A Swine Modell von neonataler Asphyxie

Das übergeordnete Ziel des folgenden Experiments ist es, die systemischen und regionalen hämodynamischen Veränderungen, die während der Erstickungs- und Reoxygenierungsprozesse auftreten, und die jeweiligen Auswirkungen der anwendbaren Interventionen zu untersuchen. Dies wird erreicht, indem das Tier zunächst chirurgisch mit Gefäß-, Tracheal-, Karotis-, Nieren- und Lungenkathetern auf die Einleitung und Überwachung der Hypoxie vorbereitet wird. Als nächstes wird eine alveoläre Hypoxie induziert, die eine schwere Hypoxämie verursacht, die beim Tier zu klinischer Asphyxie führt.

Schließlich wird der hypoxische Prozess nach zwei Stunden abrupt beendet, indem das Tier 30 Minuten lang mit 100 % Sauerstoff und dann 3,5 Stunden lang mit 21 % Sauerstoff reoxygeniert wird, wodurch die Wiederbelebung eines erstickten Neugeborenen simuliert wird. Diese Methode kann verwendet werden, um die fortschreitende Entwicklung von kardiogenem Schock, Hypotonie und schwerer metabolischer Azidose zu überwachen, die als Reaktion auf zwei Stunden schwerer Hypoxie auftreten. Die Implikationen dieser Technik erstrecken sich auf die Therapie der neonatalen Asphyxie, da die Methode die Asphyxie in einem klinischen Umfeld genau simuliert und den gesammelten Daten einen erheblichen translationalen Wert verleiht.

Im Allgemeinen werden Personen, die mit dieser Methode noch nicht vertraut sind, aufgrund der technischen Herausforderungen des chirurgischen Eingriffs und des medizinischen Wissens, das für die Durchführung der Hypoxie-Reoxygenierungsmanöver erforderlich ist, Schwierigkeiten haben. In dem Video wird Dr. David Bacon das Verfahren zusammen mit Dr. Rich Dip Gill, einem Doktoranden des Neural Science Laboratory, demonstrieren. Das hier gezeigte Protokoll ist ein Verfahren ohne Überleben.

Überwachen Sie die Sauerstoffsättigung und die Vitalparameter des anästhesierten neugeborenen Ferkels mittels Puls, Oximetrie bzw. Herz-Lungen-Monitor. Halten Sie die Rektaltemperatur mit einer Heizdecke und einem Wärmestrahler auf 38 bis 40 Grad Celsius. Um das Tier auf die Platzierung der Gefäßkatheter vorzubereiten, machen Sie einen zwei bis drei Zentimeter langen Schnitt.

Präparieren Sie in der rechten Leiste einen Zentimeter der rechten Oberschenkelarterie und einen Zentimeter der rechten Oberschenkelvene. Legen Sie 2 3 0 Fäden um jedes Gefäß für die Katheterisierung der rechten Oberschenkelvene. Legieren Sie das distale Ende der Vene.

Führen Sie einen Argyle-Katheter bis zu 15 Zentimeter ein. Platzieren Sie den Katheter am rechten Vorhof. Binden Sie beide Fäden zusammen, um den Katheter für die Arterienkatheterisierung des rechten Oberschenkels zu sichern.

Liver das distale Ende der Arterie. Hebe den proximalen String an, um den Blutfluss zu stoppen. Führen Sie einen Argyle-Katheter bis zu fünf Zentimetern ein und platzieren Sie den arteriellen Katheter an der infrarenalen Aorta, um den mittleren arteriellen Druck zu messen und eine Blutentnahme durchzuführen.

Binden Sie dann beide Fäden zusammen, um den Katheter zu sichern und die Haut zu schließen. Um das Tier auf die mechanische Beatmung vorzubereiten, machen Sie einen langen horizontalen Schnitt von zwei bis drei Zentimetern im Hals. Nachdem Sie einen Zentimeter der Luftröhre präpariert und freigelegt haben, legen Sie 2 1 0 Fäden um die Luftröhre.

Führen Sie als Nächstes einen Endotrachealtubus mit drei Nullpunkten in einem Zentimeter Entfernung in die Luftröhre ein. Schließen Sie den Schlauch an ein Beatmungsgerät an und beginnen Sie mit der mechanischen Beatmung. Binden Sie die Eins-Null-Schnüre, um den Endotrachealtubus zu sichern.

Nach dem Präparieren und Freilegen der Arteria carotis communis umschließen Sie das Gefäß mit einer Ultraschall-Durchflusssonde mit zwei RB Laufzeit, um den Blutfluss kontinuierlich zu messen. Nachdem Sie dem Tier eine zusätzliche Anästhesie verabreicht haben, legen Sie das Tier in die richtige seitliche Position, machen Sie einen langen Schnitt an der subkostalen Flanke und präparieren Sie vorsichtig die Muskelschichten. Legen Sie dann die Bauchaorta frei, wodurch die Gefäßbehandlung und Lymphschäden minimiert werden.

Präparieren Sie nun 0,5 bis einen Zentimeter der Arteria mesenterica superior und legen Sie eine transsonische Strömungssonde mit drei SB um sie herum. Als nächstes präparieren Sie 0,5 bis einen Zentimeter der linken Nierenarterie und legen Sie eine transsonische Strömungssonde mit zwei SB um sie herum. Schließen Sie dann die Haut und sichern Sie die Durchflusssonde bei Bedarf mit Klebeband.

Nachdem Sie dem Ferkel eine zusätzliche Anästhesie verabreicht und eine Thorakotomie am linken vierten Interkostalraum durchgeführt haben, verwenden Sie einen Zahnabstrich, um die linke Lunge nach unten zu drücken und den Sauerstoffgehalt bei Bedarf zu erhöhen. Obwohl das Platzieren des pulmonalarteriellen Katheters und der Flusssonde die schwierigsten Teile des experimentellen Verfahrens sind, ist die Lation der offenen Ductusarterien wichtig für die Verwendung des pulmonalen arteriellen Flusses als Surrogat des Herzzeitvolumens. Eine besondere Sorgfalt mit den folgenden Schritten führt daher zu einer genaueren Simulation der klinischen Hypoxie.

Öffnen Sie dann das Perikard. Identifizieren Sie die Ductus arteriosis, die von der Aorta bis zur Lungenarterie verläuft. Die Ductus arteriosis kann ligiert werden, wobei eine dicke Seidenkrawatte an ihrem Ursprung platziert wird.

Befreien Sie anschließend die Hauptpolarterie und führen Sie dann mit einem dicken Nullbinder eine Gefäßschlinge unter die Arterie. Verwenden Sie dann eine Fünf-Null-Prolin-Naht an der Basis der Arterie, um einen pro Strang für die Platzierung des Lungenarterienkatheters zu erstellen. Nehmen Sie nun ein 20-Gauge-Angio mit drei seitlichen Löchern in weniger als einem Zentimeter Entfernung von der Spitze des Katheters und führen Sie es bis zu einem Maximum von einem Zentimeter durch den Strang ein.

Überprüfen Sie dann den Katheter auf freien Fluss des venösen Blutes. Schließen Sie den Katheter an den Druckmesskopf an und prüfen Sie, ob der Druck und die Wellenform der Pulmonalarterie vorhanden sind. Ziehen Sie als Nächstes die Handschnur fest, um den Lungenkatheter zu sichern.

Platzieren Sie dann eine transsonische Durchflusssonde mit sechs SB um die Lungenhauptarterie. Platzieren Sie schließlich Ultraschallgel zwischen der Durchflusssonde und der Arterie, um eine optimale Signalübertragung zu ermöglichen, und bedecken Sie die Wunde mit feuchter Kochsalzlösung, um eine Hypoxie zu induzieren. Verringern Sie die eingeatmete Sauerstoffkonzentration auf 12 %, indem Sie die Konzentration des eingeatmeten Stickstoffgases erhöhen.

Stellen Sie dann die eingeatmete Sauerstoffkonzentration zwischen 10 und 15 % ein, um zwei Stunden lang einen arteriellen Sauerstoffpartialdruck von 20 bis 40 Millimeter Quecksilbersäule und eine arterielle Sauerstoffsättigung von 30 bis 40 % zu erhalten. Führen Sie anschließend eine arterielle Blutanalyse durch, um den arteriellen Partialdruck von Kohlendioxid zu beurteilen und die Beatmungsrate entsprechend anzupassen. Überwachen Sie weiterhin auf Veränderungen des Blutflusses an der Halsschlagader, der oberen Mesenterialarterie und der linken Nierenarterien.

Während der zweiten Stunde der Hypoxie wird der hypoxische Stress erhöht, um das Herzzeitvolumen stetig auf 30 bis 40 % des mittleren arteriellen Ausgangsdrucks auf 30 bis 35 Millimeter Quecksilbersäule und den arteriellen pH-Wert auf 6,95 bis 7,05 zu senken. Erhöhen Sie die eingeatmete Sauerstoffkonzentration schlagartig auf 100 %, indem Sie das Stickstoffgas absetzen und gleichzeitig den reinen Sauerstoff beibehalten. Beachten Sie die dramatische Erholung des Herzzeitvolumens, des mittleren arteriellen Drucks und anderer hämodynamischer Parameter.

Setzen Sie die Wiederbelebung mit 100 % Sauerstoff für eine halbe Stunde nach diesem Zeitraum fort. Schnelle Reduzierung der eingeatmeten Sauerstoffkonzentration auf 21 %Die Induktion einer Hypoxämie beim neugeborenen Ferkel in der ersten Stunde der Hypoxie führt zu einer Erhöhung des Herzzeitvolumens oder des pulmonalen arteriellen Flusses auf 130 % bis 140 % des Ausgangswertes. Typischerweise erreicht das Herzzeitvolumen seine maximale Kompensation zwischen den ersten 30 und 60 Minuten der Hypoxie.

Es wird auch ein Anstieg der Herzfrequenz während der Hypoxie beobachtet. Der weitere Blutfluss wird zentralisiert, was zu einer verminderten mesenterialen und renalen Perfusion führt. Gleichzeitig wird in der zweiten Stunde der Hypoxie ein erhaltener oder erhöhter Fluss der Arteria carotis communis beobachtet.

Es kommt zu einer stetigen Abnahme des Herzzeitvolumens, einer Entwicklung von Hypotonie und einer Verlangsamung der Herzfrequenz mit oder ohne Herzrhythmusstörungen. Hypoxie induziert auch eine pulmonale Hypotonie mit erhöhtem Lungenarteriendruck, wie hier in dieser endgültigen Abbildung zu sehen. Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie Sie den systemischen und regionalen hämodynamischen Zustand bei einem neugeborenen Ferkel kontinuierlich überwachen und messen können.

Einmal gemeistert, kann diese Technik in 75 Minuten durchgeführt werden, wenn sie richtig nach dem Verfahren ausgeführt wird. Andere Methoden, wie die Platzierung von Sensoren für freie Radikale in der Großhirnrinde, können durchgeführt werden, um zusätzliche Fragen zu beantworten, wie z.B.: Welche Rolle spielt die Erzeugung freier Radikale bei der hypoxischen ischämischen Enzephalopathie?