Name: Retrograde Loading von Nerven, Tracts, und Spinalwurzeln mit Fluoreszenzfarbstoffen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-04-19T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 47 s
Description: Lernen Sie eine kostengünstige Methode zum retrograden Laden von Neuronen mit Fluoreszenzfarbstoffen mittels Polyethylen-Saugpipette. Diese Technik ermöglicht die effektive Markierung definierter neuronaler Populationen für elektrophysiologische und morphologische Studien.

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<p class="jove_content"&gt; Diese Arbeit wurde von der intramuralen Programm des National Institute of Neurological Disorders and Stroke in der National Institutes of Health unterstützt. Wir möchten auch an Dr. George Mentis für seine früheren Beiträge zur Methode und zu den Daten in Abbildung 3 zu danken.</p

Fluoreszierende Dextrane wurden als anatomische Werkzeuge und für die Bildgebung neuronaler Aktivität 4.1 verwendet wurde. Fields et al., (2009) 4 veröffentlichte ein Protokoll für die Anwendung von Ionen-und spannungsabhängigen Farbstoffen zu axonalen Bahnen mit einem Fokus auf das Rückenmark als Modellsystem. Hier beschreiben wir eine detaillierte Verfahren für die Anwendung fluoreszierender und / oder Ionen-sensitiven Farbstoffs an den Schnittflächen ventralen Wurzeln, dorsalen Wurzeln oder neuronaler des Rückenmarks für in-vitro optophysiological und morphologischen Untersuchungen. 1. Typ-I-und Typ-II-Pipetten Starten Sie, indem Sie zwei kurze Abschnitte aus Polyethylen-Schlauch (PE90, Clay Adams Brand) über der Flamme eines Alkohols Lampe 7 bis Pipetten mit verjüngten Spitzen produzieren. Eine Pipette (Typ-I) sollte kurz sein (3-7 mm) mit einer kleinen Spitze, dicht zu halten, kann das Ziel-Root-oder Darm-Trakt (Außendurchmesser: 0,2 bis 0,4 mm; Innendurchmesser: 0,1-0,3 mm). Ziehen Sie dann eine zweite Pipette (Typ-II) mit einer längeren (8-12 cm) dünner, Welle und eine sehr feine Spitze (Aussendurchmesser: 0,2-0,3 mm, Innendurchmesser: 0,1-0,2 mm), die in einsetzbaren die Typ-I pipettieren soweit seine Spitze. Die zweite dünner Pipette verwendet zum Ansaugen und Einführung künstlicher zerebrospinaler Flüssigkeit (ACSF) und Farbstofflösung jeweils von der Typ-I-Pipette werden. 2. Positionierung von Typ-I pipettieren Sezieren und zu isolieren, die das Rückenmark 8,9 und legen Sie sie in einem Bad, mit gekühltem aCSF (~ 16 ° C) während des Ladevorgangs superfundiert. Platzieren Sie die Typ-I-Pipette auf einem Elektrodenhalter (H1/12 Elektrodenhalter, Narishige), so dass die hintere Öffnung leicht mit einer Spritze (1 ml U-100 Insulin Spritze, Becton Dickinson oder vergleichbaren) werden über einen flexiblen Schlauch verbunden (PharMed BPT, Cole-Parmer, # AY242002, 10 cm) (1A-B). 3. Farbauftrag <ol><li> Mit Hilfe der Spritze, zuerst ziehenaCSF in den Typ-I-Pipette (1B; 2A), gefolgt von der axonalen-Darm-Trakt oder Wurzel zu besetzen (Abb. 2B) werden. Der flexible Schlauch sollte dann von der hinteren Öffnung entfernt werden. Der Typ-II-Pipette in eine andere Spritze befestigt und in die Typ-I pipettieren Halten des axonalen Trakt oder Wurzel. Mit der Spritze an der Typ-II-Pipette absaugen aCSF, so dass der Rest nur aCSF deckt den axonalen-Darm-Trakt (Abb. 1c; 2C-D). Dann ziehen Sie den Typ-II-Pipette aus der Typ-I-Pipette. Überwachen Sie den aCSF Ebene für ein paar Minuten, um eine gute Abdichtung auf der axonalen-Darm-Trakt oder Nerven zu überprüfen (siehe Abschnitt 3 in Fehlerbehebung für &quot;gute Dichtung&quot;). </li><li> Man löst den Farbstoff in aCSF oder 0,2% Triton X-100 in doppelt destilliertem Wasser und ziehen es in die Typ-II-Pipette und achten Sie dabei keine Luftblasen enthalten. Legen Sie die Typ-II-Pipette, die den Farbstoff in den Typ-I-Pipette und in den Überlebensraum aCSF Lösung (Abb. 2E). Langsam loslassender Farbstoff in die aCSF unter leichtem Überdruck (Abb. 2F). Achten Sie darauf, um mögliche Luftblasen einzuführen oder die Verschiebung der Zielgewebe aus dem Inneren der Spitze führen. Entnehmen Sie die Typ-II-Pipette nach einer ausreichenden Menge an Farbstoff wurde veröffentlicht (3-5 ul Farbstofflösung). </li></ol> 4. Incubation Inkubieren des Gewebes in der Dunkelheit zwischen 6 und 20 Stunden, je nach der Art des Experiments. Sobald genügend Zeit für die Füllung wurde erlaubt, ziehen weg die Elektrode aus dem Gewebe verlassen das Gewebe fertig für die Bildgebung oder Histologie. Fehlerbehebung <ol><li> Wenn das Zielgewebe nicht leicht treten in der Spitze des Typ-I-Pipette oder locker ist einmal drinnen, dann wird der Durchmesser der Spitze hat die falsche Größe. Wenn dies der Fall, ziehen und verwenden Sie eine andere Pipette. </li><li> Vor Zugabe des Farbstoffs an das aCSF in der Typ-I-Pipette, um sicherzustellen, dass genug aCSF so bleibt, dass es mit der erreicht werden kannTyp-II-Pipettenspitze (2D). Andernfalls wird ein Luftspalt vorhanden ist, wenn der Farbstoff zugegeben. Wenn dies der Fall, fügen Sie nicht den Farbstoff und entfernen Sie die axonale-Darm-Trakt aus der Pipette und dann ziehen sie zurück in mit ausreichender aCSF von der Typ-II-Pipette erreicht werden. </li><li> Wenn die aCSF Ebene in den Typ-I-Pipette erhöht, nachdem sie mit dem Typ-II Pipette abgesaugt wurde, bedeutet dies, dass die Dichtung mit dem Gewebe nicht gut ist. Verwenden Sie eine andere Elektrode, da sonst der Farbstoff wird während der Etikettierung Verfahren verdünnt werden. </li><li> Wenn eine Luftblase in die Typ-I-Pipette eingeführt wird während der Injektion des Farbstoffs, die Blase abfließen kann durch Vorschieben des Typ-II-Pipettenspitze in der Nähe der Blase und sanft Anlegen eines schwachen Unterdruck unter Verwendung des beigefügten Spritze. </li></ol> 5. Repräsentative Ergebnisse Um eine Anwendung der Methode zu veranschaulichen, haben wir gleichzeitig geladen Motoneuronen und sensorischen Afferenzen spinalen Interneuronen mit drei verschiedenen dextlief-konjugierten Fluoreszenzfarbstoffe (3A). Wie in dargestellt. 3B, drei Klassen von Neuronen markiert sind; afferenten Neuronen (rot), Interneuronen, die in das ventrale Funiculus (grün) und Motoneuronen (blau). <img alt="1" src="/files/ftp_upload/4008/4008fig1.jpg" /> Abbildung 1. Schematische Darstellung Pipette Typ-I-und Typ-II-Montage. (A) ein Typ-I Pipette (hellblau) auf einer Elektrode Halter platziert, so dass es wieder ist in Öffnung kann einfach an dem flexiblen Elastomer-Schlauch (B) verbunden werden und in die ein Typ-II-Pipette kann eingesetzt werden (C). <img alt="2" src="/files/ftp_upload/4008/4008fig2.jpg" /> Abbildung 2. Schematische Darstellung der Ladevorgang von Motoneuronen mit fluoreszierenden Farbstoffen. (A) ein Typ-I-Pipette in der Nähe des ventralen Wurzel zu füllen angeordnet. (B) ist mit dem Saug-Pipette auf aCSF in die Pipette an der Wurzel zu ziehen, gefolgt angewendet. (C-D) Trennen Sie das flexible Elastomer-Schlauch aus dem Backend von Typ-I-Pipette und reduzieren die Menge an aCSF durch Ansaugen des Typ-II-Pipette. (E) Führen Sie die Spitze des Typ-II-Pipette mit dem gelösten Farbstoff in den verbleibenden aCSF in der Typ-I-Pipette. (EF) Langsam füllt sich die Typ-I-Pipette mit dem Farbstoff und entfernen Sie dann den Typ-II-Pipette. <img alt="Abbildung 3" src="/files/ftp_upload/4008/4008fig3.jpg" /> Abbildung 3. Anwendung des Füllvorganges zu dem isolierten Maus-Rückenmark. (A) Schematische Darstellung der drei Typ-I-Pipetten verwendet werden, um die verschiedenen neuronalen Klassen im Rückenmark zu füllen. Motoneuronen (blau; Cascade Blue Dextran) und sakralen sensorischen Afferenzen (rot; Texas-Red Dextran) wurden durch die ventralen und dorsalen Wurzeln verfüllt bzw.. Fluorescein Dextran wurde zur spinalen Interneuronen (grün), deren Axone steigen durch den ventralen Funiculus (VF) zu laden. 1 mg eines jeden Farbstoff Dextran (10.000 MW; Molecular Probes)wurde in 6 ul destilliertem Wasser mit 0,2% gelöst Triton X-100 (B). Konfokale Aufnahme eines Ausschnitts aus dem sakralen Schnur des Rückenmarks, in denen die Neuronen waren zurück-markiert, wie in A. Hinweis beschrieben, dass die markierten sensorischen Afferenzen primär ipsilateral mit ein paar kontralaterale Projektionen sind. Die markierten Motoneuronen sind ipsilateral zur gefüllten ventralen Wurzel, während die kontralaterale markierten Interneuronen an der Seite der Füllung (Pfeilspitze) sind. Kalibrierung bar 200 um.

<ol><li>Nance, D. M., Burns, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluorescent+dextrans+as+sensitive+anterograde+neuroanatomical+tracers%3A+applications+and+pitfalls%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res.+Bull%22%5BJournal%5D)">Fluorescent dextrans as sensitive anterograde neuroanatomical tracers: applications and pitfalls.</a> Brain Res. Bull. 25, 139-145 (1990).</li>
<li>Glover, J. C., Petursdottir, G., Jansen, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluorescent+dextran-amines+used+as+axonal+tracers+in+the+nervous+system+of+the+chicken+embryo%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Fluorescent dextran-amines used as axonal tracers in the nervous system of the chicken embryo.</a> J. Neurosci. Methods. 18, 243-254 (1986).</li>
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<li>Kasumacic, N., Glover, J. C., Perreault, M. -C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Segmental+patterns+of+vestibular-mediated+synaptic+inputs+to+axial+and+limb+motoneurons+in+the+neonatal+mouse+assessed+by+optical+recording%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Physiol.+%28Lond%29%22%5BJournal%5D)">Segmental patterns of vestibular-mediated synaptic inputs to axial and limb motoneurons in the neonatal mouse assessed by optical recording.</a> J. Physiol. (Lond). 588, 4905-4925 (2010).</li>
<li>Szokol, K., Glover, J. C., Perreault, M. -C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Organization+of+functional+synaptic+connections+between+medullary+reticulospinal+neurons+and+lumbar+descending+commissural+interneurons+in+the+neonatal+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Organization of functional synaptic connections between medullary reticulospinal neurons and lumbar descending commissural interneurons in the neonatal mouse.</a> J. Neurosci. 31, 4731-4742 (2011).</li>
</ol>

<p class="jove_content"&gt; Wir haben nichts zu offenbaren.</p

<p class="jove_content"&gt; Wir beschreiben hier eine einfache und kostengünstige Protokoll zur Einführung von Farbstoffen in Neuronen, Nerven und Rückenmarksbahnen. Dieses Verfahren schließt ein, dass identifizierten anatomischen Pfade einem hoch konzentrierten Farbstofflösung für die Dauer des Ladevorgangs. Dies führt zu retrograde Markierung der Ziel-Site mit wenig Hintergrund zu Mikroinjektionen, Bad und Anwendung der Elektroporation Techniken verglichen. Jedoch ist das Verfahren auf Seiten des Nervensystems, wo eine Strecke von Axonen isol...

<table border="1"&gt;<tbody&gt;<tr&gt;<td colspan="2"<strong&gt; Material Name</strong</td&gt;<td<strong&gt; Unternehmen</strong</td&gt;<td<strong&gt; Katalog-Nummer</strong</td&gt;<td<strong&gt; Kommentare</strong</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td rowspan="2"&gt; Schläuche</td&gt;<td&gt; PE90 (IDxOD: 0,034 &quot;x0.050&quot;; Wand thikness: 0,008 &quot;)</td&gt;<td&gt; Clay Adams Marke Intermedic</td&gt;<td&gt; 427421</td&gt;<td&gt; Für Typ I und Typ II Pipetten</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; NSF-51 (IDxOD: 1/16x1/8; Wand thikness: 1/32)</td&gt;<td&gt; PharMed BPT, Cole-Parmer</td&gt;<td&gt; AY242002</td&gt;<td&gt; Für flexible Schläuche</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Spritze</td&gt;<td&gt; 1 ml Insulinspritze U-100</td&gt;<td&gt; Becton Dickenson</td&gt;<td&gt; 329650</td&gt;<td&gt;</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Needle</td&gt;<td&gt; 19G x1-1/2 &quot;Metal Hub Needle</td&gt;<td&gt; MONOJECT</td&gt;<td&gt; 200136</td&gt;<td&gt; Anschluss vom Typ II Pipette Spritze</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt;</td&gt;<td&gt; Alkohol Lampe</td&gt;<td&gt;</td&gt;<td&gt;</td&gt;<td&gt;</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Hahn</td&gt;<td&gt; Drei-Wege-Hahn mit Luer-Adapter männlich</td&gt;<td&gt; Baxter Healthcare Corp</td&gt;<td&gt; 2C6241</td&gt;<td&gt; Verwenden Sie mit Spritze</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td rowspan="3"&gt; Halter</td&gt;<td&gt; H-1 Elektrodenhalter</td&gt;<td&gt; Narishige</td&gt;<td&gt; H-1/12</td&gt;<td&gt;</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Magnet-Stand</td&gt;<td&gt; Narishige</td&gt;<td&gt; GJ-8</td&gt;<td&gt;</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Mikromanipulator</td&gt;<td&gt; Narishige</td&gt;<td&gt; M-3333</td&gt;<td&gt;</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Pinzetten</td&gt;<td&gt; S &amp; T DUMONT Schweizer 00632-11</td&gt;<td&gt; DuMont</td&gt;<td&gt; JF-5 TC</td&gt;<td&gt;</td&gt;</tr&gt;</tbody&gt;</table&gt;<p class="jove_content"&gt; * Das sind Materialien vorgeschlagen. Können mit jeder kompatiblen Produkte ersetzt werden</p

retrograde loading von nerven, tracts, und spinalwurzeln mit fluoreszenzfarbstoffen

Retrograde Loading of Nerves, Tracts, and Spinal Roots with Fluorescent Dyes

Retrograde Markierung von Neuronen ist ein Standard anatomische Methode, die auch 1,2 verwendet wurde, um Calcium und spannungsabhängigen Farbstoffen in Neuronen 3-6 geladen. Im Allgemeinen werden die Farbstoffe als feste Kristalle oder durch lokale Injektion mit Druck Glaspipetten aufgebracht. Dies kann jedoch zu einer Verdünnung des Farbstoffs und vermindertem Markierungsintensität führen, insbesondere wenn mehrere Stunden Farbstoffdiffusion erforderlich sind. Hier zeigen wir eine einfache und kostengünstige Technik zur Einführung fluoreszierenden und Ionen-sensitiven Farbstoffen in Neuronen ein Polyethylen Saugpipette mit dem Farbstoff-Lösung gefüllt. Dieses Verfahren bietet eine zuverlässige Möglichkeit zur Aufrechterhaltung einer hohen Konzentration des Farbstoffs in Kontakt mit Axone in der Ladevorgang.

Wir beschreiben ein einfaches und kostengünstiges Verfahren zum Einführen hohe Konzentration von fluoreszierenden und Calcium-sensitiven Farbstoffen in Neuronen oder neuronaler ein Polyethylen Saugpipette.

Retrograde Loading von Nerven, Tracts, und Spinalwurzeln mit Fluoreszenzfarbstoffen

Die retrograde Markierung von Neuronen ist eine Standardmethode der Anatomie1,2, die auch dazu verwendet wurde, calcium- und spannungssensitive Farbstoffe in Neuronen zu laden3-6. ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, mithilfe einer einfachen, kostengünstigen Technik eine hohe Konzentration eines fluoreszierenden oder ionensensitiven Farbstoffs in Neuronen oder in irgendeiner neuronalen Bahn einzubringen. Dies wird erreicht, indem zunächst zwei Arten von Pipetten, Typ eins und Typ zwei, hergestellt werden. Anschließend wird ein flexibler elastomerer Schlauch an die Pipette vom Typ eins angeschlossen und ein positiver Druck angelegt, um die Ziel-neuronale Bahn in die Pipette vom Typ eins einzusaugen, wobei überprüft wird, dass eine gute Abdichtung erzielt wurde.Als Nächstes wird die Pipette Typ zwei in die Pipette Typ eins eingeführt und mit der Pipette Typ zwei der restliche A-Hirnwasser aus der Pipette Typ eins aspiriert. Anschließend wird der Farbstoff, jedoch keine Luftblasen, in die Pipette Typ eins gegeben. Der letzte Schritt besteht darin, die Neuronen zwischen sechs und 20 Stunden im Dunkeln zu inkubieren.Letztlich ist die Probe nach dem Entfernen der Pipette vom Typ eins bereit für in-vitro-, elektrophysiologische oder morphologische Untersuchungen. Der Hauptvorteil dieser Technik gegenüber bestehenden Methoden wie Badapplikation, BOS-Injektion und Elektroporation besteht darin, dass die D gezielt an eine definierte neuronale Population abgegeben wird. Mit dieser Methode lassen sich zentrale Fragestellungen im Bereich der Neurowissenschaften beantworten, beispielsweise zur Aktivität, Konnektivität, Morphologie und Verteilung definierter Neuronen.Im Allgemeinen erfordert die Technik Übung, insbesondere um sicherzustellen, dass die Farbe innerhalb der Pipette vom Typ eins nicht verdünnt wird und keine Luftblasen eingeschlossen werden. Beginnen Sie dieses Verfahren, indem Sie den Polyethylenschlauch über die Flamme einer Alkohollampe ziehen, um zwei kurze Pipetten mit konischen Spitzen herzustellen. Ziehen Sie zunächst eine kurze Pipette vom Typ eins mit einer kleinen Spitze, die die Zielwurzel oder Bahn festhalten kann.Ziehen Sie anschließend eine Pipette vom Typ zwei mit einem längeren, dünneren Schaft und einer sehr feinen Spitze, die so weit in die Pipette vom Typ eins hineingeschoben werden kann, bis zur Spitze. Danach verbinden Sie die Pipette vom Typ zwei mit einer EC-klemmierten Nadel mit 19 Gauge. Legen Sie dann das isolierte Rückenmark in ein Bad.Superfönen Sie es während des gesamten Beladungsvorgangs mit gekühlter A-CSF. Danach platzieren Sie die Pipette Typ eins auf einem Elektrodenhalter, sodass ihre hintere Öffnung leicht über einen flexiblen Schlauch mit einer Spritze verbunden werden kann. Ziehen Sie in diesem Verfahren zunächst mittels einer Spritze CSF in die Pipette Typ eins ein.Zeichnen Sie anschließend den zu füllenden Axonstrang oder die Wurzel auf. Entfernen Sie danach den flexiblen Schlauch von der hinteren Öffnung. Anschließend wird die Pipette Typ zwei an eine andere Spritze angeschlossen.Führen Sie sie in die Pipette Typ eins ein, die unter dem Mikroskop einen Axonstrang oder eine Neuronenwurzel hält. Verwenden Sie die Spritze, die an die Pipette Typ zwei angeschlossen ist, um A-CSF anzusaugen, sodass das verbleibende A-CSF den Axonstrang gerade bedeckt. Ziehen Sie anschließend die Pipette Typ zwei aus der Pipette Typ eins zurück.Überwachen Sie den A-CSF-Spiegel einige Minuten lang, um eine gute Abdichtung am Axontrakt oder an den Nerven zu überprüfen. Danach lösen Sie den Farbstoff in A-CSF oder 0,2 % Triton X-100 in doppelt destilliertem Wasser auf. Saugen Sie ihn mittels schwachem Unterdruck über die angeschlossene Spritze in die Pipette vom Typ zwei auf, wobei darauf zu achten ist, keine Luftblasen aufzunehmen.Bringen Sie dann die Pipette Typ zwei, die die Farbe enthält, in die verbliebene A-CSF-Lösung in der Pipette Typ eins ein und geben Sie die Farbe langsam unter vorsichtiger positiver Druckanwendung am Spritzenkolben in das A-CSF ab. Achten Sie darauf, keine Luftblasen einzuführen und eine Verschiebung des Zielgewebes von der Innenseite der Pipettenspitze zu vermeiden. Falls während der Injektion der Farbe eine Luftblase in die Pipette Typ eins gelangt, ziehen Sie die Blase heraus, indem Sie die Spitze der Pipette Typ zwei nahe an die Blase heranführen und anschließend vorsichtig einen schwachen Unterdruck über die angeschlossene Spritze aufbauen.Nachdem eine ausreichende Menge Farbstoff freigesetzt wurde, entnehmen Sie die Pipette vom Typ zwei. Inkubieren Sie das Gewebe anschließend je nach Art des Experiments sechs bis 20 Stunden im Dunkeln. Sobald ausreichend Zeit zum Füllen verstrichen ist, ziehen Sie die Elektrode vorsichtig vom Gewebe ab.Dann ist das Gewebe bereit für die Bildgebung oder Histologie. Hier ist ein schematisches Diagramm, das die gleichzeitige Beladung von drei verschiedenen Dextran-basierten, konjugierten fluoreszierenden Farbstoffen in motorische Neuronen, sensorische Afferenzen und spinale Interneuronen zeigt: Motorische Neuronen und sakrale sensorische Afferenzen wurden über die ventralen bzw. dorsalen Wurzeln mit Cascade Blue-Dextran und Texas Red-Dextran retrograd gefüllt. Spinalen Interneuronen, deren Axone durch das ventrale Bündel aufsteigen, wurde grünes fluoreszierendes Dextran zugeführt.Hier ist ein konfokales Bild eines Abschnitts des sakralen Rückenmarks dargestellt, bei dem die Neuronen rückwärts markiert wurden. Beachten Sie, dass die markierten sensiblen Afferenzen hauptsächlich ipsilateral verlaufen. Bei einigen kontralateralen Projektionen sind die markierten Motoneuronen ipsilateral zur gefüllten Ventralkommissur, während die markierten Interneuronen kontralateral dazu liegen, wie durch den Pfeilspitzen markiert ist.Nach dieser Vorgehensweise können zusätzliche Methoden angewendet werden, um zentrale Fragen wie die funktionelle Konnektivität, die exzitatorische Inhibition, den Sinustyp, die Verteilung sowie die Neurotransmitterproduktion in den Neuronen des DI-Feldes zu beantworten. Diese Technik ebnete den Weg für Forscher auf dem Gebiet der Neurophysiologie des Rückenmarks und des Hirnstamms, um mithilfe von ionensensitiven Farbstoffen spezifische neuronale Populationen zu untersuchen. Nach dem Anschauen dieses Videos sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie fluoreszierende und/oder ionensensitive Farbstoffe in Neuronen und sensorische Fasern im isolierten Rückenmark angewendet werden können.

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Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

Calcium ist ein allgegenwärtiges Botenstoff im Nervensystem, wichtig für die Auslösung die Freisetzung von Neurotransmittern und Veränderungen der synaptischen Stärke. Hier zeigen wir eine Technik zum Be-Ca 2 +-Indikatoren in Drosophila Nervenendigungen. Wir zeigen auch die Herstellung der erforderlichen Geräte und betonen Punkte von entscheidender Bedeutung für die Technik für den Erfolg.

Loading Drosophila Nerve Terminals mit Calcium-Indikatoren

Wir beschriebenen strukturellen Merkmale der Glia-neuromuskuläre Synapsen in einem Roman Inside-out Gewebe Vorbereitung der Live-Larven unter Verwendung von fluoreszierenden Farbstoffen mit der konfokalen Mikroskopie. Wir gekennzeichnet leben Neuronenendigungen mit fluoreszierenden primären Antikörper gegen HRP und auch visualisiert die perisynaptic Raum mit fluoreszierenden Dextrane.

Visualisierung der Live- Drosophila Glial-neuromuskulären Synapse mit Fluoreszenzfarbstoffen

Live-Imaging von Spinalganglien Axone nach Rhizotomie

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Retrograde Fluoreszenzmarkierung Ermöglicht Gezielte Extracellular Einzel-Einheit Aufnahme von identifizierten Neuronen<em&gt; In vivo</em

Quelle: Inal, M. A. et. al., Retrograde Verfolgung von Drosophila embryonalen Motoneuronen unter Verwendung lipophiler fluoreszierender Farbstoffe. J. Vis. Exp. (2020)Dieses Video zeigt die Methode der retrograden Markierung von Drosophila Motoneuronen unter Verwendung lipophiler Farbstoffe. Der Farbstoff dringt in das Axon ein, wandert rückwärts und markiert die Neuronen grün, was eine detaillierte Visualisierung ihrer Morphologie und Projektionen unter einem konfokalen Mikroskop ermöglicht.

Retrograde Markierung von Drosophila-Motoneuronen mit fluoreszierenden lipophilen Farbstoffen

Quelle: Wang, J., et al. Visualisierung der immunreaktiven Innervation des Calcitonin-Gens des Peptids der kranialen Dura Mater der Ratte mit Immunfluoreszenz und neuronaler Verfolgung. J. Vis. Exp. (2021).  Dieses Video zeigt eine Methode, um die Ursprünge sensorischer Neuronen in der Dura mater mit Hilfe der Fluoreszenzmikroskopie zu verfolgen. Ein retrograder Tracer wird in die exponierte Dura mater einer anästhesierten Ratte eingeführt. Der Tracer wird von sensorischen neuronalen Axonen...

Untersuchung der Ursprünge sensorischer Neuronen in der Dura mater mit Hilfe der Fluoreszenzmikroskopie

Wir präsentieren ein Protokoll, das Zwei-Photonen-Anregungs-Zeitraffermikroskopie verwendet, um gleichzeitig die Dynamik von Axon- und Myelinverletzungen in Echtzeit zu visualisieren. Dieses vorgeschlagene Protokoll ermöglicht die Untersuchung sowohl intrinsischer als auch extrinsischer Faktoren, die das Schicksal des zentralen myelinisierten Axons nach einer Verletzung beeinflussen und zu einer dauerhaften klinischen Behinderung beitragen können.

Ein Ex vivo Laser-induzierte Rückenmarksverletzungen Modell zu Mechanismen der axonalen Degeneration Beurteilen Sie in Echtzeit

Wir beschreiben eine Technik, um Neuronen und ihre Prozesse über anterograden oder retro Tracer Injektionen in Hirnkernen unter Verwendung eines in vitro-Präparat zu bezeichnen. Wir modifiziert eine vorhandene Methode der i n vitro Tracer Elektroporation durch die Nutzung von fluoreszenzmarkierte Mausmutanten und grundlegende optische Geräte, um die Kennzeichnung Genauigkeit zu erhöhen.

Lasergelenkte neuronale Tracing in Brain Explantate

Hier beschreiben wir eine Methode zum Laden eines kalziumempfindlichen Farbstoffs durch den Froschnervstumpf in die Nervenendigungen. Wir stellen auch ein Protokoll für die Aufzeichnung und Analyse von schnellen Calcium-Transienten in den peripheren Nervenenden vor.

Laden eines Kalziumfarbstoffs in Froschnervenendungen durch den Nervenstumpf: Calciumübergangsregistrierung im Frosch Neuromuscular Junction

Wir beschreiben eine Methode zur retrograden Rückverfolgung der embryonalen motorischen Neuronen Von Drosophila mit lipophilen Fluoreszenzfarbstoffen.

Retrograde Tracing von Drosophila Embryonal Motor Neuronen mit lipophilen fluoreszierenden Farbstoffen

Wir beschreiben Fluoreszenz-Photoaktivierungsmethoden zur Analyse des axonalen Transports von Neurofilamenten in einzelnen myelinierten Axonen peripherer Nerven von transgenen Mäusen, die ein photoaktivierbares Neurofilamentprotein exprimieren.

Bildgebung und Analyse des Neurofilamenttransports in verbraucheten Maus-Tibialnerv

Lernen Sie eine kostengünstige Methode zum retrograden Laden von Neuronen mit Fluoreszenzfarbstoffen mittels Polyethylen-Saugpipette. Diese Technik ermöglicht die effektive Markierung definierter neuronaler Populationen für elektrophysiologische und morphologische Studien.

Retrograde Loading von Nerven, Tracts, und Spinalwurzeln mit Fluoreszenzfarbstoffen

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