Name: Orthotopen Dünndarm Transplantation in Ratten (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-11-06T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 16 s
Description: Lernen Sie die orthotope Dünndarmtransplantation bei Ratten zur Untersuchung immunologischer Prozesse und Entzündungsreaktionen. Diese Methode ermöglicht Langzeitüberleben mit funktionierendem Transplantat.

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Ein. Donor Betrieb <ol><li> Der Spender Ratte sollte gehalten Fasten für 24 Stunden (freier Zugang zu Wasser / Glucose-Lösung) werden. </li><li> Um Isofluran Inhalationsnarkose zu induzieren, mit 2% auf Standard-Zerstäuber beginnen und dann zu reduzieren, um 1% nach Durchführung Laparotomie. Führen Sie einen Zeh Prise zu Sedierung zu überprüfen. </li><li> Shave den Bauch und reinigen mit der Haut prep 3 mal (Kodan). Führen Sie anschließend einen Medianschnitt nach subkutaner Verabreichung des Schmerzmittels. </li><li> Nachdem das Transplantat in Kochsalzlösung getränkter Gaze gehüllt wird, trennen die physiologische Adhäsionen zwischen der Bauchspeicheldrüse und des Colon ascendens vorsichtig mit einem Q-Tip (unter dem Operationsmikroskop mit 6-fache Vergrößerung). </li><li> Ligieren und teilen die ileocecal &amp; Recht &amp; colica Schiffe mit 7-0 Seide. Nach dem Colon ascendens wird auf der rechten Seite der V. mesenterica superior (SMV) zu verbreiten, können die ileocecal, rechts und colica Schiffe für die Ligation und Division mit 7-0 Verbindungen identifiziert werden. </li><li> Einfahren des Magens aufwärts, so dass die gesamte SMV durchgeführt wird und begradigt ausgesetzt. Verwenden Sie eine Mücke Klemme für den Rückzug. Die Klammer wird durch Knete Masse in Form ausgebildet, wie nötig gehalten. </li><li> Ligieren und teilen die pankreatiko-Zwölffingerdarm-Adern aus der SMV. Alle kleinen pankreatiko-Zwölffingerdarm-Adern, die aus der SMV sorgfältig ermittelt werden, ligiert mit 7-0 Seide und geteilt, bevor das Pankreasgewebe aus dem Transplantat entfernt werden kann. </li><li> Ligieren und teilen die verlieren Bindegewebe einschließlich aller Lymphgefäße zwischen der SMV und der Bauchaorta. Mit dem Transplantat noch auf der rechten Seite des Bauches, verlieren das Bindegewebe einschließlich aller Lymphgefäße zwischen der SMV und der Bauchaorta zugänglich ist. Dieses Bindegewebe muss ligiert mit 7-0 Seide und geteilt, um postoperative lymphorrhea aus dem Darm Transplantat zu vermeiden. </li><li> Ligieren und teilen die rechte Nierenarterie. Nachdem das Bindegewebe wird geteilt, wird die rechte Nierenarterie accessible und ligiert und durchtrennt mit 7-0 Seide. </li><li> Systemisch heparinise die Ratte mit 200 Einheiten Heparin iv über den Penis Vene. </li><li> Ligieren der marginalen Arterien, und teilen den Dünndarm an der duodeno-jejunal Kreuzung und am terminalen Ileum. </li><li> Die Aorta wird proximal zum Ursprung des SMA ligiert. Die Pfortader liegt am Zusammenfluss mit dem Milzvene durchtrennt. Dann wird das Transplantat mit seinen Gefäßstiel bestehend aus den SMA mit einem Aortasegment geerntet. </li></ol> 2. Backtable Procedure <ol><li> Perfundieren das Transplantat mit 3 ml der University of Wisconsin-Lösung (UW) bei 4 ° C über die Aorten-Leitung und bewässern das Darmlumen aus dem Jejunum Ende mit 30 ml Uro-Nebacetin N-Lösung bei 4 ° C (Lumen Bewässerung ist obligatorisch) . </li></ol> Unmittelbar nach Gewinnung des Transplantats ist die Aorta Leitung für Perfusion mit 3 ml gekühltem UW-Lösung verwendet. Dazu wird eine 20 G iv Katheter aufeine 10 ml Spritze verwendet. Das Perfusat beobachtet werden, um frei abfließen aus dem geteilten Pfortader werden. Für die Darmspülgerät mit Nebacetin wird eine 50 ml Spritze verwendet. <ol start="2"><li> Bewahren Sie das Transplantat in UW-Lösung bei 4 ° C während der Vorbereitung des Empfängers. </li></ol> 3. Empfänger Betrieb <ol><li> Der Empfänger Ratte sollte gehalten Fasten für 24 Stunden (freier Zugang zu Wasser / Glucose-Lösung) werden. </li><li> Um Isofluran Inhalationsnarkose zu induzieren, mit 2% auf Standard-Zerstäuber beginnen und dann zu reduzieren, um 1% nach Durchführung Laparotomie. Führen Sie einen Zeh Prise zu Sedierung zu überprüfen. </li><li> Shave den Bauch und reinigen mit der Haut prep 3 mal (Kodan). Führen Sie anschließend einen Medianschnitt nach subkutaner Verabreichung von Carprofen 5 mg / kg sc zur intraoperativen Analgesie. </li><li> Wickeln Sie den Empfänger Darm in normaler Kochsalzlösung getränkten Gaze und legen Sie es auf der Empfängerseite Brust. </li><li> Öffnen Sie die Retroperitoneum unverblümt mit Q-Tips, und setzen die abdominal Aorta und Vena cava inferior knapp unterhalb der renalen Gefäße bis auf die Ebene der lliakalgefäße gegebenenfalls auch Mikroschere. Ligieren die kleinen Lenden-und Wirbelsäulen-tribuaries aus der Aorta und Vena cava mit 7-0 Seide Blutverlust zu vermeiden. (Um dies zu tun, ändern das Operationsmikroskop zoom zu 16x). </li><li> Kreuzklemme die Aorta und die IVC unterhalb der linken Nierengefäße proximal und oberhalb der Bifurkation iliaca distal mit Mikrogefäßzellen Clips. Nur eine Klemme proximal als auch gebrauchte distal beide Schiffe gleichzeitig zu spannen. Einschneiden beide Schiffe nach vorn mit einem microknife und auswaschen restlichen Blut. </li><li> Erstellen einer Ende-zu-Seite-Anastomose zwischen dem Transplantat Aortasegment und die des Empfängers infrarenalen Aorta unter Verwendung einer kontinuierlichen Naht Prolene 10-0 .. Zunächst wird das Transplantat auf der rechten Seite des Bauches (der Kopf der Ratte bei 12 Uhr positioniert), um die Rückwand Maschen der arteriellen Anastomose und binden der unteren Haltefaden durchführen platziert. Then, wird das Transplantat auf die linke Seite des Bauches (der Kopf der Ratte bei 9 Uhr positioniert) zu entlarven und zu vernähen die Vorderwand der Anastomose eingeschaltet. </li><li> Eine Ende-zu-Seite-Anastomose zwischen dem Transplantat Pfortader und des Empfängers IVC wird ebenfalls durch laufende Fäden mit 10-0 Prolene durchgeführt. Mit der Ratte noch Seitenlage (Kopf in 9-Uhr-Position), wird das Transplantat auf der linken Seite des Bauches positioniert und eine untere Haltefaden platziert ist. Die Anastomose mit der Rückwand von der Innenseite des Behälters begonnen. Nachdem der untere Haltefaden gebunden ist, können die Vorderwand Maschen von außen durchgeführt werden. </li><li> Entfernen Sie die distale Klemmen ersten, durch die oberen Klammern gefolgt. Jede Anastomosen Blutung durch direkten Druck mit Q-Tips gesteuert. Das Transplantat sollte für gleiche und schnelle Reperfusion überprüft werden. </li><li> Resezieren des gesamten Empfängers Dünndarm nach Ligation der Mesenterialgefäße. Empfänger unterziehen Wert Enterektomie, Erhaltung 2-3 cm proximal Jejunum und 1 cm des distalen Ileum. </li><li> Wiederherstellen enterischen Kontinuität durch proximale (Jejuno-Jejunostomie) und distalen (Ileo-Ileostomie) Ende-zu intestinalen Anastomosen mit einem Ein-Schicht unterbrochen Nahtmaterial mit 6-0 Monocryl enden. Etwa 16 Nähte erforderlich sind, um die Anastomosen abzuschließen. </li><li> Spülen Sie die Bauchhöhle mit physiologischer Kochsalzlösung, bis sie sauber. Verabreichen 2 ml physiologischer Kochsalzlösung intraperitoneal für Fluid Ersatz. Dann schließen Sie den Bauch mit einer fortlaufenden Naht mit 3-0 Vicryl für die Muskel-Schicht plus einer kontinuierlichen Hautnaht. </li><li> In der postoperativen Phase die Ratten sollten aufbewahrt Fasten (mit Zugang zu Wasser und Glucose-Lösung) für weitere 24 Stunden neu gestartet auf Standard-Rattenfutter und Wasser ad libitum. Analgesie mit Carprofen sollte für 3 Tage (siehe Dosierung unten) verabreicht werden. </li></ol>

<ol><li>Abu-Elmagd, K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Five+Hundred+Intestinal+and+Multivisceral+Transplantations+at+a+Single+Center%3A+Major+Advances+With+New+Challenges%5BTitle%5D)+AND+%22Ann.+Surg%22%5BJournal%5D)">Five Hundred Intestinal and Multivisceral Transplantations at a Single Center: Major Advances With New Challenges.</a> Ann. Surg. 250 (4), 567-56 (2009).</li>
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<li>Schaefer, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+rejection+and+the+muscularis+propria+after+intestinal+transplantation%3A+the+alloresponse%2C+inflammation%2C+and+smooth+muscle+function%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Acute rejection and the muscularis propria after intestinal transplantation: the alloresponse, inflammation, and smooth muscle function.</a> Transplantation. 85 (10), 1465(2008).</li>
<li>Xue, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgical+experience+of+refined+3-cuff+technique+for+orthotopic+small-bowel+transplantation+in+rat%3A+a+report+of+270+cases%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Surg%22%5BJournal%5D)">Surgical experience of refined 3-cuff technique for orthotopic small-bowel transplantation in rat: a report of 270 cases.</a> Am. J. Surg. 198 (1), 110(2009).</li>
<li>Zhang, X. Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simplified+techniques+in+rat+heterotopic+small+bowel+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant.+Proc%22%5BJournal%5D)">Simplified techniques in rat heterotopic small bowel transplantation.</a> Transplant. Proc. 38 (6), 1840(2006).</li>
<li>Zhao, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+establishment+of+a+new+en+bloc+combined+liver-small+bowel+transplantation+model+in+rats.+Transplant%5BTitle%5D)+AND+%22Proc%22%5BJournal%5D)">The establishment of a new en bloc combined liver-small bowel transplantation model in rats. Transplant.</a> Proc. 39 (1), 278(2007).</li>
</ol>

Keine Interessenskonflikte erklärt.

Während Darm-Transplantation Modellen an Ratten bereits haben, wie in den 1970er Jahren 5 beschrieben worden meisten der kürzlich verwendeten Modelle beinhalten heterotope Darmtransplantatempfängern mit verschiedenen Techniken 13. Während die heterotope Verfahren im Allgemeinen den Vorteil der leichteren mikrochirurgischen Techniken und leichter Zugänglichkeit des Transplantats für die Beurteilung haben, hat heterotope Darmtransplantatempfängern den großen Nachteil, der nicht unter Berücksichtigung...

<table border="1"><tbody><tr><td> Name des Reagenzes </td><td> Firma </td><td> Katalog-Nummer </td><td> Kommentare (optional) </td></tr><tr><td> University of Wisconsin (UW)-Lösung (ViaSpan) </td><td> Bristol-Myers Squibb </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Uro-Nebacetin N Lösung </td><td> Nycomed </td><td> 6967855 </td><td></td></tr><tr><td> Ampicillin </td><td> Ratiopharm </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Carprofen (Rimadyl) </td><td> Pfizer </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Prolene 10-0 unresorbable Nahtmaterial </td><td> Ethicon </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Monocryl 6-0 resorbierbaren Nahtmaterial </td><td> Ethicon </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Vicryl 3-0 resorbierbaren Nahtmaterial </td><td> Ethicon </td><td></td><td></td></tr><tr><td> iv Katheter G 20 1.1x33 mm </td><td> Braun </td><td></td><td></td></tr><tr><td> iv Katheter G 22 0.9x25 mm </td><td> Braun </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Kodan Skin Prep </td><td> Schülke </td><td></td><td></td></tr><tr><td> NaCl 0,9% Infusionslösung </td><td> Braun </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Gebogene Pinzette kleine </td><td> FineScienceTools </td><td> 11009-13 </td><td></td></tr><tr><td> Micro Pinzette gebogen </td><td> AESCULAP </td><td> BD 333 </td><td></td></tr><tr><td> Micro Pinzette gebogen </td><td> AESCULAP </td><td> FD281R </td><td></td></tr><tr><td> Micro Pinzette gerade 1 </td><td> WPI </td><td> 5 </td><td></td></tr><tr><td> Micro Pinzette gerade 2 </td><td> WPI </td><td> 2 </td><td></td></tr><tr><td> Micro Nadelhalter </td><td> WPI </td> &lt;td&gt; 14081 </td><td></td></tr><tr><td> Micro Schere </td><td> FineScienceTools </td><td> 15006-09 </td><td></td></tr><tr><td> Mikroskalpell </td><td> MANI </td><td> Ophthalmic Messer </td><td></td></tr><tr><td> Micro Klemmen </td><td> AESCULAP </td><td> FB329R </td><td></td></tr></tbody></table>

orthotopen dünndarm transplantation in ratten

Orthotopic Small Bowel Transplantation in Rats

Dünndarmtransplantation hat sich zu einem anerkannten klinischen Option für Patienten mit Kurzdarmsyndrom und Misserfolg der parenteralen Ernährung (irreversible intestinalen Versagen). In spezialisierten Zentren verbesserten operativen und Management-Strategien haben hervorragende kurz-und mittelfristig Patient und Transplantat-Überlebens geführt, während eine hohe Lebensqualität 1,3. Anders als in den häufigeren Transplantation anderer solider Organe (dh Herz, Leber) viele zugrunde liegenden Mechanismen der Graft-Funktion und immunologischen Veränderungen durch Darmtransplantatempfängern induziert werden nicht vollständig bekannt 6,7. Folgen der akuten Abstoßung, Sepsis und chronischen Graft Scheitern sind die Haupthindernisse noch einen Beitrag zu weniger günstigen Langzeitergebnisse und behindern eine weitere Verbreitung der Beschäftigung des Verfahrens trotz einer wachsenden Zahl von Patienten nach Hause parenterale Ernährung, die potenziell von einer solchen Transplantation profitieren würden. Der Dünndarm enthälteine große Anzahl von Passagieren Leukozyten gemeinhin als Teil des darmassoziierten Lymphsystem (GALT) diese als Teil der Grund für die hohe Immunogenität des intestinalen Transplantats. Das Vorhandensein und die Nähe vieler Kommensalen und Krankheitserreger im Darm erklärt die Schwere der Sepsis Folgen einmal Pfropf mukosalen Integrität beeinträchtigt wird (zum Beispiel durch Abstoßung). Um das Feld der Darm-und Multiorganversagen Transplantation mehr Daten aus zuverlässigen und machbar Tiermodelle generiert voranzutreiben benötigt wird. Das Modell hier bereitgestellten vereint die Zuverlässigkeit und Machbarkeit einmal in einer standardisierten Art und Weise aufgebaut und können wertvolle Einblicke in die zugrunde liegenden komplexen molekularen, zellulären und funktionellen Mechanismen, die durch Darmtransplantatempfängern ausgelöst werden liefern. Wir haben erfolgreich eingesetzt und verfeinert die beschriebene Vorgehensweise über mehr als 5 Jahre in unserem Labor 8-11. Die JoVE video-basiertes Format ist besonders nützlich, um die komplexe Verfah demonstrierenDure und vermeiden anfängliche Stolpersteine ​​für Gruppen planen, eine orthotopen Tiermodell untersucht Darmtransplantatempfängern etablieren.

Normale postoperative Verlauf Die transplantierten Tiere sollten schnell wieder aus dem Verfahren unter einer Wärmelampe für ca. 1 Stunde. Unterkühlung ist eine der Hauptursachen für postoperative Mortalität und sollte sorgfältig vermieden intra-und postoperativ. Intraoperative Flüssigkeitsverluste müssen durch sc Injektion von 2,5 ml Kochsalzlösung plus 2,5 ml Glucose 5% pro 8 Stunden für die ersten 24 Stunden ersetzt werden. Die Ratten sollten auch freien Zugang zu Glucose-Lösung (oder Gel Er...

Dünndarmtransplantation hat sich zu einem anerkannten Behandlungsoption für Patienten mit irreversiblen intestinalen Versagen. Unsere experimentellen Modell der orthotopen Dünndarm Transplantation in Ratten dient als zuverlässiges Werkzeug, um zugrunde liegenden immunologischen und entzündlichen Prozessen, die Darmtransplantatempfängern erschweren anzugehen.

Orthotopen Dünndarm Transplantation in Ratten

Die Dünndarmtransplantation ist zu einer akzeptierten klinischen Option für Patienten mit Kurzdarmsyndrom und Versagen der parenteralen Ernährung geworden ...

Das allgemeine Ziel dieses Verfahrens besteht darin, eine orthotopische Darmtransplantation bei der Ratte durchzuführen. Dies wird erreicht, indem zunächst der Dünndarm vom Spendertier entnommen wird. Der zweite Schritt des Verfahrens ist die sogenannte „Back-Table“-Präparation des Darmtransplantats vor der Transplantation. Der dritte Schritt des Verfahrens ist die Transplantation durch Durchführung der arteriellen und venösen Anastomose, gefolgt von der Reperfusion des Transplantats. Der letzte Schritt des Verfahrens ist die Wiederherstellung der enteralen Kontinuität durch die vollständige intestinale Anastomose in einer End-zu-End-Weise aufgrund einer geogenen Ostomie bzw. Ileum-Ileostomie. Letztendlich können Ergebnisse erzielt werden, die die Langzeitüberlebensrate von isogenetisch transplantierten Tieren durch exzellente Transplantatfunktion und ausreichende orale Nährstoffaufnahme in allergenen Kombinationen belegen.Jedoch können verschiedene Aspekte der akuten und chronischen Darmabstoßung untersucht werden. Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen im Bereich der Darmtransplantation zu beantworten, beispielsweise die Mechanismen der akuten und chronischen Abstoßung, die zu einem Transplantatversagen führen und das klinische Ergebnis beeinträchtigen können. Die visuelle Darstellung dieser Methode ist entscheidend.Die entscheidenden Schritte sind schwer zu erlernen, hauptsächlich aufgrund der geringen Gefäßgröße und der Notwendigkeit, eine schnelle und präzise mikrochirurgische Technik anzuwenden, um die warme Ischämiezeit zu minimieren. Vor der Operation am Spender-Ratten hält man diese 24 Stunden lang nüchtern, jedoch mit freiem Zugang zu Wasser und Glucoselösung. Nach der Anästhesie des Tieres durch Inhalation von 2 % Isofluran überprüft man die Sedierung durch eine Zehenreflexprüfung.Drücken Sie die Bauchdecke zusammen, rasieren Sie den Bauch und desinfizieren Sie die Haut dreimal mit Hautpräparat. Führen Sie anschließend nach subkutaner Verabreichung des Analgetikums mit einem Skalpell einen medianen Schnitt durch. Führen Sie den medianen Schnitt unter einem Operationsmikroskop durch.Wickeln Sie den Dünndarm in mit Kochsalzlösung getränkten Mull und legen Sie ihn mit einem sterilen Kehl- und Tupfer auf die linke Seite der Bauchhöhle. Trennen Sie vorsichtig die physiologischen Adhäsionen zwischen Pankreas und aufsteigendem Dickdarm gegebenenfalls mit Mikroinstrumenten, unter Verwendung von 7-0-Seide wie acht, und durchtrennen Sie die ileozökale und rechte mittlere kolische Gefäße, nachdem Sie den aufsteigenden Dickdarm zur rechten Seite der Vena mesenterica superior (SMV) verlagert haben, mit 7-0-Ligaturen wie acht, und durchtrennen Sie die rechten und mittleren kolischen Gefäße mithilfe einer Moskitoklemme, die mit einer passend geformten Gipsbinde fixiert wird. Ziehen Sie den Magen nach oben, sodass die gesamte SMV gestreckt und freigelegt ist.Als Nächstes ligieren und durchtrennen Sie die aus der V. mesenterica superior kommenden Pankreatoduodenalvenen. Drehen Sie dann das Transplantat auf die rechte Seite der Bauchhöhle, wobei das Transplantat weiterhin auf der rechten Seite des Abdomens verbleibt, sodass das lockere Bindegewebe einschließlich aller Lymphgefäße zwischen der V. mesenterica superior und der A. abdominalis zugänglich wird. Ligieren Sie das Gewebe mit 7-0-Seide und durchtrennen Sie es, um eine postoperative Lymphabsonderung aus dem Dünndarmtransplantat zu vermeiden.Das Bindegewebe wird durchtrennt, die rechte Nierenarterie abgebunden und durchtrennt. Der Ratte wird systemisch 200 Einheiten Heparin intravenös über die Penisvene verabreicht. Die Randarterien werden abgebunden und der Dünndarm an der Duino-deju-Verbindung sowie am terminalen Ileum durchtrennt.Ligieren Sie die Aorta proximal zum Ursprung der A. mesenterica superior und durchtrennen Sie die V. portae am Zusammenfluss mit der V. lienalis. Gewinnen Sie das Transplantat mit seinem vaskulären Pedikel, das aus der A. mesenterica superior mit einem aortalen Segment besteht. Verwenden Sie dazu einen 20-Gauge-IV-Katheter an einer 10-Milliliter-Spritze über den aortalen Gefäßstamm.Perfusieren Sie das Transplantat mit drei Millilitern kalter University-of-Wisconsin-Lösung oder UW. Spülen Sie dann mit einer 50-Milliliter-Spritze das intestinale Lumen vom AL-Ende aus mit 30 Millilitern kalter Cetin-Lösung während der Vorbereitung des Empfängers aus. Lagern Sie das Transplantat vor der Operation an der Empfängerratte in kalter UW-Lösung. Halten Sie den Tierfastenzustand mit freiem Zugang zu Wasser und Glucoselösung für 24 Stunden aufrecht, nachdem das Tier mit 2 % Isofluran anästhesiert wurde. Verabreichen Sie Carprofen zur intraoperativen Analgesie. Rasieren Sie den Bauchbereich und desinfizieren Sie die Haut dreimal mit Hautpräparationslösung.Führen Sie dann einen medianen Schnitt durch. Wickeln Sie den Empfänger-Darm in mit physiologischer Kochsalzlösung getränkte GREs und legen Sie ihn auf die Brust des Empfängers. Verwenden Sie sterile Klistiere und Tupfer, um das Retroperitoneum stumpf zu eröffnen, und freilegen Sie die Bauchaorta und die untere Hohlvene direkt unterhalb der Nierengefäße bis zur Höhe der Beckengefäße, um Blutverluste wie acht zu vermeiden.Die kleinen lumbalen und spinalen Seitenäste von der Aorta und der Vena cava mit Mikrogefäßen. Klammern. Kreuzweise Klemmung der Aorta und der VCI unterhalb der linken Nierengefäße proximal und oberhalb der Iliakalgefäße. Distanziale Inzision der vorderen Wand beider Gefäße und Ausspülung jeglichen verbliebenen Blutes.Versetzen Sie das Transplantat in das Operationsfeld, um eine End-zu-End-Anastomose zwischen dem aortalen Segment des Transplantats und der infrarenalen Aorta des Empfängers durchzuführen. Verwenden Sie eine kontinuierliche 10-0-Proline-Naht. Legen Sie das Transplantat auf die rechte Bauchseite und führen Sie die Nähte der hinteren Wand der arteriellen Anastomose aus, anschließend knoten Sie die untere Haltenaht.Drehen Sie dann das Transplantat zur linken Seite der Bauchhöhle, um die Vorderwand der Anastomose freizulegen, wobei das Transplantat weiterhin auf der linken Seite der Bauchhöhle liegt. Beginnen Sie die Portacavalanastomose, indem Sie eine untere Haltenaht anbringen. Führen Sie dann mit 10-0-Proline eine end-zu-end-Anastomose zwischen der Pfortader des Transplantats und der Vena cava inferior des Empfängers durch.Danach von außen die Nähte der vorderen Wand sichern, sobald alle Nahtfäden platziert sind. Entfernen Sie zunächst die distalen Klammern, gefolgt von den oberen Klammern. Wenden Sie direkten Druck mit Wattestäbchen an, um eventuelle Anastomosenblutungen zu kontrollieren.Überprüfen Sie die Transplantatperfusion auf Gleichmäßigkeit und Schnelligkeit nach der Ligatur der mesenterialen Gefäße, reseziern Sie den gesamten Dünndarm des Empfängers und erhalten Sie zwei bis drei Zentimeter proximales Jejunum sowie ein Zentimeter distales Ileum unter Verwendung von etwa 16 nicht unterbrochenen Seidenfäden aus Monocryl 6-0. Stellen Sie die intestinale Kontinuität durch proximale und distale end-zu-end-Anastomosen wieder her. Spülen Sie die Peritonealhöhle mit physiologischer Kochsalzlösung, bis sie sauber ist.Geben Sie zwei Milliliter normale Kochsalzlösung intraperitoneal zur Flüssigkeitsersatztherapie. Verwenden Sie anschließend Vicryl 3-0 für die Muskelschicht sowie eine kontinuierliche Hautnaht, um den Bauch nach der Operation zu verschließen. Zur schnellen Erholung stellen Sie die Ratte unter eine Wärmelampe.Halten Sie das Tier nüchtern, mit Zugang zu Wasser und Glucoselösung, und verabreichen Sie in den ersten 24 Stunden am zweiten Tag alle acht Stunden subkutane Injektionen von physiologischer Kochsalzlösung und Glucose. Beginnen Sie nach dem Transplantationsverfahren erneut mit ad libitum-Zugang zu Rattenfutter und Wasser. Das allgemeine Erscheinungsbild, der Fellzustand und das Aussehen der Schleimhäute sollten nach dem ersten postoperativen Tag normal sein. Der Aktivitätslevel sollte zum präoperativen Zustand zurückkehren.Jedoch deuten apathisches oder abnormales Verhalten auf frühe chirurgische Komplikationen hin. Diese Abbildung zeigt das durchschnittliche postoperative Gewicht nach orthotoper Dünndarmtransplantation. Nach einem anfänglichen Gewichtsverlust von bis zu 20 % des Körpergewichts beginnen die Ratten normalerweise zwischen dem sechsten und achten postoperativen Tag erneut zuzunehmen und erreichen normalerweise um den 14. postoperativen Tag herum etwa 90 % ihres präoperativen Gewichts.Bei der Durchführung dieses Verfahrens ist es wichtig, auf einen minimalen Blutverlust und eine kurze warme Ischämiezeit zu achten. Die Zeit bis zum Erfolg nach der Entwicklung. Diese Technik ebnete den Forschern auf dem Gebiet der Darmtransplantation den Weg, akute und chronische Abstoßungsreaktionen in einem Nagetiermodell zu untersuchen.

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Chirurgische Verfahren für eine Ratte Modell Teilweise Lebertransplantation mit arteriellen Rekonstruktion

Die Rekonstruktion der Suprahepatic Vena Cava (SHVC) bleibt ein schwieriger Schritt in der Ratte orthotopen Leber Transplantation. In diesem Artikel zeigen wir Schritt für Schritt-Protokoll für den Wiederaufbau der SHVC bei Ratten mit einer neuartigen magnetischen Anastomose-Technik.

Einem Rattenmodell der orthotopen Lebertransplantation mit einer neuartigen magnetischen Anastomose-Technik für Suprahepatic Vena Cava Wiederaufbau

Der Zweck dieses Manuskripts und Protokolls ist es, den chirurgischen Eingriff der orthotopischen Nierentransplantation bei Ratten im Detail zu erklären und zu demonstrieren. Diese Methode wird vereinfacht, um die korrekte Durchblutung der Spenderniere zu erreichen und die Reperfusionszeit durch die venöse und urterische Manschette Anastomose-Technik zu verkürzen.

Orthotopic Rat Nierentransplantation: Ein neuartierter und vereinfachter chirurgischer Ansatz

Wir beschreiben ein Modell der heterotopischen Bauchherztransplantation bei Ratten, was Veränderungen der aktuellen Strategien impliziert, die zu einem vereinfachten chirurgischen Ansatz führen. Zusätzlich beschreiben wir ein neuartiges Abstoßungsmodell durch In-Ear-Injektion lebenswichtiger Herzmuskelzellen, das weitere transplantierte immunologische Analysen bei Ratten ermöglicht.

Ein immunologisches Modell für heterotopische Herz- und Herzmuskelzelltransplantation bei Ratten

Das orthotope Nierentransplantationsmodell der Ratte trägt dazu bei, den Mechanismus der renalen Allotransplantatabstoßung zu untersuchen. Das aktuelle Modell erhöht das Überleben der Empfänger ohne Beeinträchtigung der Blutversorgung und venösen Reflux des Unterkörpers unter Verwendung einer End-to-End-Anastomose der Nierenimplantation und einer End-to-Side-"Tunnel" -Methode der Harnleiter-Blasen-Anastomose.

Ein orthotopes Nierentransplantationsmodell für die renale Allotransplantatabstoßung

Dieses Protokoll beschreibt eine verbesserte Technik für die orthotope linke Lungentransplantation bei Ratten, wobei der Schwerpunkt auf der Reduzierung von Operationsschwierigkeiten und der Verbesserung der Überlebensraten liegt.

Orthotope Transplantation der linken Lunge bei Ratten

Dieses Protokoll beschreibt ein Ratten-basiertes Darmtransplantationsmodell mit Ileostomie zur zeitlichen Beurteilung der medikamentösen Intervention bei der Abstoßung von Transplantaten.

Ein Modell zur Abstoßung von Rattentransplantaten bei der Darmtransplantation mit exteriorisierter Ileostomie zur Beurteilung der Längsschnittprognose

Lernen Sie die orthotope Dünndarmtransplantation bei Ratten zur Untersuchung immunologischer Prozesse und Entzündungsreaktionen. Diese Methode ermöglicht Langzeitüberleben mit funktionierendem Transplantat.

Orthotopen Dünndarm Transplantation in Ratten

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