Name: Imaging Calcium Antworten in GFP-markierten Neuronen des Hypothalamus Maus Hirnschnitten (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-08-24T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 14 s
Description: Lernen Sie die Calcium-Imaging-Methode in GFP-markierten Hypothalamus-Neuronen von Maus-Hirnschnitten mit konfokaler Mikroskopie. Dieses Protokoll ermöglicht räumliche und zeitliche Analyse neuronaler Calcium-Signale.

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Wir danken unseren Kollegen, die in der Arbeit beteiligt hier zusammengefasst. Diese Arbeit wurde durch Fördermittel der Deutschen Forschungsgemeinschaft (SFB 894), der DFG Schwerpunktprogramm 1392 &quot;Integrative Analyse des Geruchssinns&quot; und von der Volkswagen-Stiftung (TLZ) unterstützt. TLZ ist eine Lichtenberg Professor der Volkswagen-Stiftung.

<ol><li>Almholt, K., Arkhammar, P. O., Thastrup, O., Tullin, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simultaneous+visualization+of+the+translocation+of+protein+kinase+Calpha-green+fluorescent+protein+hybrids+and+intracellular+calcium+concentrations%5BTitle%5D)+AND+%22Biochem.+J%22%5BJournal%5D)">Simultaneous visualization of the translocation of protein kinase Calpha-green fluorescent protein hybrids and intracellular calcium concentrations.</a> Biochem. J. 337 (Pt 2), 211-218 (1999).</li>
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<li>Kurebayashi, N., Harkins, A. B., Baylor, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+fura+red+as+an+intracellular+calcium+indicator+in+frog+skeletal+muscle+fibers%5BTitle%5D)+AND+%22Biophys.+J%22%5BJournal%5D)">Use of fura red as an intracellular calcium indicator in frog skeletal muscle fibers.</a> Biophys. J. 64, 1934-1960 (1993).</li>
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<li>Wilson, J. M., Dombeck, D. A., Diaz-Rios, M., Harris-Warrick, R. M., Brownstone, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Two-photon+calcium+imaging+of+network+activity+in+XFP-expressing+neurons+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Two-photon calcium imaging of network activity in XFP-expressing neurons in the mouse.</a> J. Neurophysiol. 97, 3118-3125 (2007).</li>
<li>Hu, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detection+of+near-atmospheric+concentrations+of+CO2+by+an+olfactory+subsystem+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Detection of near-atmospheric concentrations of CO2 by an olfactory subsystem in the mouse.</a> Science. 317, 953-957 (2007).</li>
<li>Perez, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+transient+receptor+potential+channel+expressed+in+taste+receptor+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">A transient receptor potential channel expressed in taste receptor cells.</a> Nat. Neurosci. 5, 1169-1176 (2002).</li>
<li>Trollinger, D. R., Cascio, W. E., Lemasters, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selective+loading+of+Rhod+2+into+mitochondria+shows+mitochondrial+Ca2%2B+transients+during+the+contractile+cycle+in+adult+rabbit+cardiac+myocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Biochem+Biophys.+Res.+Commun%22%5BJournal%5D)">Selective loading of Rhod 2 into mitochondria shows mitochondrial Ca2+ transients during the contractile cycle in adult rabbit cardiac myocytes.</a> Biochem Biophys. Res. Commun. 236, 738-742 (1997).</li>
<li>Properties of Asante Calcium Red - a novel ratiometric indicator with long excitation wavelength. Meshik, X. A., Hyrc, K. L., Goldberg, M. P. Neuroscience Meeting Planner, , Society for Neuroscience. San Diego, CA. (2010).</li>
</ol>

Keine Interessenskonflikte erklärt.

Eine wichtige Frage in den Neurowissenschaften ist es zu verstehen, wie das Gehirn soziale Informationen verarbeitet. Eine vorherrschende Quelle von Informationen, die für die gesellschaftliche Anerkennung wird durch Geruchs-oder Pheromone Signale kodiert. Der Nachweis dieser Signale durch neuronale Populationen in der Nase und der Erkennung der Signale im Gehirn, insbesondere der Hypothalamus, eine wichtige Rolle spielen in vielen sozialen Prozesse und Einfluss Hormone und andere neuroendokrine Faktoren 13-16.</su...

There was a typo in the abstract of <a href="http://www.jove.com/video/4213">Imaging Calcium Responses in GFP-tagged Neurons of Hypothalamic Mouse Brain Slices</a>.

Erratum: Imaging Calcium Responses in GFP-tagged Neurons of Hypothalamic Mouse Brain Slices

<table border="1"><tbody><tr><td> Name </td><td> Firma </td><td> Cat. Nr. </td></tr><tr><td> Agar </td><td> Sigma </td><td> A1296 </td></tr><tr><td> Fura-red/AM </td><td> Invitrogen </td><td> F-3021 </td></tr><tr><td> Pluronic F-127 </td><td> Sigma </td><td> P2443 </td></tr><tr><td> Dimethylsulfoxid </td><td> Fisher Scientific </td><td> BP231 </td></tr><tr><td> Vibrierende-Blade Mikrotom Hyrax V 50 </td><td> Zeiss </td><td> 9770170 </td></tr><tr><td> Kühlgerät CU 65 für Mikrotom Hyrax V 50 </td><td> Zeiss </td><td> 9920120 </td></tr><tr><td> O 2 / CO 2 Inkubator, CB210-UL </td><td> Binder </td><td> 0019389 </td></tr><tr><td> Super Kleber, Loctite 406TM </td><td> Henckel </td><td> 142580 </td></tr><tr><td> Doppelspatel, Löffelform </td><td>Bochem </td><td> 3182 </td></tr><tr><td> Mikrolöffel Spatel, Löffel Form </td><td> Bochem </td><td> 3344 </td></tr><tr><td> Federschere, Moria-Vannas-Wolff - 7mm Blades </td><td> Fine Science Tools </td><td> 15370-52 </td></tr><tr><td> Federschere, Vannas - 3mm Blades </td><td> Fine Science Tools </td><td> 15000-00 </td></tr><tr><td> Wagner Scissors </td><td> Fine Science Tools </td><td> 14071-12 </td></tr><tr><td> Medical Forceps, Dumont 7b </td><td> Fine Science Tools </td><td> 11270-20 </td></tr><tr><td> Große rechteckige Open Bath Chamber (RC-27) </td><td> Warner Instruments </td><td> 64-0238 </td></tr><tr><td> Konfokalen Mikroskop BioRad Radiance 2100 </td><td> Zeiss </td><td> na </td></tr></tbody></table>

imaging calcium antworten in gfp-markierten neuronen des hypothalamus maus hirnschnitten

Imaging Calcium Responses in GFP-tagged Neurons of Hypothalamic Mouse Brain Slices

Trotz einer enormen Steigerung in unserem Wissen über die Mechanismen der Kodierung von Informationen im Gehirn, eine zentrale Frage, die die genauen molekularen Schritte sowie die Aktivität bestimmter Nervenzellen im multifunktionalen Kerne von Hirnarealen wie dem Hypothalamus bleiben. Dieses Problem umfasst die Identifizierung der molekularen Komponenten der Regulation verschiedener Neurohormon Signaltransduktionskaskaden beteiligt. Erhöhungen der intrazellulären Ca 2 + spielen eine wichtige Rolle bei der Regulierung der Empfindlichkeit von Nervenzellen, sowohl auf der Ebene der Signaltransduktion und an synaptischen Websites. Neue Werkzeuge sind entstanden, um zur Ermittlung Neuronen in der Vielzahl von Neuronen des Gehirns durch Expression grün fluoreszierendes Protein (GFP) unter der Kontrolle eines bestimmten Promotors. Sowohl räumlich als auch zeitlich Stimulus-induzierten überwachen Ca 2 +-Antworten in GFP-markierten Neuronen, eine nicht-grünen fluoreszierenden Ca 2 +-Indikatorfarbstoff nEEDS verwendet werden. Darüber hinaus ist ein beliebtes Konfokalmikroskopie Verfahren zum Abbilden einzelner Neuronen in Gewebeschnitten durch seine Fähigkeit, Neuronen in verschiedenen Ebenen der Tiefe innerhalb des Gewebes sichtbar zu machen und außerhalb des Fokus Fluoreszenz begrenzen. Die ratiometrische Ca 2 +-Indikator Fura-2 wurde in Kombination mit Neuronen verwendet ein GFP-markierten. Jedoch wird der Farbstoff durch ultraviolettes (UV) Licht angeregt. Die Kosten für den Laser und die begrenzte optische Eindringtiefe des UV-Lichts verhindert die Verwendung in vielen Laboratorien. Darüber hinaus kann GFP-Fluoreszenz mit den Fura-2 Signale 2 stören. Deshalb haben wir beschlossen, ein rot fluoreszierendes Ca 2 +-Indikator-Farbstoff verwenden. Die riesige Strokes Verschiebung der Fura-Rot erlaubt multicolor Analyse der roten Fluoreszenz in Kombination mit GFP mit einer einzigen Anregungswellenlänge. Wir hatten zuvor gute Ergebnisse mit Fura-Rot in Kombination mit GFP-markierten olfaktorischen Neuronen 3. Die Protokolle für olfaktorischen Gewebeschnitten schien e arbeitenQually auch in Neuronen des Hypothalamus 4. Fura-rot Basis Ca 2 +-Imaging wurde auch erfolgreich mit GFP-markierten Pankreas β-Zellen und GFP-markierten Rezeptoren in HEK-Zellen 5,6 Ausdruck kombiniert. Ein wenig Laune des Fura-Rot ist, dass seine Fluoreszenzintensität bei 650 nm, wenn die Anzeige bindet Calcium 7 abnimmt. Daher weist die Fluoreszenz des ruhenden Neuronen mit niedrigen Ca 2 +-Konzentration relativ hoher Intensität. Es sollte angemerkt werden, dass andere rote Ca 2 +-Indikatorfarbstoffe existieren oder derzeit entwickelt werden, könnte das eine bessere oder verbesserte Ergebnisse in verschiedenen Neuronen und Hirnareale.

In diesem Protokoll, aktualisieren wir die jüngsten Fortschritte in der Bildgebung Ca<sup&gt; 2 +</sup&gt; Signale GFP-markierten Neuronen im Gehirn Gewebeschnitte mit einem rot fluoreszierenden Ca<sup&gt; 2 +</sup&gt; Indikatorfarbstoff.

Imaging Calcium Antworten in GFP-markierten Neuronen des Hypothalamus Maus Hirnschnitten

Trotz einer enormen Zunahme unserer Kenntnisse über die Mechanismen, die der Kodierung von Informationen im Gehirn zugrunde liegen, bleibt eine zentrale Frage hinsichtlich der ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, stimulierte Kalziumantworten sowohl räumlich als auch zeitlich in Gehirnschnitten mit einem nicht grün fluoreszierenden Kalziumindikatorfarbstoff zu überwachen, und zwar speziell in GFP-markierten Neuronen. Dies wird erreicht, indem zunächst das Gehirn einer transgenen Maus gewonnen wird, die GFP in bestimmten Zellen exprimiert. Der zweite Schritt besteht darin, Gewebeschnitte mit einem Mikrotom herzustellen.Anschließend wird die Beladungslösung mit dem Kalziumindikatorfarbstoff mittels Pipette auf die Schnitte aufgebracht, damit der Farbstoff von den Gehirnzellen aufgenommen werden kann. Im letzten Schritt erfolgt eine zeitsynchronisierte Aufnahme fluoreszierender Zellen mittels konfokaler Mikroskopie. Letztendlich werden Kalziumantworten in mit GFP markierten Neuronen mittels multicolor Kalzium-Bildgebungsanalyse dargestellt.Der Hauptvorteil dieser Technik gegenüber bestehenden Methoden der konfokalen Mikroskopie besteht darin, dass wir Kalzium in grün fluoreszierenden GFP-markierten Neuronen mithilfe eines rotverschobenen fluoreszenten Kalziumindikators einfärben können. Die große Stokes-Verschiebung des rotverschobenen Farbstoffs ermöglicht es uns, eine Multifarb-Analyse der roten Fluoreszenz in Kombination mit dem grünen GFP unter Verwendung einer einzigen Anregewellenlänge durchzuführen. Die Idee zu dieser Methode entstand erstmals, als wir mit dem Problem konfrontiert wurden, Kalziumsignale in Neuronen überwachen zu müssen, die wir nur anhand eines genetischen fluoreszierenden Markers identifizieren konnten, nämlich dem grünen Fluoreszenzprotein.Ich werde nun verschiedene kritische Schritte dieses Verfahrens demonstrieren. Beginnen Sie das Verfahren, indem Sie die erhitzte Agar-Lösung nach dem Abkühlen in eine quadratische Petrischale bis zu einer Höhe von einem Zentimeter einfüllen. Nach dem Erstarren wird das 4%ige Agar-Gel in Blöcke von einem Kubikzentimeter Größe geschnitten und zur Lagerung in eine Flasche gegeben. Nachdem die Maus entkopft wurde, schneiden Sie die Kopfhaut mit einer Einweg-Rasierklinge in zentraler sagittaler Richtung vom Stirnbein bis zum äußeren Hinterhauptsprozess.Öffnen Sie anschließend den eingeschnittenen Kopfhautbereich zunächst in rostral-lateraler Richtung, dann in ventraler Richtung. Führen Sie danach zwei laterale und einen rostralen Schnitt durch.Am Foramen magnum mit einer kleinen Feder-Schere vorsichtig den Schädel abtrennen. Zu diesem Zeitpunkt sollten das okzipitale Interparietal- und die Parietalbeine gelöst werden. Falls die Dura mater noch vorhanden ist, vorsichtig mit einer Pinzette entfernen, um Schäden am Gehirn zu vermeiden.Entfernen Sie anschließend das Squamale, das vordere ethmoidale Foramen und das frontale Foramen. Nun kann das Gehirn mithilfe einer umgekehrten mikroskopischen Löffelspatel leicht entfernt werden, und die Hirnnerven können durchtrennt werden. Das Gehirn sollte mit seiner ventralen Seite nach unten auf eine schnittfeste Oberfläche aufliegen, wobei die ventrale Gehirnfläche nach unten zeigt.Entfernen Sie das Kleinhirn mit einer Einweg-Rasierklinge. Diese gerade Schnittfläche dient als Grundlage, um das Gehirn auf einer Platte zu befestigen, um koronale Gehirnschnitte anfertigen zu können. Anschließend kleben Sie das Gehirn mit der Schnittfläche auf die Basisplatte des Mikrotoms, indem Sie eine kleine Menge des schnell härtenden Hochleistungs-Cyanoacrylat-Klebers verwenden.Kleben Sie anschließend einen Agar-Gel-Block von einem Kubikzentimeter an der ventralen Seite des Gehirns auf die Basisplatte des Mikrotoms, um das Gehirn während des Schneidens zu stützen und zu fixieren. Nachdem die Verbindung getrocknet ist, stellen Sie die Platte in das Bad des Mikrotoms, das eine mit Sauerstoff angereicherte extrazelluläre Lösung mit einer Temperatur von sechs Grad Celsius enthält. Schneiden Sie dann das Gehirn mit geringer Schneidgeschwindigkeit in Schnitte von 300 Mikrometer Dicke. Die koronalen Gehirnschnitte werden gesammelt, bis das gesamte Gehirn sectioniert ist.Bereiten Sie nun eine 20%ige F1 27 in DMSO-Lösung vor, indem Sie DMSO-Lösung zu F1 27-Pulver hinzufügen. Lösen Sie es anschließend durch direktes Beschallen der Lösung für zwei Minuten auf. Danach geben Sie fünf Mikroliter der 20%igen F1 27-Lösung zu einem Gefäß mit 50 Mikrogramm zellpermeablem furred am.Lösen Sie die Lösung mit einer Pipette. Geben Sie anschließend 45 Mikroliter extrazelluläre Lösung zur Mischung hinzu und wirbeln Sie sie. Geben Sie kurz darauf zusätzlich 325 Mikroliter extrazelluläre Lösung hinzu und beschallen Sie das Gefäß weitere drei Minuten lang.Nach der Sonikation 1,156 Milliliter oxygenierte extrazelluläre Lösung hinzufügen, um die endgültige Beladungslösung mit dem Calciumindikator D zu erhalten. Die koronalen Hirnschnitte in eine sechswellige Zellkulturplatte überführen, die mit oxygenierter extrazellulärer Lösung gefüllt ist, mit bis zu sechs Schnitten pro Vertiefung. Anschließend die oxygenierte extrazelluläre Lösung aus den Kammern absaugen, wobei darauf geachtet werden muss, die Hirnschnitte nicht zu beschädigen.Als Nächstes pipettieren Sie 750 Mikroliter der Calciumindikator-D-Lösung direkt in jedes Brunnenloch, sodass die Gehirnschnitte von der Lösung mit RoRE Am bedeckt sind. Danach inkubieren Sie die Schnitte 45 bis 60 Minuten bei 37 Grad Celsius im Sauerstoff-Kohlendioxid-Zellkulturinkubator.Am Ende der Inkubation ersetzen Sie die Beladungslösung mit dem Calciumindikator DI durch frische, mit Sauerstoff angereicherte extrazelluläre Lösung, um eine Überladung der Zellen zu verhindern. Um die durch den Reiz ausgelösten Änderungen des fluoreszierenden Signals zu überwachen, überführen Sie eine der mit Fure-rot beladenen Hirnschnitte in eine Ableitungskammer und positionieren Sie sie nach Wunsch. Nachdem die Kammer am konfokalen Mikroskopaufbau befestigt wurde, spülen Sie die Schnitte 10 Minuten lang mit mit Sauerstoff angereicherter extrazellulärer Lösung durch, um überschüssige extrazelluläre Calciumindikatorfarbstoffe zu entfernen.Nachdem die PERFUSE acht die Aufnahmekammer verlassen hat, wird sie in einer Vakuumflasche gesammelt. Anschließend betrachten Sie das Schnittpräparat unter dem Mikroskop bei niedriger Vergr&ouml;&szlig;erung. Notieren Sie die Orientierung des Schnitts und lokalisieren Sie den interessierenden Bereich im Schnitt, in unserem Fall den hypothalamischen Bereich im Gehirn.Anschließend auf hohe Vergrößerung umstellen. Die Zelle von Interesse im Schnitt durch Erfassung von GFP-Bildern finden und gleichzeitig die Fluoreszenzintensität des URA-Rot-Signals überprüfen. Die Laserleistung auf einen Wert einstellen, der Messungen der Änderung der URA-Rot-Fluoreszenzintensität ermöglicht und eine Ausbleichung der beiden Fluorophore verhindert.Als Nächstes beginnen Sie mit der Aufnahme von Bildern mit einer Frequenz zwischen 0,5 und zwei Hertz, um die Fure- und GFP-Signale zu erfassen. Diese Abbildung zeigt das konfokale Bild der GN-, RHR-Tau-GFP-Neurone in einer koronalen Gehirnschnittpräparation. Dies ist das relativ gleichmäßige Fluoreszenzsignal, das nach der Beladung des Gehirnschnitts mit Fure am beobachtet wird, und dies ist das überlagerte Bild, das die mit dem Kalziumindikatorfarbstoff beladenen Neurone zeigt.Hier sind Beispiele für kalziumabhängige Antworten einzelner GFP-markierter Neuronen in verschiedenen hypothalamischen Hirnarealen, die durch somatische Reize ausgelöst wurden. Die unterschiedlichen Kalziumsignale zwischen den GN-RHR-exprimierenden Neuronen verschiedener hypothalamischer Kerne können mithilfe der Fläche unter der Kurve verglichen werden, die als Schätzwert für die gesamte Kalziumänderung in einem bestimmten Neuron während desselben Zeitraums dient. Sobald die Methode beherrscht ist, kann sie in weniger als 90 Minuten durchgeführt werden, einschließlich der Vorbereitung des Kalziumindikatorfarbstoffs, des Beladens und der Inkubation der Schnitte, sofern sie ordnungsgemäß durchgeführt wird.

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Forschung

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Neurowissenschaften

Die Vomeronasalorgan (VNO) erkennt Intraspezies chemischen Signalen, die sozialen und reproduktiven Informationen zu vermitteln. Wir haben Ca2 +-Imaging durchgeführt Experimente mit transgenen Mäusen, die G-camp2 in VNO Gewebe. Dieser Ansatz erlaubt es uns, die komplizierten Reaktionsmuster des vomeronasalen Neuronen eine große Anzahl von Pheromon-Stimuli zu analysieren.

Imaging neuronalen Antworten in Scheiben Zubereitungen von Vomeronasalorgan Ausdruck eines genetisch kodierte Kalzium-Sensor

Quelle: Bancroft, E. A., et al{. Quantifizierung spontaner Ca2+ Flüsse und ihre nachgelagerten Effekte in primären Mittelhirnneuronen der Maus. J. vis. exp.  (2020) {{TAG_ 46}}Dieses Video zeigt die Echtzeit-Visualisierung des Kalziumeinstroms in ventralen Mittelhirnneuronen, die aus Mausembryonen stammen. Unter Verwendung eines viralen Vektors zur Expression eines Kalziumindikators werden die Neuronen unter einem konfokalen Mikroskop abgebildet, um Änderungen der Fluoreszenzintensität während...

Visualisierung des Kalziumeinstroms in ventralen Mittelhirnneuronen aus Mausembryonen

Wir beschreiben ein experimentelles Verfahren zur Messung der neuronalen Aktivität durch dual optische Fenster über bilaterale primären somatosensorischen Corticies (S1) in Thy1-GCaMP6s transgene Mäuse mit 2-Photonen (2P) Mikroskopie in Vivo.

Neuronalen Aktivität im primären somatosensorischen Cortex mit Thy1Imaging-GCaMP6s transgene Mäuse

Wir präsentieren Ihnen eine Methode, die Kombination von ganzen Zelle Patch-Clamp-Aufnahmen und zwei-Photon imaging um Ca2 + Transienten im neuronalen Dendriten in akuten Hirnschnitten zu erfassen.

Zwei-Photonen-Kalzium Imaging in neuronalen Dendriten in Hirnschnitten

Hier präsentieren wir, wie man das genikulierte Ganglion einer lebenden, betäubten Labormaus freilegt und wie man Kalziumbildgebung verwendet, um die Reaktionen von Ensembles dieser Neuronen auf Geschmacksreize zu messen, was mehrere Versuche mit verschiedenen Stimulanzien ermöglicht. Dies ermöglicht detaillierte Vergleiche, welche Neuronen auf welche Tastants reagieren.

In vivo Calcium Imaging of Mouse Geniculate Ganglion Neuron Reaktionen auf Geschmacksreize

Wir präsentieren ein Protokoll, um das Hirnstamm der erwachsenen Maus von der ventralen Seite zu entlarven. Durch die Verwendung einer Gradienten-Refraktiven Indexlinse mit einem Miniaturmikroskop kann die Kalzium-Bildgebung verwendet werden, um die Aktivität von minderwertigen oliv-neuralen Somata nin vivo zu untersuchen.

In vivo Calcium Imaging in Maus Inferior Olive

Dieses Protokoll beschreibt die chirurgische Exposition des dorsalen Wurzelganglions (DRG) gefolgt von GCaMP3 (genetisch kodierter Ca2+ Indikator; Grün fluoreszierendes Protein-Calmodulin-M13 Protein 3) Ca2+ Bildgebung der neuronalen Ensembles mit Pirt-GCaMP3 Mäusen unter Anwendung einer Vielzahl von Stimuli auf die ipsilaterale Hinterpfote.

Im lebenden Organismus Calcium-Bildgebung neuronaler Ensembles in Netzwerken primärer sensorischer Neurone in intakten dorsalen Wurzelganglien

Dieses Protokoll beschreibt das Verfahren zur Bildgebung von Kalziumantworten im Colliculus superior (SC) von wachen Mäusen, einschließlich der Abbildung der Aktivität einzelner Neuronen mit Zwei-Photonen-Mikroskopie, während der Kortex bei Wildtyp-Mäusen intakt bleibt, und der Abbildung des gesamten SC mit Weitfeldmikroskopie bei Mäusen mit Teilkortex-Mutante.

Kalzium-Bildgebung beim Colliculus superior der Maus

Das vorliegende Protokoll beschreibt in vivo Calcium-Bildgebung zur Messung der Reaktionen von Ensembles von lumbal-6 DRG-Neuronen auf somatische und viszerale Reize. Neuronen, die auf unterschiedliche Reize reagieren, lassen sich gründlich vergleichen. Dieses Protokoll ist wertvoll für die Untersuchung von Mechanismen des viszeralen Schmerzes und der somatischen Stimulation, wie z. B. der Akupunktur.

im lebenden Organismus Kalzium-Bildgebung der Reaktion von Neuronen der Spinalganglien auf somatische und viszerale Reize

Der Gyrus dentatus des Hippocampus erfüllt wesentliche und unterschiedliche Funktionen beim Lernen und Gedächtnis. Dieses Protokoll beschreibt eine Reihe robuster und effizienter Verfahren für die in vivo Calciumbildgebung von Körnerzellen im Gyrus dentatus bei frei beweglichen Mäusen.

In vivo Calcium-Bildgebung von Körnerzellen im Gyrus dentatus des Hippocampus bei Mäusen 

Dieses Protokoll beschreibt in vivo die GCaMP-Kalziumbildgebung von intakten Trigeminusganglien (TG)-Neuronen. Diese Beschreibung umfasst TG-Expositionsoperationen, konfokale In-vivo-Mikroskopie-Bildgebung von TG-Neuronen, Anwendung somatischer Stimuli während der mikroskopischen Bildgebung von TG-Neuronen und Analyse von in vivo GCaMP-Calcium-Bildgebungsdaten.

Im lebenden Organismus Calcium-Bildgebung von neuronalen Ensembles in Netzwerken primärer sensorischer Neuronen in intakten Trigeminusganglien

Lernen Sie die Calcium-Imaging-Methode in GFP-markierten Hypothalamus-Neuronen von Maus-Hirnschnitten mit konfokaler Mikroskopie. Dieses Protokoll ermöglicht räumliche und zeitliche Analyse neuronaler Calcium-Signale.

Imaging Calcium Antworten in GFP-markierten Neuronen des Hypothalamus Maus Hirnschnitten

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