Name: Recording Großflächige Neuronale Ensembles mit Silicon-Sonden in der narkotisierten Ratte (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-10-19T13:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 45 s
Description: Erfahren Sie die Methode zur großflächigen neuronalen Aufzeichnung mit Silizium-Sonden im somatosensorischen Cortex narkotisierter Ratten. Diese Technik ermöglicht simultane Ableitungen von über 100 Neuronen für Studien zur neuronalen Dynamik.

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Diese Arbeit wurde vom NSERC &amp; AHFMR unterstützt. Die Autoren bedanken sich Mariam Alaverdashvili und Amanda Mauthe-Kaddoura für Anmerkungen zum Manuskript und Hiroe Yamazaki um Hilfe auf dem OP-Vorbereitung.

1. Chirurgie Vorbereitung <ol><li> Anesthetize der Ratte mit der entsprechenden Art und Dosis des Anästhesie. Hier verwenden wir Urethan (1,5 g / kg, Sigma-Aldrich Co., St. Luis, MO) - hergestellt, wie 20% ige Lösung durch Verdünnen von 20 g Urethan in 100 ml Phosphat-gepufferter Kochsalzlösung (PBS), dh das Tier erhalten 7,5 ml / kg Urethan-Lösung intraperitoneal (IP). Aufgrund der Dosis-Wirkungs-Kurve wird die Gesamtdosis von Urethan in bis vier Anwendungen, die jeweils von etwa 30 Minuten voneinander getrennt sind. Bevor die ersten zwei Anträge von Urethan-, ist Tier mit einer Konzentration von 3-4% (Sauerstoff bei 2 Litern pro Minute) Isofluran verabreicht und bei 2% (Sauerstoff bei bis zu 2 Liter pro Minute) narkotisiert, ein Tier zu verhindern, immer durch Injektion betont. Während der Operation kann eine zusätzliche Gabe von Isofluoran (2% Konzentration für 2 Minuten) bei Bedarf verwendet werden. </li><li> Shave das Fell entlang der Inzisionsstelle (Rückenseite des Kopfes), um sicherzustellen, dassdas Fell wird nicht verunreinigen die Wunde, und dass eine ausreichende Fläche können rund um die Inzisionsstelle desinfiziert werden. </li><li> Bereiten Operationsstelle antiseptisch mit organischen Jod oder Chlorhexidin Seife und Antiseptika (Ethanol). </li><li> Bereiten Silizium-Sonden (NeuroNexus Technologies, Ann Arbor, MI). Probes können desinfiziert mit 70% igem Ethanol durch Spülen mit destilliertem Wasser folgen. Bei Bedarf können Sonden mit einem fluoreszierenden Marker antiseptisch (z. B. Dye I, Invitrogen Co.) vorbereitet, um später zeigen die Position der Sonde in die histologische Analyse lackiert werden. Dazu verwenden wir einen kleinen und sehr weichen Pinsel und zart berühren die Rückseite des Silizium-Sonde mit dem Farbstoff. Dieses Verfahren ist stets auf ein Mikroskop, um sicherzustellen, dass die Sonde nicht beschädigt oder verbogen durchgeführt werden. Immer überprüfen, um sicherzustellen, dass der Farbstoff nicht blockiert einen der Kanäle. Ein verbleibender Farbstoff auf die Sonde links kann später mit Alkohol entfernt werden, gefolgt von Spülen mit Wasser. </li><li> Silicon electrodes Pflege: Aufgrund ihrer geringen Größe sind Silizium-Sonden zart und extrem anfällig zu brechen, auch wenn Sie ihn mit großer Sorgfalt. Wir empfehlen daher, die Überwachung potenzieller Gefahren zu allen Zeiten, wie zum Beispiel: (i) Halten Sie die Sonden in einem entsprechend benannten Feld, (ii) verhindern Abstürzen oder Fallenlassen Sonden beim Umgang mit ihnen; (iii) Stellen Sie sicher, dass die stereotaktische Manipulatoren fest sind um Unfälle zu vermeiden, (iv) Bei der Aufnahme, das umliegende Gewebe und / oder Blut können die Sonden zu befestigen. Deshalb ist es wichtig, dass man auch vorsichtig, wenn Sie die Sonden nach der Aufnahme. Mit einem konstanten Fluss von PBS oder Kochsalzlösung wird dringend empfohlen, (v) Reinigen Sie die Sonden nach der Aufnahme. Zum Reinigen der Sonden ist es dringend zu versinken sie in einer Flüssigkeit enzymatischer Reiniger (Boston, Bausch &amp; Lomb) für ein paar Minuten empfohlen. Spülen Sie die Sonden mit destilliertem Wasser und bringt sie zu ihren engagierten Box. Nach unserer Erfahrung sorgt für eine ausreichende Versorgung der Silizium-Sondenguter Qualität Aufnahmen für mehr als 10 Experimente. Wenn ein Kanal 'wird laut' während des Gebrauchs, sollte es von nachfolgenden Analysen ausgeschlossen werden. Wir haben festgestellt, dass cross-talk zwischen den Kanälen ist minimal, daher eine laute Kanal hat in der Regel nur sehr wenig Einfluss auf ein Signal in andere Kanäle. </li></ol> 2. Chirurgie <ol><li> Tragen Sie eine Augen-Salbe auf Augenoberfläche vor jeder Operation Manipulationen. </li><li> Verwalten Dexamethason 5 mg / ml subkutan Entzündung des Gehirns reduzieren. </li><li> Fix das Tier in stereotaktischen Rahmen während der Operation. </li><li> Verwalten Lidocain HCl 2% mit Adrenalin (2-4 mg / kg bis 0,5% igen Lösung verdünnt) subkutan in die Inzisionsstelle vor dem Schnitt gemacht, um das potenzielle Risiko der Wunde blutet und zur Lokalanästhesie zu reduzieren. </li><li> Machen Sie ein 2 cm langer Schnitt durch die Kopfhaut Mittellinie und verdrängen die Haut seitlich am Schädel Oberfläche freizulegen. </li><li> Deaktivieren Sie das dorsale Kopfhaut von der Faszie durch stumpfe Präparation und Kontrolledie Blutung durch microcautery oder mit Knochen Wachs. </li><li> Machen Sie zwei Löcher bohren, um kleine Schrauben in dem Hinterhauptbein des Schädels für die tierische Grundlage und Referenz zu befestigen. Die Referenz Schraube muss in Kontakt mit dura werden. Um elektrische Störungen während der Aufnahmen zu reduzieren, empfiehlt es sich, die Schrauben stets feucht zu halten. Um dies zu tun, kann eine kleine Acryl-Barriere rund um die Schrauben gebaut werden, oder die Schrauben können mit Agar abgedeckt werden. </li><li> Machen Sie eine 1-2 mm Durchmesser Kraniotomie in den Koordinaten entsprechend der kortikalen und / oder subkortikale (e) von Interesse 5. Mit Druckluft Knochen Staub zu entfernen, da während der Kraniotomie (Bohrloch) benötigt. Prevent Schädel aus aufwärmen, Bohren, indem Tropfen PBS. Machen Sie eine zweite Kraniotomie, wenn nötig, um die zweite Sonde einzusetzen. In diesem Video stellen wir eine Aufnahme von zwei kortikalen Arealen gleichzeitig, also zwei Kraniotomien gemacht werden. </li><li> Bauen Sie ein kleines Hindernis aus Acrylharz (zB: Lang DentalManufacturing, Co., Inc., Wheeting, IL) um die beiden Kraniotomien um PBS oben auf freigelegte Dura zu halten, verhindern, dass es vor dem Austrocknen. Übernehmen PBS ständig während des gesamten Experiments. </li><li> Öffnen Sie die Dura Materie beider Kraniotomien. Zwei Nadeln (30 ½ gauge) gebogen an den Spitzen (Bildung eines Hakens), kann für diese Manipulation verwendet werden. </li><li> Schließen Sie den Stecker des Silizium-Sonden zur stereotaktischen manipulatiors. Die Anschlüsse sind an einer Stange befestigt, um die Schäfte der Sonden völlig parallel zur stereotaktischen Manipulators haben. Dies ist entscheidend für stabile Aufnahmen zu erhalten und zu vermeiden Sonde beschädigen. </li><li> Schließen Sie das Referenz-Schraube, um die Silizium-Sonde Bezugsstifts. ; Ii) das Gehäuse von dem Aufnahmegerät, und iii) die stereotaktischen Rahmen i) den Boden der Sonde Stecker: Zur elektrischen Rauschen der Erde Schrauben müssen verbunden werden zu reduzieren. </li><li> Setzen Sie die Spitze des Silizium-Sonden nur in Kontakt mit der Pia. </li><li> Langsam einführen the Silizium-Sonden und stellen Sie sicher, dass die Schenkel der Silizium-Sonden (Abb. 1 &amp; 2) in das Gehirn kann ohne Widerstand oder Verbiegen eingeführt werden. </li><li> Sie vorsichtig die Sonden bis zum Erreichen gewünschten Aufnahmebereich. Wenn nötig, fügen Tropfen PBS auf der Oberseite des Kraniotomien zu vermeiden Trocknung des Gewebes. </li><li> Da Urethannarkose sollte nur für Terminal-Verfahren verwendet werden, wird das Tier mit einem ip-Injektion von mindestens 200mg/kg von Natrium-Pentobarbital eingeschläfert verdünnt auf eine Konzentration von nicht mehr als 60 mg / ml. Dies ist durch Enthauptung des Tieres verfolgt. </li></ol> 3. Repräsentative Ergebnisse: Vertreter Aufnahmen von lokalen Bereich Potenziale und Spike-Aktivität sind in Abbildung 3A dargestellt. Nach der Durchführung spike sorting (diskriminierende Spitzen aus verschiedenen Neuronen, Abb. 3b, c, 6, 7, 8) Silizium-Sonde Aufnahmen bieten die Möglichkeit, neuronale Aktivität Bevölkerung beteiligt zu untersuchen, among anderen, die folgenden Prozesse: Gedächtnis und Entscheidungsfindung 9, Plastizität 10, Stimulus-Codierung 11, spontane Aktivität 12 und Wirkungen der verschiedenen Drogen 13. <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/3282/3282fig1.jpg" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 1"> Abbildung 1. A. Beispiel eines Silizium-Sonde mit einem Schaft ist eine Montage aus rekonstruierten Neuronen (mit freundlicher Genehmigung von S. Sakata 14) überlagert. B. Beispiel einer Sonde mit einer Tetrode Konfiguration an jedem der 8 Schäfte. C. Schematische Darstellung eines Ratte Schädel. Die grünen Felder stellen das Ausmaß der Kraniotomie über den rechten und linken somatosensorischen Kortex. <img alt="Abbildung 2" src="/files/ftp_upload/3282/3282fig2.jpg" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 2"> Abbildung 2. Beispiel für Experiment mit Silizium-Sonden in den präfrontalen Kortex und Hippocampus eingefügt. Drops of PBS decken die Kraniotomie der exponierten br schützenain vor dem Austrocknen. Zwei Schrauben über das Kleinhirn entfernt werden, um Grund-und Referenz angeschlossen werden, bzw.. <img alt="Abbildung 3" src="/files/ftp_upload/3282/3282fig3.jpg" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 3"> Abbildung 3. A. Bild zeigt 500ms einer repräsentativen elektrophysiologische Ableitung von Local Feldpotential (LFP) von einem Tetrode (Anmerkung: negative Spannung wird auf der Ordinate). Legen Sie zeigt - eine Wellenform eines Spikes B. zwei-dimensionale Ansichten der Einheit Cluster im Merkmalsraum von 1 Tetrode.. Jedes Cluster stellt Spikes aus einer einzigen Einheit (Neuron). C. Durchschnittliche spike Wellenformen aus repräsentativen Einheiten (farbcodiert) an jedem der vier Aufnahmen Sites von einem einzigen Tetrode. D. Waveform Energie (bezogen auf Amplitude) der aufgezeichneten Spitzen im Laufe der Zeit . Beachten Sie die relativ konstante Energie-Werte für jede Einheit, dies deutet auf eine stabile Aufzeichnung über die Dauer des angezeigten Zeitraums.

<ol><li>Buzsaki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Large-scale+recording+of+neuronal+ensembles%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Large-scale recording of neuronal ensembles.</a> Nat. Neurosci. 7, 446-451 (2004).</li>
<li>Kipke, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Advanced+neurotechnologies+for+chronic+neural+interfaces%3A+new+horizons+and+clinical+opportunities%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Advanced neurotechnologies for chronic neural interfaces: new horizons and clinical opportunities.</a> J. Neurosci. 28, 11830-11838 (2008).</li>
<li>Csicsvari, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Massively+parallel+recording+of+unit+and+local+field+potentials+with+silicon-based+electrodes%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Massively parallel recording of unit and local field potentials with silicon-based electrodes.</a> J. Neurophysiol. 90, 1314-1323 (2003).</li>
<li>Bartho, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+neocortical+principal+cells+and+interneurons+by+network+interactions+and+extracellular+features%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Characterization of neocortical principal cells and interneurons by network interactions and extracellular features.</a> J. Neurophysiol. 92, 600-608 (2004).</li>
<li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPaxinos%2C+G+%22The+rat+brain%3A+in+stereotaxic+coordinates%22">The rat brain: in stereotaxic coordinates</a>. , 4th Edition, Academic Press. San Diego. (1998).</li>
<li>Lewicki, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+review+of+methods+for+spike+sorting%3A+the+detection+and+classification+of+neural+action+potentials%5BTitle%5D)+AND+%22Network%22%5BJournal%5D)">A review of methods for spike sorting: the detection and classification of neural action potentials.</a> Network. 9, R53-R78 (1998).</li>
<li>Harris, K. D., Henze, D. A., Csicsvari, J., Hirase, H., Buzsaki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Accuracy+of+tetrode+spike+separation+as+determined+by+simultaneous+intracellular+and+extracellular+measurements%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Accuracy of tetrode spike separation as determined by simultaneous intracellular and extracellular measurements.</a> J. Neurophysiol. 84, 401-414 (2000).</li>
<li>Luczak, A., Narayanan, N. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spectral+representation--analyzing+single-unit+activity+in+extracellularly+recorded+neuronal+data+without+spike+sorting%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Spectral representation--analyzing single-unit activity in extracellularly recorded neuronal data without spike sorting.</a> J. Neurosci. Methods. 144, 53-61 (2005).</li>
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<li>Harris, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((How+do+neurons+work+together%3F+Lessons+from+auditory+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Hear.+Res%22%5BJournal%5D)">How do neurons work together? Lessons from auditory cortex.</a> Hear. Res. 271, 37-53 (2011).</li>
<li>Luczak, A., Bartho, P., Marguet, S. L., Buzsaki, G., Harris, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sequential+structure+of+neocortical+spontaneous+activity+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Sequential structure of neocortical spontaneous activity in vivo.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 104, 347-352 (2007).</li>
<li>Robbe, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cannabinoids+reveal+importance+of+spike+timing+coordination+in+hippocampal+function%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Cannabinoids reveal importance of spike timing coordination in hippocampal function.</a> Nat. Neurosci. 9, 1526-1533 (2006).</li>
<li>Sakata, S., Harris, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laminar+structure+of+spontaneous+and+sensory-evoked+population+activity+in+auditory+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Laminar structure of spontaneous and sensory-evoked population activity in auditory cortex.</a> Neuron. 64, 404-418 (2009).</li>
</ol>

Keine Interessenskonflikte erklärt.

Dieses Papier zeigt, wie die Silizium-Elektroden-Arrays zu verwenden, um aus großen Population von Neuronen (&gt; 100) in mehreren kortikalen Arealen gleichzeitig aufzunehmen. Um in der Chirurgie und Aufnahme erfolgreich ist, sollten folgende Punkte beachtet werden: <ol><li> Einführung der Sonden zu einem gewünschten Bereich: Beim Einsetzen der Sonden im Hirngewebe, ist es möglich, erhebliche Schäden verursachen. Dies kann in einer niedrigen Qualität der aufgenommenen Einheiten führen. Um dieses Problem zu vermeiden, empfehlen wir die folgenden: (i) Einführung der Sonden zu einem bestimmten Grad-Winkel (empfohlen, um eine 10-Grad-Winkel verwenden). Auf diese Weise können dendritische Beschädigung der aufgezeichneten Neuronen reduziert werden, (ii) Nach der Sonden in das Hirngewebe eingesetzt sind, werden sie zunächst mit einer schnelleren Rate (ca. 50 bis 100 Mikrometer pro 10-30 Sekunden) abgesenkt, bis sie bekommen näher an die gewünschte Stelle der Aufzeichnung. Wenn die Sonden etwa 200 Mikron aus dem Zielgebiet sind, ist die Position langsamer (ca. angepasstimately 10 Mikrometer alle 2 oder 3 Minuten). </li><li> Die Stabilisierung der Aufnahmen: Wenn die Sonden in dem bezeichneten Gebiet sind und erhebliche Aktivität festgestellt wird (ausgeprägte Spitzen in der Mehrzahl der Kanäle), empfiehlt es sich, ca. 30 Minuten vor dem Start einer Aufnahme warten. Dies ermöglicht Hirngewebe mechanisch nach dem Einsetzen von Sonden zu stabilisieren und damit zu mehr Aufnahme. </li><li> Gehirn Pulsation: Gelegentlich ist es möglich, Gehirn Pulsation deutlich reduzieren kann die Qualität einer Aufnahme zu sehen. Eine kleine Kraniotomie (gerade genug Platz, um die Sonde passen) können Gehirn Pulsation in einer Aufnahme zu reduzieren. Falls erforderlich, kann die Cisterna magna punktiert werden. Dies reduziert Liquor Druck und verringert Schwellungen und Pulsieren. </li><li> Silicon-Sonde Konfiguration: Silicon Sonden können eine Vielzahl von Formen und Aufnahme vor Ort Konfigurationen haben. Zum Beispiel können sie in der Anzahl der Schäfte, die Länge und Dicke von Schäften variieren, und indie Anordnung der Aufnahme Standorten (z. B. Tetrode vs lineare Konfiguration, siehe: www.neuronexustech.com). Die Wahl der Sonde mit einer bestimmten Konfiguration verwendet wird, hängt die wissenschaftliche Frage zu müssen beantwortet werden. Zum Beispiel, wenn die Zielsetzung der Populationen von Neuronen an mehreren Standorten Datensatz in einer bestimmten Schicht (wie in diesen Aufnahmen vorgestellt) ist, ist die beste Wahl, um eine Sonde mit acht Schäften und einem Tetrode Konfiguration verwenden. Dies ermöglicht Aufnahmen aus mehreren einzelnen Einheiten an jedem Tetrode und die Entnahme von acht Standorten über eine 1,4 mm Spannweite. In einem anderen Fall, wenn jemand möchte Aktivität Ausbreitungen über kortikale Schichten studieren, wäre die beste Wahl sein, um eine Sonde mit einem Schaft Verwendung mit regelmäßig verteilten Aufnahme Standorten entlang, dass Schaft die Aufnahme in mehrere kortikale Schichten gleichzeitig 14 ermöglicht. </li></ol>

<table border="1"><tbody><tr><td> Name </td><td> Firma </td><td> Katalog-Nummer </td></tr><tr><td> Urethane </td><td> Sigma-Aldrich </td><td></td></tr><tr><td> Phosphatpuffer Saline (PBS) </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Isofluran </td><td> Benson </td><td> 02241315 </td></tr><tr><td> Silicon-Sonden </td><td> NeuroNexus Technologies </td><td> A 4 X 2 - Tet - 5mm - 150 - 200 bis 312 </td></tr><tr><td> Dye I (DiIC 18 (3)) </td><td> Invitrogen Co. </td><td> 617830 </td></tr><tr><td> Dexamethason 5 </td><td> Vetoquinol </td><td> 0A0640B </td></tr><tr><td> Augensalbe </td><td> Vetoquinol </td><td> 005165414 </td></tr><tr><td> Lidocain HCl 2% mit Adrenalin </td><td> Bimeda-MTC </td><td> 00141984 </td></tr><tr><td> Stereotaktischen Rahmen </td><td> KOPF Instruments </td><td> 1430-B </td></tr><tr><td> Electrode Manipulator und Halter </td><td> KOPF Instruments </td><td> 960 </td></tr><tr><td> Rat Ohr-Bars </td><td> KOPF Instruments </td><td> 1955 </td></tr><tr><td> Rat-Adapter </td><td> KOPF Instruments </td><td> 920 </td></tr><tr><td> Anästhesie-Maske </td><td> KOPF Instruments </td><td> 906 </td></tr><tr><td> Skalpell </td><td> Roboz Chirurgische Instrumente </td><td> RS-9843 </td></tr><tr><td> Skalpellklingen </td><td> Vorbild </td><td> 0086 </td></tr><tr><td> Micro Präparierscheren </td><td> Roboz Chirurgische Instrumente </td><td> RS-5910 </td></tr><tr><td> Schrauben </td><td> Gould Pasteners Begrenzte </td><td> 14084701 </td></tr><tr><td> Arterienklemmen </td><td> RaubenUnzen Chirurgische Instrumente </td><td> RS-7130 RS-7211 </td></tr><tr><td> 30 ½ Gauge-Nadeln </td><td> Becton-Dickinson </td><td> 305115 </td></tr><tr><td> Mikromotor Kontrolle </td><td> Foredom </td><td> HP4-917 </td></tr><tr><td> Präparierzange </td><td> Roboz Chirurgische Instrumente </td><td> RS-5237 </td></tr><tr><td> Knochenwachs </td><td> Lukens </td><td> M263500 </td></tr><tr><td> Druckluftflasche </td><td> Falcon Safety Products, Inc. </td><td> 50-10521C </td></tr><tr><td> Enzymatische Reiniger </td><td> Boston, Bausch &amp; Lomb </td><td> BAUSCH497628 </td></tr><tr><td> Destilliertes Wasser </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Dental Acrylpulver </td><td> Lang Dental </td><td> 1220 </td></tr><tr><td> Dental Acryl Flüssigkeit </td><td> Lang Dental </td><td> 1404 </td> &lt;/ Tr&gt; <tr><td> Digitale Lynx SX-System </td><td> Neuralynx Inc. </td><td> 4SX-Z400 </td></tr><tr><td> Cheeta Softwere </td><td> Neuralynx Inc. </td><td></td></tr><tr><td> Alligator-Kabel </td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

recording großflächige neuronale ensembles mit silicon-sonden in der narkotisierten ratte

Recording Large-scale Neuronal Ensembles with Silicon Probes in the Anesthetized Rat

Groß angelegte elektrophysiologischen Ableitungen von neuronalen Ensembles bieten die Möglichkeit zu untersuchen, wie das Gehirn die Vielzahl von Verhaltensweisen aus dem Aufstocken Aktivität seiner Neuronen orchestriert. Eine der effektivsten Methoden zur Überwachung spiking Aktivität aus einer großen Zahl von Neuronen in mehreren lokalen neuronalen Schaltkreise gleichzeitig wird durch Verwendung von Silizium Elektroden-Arrays 1-3. Aktionspotentiale produzieren große transmembrane Spannung ändert sich in der Nähe von Zell-Somata. Diese Ausgangssignale können, indem ein Leiter in der Nähe eines Neurons gemessen werden. Wenn es viele aktive (Aufstocken) Neuronen in der Nähe der Spitze sind, zeichnet der Elektrode kombinierte Signal aus allen von ihnen, wo Beitrag eines einzelnen Neurons durch seine &quot;elektrische Distanz &#39;gewichtet wird. Silicon Sonden sind ideal Aufnahme Elektroden auf mehrere Neuronen aufgrund einer großen Anzahl von Aufnahme-Websites (+64) und einem kleinen Volumen zu überwachen. Furthermore, können mehrere Websites über eine Distanz von Millimeter angeordnet werden, so dass für die gleichzeitige Aufnahmen von neuronaler Aktivität in den verschiedenen kortikalen Ebenen oder in mehreren kortikalen Säulen (Abb. 1). Wichtig ist, dass die geometrisch genaue Verteilung der Aufnahme Websites ermöglicht auch die Bestimmung der räumlichen Beziehung der isolierten einzelnen Neuronen 4. Hier beschreiben wir eine akute, groß angelegten neuronalen Aufnahme aus dem linken und rechten Vorderbein somatosensorischen Kortex gleichzeitig in einer narkotisierten Ratten mit Silizium-Sonden (Abb. 2).

Extrazelluläre Aufnahmen von neuronaler Aktivität unter Verwendung von Silizium-Sonden in der narkotisierten Ratte beschrieben. Diese Technik ermöglicht Auskünfte über mehrere Hirnareale aus mehr als 100 Neuronen gleichzeitig. Es stellt Informationen über einzelne Zelle Auflösung zu neuronalen Ensembles Dynamik in mehreren lokalen Schaltungen.

Recording Großflächige Neuronale Ensembles mit Silicon-Sonden in der narkotisierten Ratte

Großflächige elektrophysiologische Aufzeichnungen von neuronalen Ensembles bieten die Möglichkeit zu untersuchen, wie das Gehirn die große Vielfalt an ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, eine akute, großflächige neuronale Ableitung aus dem linken und rechten somatosensorischen Kortex der Vordergliedmaßen gleichzeitig bei einer anästhesierten Ratte mithilfe einer Siliziumsonde zu beschreiben. Dies wird erreicht, indem das Tier zunächst mit Urethan anästhesiert und anschließend im stereotaktischen Rahmen fixiert wird, um einen zwei bis drei Zentimeter langen Hautschnitt über dem Schädel vorzunehmen. Der zweite Schritt besteht darin, die Masse- und Referenzschrauben zu platzieren.Dann werden zwei Kraniotomien über den somatosensorischen Kortizes durchgeführt und die Dura mater entfernt. Im letzten Schritt werden die Silikonsonden vorsichtig in das Gehirn eingeführt und langsam in den gewünschten Bereich abgesenkt. Dieses Vorgehen ermöglicht die Aufzeichnung lokaler Feldpotentiale und Aktionspotentiale von mehreren Dutzend Neuronen.Der Hauptvorteil dieser Technik besteht darin, dass Silikonsonden die Ableitung von einer großen Anzahl von Ableitestellen ermöglichen. Außerdem können mehrere Ableitestellen über eine Distanz von Millimetern angeordnet werden, wodurch gleichzeitige Aufnahmen über mehrere kortikale Säulen oder über mehrere Schichten innerhalb einer kortikalen Säule möglich sind. Wichtig ist, dass die geometrisch präzise Anordnung der Ableitestellen die Untersuchung räumlicher Beziehungen zwischen neuronalen Populationen erlaubt.Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen im Bereich der Neurowissenschaften zu beantworten, beispielsweise wie die Aktivität neuronaler Populationen an der Gedächtnisplastizität, der Reizcodierung und der Entscheidungsfindung beteiligt ist sowie wie diese neuronalen Interaktionen durch verschiedene Wirkstoffe beeinflusst werden. Beginnen Sie das Verfahren damit, die Ratte mit Isofluran in einer Konzentration von 3 bis 4 % zu anästhesieren und halten Sie diese auf 2 % aufrecht, um zu verhindern, dass das Tier durch die Injektion gestresst wird. Injizieren Sie anschließend 7,5 Milliliter pro Kilogramm einer 20 %igen Urethan-Lösung intraperitoneal und teilen Sie diese Injektion in vier Applikationen ein, die jeweils etwa 30 Minuten auseinanderliegen.Reinigen Sie anschließend die Silikonsonden unter dem Mikroskop mit destilliertem Wasser. Bestreichen Sie die Sonden mit einem fluoreszierenden Marker, um die Positionen der Sonden in der histologischen Analyse zu markieren. Dieser Vorgang sollte stets unter dem Mikroskop durchgeführt werden, um sicherzustellen, dass die Sonden nicht beschädigt oder verbogen werden.Anschließend das Fell entlang der Inzisionsstelle rasieren. Danach Salbe auf beide Augen auftragen. Fünf Milligramm pro Milliliter Dexamethason subkutan verabreichen, um Gehirnentzündungen zu reduzieren.Zu diesem Zeitpunkt fixieren Sie das Tier im stereotaktischen Rahmen. Bereiten Sie anschließend die Operationsstelle antiseptisch mit Chlorhexidin-Seife und Ethanol vor. Verabreichen Sie vor dem Anlegen des Schnitts subkutan Lidocain und Adrenalin an der Schnittstelle zur lokalen Anästhesie und zur Verringerung des potenziellen Blutungsrisikos. Führen Sie dann einen zwei Zentimeter langen Schnitt entlang der mittigen Kopfhautlinie durch und entfernen Sie die Haut.Um den Schädel freizulegen, wird die dorsale Kopfhaut durch stumpfe Dissektion vom Faszie getrennt und die Blutung mit Knochenwachs gestoppt. Anschließend werden zwei Löcher in das Hinterhauptbein des Schädels gebohrt. Befestigen Sie die kleinen Schrauben in den Löchern für die Erdungs- und Referenzelektroden. Die Referenzschraube muss mit der Dura in Kontakt stehen. Danach zwei Kraniotomien mit einem Durchmesser von ein bis zwei Millimetern an den Koordinaten durchführen, die dem Vorderlauf entsprechen. Somatosensorische Kortizes.Verwenden Sie Druckluft, um den Knochensplittern während der Kraniotomie nach Bedarf zu entfernen, um zu verhindern, dass der Schädel durch das Bohren erwärmt wird. Geben Sie Tropfen von Kochsalzlösung hinzu. Bauen Sie dann eine kleine Barriere aus Acrylharz um die beiden Kraniotomien herum auf, um PBS auf der exponierten Dura zu halten und zu verhindern, dass sie austrocknet.Wenden Sie PBS während des gesamten Experiments kontinuierlich an. Verwenden Sie anschließend zwei 30- und eine halbe Zoll große Nadeln mit gebogenen Spitzen, um die Dura mater beider Kraniotomien zu entfernen. Platzieren Sie zu diesem Zeitpunkt die Spitzen der Silikonsonden gerade in Kontakt mit der Pia.Führen Sie dann die Silikonsonden langsam ein und stellen Sie sicher, dass ihre Schaftteile ohne Widerstand oder Verbiegung ins Gehirn eingebracht werden können. Senken Sie die Sonden vorsichtig ab, bis sie die gewünschten Ableitgebiete erreichen. Falls erforderlich, geben Sie Tropfen von PBS auf die Kraniotomiestellen, um Austrocknung des Gewebes zu verhindern.Hier ist eine repräsentative elektrophysiologische Aufnahme des lokalen Feldpotentials für 500 Millisekunden von einem Tetro dargestellt. Ein Beispiel der Spike-Wellenform befindet sich im eingefügten Ausschnitt. Hier sehen Sie Beispiele der zweidimensionalen Ansichten von Unit-Clustern, die von einem Tetro erhalten wurden.Jeder Cluster repräsentiert die Spikes eines einzelnen Neurons. Die durchschnittlichen Spike-Wellenformen der repräsentativen Einheiten an jedem der vier Kanäle eines einzelnen Tetrodes werden hier gezeigt. Die Wellenformenergie der aufgezeichneten Spikes über die Zeit wird in diesem Diagramm dargestellt.Beachten Sie, dass der relativ konstante Energie-Wert für jede Einheit eine stabile Aufnahme über den dargestellten Zeitraum hinweg anzeigt. Nach dem Ansehen dieses Videos sollten Sie in der Lage sein, Aufnahmen mit Siliziumsonden aus mehreren Gehirnarealen von über hundert Neuronen gleichzeitig durchzuführen. Dies wird erreicht, indem die folgenden Schritte ausgeführt werden: das Betäuben des Tieres, das Platzieren der Referenz- und Erdungsschrauben, das Anfertigen der Kraniotomien, das Entfernen der Dura sowie schließlich das Einführen der Sonden in die gewünschte Aufnahmeregion.

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Research

Forschung

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Neurowissenschaften

Wir beschreiben Methoden zur großflächigen Erfassung von mehreren Einzelgeräten und lokalen Bereich Potential in Nagetieren verhalten mit Silizium-Sonden. Antrieb Fertigung, Sonde Befestigung an der Antriebs-und Sonde Implantation Prozesse sind in ausreichender Details für eine einfache Replikation dargestellt.

Großflächige Aufnahme von Neuronen durch Movable Silicon Probes in Behaving Nagetiere

Dieses Video zeigt das detaillierte Verfahren zur Vorbereitung einer anästhesierten Ratte für elektrophysiologische Aufzeichnungen der Gehirnaktivität von mehreren Stellen. Die Kopfhaut wird präpariert, um Zugang zum Schädel zu erhalten, und es werden Löcher an präzisen Stellen gebohrt, um Elektroden zu installieren und zu sichern. Wolfram-Mikrodrahtelektroden werden dann an der Zielstelle eingesetzt, um die Daten aufzuzeichnen.

In vivo Elektrophysiologische Aufzeichnungen von Gehirnaktivitäten von mehreren Stellen bei Ratten

Dieses Video beschreibt ein Protokoll für die Implantation einer linearen Siliziumsonde mit mehreren Schäften in das Gehirn von Mäusen, um lokale Feldpotentiale zu messen. Das Verfahren besteht darin, die Sonde an einer stereotaktischen Einheit zu befestigen, sie genau über der Zielregion des Gehirns zu positionieren, sie in das Gehirn einzuführen und mit Zahnzement zu sichern. Nach der Implantation wird die Baugruppe mit einem Gehäuse geschützt. Nach der Wiederherstellung ermöglicht der Aufbau...

Aufzeichnung der elektrischen Aktivität des Gehirns bei sich verhaltenden Mäusen mit linearen Siliziumsonden mit mehreren Schäften

Quelle: Moore, J. D., et al. Juxtazelluläre Überwachung und Lokalisierung einzelner Neuronen innerhalb subkortikaler Hirnstrukturen von wachen, kopfgefesselten Ratten. J. Vis. Exp. (2015)Dieses Video zeigt die Methode der juxtazellulären Aufzeichnung und Färbung bei einer gefesselten, wachen Ratte. Das Verfahren beinhaltet die Aufzeichnung von Signalen von Neuronen und die Injektion von Farbstoff, um die Aufnahmestelle genau zu lokalisieren. Diese Technik ermöglicht eine genaue Zuordnung der...

Juxtazelluläre Aufzeichnung und Färbung zur präzisen Kartierung der neuronalen Aktivität bei einer wachen Ratte 

Die Implantation organisiert Arrays von Mikrodrähten für den Einsatz in Single-Unit-elektrophysiologischen Ableitungen präsentiert eine Reihe von technischen Herausforderungen. Verfahren zum Durchführen dieses Verfahrens und die notwendige Ausrüstung beschrieben. Auch ist der wirtschaftliche Einsatz der organisierten Mikroarrays aus unterschiedlichen neuronalen Teilbereiche mit hoher räumlicher Selektivität aufzeichnen diskutiert.

Ein Verfahren für die Implantation von Mikrodrähte Organisierte Arrays für Einzel-Einheit Recordings in Awake, Behaving Tiere

Dieses Protokoll beschreibt das Design und die chirurgische Implantation eines kopffixierenden Mechanismus zur Überwachung der neuronalen Aktivität in subkortikalen Gehirnstrukturen bei wachen Ratten.  Es beschreibt Verfahren zur Isolierung einzelner Neuronen in der juxtazellulären Konfiguration und zur effizienten Identifizierung ihrer anatomischen Positionen.

Juxtacellular Überwachung und Lokalisierung von einzelnen Neuronen im Sub-kortikalen Hirnstrukturen der Alarm, Head-zurückhaltende Ratten

Ein kabelloses, bidirektionale System für neuronale Mehrkanal-Aufnahmen und Stimulation in Ratten frei Verhalten wird eingeführt. Das System ist leicht und kompakt, so dass nur minimale Auswirkungen auf die Futtersorten Verhaltensrepertoire. Darüber hinaus bietet dieses bidirektionale System ein ausgefeiltes Instrument um kausale Zusammenhänge zwischen Aktivierungsmuster Gehirn und Verhalten zu beurteilen.

Ein kabelloses, bidirektionale Schnittstelle für In Vivo Aufnahme und Stimulation der neuronalen Aktivität in Ratten frei Verhalten

Wir beschreiben die verschiedenen Schritte, chronische Silicium-Sonden zu implantieren und Platzzellen bei Mäusen zu erfassen, die laufen Kopf fixiert auf einen Cue-angereicherten Laufband Apparat sind.

Implantation von chronischen Silicon Sonden und Aufzeichnung der Hippocampal Platzzellen in eine angereicherte Laufband-Vorrichtung

Wir beschreiben hier eine Methode zur Herstellung von Ti3C2 MXene Mikroelektroden-Arrays und deren Verwendung für die in vivo-neurale Aufnahme.

Herstellung von Ti3C2 MXene Microelectrode Arrays für In Vivo Neural Recording

Hier verwenden wir HD-MEA, um in die Computerdynamik großer neuronaler Ensembles einzutauchen, insbesondere in Hippocampus-, Riechkolbenschaltkreisen und menschlichen neuronalen Netzwerken. Die Erfassung der raumzeitlichen Aktivität in Kombination mit Computerwerkzeugen bietet Einblicke in die Komplexität neuronaler Ensembles. Die Methode verbessert das Verständnis der Gehirnfunktionen und identifiziert möglicherweise Biomarker und Behandlungen für neurologische Störungen.

Aufzeichnung und Analyse der multimodalen Dynamik großskaliger neuronaler Ensembles auf einem CMOS-integrierten Mikroelektrodenarray mit hoher Dichte

Hier stellen wir ein leichtes, kostengünstiges Sondenimplantatsystem für die chronische Elektrophysiologie bei Nagetieren vor, das für Benutzerfreundlichkeit, Sondenwiederherstellung, experimentelle Vielseitigkeit und Kompatibilität mit dem Verhalten optimiert ist.

Das DREAM-Implantat: ein leichtes, modulares und kostengünstiges Implantatsystem für die chronische Elektrophysiologie bei kopffesten und sich frei verhaltenden Mäusen

Erfahren Sie die Methode zur großflächigen neuronalen Aufzeichnung mit Silizium-Sonden im somatosensorischen Cortex narkotisierter Ratten. Diese Technik ermöglicht simultane Ableitungen von über 100 Neuronen für Studien zur neuronalen Dynamik.

Recording Großflächige Neuronale Ensembles mit Silicon-Sonden in der narkotisierten Ratte

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