Name: A Swine Modell von neonataler Asphyxie (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-10-11T12:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 36 s
Description: Erfahren Sie, wie systemische und regionale hämodynamische Veränderungen bei neonataler Asphyxie an neugeborenen Ferkeln untersucht werden. Dieses Modell simuliert klinische Reanimationsbedingungen und liefert wertvolle translationalen Erkenntnisse für die Therapie.

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Die Autoren bedanken sich bei den Canadian Institutes of Health Research (MOP53116) und der Alberta Heritage Foundation for Medical Research danken für den Betriebskostenzuschuss und Etablierung Fonds bzw. die Entwicklung von diesem experimentellen Modell unterstützen.

Ein. Anästhesie <ol><li> Die Durchflussrate des Narkosemittels Maschine 2l/min. Schließen Sie das Abgas zu Vakuumsauger. </li><li> Verantwortlicher Gesichtsmaske mit Narkosegas (Isofluran) bei 5% (~ 3 min). </li><li> Neugeborene Ferkel werden mit inhalativen Isofluran 5% in 100% Sauerstoff (ca. 3 Min.) induziert werden. </li><li> Aufrechterhaltung der Narkose auf 2-3% des Isofluran. Feineinstellung Isofluran um 0,5% gegebenenfalls jedoch kann sie von 0,5 bis 5% je nach dem Zustand der Ferkel reichen. </li><li> Sobald der Gefäßzugang festgestellt wurde, kann der Inhalationsanästhesie nach intravenösen Anästhesie unter Verwendung Fentanyl (5-50 mcg / kg / h) und Midazolam (200-500 mcg / kg / h) Infusionen geschaltet werden. Pancuronium (50-100 ug / kg / h) erforderlich, um übermäßige Muskelbewegungen während der Operation zu steuern, während die Fähigkeit zur Tieres Zustand beobachtet wird für die Anpassung von Anästhetikum Medikamente konserviert werden. </li><li> Das Ferkel wird durch Pulsoxymetrie überwacht (perkutane Sauerstoff saturation bei 95-100%) und EKG (Herzfrequenz bei 130-170 Schläge / min). </li><li> Die Ferkel rektale Temperatur auf 38-40 ° C gehalten mit Heizdecke und Wärmestrahler. </li><li> Die Narkose Zustand der Ferkel wird regelmäßig über den Versuchszeitraum mit neurologischen (Pupillengröße, tränende Augen, Körperbewegungen) ausgewertet, Verhaltensstörungen (Agitation), Herz-Kreislauf (Tachykardie und Hypertonie) und Atemwegserkrankungen (Tachypnoe) Parameter entsprechend. Minimal Lähmungen gegeben. Bisherige Erfahrungen der Anästhesie bei Ferkeln mit und ohne Lähmung wäre nützlich für die Auswertung. </li><li> Das Protokoll ist ein nicht-Überleben Prozedur mit Euthanasie des Tieres am Ende des Experiments mit einer Überdosis von Pentobarbital (100 mg / kg) intravenös. </li></ol> 2. Chirurgische Platzierung des vaskulären Kathetern an der Leiste (Abbildung 1) <ol><li> Machen Sie einen langen 2-3cm Schnitt in der rechten Leiste. </li><li> Dissect 1cm rechts femoral venösen und 1cm right Oberschenkelarterie. Legen Sie zwei 3-0 Saiten um jedes Schiff. </li><li> Rechte femorale Katheterisierung: Ligieren des distalen der Vene. Legen Sie eine Argyle Katheter (3,5 oder 5 Französisch, Doppel-Lumen) (Covidien, Mansfield, MA) bis 15cm und dies wird in den rechten Vorhof platzieren. Tie beide Zeichenfolgen in den Katheter zu sichern. Der Katheter kann für Wartungs-Fluid und Medikamente Infusion (sekundären Port) und zentralvenöse / rechtsatrialen Druckmessung (Hauptöffnung) verwendet werden. </li><li> Rechte femorale arterielle Katheterisierung: Ligieren des distalen der Arterie. Heben Sie den proximalen String, um den Blutfluss zu stoppen. Legen Sie eine Argyle Katheter (3,5 oder 5 Französisch, Single-Lumen) zu 5cm. Dadurch wird der arteriellen Katheter an der Infrarot-renalen Aorta zur kontinuierlichen mittleren arteriellen Druckmessung und Blutentnahme platzieren. Tie beide Zeichenfolgen in den Katheter zu sichern. </li><li> Schließen Sie die Haut. </li></ol> 3. Stellen mechanischen Beatmung (Abbildung 2) <ol><li> Machen Sie einen langen 2-3cm horizontalInzision in den Nacken. </li><li> Sezieren und Setzen 1cm der Luftröhre. Legen Sie zwei 1-0 Saiten um die Luftröhre. </li><li> Legen Sie einen Endotrachealtubus (3,0 bzw. 3,5) bei 1cm in die Luftröhre. Verbinden mit einem Ventilator und beginnen mechanischen Beatmung. Sichern Sie den Endotrachealtubus. </li><li> Sezieren und setzen die Arteria carotis communis. Umschließen das Schiff mit einer Laufzeit Ultraschall-Durchfluss-Sonde (2SB oder 2RB, Transonic Systems Inc., Ithica, NY) für die kontinuierliche Messung des Blutflusses. </li></ol> 4. Platzierung von Strömungssonden am mesenterica superior (Abb. 3) und der linken Niere (Abbildung 4) Arterien <ol><li> Zusätzliche Dosen von Fentanyl (5-10 mcg / kg) und Acepromazin (0,01-0,02 mg / kg) vor Hautschnitt erforderlich. </li><li> Machen Sie einen langen subkostalen-Flankenschnitt und sorgfältig sezieren Muskelschichten. </li><li> Setzen Sie die Bauchaorta. </li><li> Minimieren vaskulären Handling (Vasospasmus) und lymphatische Verletzungen. </li><li> Dissect 0,5-1cm mesenterica superior undlegte eine Transonic Flow-Sonde (3SB) um ihn herum. </li><li> Dissect 0,5-1cm linke Nierenarterie und legte ein Transonic Flow-Sonde (2SB) um ihn herum. </li><li> Schließen Sie die Haut und sichern die Strömungssonde. </li></ol> 5. Platzierung Lungenarterienkatheter (Abbildung 5) und Strömungssonde (Abbildung 6) <ol><li> Zusätzliche Dosen von Fentanyl (5-10 mcg / kg) und Acepromazin (0,01-0,02 mg / kg) vor Hautschnitt erforderlich. </li><li> Lie das Tier an der rechten Seitenlage. </li><li> Thorakotomie auf der linken vierten Interkostalraum. </li><li> Watch out für die mammaria Arterie und Vene, ligieren, wenn nötig. </li><li> Verwenden Sie eine zahnärztliche Tupfer drücken Sie die linke Lunge und erhöhen Sauerstoff benötigt. </li><li> Öffnen Sie den Herzbeutel. </li><li> Identifizieren des Ductus arteriosus, die von der Lungenarterie zu der Aorta verläuft. </li><li> Ductus arteriosus kann durch Platzieren eines Clips oder durch eine dicke "3-O Seide" tie an ihrem Ursprung ligiert werden. </li><li> Free the wichtigsten Lungenarterie und Pass avascular Schlinge mit einem dicken "0" binden. </li><li> Durchführen einer Tabaksbeutelnaht (5-0 Prolene) Nahtmaterial an der Basis für die Platzierung von Lungenarterienkatheter. </li><li> Einfügen eines 20G Angiokatheter (mit 3 Seitenlöcher bei weniger 1 cm von der Spitze des Katheters) durch die Tabaksbeutelnaht auf maximal 1 cm beträgt. </li><li> Überprüfen Sie für freien Durchfluss des venösen Blutes. </li><li> Verbinden Sie Druckwandler für die pulmonale arterielle Druck und Wellenform zu überprüfen. </li><li> Ziehen Sie die Tabaksbeutelnaht und sichern Lungenkatheter. </li><li> Legen Sie eine Transonic Flow-Sonde (6SB) um die wichtigsten Lungenarterie. </li><li> Zeigen Ultraschall-Gel zwischen den Strömungssonde und Arterie für eine optimale Signalübertragung ermöglichen. </li><li> Bedecken Sie die Wunde mit mit Kochsalzlösung getränkten. </li></ol> 6. Hypoxie und Reoxygenierung-Protokoll <ol><li> Verringern der eingeatmeten Sauerstoffkonzentration zu 10% durch eine Erhöhung der Konzentration an eingeatmetem Stickstoffgas Hypoxämie induzieren. </li><li> Passen Sie die eingeatmeten SauerstoffsKonzentration zwischen 10% und 15%, um eine PaO2 von 20-40 mmHg oder SaO 2 von 30-40% für 2h erhalten. </li><li> Führen arteriellen Blut Analyse PaCO 2 bewerten und anzupassen Ventilator Rate entsprechend. </li><li> Mit der Induktion von Hypoxämie, wird die erste Stunde kontinuierlich Induzieren einer Tachykardie (und Herzzeitvolumen) Reaktion gewidmet. </li><li> Weiterhin für Veränderungen des Blutflusses in der Arteria carotis, mesenterica superior und linken Nierenarterien überwachen. </li><li> Während der zweiten Stunde der Hypoxie, die hypoxischen Stress stetig geringer Herzleistung auf 30-40% des Ausgangswertes erhöht, den mittleren arteriellen Druck auf 30-35 mmHg und arterielle pH 6,95-7,05. </li><li> Hypoxischen Stress kann vorzeitig beendet oder verlängert werden, indem 15 min nach Bedarf. </li><li> Erhöhen eingeatmete Sauerstoffkonzentration schlagartig auf 100% abrupt durch den Verzicht auf Stickstoff, während sie weiterhin reinem Sauerstoff. </li><li> Überwachen Herzleistung, den mittleren arteriellen Druck und andere hämodynamische Abs.m für eine schnelle Wiederherstellung. </li><li> Reanimation mit 100% Sauerstoff für 0.5h fortgesetzt werden. Nach dieser Zeit, reduzieren die eingeatmete Sauerstoffkonzentration schnell auf 21%. </li><li> Weiter Reoxygenierung mit 21% Sauerstoff für den verbleibenden Zeitraum des Experiments. Die eingeatmete Sauerstoffkonzentration auf 25% titriert werden, wenn nötig. </li><li> Fluid Boli von 10 Lactat-Lösung ml / kg Ringer kann gegebenenfalls während der experimentellen Phase benötigt werden. Sein Einsatz hat protocolized werden. </li></ol> 7. Repräsentative Ergebnisse: Die Induktion von Hypoxämie in der neugeborenen Ferkeln auf der ersten Stunde Hypoxie sollte die Herzleistung (pulmonale arterielle flow) zu 120% -130% des Ausgangswertes (7A) und Herzfrequenz (7B) zu erhöhen. Normalerweise sollte Herzleistung seinen Höhepunkt erreichen Ausgleich zwischen dem ersten 0.5h und 1h von Hypoxie. Weitere, Blutfluss werden sollte zentralisiert was zu einer verminderten michsenteric und renale Perfusion, sondern eine gut erhaltene oder erhöht carotis arteriellen Blutfluss (Abbildung 8). Während der zweiten Stunde der Hypoxie, gibt es eine stetige Abnahme der Herzleistung, die Entwicklung von Hypotonie (9A), Verlangsamung der Herzfrequenz mit oder ohne Arrhythmie aufgetreten. Hypoxie sollte Lungenhochdruck mit erhöhter Pulmonalarteriendruck (9B), der manchmal in der endgültigen 30 min von Hypoxie kann niedriger als die Herzleistung abnimmt induzieren. Nach Reanimation, werden alle hämodynamischen Parameter unverzüglich normoxischen Basislinie wiederherzustellen, mit Ausnahme des renalen Blutflusses die allmählich wieder über die erste Stunde der Reoxygenierung. Allerdings werden die hämodynamischen Parameter speziell für die Herzleistung und den mittleren arteriellen Druck allmählich verschlechtern über die ersten 2 Stunden der Reoxygenierung um etwa 70-75% der normoxischen Grundlinie und 35-45 mmHg. Das Herz-Kreislauf-dysfunctieingeschaltet ist zumindest teilweise für myocardial stunning und Optionsscheine Herz-Kreislauf-unterstützende Therapien wie vasoaktiven und inotropen Substanzen. <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/3166/3166fig1.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Abbildung 1"> Abbildung 1: Schnitt Groin mit der Platzierung des femoralen arteriellen und venösen Kathetern <img alt="Abbildung 2" src="/files/ftp_upload/3166/3166fig2.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Abbildung 2"> Abbildung 2: Neck Schnitt mit der Platzierung eines Endotrachealtubus und einer Strömungssonde um die Arteria carotis communis <img alt="Abbildung 3" src="/files/ftp_upload/3166/3166fig3.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Abbildung 3"> Abbildung 3: Flankenschnitt mit der Isolierung von A. mesenterica superior <img alt="Abbildung 4" src="/files/ftp_upload/3166/3166fig4.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Abbildung 4"> Abbildung 4: Flankenschnitt mit der Isolierung der linken Nierenarterie <img alt="Abbildung 5" src='"/' files> Abbildung 5: Thorakotomie mit der Platzierung Lungenarterienkatheter <img alt="Abbildung 6" src="/files/ftp_upload/3166/3166fig6.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Abbildung 6"> Abbildung 6: Thorakotomie mit der Platzierung eines Transonic Flow-Sonde auf die wichtigsten Lungenarterie <img alt="Abbildung 7" src="/files/ftp_upload/3166/3166fig7.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Abbildung 7"> Abbildung 7: Zeitliche Veränderungen in (A) Herzzeitvolumen (pulmonale arterielle Fluss) und (B) Herzfrequenz während Hypoxie und Reoxygenierung <img alt="Abbildung 8" src="/files/ftp_upload/3166/3166fig8.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Abbildung 8"> Abbildung 8: Zeitliche Veränderungen der Durchblutung bei (A) A. carotis, (B) mesenterica superior und (C) linken Nierenarterien während Hypoxie und Reoxygenierung <img alt="Abbildung 9" src="/files/ftp_upload/3166/3166fig9.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Abbildung 9"> Abbildung 9: TemporalVeränderungen in (A) den mittleren arteriellen Druck und (B) Lungenarterie Druck während Hypoxie und Reoxygenierung

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Keine Interessenskonflikte erklärt.

Die aktuelle experimentelle Protokoll hat einen Vorteil, um die systemischen und regionalen hämodynamischen Veränderungen bei neugeborenen Probanden während der Hypoxie und Reoxygenierung zu begutachten. Wir können auch die jeweiligen Auswirkungen von Interventionen verwendet, um die Herz-Kreislauf-Funktion während der Wiederherstellung zu verbessern. Wir und andere haben die Erfahrungen und Erkenntnisse in der Studie von neonataler Asphyxie in Bezug auf die Wirkung auf die kardiovaskuläre 1, pulmonale 2...

a swine modell von neonataler asphyxie

A Swine Model of Neonatal Asphyxia

Jährlich mehr als 1 Million Neugeborenen sterben weltweit um Asphyxie verwandt. Asphyxiated Neugeborenen haben üblicherweise Multiorganversagen einschließlich Hypotonie, Perfusionsdefizit, hypoxisch-ischämischen Enzephalopathie, pulmonale Hypertonie, vasculopathic Enterokolitis, Nierenversagen und thromboembolische Komplikationen. Tiermodelle entwickelt, um uns helfen zu verstehen die Pathophysiologie und Pharmakologie von neonataler Asphyxie. Im Vergleich zu Nagetieren und neugeborenen Lämmern hat die neugeborenen Ferkeln nachgewiesen worden, ein wertvolles Modell sein. Das neugeborene Ferkel hat mehrere Vorteile, einschließlich ähnliche Entwicklung wie die 36-38 Wochen menschlichen Fötus mit vergleichbaren Systeme des Körpers, große Körpergröße (~ 1,5-2 kg bei der Geburt), die die Instrumentierung und Überwachung des Tieres ermöglicht und steuert die Störvariablen der Hypoxie und hämodynamische Störungen. Wir beschreiben hier eine experimentelle Protokoll neonatale Asphyxie simulieren und ermöglichen es uns, die systematisch zu untersuchenmic und regionalen hämodynamischen Veränderungen während der erstickenden und Reoxygenierung Prozess sowie die jeweiligen Auswirkungen der Interventionen. Ferner hat das Modell den Vorteil studieren Multiorganversagen oder Dysfunktion gleichzeitig und die Wechselwirkung mit verschiedenen Systeme des Körpers. Das experimentelle Modell ist ein nicht-Überlebensrate Prozedur, die die chirurgischen Instrumente der neugeborenen Ferkel (1-3 Tage alt und 1,5-2,5 kg Gewicht, Mischling) beinhaltet die Errichtung der mechanischen Beatmung, Kreislauf (arterielle und zentralvenöse) Zugang zu ermöglichen und die Plazierung von Kathetern und Sonden Strömung (Transonic Inc.) für die ständige Überwachung des intravaskulären Drucks und des Blutflusses in verschiedenen Arterien einschließlich der wichtigsten pulmonale, carotis, mesenterica superior und linken Nierenarterien. Mit diesen operativ instrumentierten Ferkel, nach Stabilisierung für 30-60 Minuten von Z &lt;10% Schwankung der hämodynamischen Parameter und normale Blutgase definiert, beginnen wir ein experimentelles Protokollschwerer Hypoxämie die über normokapnischen alveoläre Hypoxie induziert. Das Ferkel ist mit 10-15% Sauerstoff durch die Erhöhung der Konzentration des inhalierten Stickstoffgas für 2h, strebt arteriellen Sauerstoffsättigung von 30-40% belüftet. Dieser Grad der Hypoxie wird die klinische Asphyxie mit schwerer metabolischer Azidose, systemischer Hypotonie und kardiogenen Schock mit Minderperfusion lebenswichtiger Organe zu produzieren. Die Hypoxie wird durch Reoxygenierung mit 100% Sauerstoff für 0.5h und dann 21% Sauerstoff für 3.5h gefolgt. Pharmakologische Interventionen können zu gegebener Zeit eingeführt werden und ihre Auswirkungen in einer verblindeten, Block-randomisiert untersucht.

Großtiermodelle haben gute translationale Werte in der Untersuchung der Physiologie und Pharmakologie von neonataler Asphyxie. Mit neugeborenen Ferkeln, entwickeln wir ein experimentelles Protokoll neonatale Asphyxie die Vorteile eines Studiums der systemischen und regionalen Hämodynamik, Sauerstoff-Transport mit biochemischen und pathologischen Wege und Zusammenhänge hat zu simulieren.

A Swine Modell von neonataler Asphyxie

Jährlich sterben weltweit mehr als 1 Million Neugeborene in Zusammenhang mit einer Asphyxie. Asphyxiierte Neugeborene weisen häufig ein Multiorganversagen auf, einschließlich Hypotension, ...

Das übergeordnete Ziel des folgenden Experiments besteht darin, die systemischen und regionalen hämodynamischen Veränderungen während der Prozesse der Asphyxie und Reoxygenierung sowie die jeweiligen Wirkungen geeigneter Interventionen zu untersuchen. Dies wird erreicht, indem das Tier zunächst chirurgisch vorbereitet wird, wobei Gefäß-, Tracheal-, A. carotis-, mesenterische, renale und pulmonale Katheter zur Induktion und Überwachung der Hypoxie eingesetzt werden. Anschließend wird eine alveoläre Hypoxie induziert, die eine schwere Hypoxämie hervorruft und klinische Asphyxie beim Tier verursacht.Schließlich wird der hypoxische Prozess nach zwei Stunden abrupt durch eine Reoxygenierung des Tieres mit 100 % Sauerstoff für 30 Minuten und anschließend mit 21 % Sauerstoff für 3,5 Stunden beendet, wodurch eine Reanimation eines asphyktischen Neugeborenen simuliert wird. Diese Methode kann verwendet werden, um die fortschreitende Entwicklung eines kardiogenen Schocks, einer Hypotonie und einer schweren metabolischen Azidose zu überwachen, die als Reaktion auf zwei Stunden schwerer Hypoxie auftreten. Die Bedeutung dieser Technik reicht bis in die Therapie der neonatalen Asphyxie hinein, da die Methode die klinische Asphyxie sehr genau simuliert und den gewonnenen Daten damit einen hohen translationsmedizinischen Wert verleiht.Im Allgemeinen werden Personen, die mit dieser Methode neu sind, Schwierigkeiten haben, da die technischen Herausforderungen des chirurgischen Eingriffs und das medizinische Fachwissen, das für die Durchführung der Hypoxie-Reoxygenierungs-Manöver erforderlich ist. In dem Video wird Dr. David Bacon das Verfahren gemeinsam mit Dr. Rich Dip Gill, einem Doktoranden aus dem Labor für Neurowissenschaften, demonstrieren. Der hier gezeigte Protokollablauf ist ein nicht überlebensfähiger Eingriff.Überwachen Sie die Sauerstoffsättigung und die Vitalzeichen des anästhesierten neugeborenen Ferkels mithilfe von Pulsoximetrie bzw. einem kardiopulmonalen Monitor. Halten Sie die rektale Körpertemperatur mit einer Heizdecke und einer Strahlungswärmequelle bei 38 bis 40 Grad Celsius. Um das Tier für die Platzierung der vaskulären Katheter vorzubereiten, führen Sie einen zwei bis drei Zentimeter langen Schnitt durch.Dissezieren Sie im rechten Leistenbereich ein Zentimeter der rechten A. femoralis und ein Zentimeter der rechten V. femoralis. Legen Sie 2 3 0 Fäden um jedes Gefäß für die Katheterisierung der rechten V. femoralis. Ligieren Sie das distale Ende der Vene.Führen Sie einen Argyle-Katheter bis zu einer Tiefe von 15 Zentimetern ein. Positionieren Sie den Katheter im rechten Vorhof. Binden Sie beide Schnüre fest, um den Katheter für eine Katheterisierung der rechten Femoralarterie zu sichern.Ligieren Sie das distale Ende der Arterie. Heben Sie den proximalen Faden an, um den Blutfluss zu stoppen. Führen Sie einen Argyle-Katheter bis zu fünf Zentimeter ein, wobei der arterielle Katheter in der Aorta infrarenalis platziert wird, um den kontinuierlichen mittleren arteriellen Druck zu messen und Blutproben zu entnehmen.Dann beide Fäden verknoten, um den Katheter zu befestigen, und die Haut verschließen. Um das Tier auf eine maschinelle Beatmung vorzubereiten, einen langen horizontalen Schnitt von zwei bis drei Zentimetern Länge im Halsbereich anlegen. Nachdem ein Zentimeter der Trachea präpariert und freigelegt wurde, zwei 1 0 Fäden um die Trachea legen.Als Nächstes führen Sie einen endotrachealen Schlauch mit der Größe Drei-Null einen Zentimeter in die Luftröhre ein. Verbinden Sie den Schlauch mit einem Beatmungsgerät und beginnen Sie die maschinelle Beatmung. Binden Sie die Ein-Null-Schnüre, um den endotrachealen Schlauch zu fixieren.Nach der Dissektion und Freilegung der Arteria carotis communis wird das Gefäß mit einer Ultraschall-Flusssonde für die Transitzeitmessung (zwei RB) umschlossen, um den Blutfluss kontinuierlich zu messen. Nach Gabe einer zusätzlichen Anästhesiedosis wird das Tier in rechte Seitenlage gebracht und ein langer subcostaler Flankenschnitt angelegt, wobei die Muskelschichten vorsichtig dissekiert werden. Anschließend wird die Aorta abdominalis freigelegt, wobei ein schonender Umgang mit dem Gefäß und eine Minimierung von Verletzungen des Lymphsystems angestrebt wird.Präparieren Sie nun 0,5 bis einen Zentimeter der Arteria mesenterica superior und legen Sie eine 3SB-Transonic-Flusssonde darum. Danach präparieren Sie 0,5 bis einen Zentimeter der linken Arteria renalis und legen Sie eine 2SB-Transonic-Flusssonde darum. Anschließend schließen Sie die Haut und befestigen die Flusssonde mit Klebeband, falls erforderlich.Nachdem das Ferkel mit zusätzlicher Anästhesie behandelt und eine Thorakotomie im linken vierten Interkostalraum durchgeführt wurde, verwenden Sie einen Zahnabstrich, um den linken Lungenflügel herunterzudrücken, und erhöhen Sie den Sauerstoffbedarf entsprechend. Obwohl das Einbringen des pulmonalarteriellen Katheters und des Durchflusssensors die schwierigsten Teile des experimentellen Verfahrens darstellen, ist die Lokalisation des offenen Ductus arteriosus wichtig für die Verwendung des pulmonalarteriellen Flusses als Surrogat des Herzzeitvolumens. Daher führen besondere Sorgfalt bei den folgenden Schritten zu einer genaueren Simulation einer klinischen Hypoxie.Öffnen Sie anschließend das Perikard. Identifizieren Sie den Ductus arteriosus, der von der Aorta zur Lungenarterie verläuft. Der Ductus arteriosus kann durch Anlegen einer dicken dreifachen Null-Seidenschnur an seiner Ursprungsstelle ligiert werden.Als Nächstes lösen Sie die Hauptast der Arteria pulmonalis und führen Sie mithilfe einer dicken Naht (0) einen vaskulären Schlinge unter die Arterie. Verwenden Sie dann eine Naht aus 5-0-Proline am Basisabschnitt der Arterie, um einen Perstring zur Platzierung des Pulmonalarterienkatheters anzulegen. Nehmen Sie nun einen 20-Gauß-Angiokatheter mit drei Seitenöffnungen in einem Abstand von weniger als einem Zentimeter von der Katheterspitze und führen Sie ihn durch den Perstring bis zu einem Maximum von einem Zentimeter ein.Überprüfen Sie anschließend den Katheter auf ungehinderten Fluss von venösem Blut. Verbinden Sie den Katheter mit dem Druckmesswandler und überprüfen Sie den pulmonalarteriellen Druck und die Druckkurve. Danach ziehen Sie die Zugnaht fest, um den Pulmonalkatheter zu sichern.Dann platzieren Sie eine sechsstellige SB-transsonische Durchflusssonde um die Lungenarterie. Schließlich tragen Sie Ultraschallgel zwischen die Durchflusssonde und die Arterie auf, um eine optimale Signalübertragung zu gewährleisten, und bedecken die Wunde mit feuchter Salinagaze, um Hypoxie zu induzieren. Verringern Sie die inspirierte Sauerstoffkonzentration auf 12 %, indem Sie die Konzentration des inhalierten Stickstoffgases erhöhen.Danach die inspirierte Sauerstoffkonzentration zwischen 10 und 15 % einstellen, um einen arteriellen Sauerstoffpartialdruck von 20 bis 40 Millimeter Quecksilber und eine arterielle Sauerstoffsättigung von 30 bis 40 % für zwei Stunden zu erreichen. Anschließend eine arterielle Blutgasanalyse durchführen, um den arteriellen Kohlendioxidpartialdruck zu bestimmen, und die Beatmungsfrequenz entsprechend anpassen. Weiterhin die Durchblutung an der Arteria carotis communis, der Arteria mesenterica superior und der linken Nierenarterie auf Veränderungen überwachen.Während der zweiten Stunde der Hypoxie wird der hypoxische Stress erhöht, um den Herzzeitvolumen kontinuierlich auf 30 bis 40 % des Ausgangswerts zu senken, den mittleren arteriellen Blutdruck auf 30 bis 35 Millimeter Quecksilber und den arteriellen pH-Wert auf 6,95 bis 7,05. Erhöhen Sie die inspirierte Sauerstoffkonzentration abrupt auf 100 %, indem Sie die Zufuhr von Stickstoffgas abbrechen und gleichzeitig reines Sauerstoffgas weiterführen. Beobachten Sie die dramatische Erholung des Herzzeitvolumens, des mittleren arteriellen Blutdrucks und anderer hämodynamischer Parameter.Setzen Sie die Reanimation mit 100 % Sauerstoff für eine halbe Stunde nach diesem Zeitraum fort. Verringern Sie die inspiratorische Sauerstoffkonzentration schnell auf 21 %. Die Induktion einer Hypoxämie beim neugeborenen Ferkel während der ersten Stunde der Hypoxie führt zu einem Anstieg des Herzzeitvolumens oder des pulmonalarteriellen Flusses auf 130 % bis 140 % des Ausgangswerts. Typischerweise erreicht das Herzzeitvolumen seine maximale Kompensation zwischen der ersten und der sechzigsten Minute der Hypoxie.Während der Hypoxie wird ebenfalls eine Zunahme der Herzfrequenz beobachtet. Der Blutfluss zentralisiert sich weiter, was zu einer verminderten mesenterialen und renalen Perfusion führt. Gleichzeitig wird während der zweiten Stunde der Hypoxie ein beibehaltener oder erhöhter Blutfluss in der Arteria carotis communis beobachtet.Es kommt zu einem stetigen Abfall des Herzzeitvolumens, zur Entstehung einer Hypotonie und zu einer Verlangsamung der Herzfrequenz mit oder ohne Arrhythmie. Hypoxie führt außerdem zu einer pulmonalen Hypotonie mit erhöhtem pulmonalarteriellem Druck, wie hier in dieser letzten Abbildung dargestellt. Nach dem Ansehen dieses Videos sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie der systemische und regionale hämodynamische Zustand in einem neugeborenen Ferkel kontinuierlich überwacht und gemessen werden kann.Wenn man diese Technik einmal beherrscht, kann sie in 75 Minuten durchgeführt werden, sofern das Verfahren korrekt befolgt wird. Andere Methoden, wie die Platzierung von Freiradikalsensoren im Großhirnkortex, können durchgeführt werden, um zusätzliche Fragen zu beantworten, beispielsweise: Welche Rolle spielt die Bildung von Freiradikalen bei der hypoxisch-ischämischen Enzephalopathie?

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