. größeren Tiermodellen für Herzstillstand und Herz-Lungen-Wiederbelebung, besteht darin, dass Labormäuse kostengünstig, allgegenwärtig und in vielen transgenen Stämmen verfügbar sind. Schmieren Sie zunächst die Augen einer betäubten Maus und legen Sie das Tier in Rückenlage auf ein Heizkissen.

Legen Sie dann die Extremitäten des Tieres mit Klebeband ruhig, indem Sie die Hinterporen in eine neutrale Position bringen, aber die vier Poren so nah wie möglich an der Brustwand befestigen, um eine vollständige Exkursion der Brustwand während der Thoraxkompressionen zu ermöglichen. Schmieren Sie anschließend einen rektalen Temperaturfühler und setzen Sie ihn ein. Intubieren Sie die Luftröhre mit einem 22-Gauge-Teflonkatheter und einem abgewinkelten Einführgerät.

Die endotracheale Positionierung des Schlauches kann entweder durch Über- oder Unterdruck bestätigt werden. Durch Überdruck wird ein kleines Luftvolumen in das Rohr gepresst. Wenn der Schlauch nicht in der Speiseröhre, sondern in der Trache platziert wird, hebt sich der Brustkorb symmetrisch durch Unterdruck.

Eine kleine Menge Flüssigkeit wird in einen durchsichtigen Schlauch gegeben, der am Endotrachealtubus befestigt ist. Durch spontane Atemanstrengung der Maus wird die Flüssigkeit im Schlauch bewegt. Befestigen Sie den Endotrachealkatheter mit einer Drahtschlaufe am Schneidezahn und halten Sie den Schneidezahn leicht unter Spannung, um den Kopf während der Herzdruckmassage ruhig zu halten.

Beatmung der Maus mechanisch mit dem Nagetierbeatmungsgerät, das auf 140 Mikroliter eingestellt ist, 150 Atemzüge pro Minute. Legen Sie mit steriler Technik und einem Operationsmikroskop einen vorgespülten PE 10-Katheter in die Halsvene. Befestigen Sie den PE 10-Katheter mit chirurgischem Cyanacrylat-Kleber im Hautverschluss.

Platzieren Sie drei subkutane EKG-Elektroden, eine in der Nähe jedes Axi und eine im linken unteren Quadranten des Bauches. Stellen Sie sicher, dass alle Kabel fest an der Bedienoberfläche befestigt sind. Minimieren Sie die Signalkreuzungen und minimieren Sie die Isolatoren innerhalb des Signalpfads.

Sobald die Verbindung hergestellt ist, optimieren Sie das EKG-Signal auf dem Monitor. Stellen Sie sicher, dass die Maus normativ ist. Verabreichen Sie 40 Mikroliter Raumtemperatur, 0,5 molare Kaliumchlorid intravenös und beobachten Sie die isoelektrische Aufzeichnung im EKG.

Starten Sie den Arrest-Timer. Trennen Sie anschließend das Beatmungsgerät und stellen Sie den Anästhesiedampf ein. Schalten Sie das Heizkissen und alle anderen Geräte aus, die elektronische Geräusche erzeugen und die EKG-Überwachung beeinträchtigen könnten.

Legen Sie eine isolierende Decke über die Maus. Zeichnen Sie die Temperatur während eines Herzstillstands jede Minute auf. Verwenden Sie ggf. eine Heizlampe, um die Kerntemperatur auf den normalen thematischen Bereich zu bringen.

Schließen Sie das Beatmungsgerät nach sieben Minuten und 30 Sekunden Herzstillstand wieder an und erhöhen Sie die Frequenz auf 180 Atemzüge pro Minute. Die Durchführung von Herzdruckmassagen, um die spontane Durchblutung wiederherzustellen, ist der schwierigste Teil dieses Modells. Die Maus ist recht klein, daher sind Positionierung und Druck entscheidend.

Zu viel Druck führt zu Lungen- und Leberschäden und verringert das Überleben. Zu wenig Druck verringert die Wahrscheinlichkeit einer Rückkehr der spontanen Zirkulation. Der Brustkorb sollte von einem Drittel auf die Hälfte der ANA-Reihe komprimiert werden.

Zwischen den Kompressionen sollte ein hinterer Abstand und ein voller Rückstoß erlaubt sein. Das Scheitern des Überlebens in diesem Modell ist fast immer auf eine suboptimale HLW nach acht Minuten zurückzuführen. Initiieren Sie die Herzdruckmassage mit 300 Schlägen pro Minute.

Die Kompression des Brustkorbs sollte mit dem Zeigefinger erfolgen. Fünf Millimeter oberhalb des Xiphoid-Prozesses und etwas links vom Midline-Infuse. 0,5 Milliliter Adrenalin verdünnt auf 15 Mikrogramm pro Milliliter.

Beobachten Sie in den ersten 30 Sekunden der HLW das EKG sorgfältig auf die Rückkehr der Spontanzirkulation oder ROSC, in den ersten zwei Minuten werden häufige vorzeitige ventrikuläre Kontraktionen und Veränderungen der EKG-Achse beobachtet. ROSC und lösen sich fast immer in eine stetige Sinustachykardie auf. Notieren Sie bei zwei Minuten die Gesamtzeit der Wiederbelebung und die Adrenalindosis.

Notieren Sie die Temperatur 10 Minuten lang jede Minute. Wenn die Spontanatmung beginnt, in der Regel innerhalb von 12 bis 50 Minuten nach der ROSC, entfernen Sie den Jugularkatheter und üben Sie direkten Druck aus, um eine Blutstillung zu erreichen, extubieren Sie die Luftröhre, wenn die spontane Atemfrequenz mehr als 60 pro Minute beträgt. Platzieren Sie die Maus schließlich in einem Erholungskäfig auf einer temperaturkontrollierten Oberfläche, die für die ersten zwei Stunden nach dem Eingriff auf 37 Grad Celsius eingestellt ist, oder länger, wenn dies für eine vollständige Genesung von der Anästhesie erforderlich ist. Der Käfig kann 24 Stunden nach C-A-C-P-R in die postoperativen Standardhaltungsbedingungen gebracht werden. Anästhesieren Sie die Maus und führen Sie eine Transkardioperfusion zuerst mit Kochsalzlösung und dann mit Formalin durch. Nach der Fixierung, Eine Laparotomie wird durchgeführt, um die Angemessenheit der Nierenfixation zu überprüfen.

Ausreichend durchblutete und fixierte Nieren sind gut blanchiert. Ein Herzstillstand führt zu einem sofortigen Verlust der Durchblutung. Der hier dargestellte Druck wird als mittlerer arterieller Druck oder Karte dargestellt.

Dieser Verlust des Perfusionsdrucks führt zu einer nahezu vollständigen Beendigung des regionalen renalen kortikalen Blutflusses oder RR CBF während des gesamten Zeitraums des Herzstillstands im schattierten Bereich. Wie hier zu sehen ist, normalisiert sich die Wiederbelebung mit Thoraxkompression und Adrenalin-Rückkehr und RR CBF steigt in der Zeit nach der Wiederbelebung stetig an. In dieser Abbildung ist zu sehen, wie 24 Stunden nach dem Eingriff Blutharnstoffstickstoff oder BUN-Serumkreatinin und das Ausmaß des tubulären Zelltods bei Tieren, die sich einer Herz-Lungen-Wiederbelebung unterzogen haben, signifikant erhöht sind, verglichen mit Tieren, die mit einem Scheinverfahren behandelt wurden. Alan-Transferasen oder eine LT und Aspartat zu Minoro-Transferase oder eine ST bei ca, CPR-Mäusen im Vergleich zu scheinbehandelten Tieren.

Hier wurde ein Western Blot mit einem polyklonalen Antikörper gegen neutrophiles gallertartiges assoziiertes Lipo-Callin oder Endgal durchgeführt. Es wird ein sensitiver Indikator für eine ischämische Schädigung der Nieren gezeigt. Urinproben wurden unmittelbar vor und 24 Stunden nach C-A-C-P-R bei vier Tieren entnommen, die als A, B, C und D dargestellt werden. Diese Abbildung zeigt, dass N gal im Urin der Maus nach C-A-C-P-R massiv hochreguliert ist.

Diese Abbildung zeigt eine Hämat-, Toin- und Eoin-Färbung eines hilären Schnitts des Nierengewebes mit kurzer Achse 24 Stunden nach ca CPR fleckige, aber deutliche Schädigung der medullären und cortico medullären Tubuli mit tubulärer Verstopfung ist eine Fluor-Jade-B-Färbung der gleichen Region bei demselben Tier zu sehen. 24 Stunden nach C-A-C-P-R ist in dieser Abbildung zu sehen, die Fluorjade B färbt die nekrotischen Zellen hellgrün und zeigt eine fleckige Cortico-medulläre Tubulinnekrose. Diese Befunde ähneln im Wesentlichen den Nierenbiopsiebefunden von Menschen, die ein akutes Nierenversagen oder eine KI entwickeln, und im Gegensatz zu denen, die von anderen Tiermodellen einer KI produziert werden. Beim Versuch dieses Verfahrens ist es wichtig, daran zu denken, die Maus vor einer Pause sorgfältig zu positionieren, um das EKG-Signalrauschen zu minimieren und die Herzdruckmassage mit optimalem Druck durchzuführen.