8. Dezember 2012
Die intravenöse Selbstverwaltung (IVSA) Paradigma gilt als der Goldstandard bei der Prüfung der verstärkenden Eigenschaften von Drogen bei Nagern sein. Dieses Manuskript beschreibt die experimentellen Verfahren und chirurgische Techniken notwendig, um verlässliche IVSA Daten zu erhalten. Insbesondere werden akribische Katheterimplantation und Wartung hervorgehoben.
Hallo, mein Name ist Elizabeth Kotick und ich komme aus dem Labor von Dr. Katherine Gill in der Abteilung für Sucht am McGill University Health Center. Heute zeige ich Ihnen, wie man die Katheterisierungsoperation durchführt, die für intravenöse Selbstapplikationsstudien erforderlich ist. Ich werde Ihnen zeigen, wie man den Katheter einsetzt, sowie einige Tipps zur Aufrechterhaltung der Katheterpatenz geben.
Während intravenöser Nikotin-Selbstapplikationssitzungen werden die Tiere über Plastikschläuche an Tai angeschlossen, und Nikotininfusionen werden mittels der angekoppelten Infusionspumpen verabreicht. Die operanten Kästen wurden von Med Associates bezogen. Jeder Kasten ist mit zwei ultrasensitiven Maus-Hebeln ausgestattet.
Es müssen einige Vorkehrungen getroffen werden, bevor die Operation zur Einführung des Katheters in die Vene beginnen kann. Eine 20-Gauge-Nadel muss so präpariert werden, dass die Schlauchleitung in die Vene geschoben werden kann. Rasieren Sie etwa zwei Zentimeter des oberen Teils des Nadelschafts ab, um einen Kanal zu schaffen, der als Führung für die Katheterschlauchleitung in die Vene dient.
Bereiten Sie als Nächstes die Spritzen zum Spülen und Überprüfen des Katheters vor. An einem Ende ist ein 12 cm langes Schlauchstück mit der 26-Gauge-Nadel der Spritze verbunden, während das andere Ende über eine 23-Gauge-Nadel gezogen wird. Um den Schlauch einfacher am Katheterkanül befestigen zu können, benötigen Sie zwei derartige Spritzen: eine mit der heparinisierten T carcin-Lösung und die andere mit Kochsalzlösung gefüllt.
Zuletzt bereiten Sie die Verschlusskappe für die Katheterkanüle vor. Die Katheterkanüle muss verschlossen werden, um das Eindringen von Verunreinigungen zu verhindern. Diese Verschlüsse werden hergestellt, indem man Kunststoffschläuche über Nadeln mit einer Stärke von 23 Gauge zieht.
Der Schlauch wird einen Zentimeter von der Nadelspitze entfernt abgeschnitten, und das offene Ende wird verschmolzen. Um sicherzustellen, dass keine Lecks an den Verschlüssen vorhanden sind, wird Kochsalzlösung durch die Nadel gedrückt. Mauskatheter wurden von Cam Cs im Vereinigten Königreich bezogen. Schneiden Sie das überschüssige Schlauchmaterial am Katheter so ab, dass 1,2 Zentimeter bis zum Ende der Katheterkugel verbleiben.
Befestigen Sie als Nächstes die Spritze mit Kochsalzlösung an der äußeren Metallkanüle des Katheters und spülen Sie durch, um auf Leckagen zu prüfen. Die Mäuse werden mit einem Gemisch aus Isofluran-Gas und Sauerstoff anästhesiert und für die Dauer des Eingriffs unter Narkose gehalten. Mithilfe eines Beatmungsschlauchs werden die Konzentrationen von Sauerstoff und Isofluran entsprechend dem Körpergewicht des Tieres eingestellt und nach Bedarf während der Operation angepasst. Stellen Sie sicher, dass das Tier ausreichend anästhesiert ist, indem Sie mit der Pinzette in die Hinterbeine zwicken, und überwachen Sie die Maus während der gesamten Operation auf Atembeschwerden und die Tiefe der Narkose.
Da die Operation zwischen 20 und 30 Minuten dauert, tragen Sie ein Augenschmiermittel auf beide Augen auf. Vor der Operation wird die Maus rasiert. Bereiten Sie eine Stelle für die Katheterbasis auf dem Rücken des Tieres vor.
Ziehen Sie die Haut am Rücken des Tieres vorsichtig nach oben und führen Sie einen kleinen, mittig zwischen den Schulterblättern verlaufenden Längsschnitt von etwa zwei Zentimetern Länge durch, beginnend in der Mitte des Rückens und bis knapp unterhalb des Halses reichend. Weiten Sie das Bindegewebe mit Gewalt, um Platz für die Katheterbasis zu schaffen, und tragen Sie Kochsalzlösung auf den Einschnitt auf.
Ziehen Sie die Haut vorsichtig an beiden Seiten des Schnittes zusammen und drehen Sie das Tier um. Die rechte Tegularvene liegt oberflächlich unter der Haut des Halses und kann durch einen flachen Schnitt freigelegt werden. Führen Sie einen diagonalen Schnitt von etwa ein bis zwei Zentimeter Länge aus, der sich vom rechten Schlüsselbein ausgehend nach oben in Richtung des Kiefers des Tieres erstreckt.
Der Schlauch an der Basis des Katheters muss durch den ventralen Halschnitt geführt werden, um für die Einführung in die Vene zugänglich zu sein. Führen Sie die Pinzette unter die Haut der Schultern und durchtrennen Sie das Bindegewebe. Um die dorsale Öffnung zu erreichen, ziehen Sie den Schlauch unter der Haut hindurch zur ventralen Öffnung am Hals des Tieres.
Halten Sie das Ende des Schlauchs mit Arterienklemmen fest und lassen Sie es auf der rechten Seite des Tieres geklemmt. Tragen Sie Kochsalzlösung auf den Schnitt auf und isolieren Sie die rechte Vena jugularis. Entfernen Sie vorsichtig eventuell sichtbehinderndes Bindegewebe und Fettgewebe, und lokalisieren Sie die Vene.
Heben Sie die Vene vorsichtig am oberen Ende an und verwenden Sie die gebogenen Pinzetten, um das Fett- und Bindegewebe um und unter der Vene zu lösen. Legen Sie die gebogenen Pinzetten unter die Vene und öffnen Sie sie mit der freien Hand. Führen Sie einen sterilen Kunststoffstab unter der Vene hindurch.
Wenn die Vene angehoben ist, entfernen Sie gerade so viel Fett, dass Sie eine klare, ungehinderte Sicht auf die Vene haben. Geben Sie in regelmäßigen Abständen Salzlösung auf die freigelegte Vene, um sie feucht zu halten. Bereiten Sie Nahtknoten um die Vene vor, um das Katheterschlauchsystem befestigen zu können, sobald es in die Vena jugularis eingebracht wurde.
Nähte unterhalb der Vene an beiden Enden anlegen und an jedem Ende einen einzigen, sehr lockeren, offenen Knoten machen. Den Katheterschlauch durch den oberen Knoten einfädeln und über den Nähfaden nach rechts über die Schulter führen. Kochsalzlösung durch den Katheterschlauch drücken, um den Schlauch zu beschweren, und den Katheterschlauch in die Vena jugularis einführen.
Die modifizierte 20-Gauge-Nadel wird verwendet, um die Vene zu durchstechen, sowohl die Vene als auch die Einführnadel mit Kochsalzlösung zu benetzen, um die Reibung während der Einführung zu verringern, den Kunststoffbügel vorsichtig zurückzuziehen und die Nadel näher an den unteren Teil der Vene einzuführen. Gerade so weit, dass ein halber Zentimeter der Nadel eingeschoben ist. Das Katheterrohr entlang der Nadel nachschieben und in die Vene einführen.
Es sollte kein Widerstand spürbar sein. Ein Widerstand würde darauf hindeuten, dass Sie sich im Bindegewebe befinden. Um sicherzustellen, dass Sie sich innerhalb der Vene befinden, versuchen Sie, am Spritzenkolben des Katheters zu ziehen, um zu überprüfen, ob Blut aspiriert werden kann.
Nachdem der Schlauch an Ort und Stelle ist, entfernen Sie die Nadel und schieben die Katheterbirne bis zum Einführpunkt. Binden Sie den unteren Knoten und stellen Sie sicher, dass der Katheterschlauch bündig an der Stange anliegt, bevor Sie den zweiten Knoten direkt über der Birne binden. Dadurch wird der Katheter fixiert.
Entfernen Sie den Stab und knüpfen Sie an jedem Ende einen zweiten Knoten. Legen Sie den Katheterschlauch und die Nahtfäden vor dem Vernähen unter die Haut. Führen Sie die Nadel mit Hilfe der Arterienklemme durch die Haut und verschließen Sie die Inzision.
Die Anzahl der Nähte hängt von der Größe der Inzision ab. Positionieren Sie die Katheterbasis auf dem Rücken des Tieres, während es auf dem Bauch liegt. Tragen Sie Kochsalzlösung auf die Inzision auf und schieben Sie die Katheterbasis unter die Haut.
Stellen Sie sicher, dass der Schlauch möglichst wenig geschlungen ist und unter der Basis verläuft, um die Gefahr einer Durchtrennung zu minimieren. Nähen Sie die Haut um die Katheterbasis herum. Die Anzahl der Nähte hängt von der Größe des Einschnitts ab.
Normalerweise sind drei bis vier Stiche ausreichend. Stellen Sie sicher, dass weiterhin Blut über den Katheter abgenommen werden kann. Spülen Sie den Katheter abschließend mit der heparinisierten Tein-Lösung durch, um Infektionen und Blutgerinnselbildung zu verhindern.
Lösen Sie den Schlauch, der mit der Kanüle des Katheters verbunden ist. Entfernen Sie als nächstes den Kochsalzschlauch und ersetzen Sie ihn schnell durch einen Schlauch der Spritze, die die heparinisierte T-Carin-Lösung enthält. Spülen Sie den Katheter mit 0,03 bis 0,05 ccm der Lösung aus.
Lösen Sie erneut den Schlauch, der mit der Kanüle verbunden ist. Greifen Sie die Katheterkappe mit der Pinzette und entfernen Sie den Schlauch in einer einzigen Bewegung von der Kanüle, wobei Sie ihn sofort durch die Katheterkappe ersetzen. Dieser Schritt muss schnell ausgeführt werden, um zu verhindern, dass Blut austritt.
Schrauben Sie die weiße Katheterabdeckung auf, wobei sichergestellt werden muss, dass die Abdeckung fest sitzt, ohne die Kanüle zu beschädigen. Verabreichen Sie dem Tier subkutan Analgetika und Antibiotika. Injizieren Sie das Analgetikum Ketoprofen auf der einen Seite in einer Dosis von fünf Milligramm pro Kilogramm Körpergewicht und das Antibiotikum Amikacin auf der anderen Seite in einer Dosis von 10 Milligramm pro Kilogramm Körpergewicht.
Nach Beendigung der Anästhesie sollte die Maus in einem sauberen Käfig mit einfachem Zugang zu Futter und Wasser auskurieren. Zuverlässige Daten zur intravenösen Selbstapplikation können durch Anwendung der in diesem Video dargestellten Techniken gewonnen werden. Es ist jedoch wichtig, die Katheterpatenz aufrechtzuerhalten.
Dies wird durch eine sorgfältige Platzierung des Katheters in das rechte Vorhof erreicht, das tägliche Spülen des Katheters vor und nach den Opera-Sitzungen sowie durch die ständige Verschließung der Katheterkanüle, um das Eindringen von Partikeln zu verhindern.
In diesem Artikel wird das Paradigma der intravenösen Selbstapplikation (IVSA), eine Standardmethode zur Untersuchung der Verstärkungswirkung von Drogen bei Nagetieren, ausführlich beschrieben. Besonderer Schwerpunkt liegt auf den chirurgischen Techniken und Verfahren, die notwendig sind, um zuverlässige IVSA-Daten zu erhalten, insbesondere auf der Implantation und Pflege von Kathetern.
Die intravenöse Selbstapplikation (IVSA) in Mausmodellen bietet eine entscheidende präklinische Plattform zur Bewertung der verstärkenden Eigenschaften von Substanzen und ermöglicht die Validierung von Zielstrukturen in der Sucht- und neuropsychiatrischen Arzneimittelentwicklung. Indem Tiere Testsubstanzen selbst verabreichen können, reduziert diese Methode experimentatorische Verzerrungen und liefert quantitative Daten zu Muster der Arzneimittelaufnahme, was zur mechanistischen Entschärfung von Risiken und zu einer prädiktiven Sicherheit bei der frühen Beurteilung von Zielstrukturen beiträgt. Der Ansatz fördert die translationale Kontinuität von der Zielstrukturenbindung bis hin zur Verhaltensausgabe und unterstützt Entscheidungen über die Weiterentwicklung oder Einstellung von Projekten in der Portfolio-Priorisierung für zentrale Nervensystem (CNS)-Therapeutika.
IVSA ist in den Entdeckungsprozess von der Target-Validierung über die Lead-Identifizierung bis zur präklinischen Bewertung integriert und dient als funktioneller Test zur Beurteilung der Missbrauchspotenz, der die pharmakokinetische Profilierung in vitro und in vivo ergänzt.