Methoden zur intravenösen Selbstverwaltung in einem Maus-Modell
December 8th, 2012
Die intravenöse Selbstverwaltung (IVSA) Paradigma gilt als der Goldstandard bei der Prüfung der verstärkenden Eigenschaften von Drogen bei Nagern sein. Dieses Manuskript beschreibt die experimentellen Verfahren und chirurgische Techniken notwendig, um verlässliche IVSA Daten zu erhalten. Insbesondere werden akribische Katheterimplantation und Wartung hervorgehoben.
Hallo, mein Name ist Elizabeth Kotick und ich bin hier aus dem Labor von Dr. Katherine Gill in der Suchtabteilung des McGill University Health Center. Heute zeige ich Ihnen, wie Sie die Katheteroperation durchführen, die für die Durchführung von intravenösen Selbstverabreichungsstudien erforderlich ist. Ich zeige Ihnen, wie Sie den Katheter einführen, sowie einige Tipps zur Aufrechterhaltung der Durchgängigkeit des Katheters.
Während der intravenösen Nikotin-Selbstverabreichung werden die Tiere über Plastikschläuche an Tai angeschlossen und die Nikotininfusionen werden über die angeschlossenen Infusionspumpen verabreicht. Operante Boxen wurden von medizinischen Mitarbeitern gekauft. Jede Box ist mit zwei hochempfindlichen Maushebeln ausgestattet.
Es gibt einige Dinge, die vor der Operation vorbereitet werden müssen, um den Katheter in die Vene einzuführen. Eine 20-Gauge-Nadel muss angepasst werden, um den Schlauch in die Vene zu schieben. Rasieren Sie den oberen Teil des Schaftes der Nadel etwa zwei Zentimeter ab und erstellen Sie einen Kanal, der dazu dient, den Katheterschlauch in die Vene zu führen.
Bereiten Sie anschließend die Spritzen für das Spülen und die Überprüfung des Katheters vor. An einem Ende werden 12 Zentimeter Schlauch an der 26-Gauge-Nadel der Spritze befestigt, während das andere Ende über eine 23-Gauge-Nadel gespannt wird. Um das Anbringen des Schlauchs an der Katheterkanüle zu erleichtern, benötigen Sie zwei Spritzen wie diese, die mit der heparinisierten T-Carcin-Lösung gefüllt sind, die andere mit Kochsalzlösung.
Bereiten Sie zum Schluss die Katheterkanülenkappe vor. Die Katheterkanüle muss verschlossen werden, um das Eindringen von Ablagerungen zu verhindern. Diese Kappen werden hergestellt, indem Kunststoffschläuche über 23-Gauge-Nadeln gespannt werden.
Der Schlauch wird einen Zentimeter von der Nadelspitze entfernt abgeschnitten und das offene Ende wird geschmolzen. Um den Schlauch abzudichten, wird Kochsalzlösung durch die Nadel geschoben, um sicherzustellen, dass keine Lecks in den Kappen vorhanden sind. Mauskatheter wurden von Cam Cs in Großbritannien bezogen. Schneiden Sie den überschüssigen Schlauch vom Katheter ab, so dass 1,2 Zentimeter vom Ende des Katheterkolbens entfernt sind.
Befestigen Sie als Nächstes die Spritze mit Kochsalzlösung an der äußeren Metallkanüle des Katheters und spülen Sie sie, um sie auf Undichtigkeiten zu untersuchen. Die Mis werden mit Fluorgas, das mit Sauerstoff vermischt ist, betäubt und für die Dauer der Operation unter Narkose gehalten. Mit einem Beatmungsschlauch werden sowohl der Sauerstoff- als auch der Fluorgehalt auf der Grundlage des Körpergewichts des Tieres eingestellt und während der Operation nach Bedarf angepasst. Stellen Sie sicher, dass das Tier richtig betäubt wird, indem Sie seine Hinterbeine mit Ihrer Pinzette einklemmen, und überwachen Sie die Maus während der Operation auf Atemnot und Narkosetiefe.
Da die Operation zwischen 20 und 30 Minuten dauert, tragen Sie ein Augenschmiermittel auf beide Augen auf. Die Maus wird vor der Operation rasiert. Bereiten Sie auf dem Rücken des Tieres eine Lücke für die Katheterbasis vor.
Ziehen Sie die Haut auf dem Rücken des Tieres vorsichtig nach oben und machen Sie einen kleinen Längsschnitt am mittleren Schulterblatt, der etwa zwei Zentimeter lang ist. Beginnend in der Mitte des Rückens bis knapp unter den Hals. Ziehen Sie das Bindegewebe auseinander, um Platz für die Katheterbasis zu schaffen, und tragen Sie Kochsalzlösung auf den Schnitt auf.
Ziehen Sie die Haut auf beiden Seiten des Schnitts vorsichtig zusammen und drehen Sie das Tier um. Die rechte Vena tegular befindet sich oberflächlich unter der Haut des Halses und kann durch einen flachen Schnitt S freigelegt werden. Machen Sie einen diagonalen Schnitt von etwa ein bis zwei Zentimetern Länge, der sich um das rechte Schlüsselbein herum nach oben in Richtung des Kiefers des Tieres erstreckt.
Der Schlauch von der Basis des Katheters muss durch den ventralen Schnitt im Hals geführt werden, um für das Einführen in die Vene zugänglich zu sein. Führen Sie die Pinzette unter die Haut der Schultern und durchbrechen Sie das Bindegewebe. Um den hinteren Schnitt zu erreichen, ziehen Sie den Schlauch durch die Haut bis zur ventralen Öffnung um den Hals des Tieres.
Fassen Sie das Ende des Schlauchs mit Arterienklemmen und lassen Sie ihn an der rechten Seite des Tieres festklemmen. Tragen Sie Kochsalzlösung auf den Schnitt auf und isolieren Sie die rechte Halsvene. Entfernen Sie sehr vorsichtig jegliches Binde- und Fettgewebe, das Ihre Sicht behindern könnte, und lokalisieren Sie die Vene.
Heben Sie die Vene vorsichtig an und verwenden Sie die Kurvenzange, um das Fett und das Bindegewebe um und unter der Vene aufzubrechen. Legen Sie die gebogene Pinzette unter die Vene und öffnen Sie sie mit der freien Hand. Führen Sie einen sterilen Plastikstab unter der Vene hindurch.
Sobald die Vene angehoben ist, entferne gerade so viel Fett, dass du eine klare, ungehinderte Sicht auf die Vene hast. Tropfe regelmäßig Kochsalzlösung auf die freiliegende Vene, um sie feucht zu halten. Bereiten Sie Nahtknoten um die Vene vor, um den Katheterschlauch an Ort und Stelle zu sichern, sobald er in die Halsschlagader eingeführt wird.
Nähen Sie an beiden Enden unter der Vene und machen Sie an jedem Ende einen einzigen, sehr lockeren offenen Knoten. Fädeln Sie den Katheterschlauch durch den oberen Knoten und schlingen Sie ihn über den Nahtfaden zum Rest über der rechten Schulter. Schieben Sie Kochsalzlösung durch den Katheter, um den Schlauch zu beschweren und den Katheterschlauch in die Halsvene einzuführen.
Die modifizierte 20-Gauge-Nadel wird verwendet, um die Vene zu durchstechen, sowohl die Vene als auch die Einstichnadel mit Kochsalzlösung zu befeuchten, um die Reibung während des Einführens zu reduzieren, den Kunststoffstab vorsichtig zurückzuziehen und die Nadel näher am unteren Teil der Vene einzuführen. Gerade so viel, dass ein halber Zentimeter der Nadel drin ist. Schieben Sie den Katheterschlauch durch die Nadel und in die Vene.
Es sollte keinen Widerstand geben. Ein Widerstand würde darauf hindeuten, dass Sie sich im Bindegewebe befinden. Um sicher zu sein, dass du dich in der Vene befindest, versuche, die Katheterspritze zurückzuziehen, um zu sehen, ob du Blut abnehmen kannst.
Sobald der Schlauch an Ort und Stelle ist, entfernen Sie die Nadel und schieben Sie den Katheterkolben an die Einführstelle. Binden Sie den unteren Knoten und stellen Sie sicher, dass der Katheterschlauch bündig mit dem Steg abschließt, bevor Sie den zweiten Knoten direkt über dem Kolben binden. Dadurch wird der Katheter an Ort und Stelle fixiert.
Entferne die Stange und mache an jedem Ende einen zweiten Knoten. Stecken Sie den Katheterschlauch und die Nahtfäden vor dem Nähen unter die Haut. Führen Sie die Nahtnadel mit der Arterienklemme durch die Haut und schließen Sie den Schnitt.
Die Anzahl der Stiche variiert mit der Größe des Schnitts Mit dem Tier auf dem Bauch. Positionieren Sie die Katheterbasis auf dem Rücken des Tieres. Tragen Sie Kochsalzlösung auf den Schnitt auf und schieben Sie die Katheterbasis unter die Haut.
Stellen Sie sicher, dass der Schlauch nur minimal geschlungen und unter der Basis ist, um die Wahrscheinlichkeit eines Durchstechens zu minimieren. Nähen Sie die Haut um die Katheterbasis. Die Anzahl der Stiche hängt von der Größe des Schnitts ab.
In der Regel reichen drei bis vier Stiche aus. Stellen Sie sicher, dass noch Blut aus dem Katheter entnommen werden kann. Spülen Sie abschließend den Katheter mit der heparinisierten Teinlösung, um Infektionen und die Bildung von Blutgerinnseln zu verhindern.
Lösen Sie den Schlauch, der mit der Kanüle des Katheters verbunden ist. Entfernen Sie anschließend den Kochsalzschlauch und ersetzen Sie ihn schnell durch einen Schlauch aus der Spritze, die die heparinisierte T Carin-Lösung enthält. Spülen Sie den Katheter mit 0,03 bis 0,05 cm³ Lösung.
Lösen Sie erneut den Schlauch, der mit der Kanüle verbunden ist. Fassen Sie die Katheterkappe mit der Pinzette und entfernen Sie mit einer Bewegung den Schlauch von der Kanüle und ersetzen Sie ihn durch die Katheterkappe. Dieser Schritt muss schnell durchgeführt werden, um zu verhindern, dass Blut aufsteigt.
Schrauben Sie die weiße Katheterabdeckung auf und achten Sie darauf, dass die Abdeckung fest sitzt, ohne die Kanülenspitze zu durchstechen. Geben Sie der Maus subkutane Injektionen von Analgetika und Antibiotikum. Injizieren Sie auf der einen Seite das schmerzstillende Ketoprofen in einer Dosis von fünf Milligramm pro Kilogramm und auf der anderen Seite das Antibiotikum Amikacin in einer Dosis von 10 Milligramm pro Kilogramm.
Lassen Sie die Maus nach Absetzen der Anästhesie in einem sauberen Käfig mit einfachem Zugang zu Futter und Wasser erholen. Zuverlässige Daten zur intravenösen Selbstverabreichung können erhalten werden, indem Sie die in diesem Video vorgestellten Techniken befolgen. Es ist jedoch wichtig, die Durchgängigkeit des Katheters aufrechtzuerhalten.
Dies wird erreicht durch eine sorgfältige Platzierung des Katheters in den rechten Vorhof, eine tägliche Spülung des Katheters vor und nach den Opersitzungen und die Sicherstellung, dass die Katheterkanüle ständig verschlossen ist, um das Eindringen von Ablagerungen zu verhindern.
Überblick
Dieser Artikel beschreibt das Paradigma der intravenösen Selbstverabreichung (IVSA), eine Standardmethode zur Untersuchung der Drogenverstärkung bei Nagetieren. Er legt den Schwerpunkt auf die chirurgischen Techniken und Verfahren, die erforderlich sind, um zuverlässige IVSA-Daten zu erhalten, insbesondere mit Fokus auf die Katheterimplantation und -pflege.
Wichtige Studienkomponenten
Wissenschaftsbereich
- Neurowissenschaften
- Verhaltenspharmakologie
- Nagetiermodelle
Hintergrund
- IVSA ist eine weit verbreitete Methode zur Beurteilung der verstärkenden Eigenschaften von Drogen.
- Eine zuverlässige Datenerfassung ist entscheidend für das Verständnis der Suchtmechanismen.
- Richtige chirurgische Techniken sind für eine erfolgreiche Katheterimplantation unerlässlich.
- Die Aufrechterhaltung der Katheterdurchgängigkeit ist für die experimentelle Integrität entscheidend.
Zweck der Studie
- Die Verfahren für die Katheterisierungschirurgie bei Nagetieren zu umreißen.
- Tipps zur Aufrechterhaltung der Katheterfunktionalität während der Experimente zu geben.
- Die Zuverlässigkeit der IVSA-Datenerfassung zu verbessern.
Verwendete Methoden
- Vorbereitung der chirurgischen Instrumente und Materialien für die Kathetereinlage.
- Detaillierte Schritte für die Katheterimplantation in die Vena jugularis.
- Überwachung der Narkose und chirurgischen Bedingungen während des Eingriffs.
- Techniken zur Sicherstellung der Katheterdurchgängigkeit und Verhinderung von Obstruktionen.
Hauptergebnisse
- Erfolgreiche Katheterimplantationstechniken wurden demonstriert.
- Richtlinien zur Aufrechterhaltung der Katheterdurchgängigkeit wurden umrissen.
- Detaillierte chirurgische Schritte wurden zur Gewährleistung der Reproduzierbarkeit bereitgestellt.
- Schwerpunkt auf der Überwachung des Tierwohls während des Eingriffs.
Schlussfolgerungen
- Richtige chirurgische Techniken sind für zuverlässige IVSA-Studien von entscheidender Bedeutung.
- Die Aufrechterhaltung der Katheterfunktionalität ist für die Datenintegrität unerlässlich.
- Diese Studie dient als umfassender Leitfaden für Forscher in diesem Bereich.
Häufig gestellte Fragen
Executive Industry Relevance
Intravenous self-administration (IVSA) in mouse models provides a critical preclinical platform for evaluating the reinforcing properties of compounds, enabling target validation in addiction and neuropsychiatric drug discovery. By allowing animals to self-administer test substances, this method reduces experimenter bias and yields quantitative data on drug intake patterns, supporting mechanistic de-risking and predictive confidence in early-stage target assessment. The approach facilitates translational continuity from target engagement to behavioral output, informing go/no-go decisions in portfolio prioritization for CNS therapeutics.
Strategic Applications in Biopharma R&D
Early Discovery & Target Validation
- Scientific Value: Enables interrogation of therapeutic hypotheses by measuring voluntary drug intake as a functional readout of target engagement in reward pathways.
- Operational Value: Supports biological de-risking through direct assessment of compound reinforcement, clarifying target liability and abuse potential early in discovery.
- Predictive Value: Generates quantitative dependent variable measurements (e.g., infusion frequency, intake patterns) that aid in predictive confidence and portfolio triage for CNS-targeted molecules.
Screening & Assay Development
- Assay Readiness: Prepares validated biological systems for downstream compound evaluation by establishing reliable catheter-based drug delivery and stable baseline responding.
- Reproducibility: Emphasizes standardized surgical techniques and catheter maintenance protocols to ensure consistent quantitative outputs across experiments and laboratories.
- Platform Utility: Enables reliable compound screening through precise measurement of drug consumption timing and quantity, supporting assay scalability and reuse in reinforcement testing.
Translational & Preclinical Research
- Disease Relevance: Models human drug self-administration behavior, providing a disease-relevant system for studying addiction mechanisms and evaluating therapeutic interventions.
- Translational Continuity: Bridges discovery and preclinical work by offering a consistent behavioral assay that can be used across target validation and lead optimization stages.
- Risk-Adjusted Advancement: Informs preclinical go/no-go decisions by identifying compounds with undesirable reinforcement profiles, reducing late-stage attrition due to abuse liability.
Pipeline & Workflow Integration
IVSA integrates into the discovery continuum from target validation through lead identification to preclinical assessment, serving as a functional assay for reinforcement liability that complements in vitro and in vivo pharmacokinetic profiling.
- Discovery Biology: Supports hypothesis testing and pathway clarification by linking molecular targets to motivated behavior through self-administration outcomes.
- Screening: Delivers assay readiness and quantitative outputs (e.g., infusion rate, breakpoint under progressive ratio) that enable reliable comparison of test compounds against controls.
- Analytics: Provides statistical analysis capabilities for comparing conditions, such as intake over time or response patterns, essential for evaluating compound effects and variability.
- Translational Research: Connects to preclinical continuity by maintaining a consistent behavioral readout that aligns with clinical endpoints related to drug use and relapse.
- Enterprise Reuse: Functions as a reusable platform across multiple projects and compound series, reinforcing standardization and cross-study comparability in addiction research.
Operational & Enterprise Impact
- Scientific Value: Enhances predictive confidence in target validation by reducing mechanistic ambiguity through direct behavioral measurement of reinforcement.
- Operational Value: Promotes standardization and reproducibility via detailed surgical and catheter maintenance procedures, minimizing technical variability.
- Strategic Value: Improves go/no-go decision-making by identifying abuse liability early, increasing capital efficiency and reducing late-stage biological risk in CNS programs.
- Portfolio Impact: Enables risk-adjusted prioritization by flagging compounds with high reinforcement potential, supporting informed advancement decisions.
Implementation Considerations
- Requires expertise in rodent surgery, catheterization techniques, and anesthetic monitoring to ensure animal welfare and procedural success.
- Depends on specialized instrumentation including infusion pumps, operant chambers with ultrasensitive levers, and sterile surgical tools for consistent catheter placement.
- Necessitates cross-team standardization of catheter flushing, capping, and maintenance protocols to prevent occlusion and ensure data integrity across studies.
- Involves adaptation considerations for different mouse strains, catheter types, and drug formulations, with attention to venous access and catheter patency over time.
- Includes practical limitations such as catheter-related complications (e.g., infection, thrombosis) that require vigilant monitoring and may affect longitudinal data collection.
