Name: Aufzucht und Injektion von Manduca sexta Larven zu bakteriellen Virulenz beurteilen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-12-11T12:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 4 s
Description: Erfahren Sie die Aufzucht und Injektion von Manduca sexta Larven zur Bewertung bakterieller Virulenz. Diese Methode ermöglicht präzise Studien zu Wirt-Pathogen-Interaktionen in vivo.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Die Autoren möchten letzten Mitglieder der Goodrich-Blair-Labor danken: Samantha Orchard, Kimberly Cowles, Erin Herbert-Tran, Greg Richards, Megan Menard und Youngjin Park für ihre Beiträge zur Entwicklung dieses Protokolls. Diese Arbeit wurde von der National Science Foundation IOS-0950873 und der National Institutes of Health NRSA Gemeinschaft FAI084441Z finanziert.

Ein. Insect Egg Sterilisation und Aufzucht <ol><li> Bereiten Ernährung durch erste Autoklavieren 15 g der bereitgestellten Agar in 900-1.000 ml H 2 O. Unmittelbar nach dem Autoklavieren Mischung mit 166 g Weizenkeime Ernährung und Mischung gut in einem Labor Mixer. Gießen Sie in einer Schüssel (oder Geschirr) zu kühlen, dann Transfer Ernährung auf eine Aluminiumfolie, fest wickeln, und bei 4 ° C. </li><li> Nach der Ankunft, sterilisieren M. sexta Eier mit 250 ml von 0,6% Bleichlösung für 2-3 min in einem Glas Filterhalter und Thermoskanne, die mit einer 90 mm ​​Filterpapier, dabei gelegentlich umrühren. </li><li> Schalten im Vakuum bis Bleichlösung und waschen Eier 3-4 mal mit 250 ml sterilem destilliertem H 2 O pro Waschgang abtropfen lassen. </li><li> Übertragen Eier an die frische 90 mm Filterpapier in einer Petrischale Deckel gelegt und trocknen lassen, bis sie nicht mehr verkleben (ca. 20-30 min). </li><li> Übertragen Eier an der Unterseite des Kunststoff-Behälter mit Insekt Diät, dem Einbringen von etwa 40 Eiern in jedem Behälter(Abbildung 1A). Die Eier werden aus der Nahrung getrennt, um Feuchte-Pilzbefall zu verhindern. Pflegen Sie Eier bei 26 ° C mit einem 16 Stunden Licht: 8 Std. dunklen Photoperiode. Eier werden zu einem gelb-weißer Farbe vor aufzuhellen bis zum Schlüpfen. </li><li> Wenn Schlupf abgeschlossen ist, transferieren es vorsichtig in etwa 25 Larven jeden neuen Container mit einer Diät auf der Unterseite (Abbildung 1B). Es ist wichtig zu holen jede Larve durch den langen schwarzen Horn mit einer Pinzette zu schaden sie während ihrer fragilen frühen Entwicklungsstadien. Inkubieren für 2 Tage wie oben. Während zum Tod der Larve ist in diesem Stadium ungewöhnlich ist, kann einige tot oder, noch wahrscheinlicher, entwicklungspolitisch verkümmerte Larven beobachtet werden. Solche Insekten von der weiteren Untersuchung ausgeschlossen werden und opferte durch Einfrieren. </li><li> Um kannibalischen Verhaltensweisen, Transfer Larven einzelnen Behältern mit kleinen Stücken von Lebensmitteln (1C) zu vermeiden und inkubieren wie oben. Überwachen Insekten Entwicklung, ou ersetzen Lebensmittel-und Reinigungsmittel Kott von Containern jeden zweiten Tag, bis sie das dritte Larvenstadium häuten (in der Regel 6-9 Tage nach dem Schlüpfen) unterziehen. Dies ist die 4. Larvenstadium Larvenstadium, gekennzeichnet durch das Auftreten von schwarzen hakenartigen crochets auf jeder Proleg und erhöhte Bedeutung von Streifen entlang der Insektenkörper (1D). Die Larven können erheblich variieren in der Größe, aber wiegen in der Regel 0,15 bis 0,4 g beim Betreten des 4. Larvenstadium Bühne. Larven von ähnlicher Größe sollte zur Injektion gewählt werden. </li></ol> 2. Vorbereitung der Bakterien zur Injektion <ol><li> Wachsen die Bakterienstamm (en) gemäß den Standardverfahren der Wachstumsphase Sie testen möchten getestet werden. </li><li> Pellet 500 ul jeder Bakterienstamm durch Spinnen für 2 min in einer Mikrozentrifuge bei 13.000 rpm bei Raumtemperatur getestet. </li><li> Die Zellen in 1 ml sterilem 1x phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) und Pellet erneut wie oben. </li><li> Die Zellen in 0,5 ml sterile 1x PBS und meadass die optische Dichte (OD) der Suspension. Verdünnte Suspensionen alle auf den gleichen Außendurchmesser, falls notwendig. Steriler Nährmedien können auch zur Resuspension und Verdünnung Zelle anstelle von 1x PBS verwendet werden, falls gewünscht. </li></ol> 3. Injektion von 4 th Larvenstadium <ol><li> Planen seriell 10-fach-Verdünnungen des ersten Bakterienstamm in 6 Vertiefungen einer 96-Well-Mikrotiterplatte in sterilem PBS 1x, unter Verwendung einer frischen Pipettenspitze für jede Verdünnung (Abbildung 2A). Das Endvolumen der Zellsuspension in jede Vertiefung überschreiten sollte das Volumen für die Injektion (10 ul pro Insekt) plus 20 ul der Platte das Inokulum (siehe Schritte 3.2 und 3.7) erforderlich. </li><li> Spot 10 ul jeweils für 5 Verdünnungen (10 -2 bis 10 -6) entlang der Oberseite einer Petrischale enthält einen geeigneten Wachstumsmedium. Schwenk die Platte, so dass die Flecken auf den Mittelpunkt (2B) zu verbreiten. </li><li> Entfernen Insektennahrung und Kot und Ort Insekten in Containern auf Eisca. 5 min. </li><li> Sterilisieren die Nadel der Spritze durch Spülen jeweils 3 Mal in 2 Röhren von 70-100% Ethanol, gefolgt von einem Rohr aus sterilem H 2 O (Abbildung 2C). Das Volumen der Flüssigkeit muss ausreichend sein, um die Nadel eintauchen. </li><li> Quantifizierung der verdünnten Zellsuspensionen unter einem Mikroskop mit einer Zählkammer. Je nach gewünschter Inokulum, zeichnen 10 ul aus der entsprechenden Mikrotiterplatte (2D). </li><li> Tupfer das Insekt Oberfläche mit 95% Ethanol und 10 ml injizieren die Zellsuspension in das Insekt in einem Winkel (kleiner 45 °) hinter der einen der abdominalen prolegs. Achten Sie darauf, nicht zu durchstechen den Darm und injizieren die Inhalte direkt unter der Epidermis (Abb. 2E). Während einige Verlust von Hämolymphe (klar, grün-blaue Flüssigkeit) normal ist, sind Feinstaub und gelbe Flüssigkeit, die aus der Injektionsstelle indikativ für gut Punktion. Wenn dies geschieht, zu opfern das Insekt und eine neue Larve wiederplatzieren Sie es. </li><li> Wiederholen Sie Schritt 3,6 für jede weitere Insekt in der ersten Injektion Gruppe. Needle Sterilisation ist nicht notwendig, zwischen den einzelnen Insekt mit der gleichen Verdünnung und Bakterienstamm injiziert, wenn Verunreinigungen auftreten. Alternativ kann ein Repetierpipette für größere Kohärenz Injektionsvolumen zwischen den Proben verwendet werden. </li><li> Nach der Injektion jeder Insekt mit dem ersten Bakterienstamm, Schritt 3.2, diesmal Spotting Zellsuspensionen in der Mitte der Platte und ließ sie Strömung in Richtung des Bodens (2F). Inkubieren Platten bei entsprechender Temperatur und zählen Kolonien, um das Inokulum aufzuzählen. Diese zweite Plattierungsschritt verwendet, um zu überprüfen, dass die Proben nicht während des Einspritzvorgangs kontaminiert, wie dies in unterschiedlichen Kolonie Zahlen zwischen der ersten und zweiten Beschichtungen führen würde. </li><li> Die Schritte 3.1 bis 3.8 für jeden Bakterienstamm im Experiment. Schließlich injizieren 3-5 Insekten mit sterilen 1x PBS mit einem sterile Nadel als negative Kontrollgruppe. Inkubieren Insekten bei 26 ° C mit einem 16 Stunden Licht: 8 Std. dunklen Photoperiode. </li><li> Überwachen Insekten das Überleben im Laufe der Zeit nach der Injektion. Insect Tod wird als ein Mangel an freiwilligen Bewegung nach Stimulation aus. Insekten weisen oft Appetitlosigkeit, Durchfall (wässrig, gelb Kot), und / oder Wasser Verlust (&quot;Schwitzen&quot;) während der Infektion vor dem Tod; diese Eigenschaften können erwähnenswert als gut. </li></ol>

<ol><li>Bintrim, S. B., Ensign, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Insertional+inactivation+of+genes+encoding+the+crystalline+inclusion+proteins+of+Photorhabdus+luminescens+results+in+mutants+with+pleiotropic+phenotypes%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Bacteriol%22%5BJournal%5D)">Insertional inactivation of genes encoding the crystalline inclusion proteins of Photorhabdus luminescens results in mutants with pleiotropic phenotypes.</a> J. Bacteriol. 180, 1261-1269 (1998).</li>
<li>Schesser, J. H., Kramer, K. J., Bulla, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bioassay+for+homogeneous+parasporal+crystal+of+Bacillus+thuringiensis+using+the+tobacco+hornworm%2C+Manduca+sexta%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Environ.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Bioassay for homogeneous parasporal crystal of Bacillus thuringiensis using the tobacco hornworm, Manduca sexta.</a> Appl. Environ. Microbiol. 33, 878-880 (1977).</li>
<li>Péchy-Tarr, M., Bruck, D. J., Maurhofer, M., Fischer, E., Vogne, C., Henkels, M. D., Donahue, K. M., Grunder, J., Loper, J. E., Keel, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+analysis+of+a+novel+gene+cluster+encoding+an+insect+toxin+in+plant-associated+strains+of+Pseudomonas+fluorescens%5BTitle%5D)+AND+%22Environ.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Molecular analysis of a novel gene cluster encoding an insect toxin in plant-associated strains of Pseudomonas fluorescens.</a> Environ. Microbiol. 10, 2368-2386 (2008).</li>
<li>Nuñez-Valdez, M. E., Calderón, M. A., Aranda, E., Hernández, L., Ramírez-Gama, R. M., Lina, L., Rodríguez-Segura, Z., Gutiérrez Mdel, C., Villalobos, F. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+a+putative+Mexican+strain+of+Serratia+entomophila+pathogenic+against+root-damaging+larvae+of+Scarabaeidae+%28Coleoptera%29%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Environ.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Identification of a putative Mexican strain of Serratia entomophila pathogenic against root-damaging larvae of Scarabaeidae (Coleoptera).</a> Appl. Environ. Microbiol. 74, 802-810 (2008).</li>
<li>Forst, S. A., Tabatabai, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+the+histidine+kinase%2C+EnvZ%2C+in+the+production+of+outer+membrane+proteins+in+the+symbiotic-pathogenic+bacterium+Xenorhabdus+nematophilus%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Environ.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Role of the histidine kinase, EnvZ, in the production of outer membrane proteins in the symbiotic-pathogenic bacterium Xenorhabdus nematophilus.</a> Appl. Environ. Microbiol. 63, 962-968 (1997).</li>
<li>Kanost, M. R., Jiang, H., Yu, X. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Innate+immune+responses+of+a+lepidopteran+insect%2C+Manduca+sexta%5BTitle%5D)+AND+%22Immunol.+Rev%22%5BJournal%5D)">Innate immune responses of a lepidopteran insect, Manduca sexta.</a> Immunol. Rev. 198, 97-105 (2004).</li>
<li>Yu, X. Q., Zhu, Y. F., Ma, C., Fabrick, J. A., Kanost, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pattern+recognition+proteins+in+Manduca+sexta+plasma%5BTitle%5D)+AND+%22Insect+Biochem.+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Pattern recognition proteins in Manduca sexta plasma.</a> Insect Biochem. Mol. Biol. 32, 1287-1293 (2002).</li>
<li>Eleftherianos, I., ffrench-Constant, R. H., Clarke, D. J., Dowling, A. J., Reynolds, S. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dissecting+the+immune+response+to+the+entomopathogen+Photorhabdus%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Dissecting the immune response to the entomopathogen Photorhabdus.</a> Trends Microbiol. 18, 552-560 (2010).</li>
<li>Tobacco Hornworm Genome Project [Internet]. , Baylor College of Medicine. Houston, TX. Available from:
		
	 <a target="_blank" href="http://www.hgsc.bcm.tmc.edu/content/tobacco-hornworm-genome-project">http://www.hgsc.bcm.tmc.edu/content/tobacco-hornworm-genome-project</a> (2012).</li>
<li>Herbert, E. E., Goodrich-Blair, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Friend+and+foe%3A+the+two+faces+of+Xenorhabdus+nematophila%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Rev.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Friend and foe: the two faces of Xenorhabdus nematophila.</a> Nat. Rev. Microbiol. 5, 634-646 (2007).</li>
<li>D'Argenio, D. A., Gallagher, L. A., Berg, C. A., Manoil, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drosophila+as+a+model+host+for+Pseudomonas+aeruginosa+Infection%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Bacteriol%22%5BJournal%5D)">Drosophila as a model host for Pseudomonas aeruginosa Infection.</a> J. Bacteriol. 183, 1466-1471 (2001).</li>
<li>Waterfield, N., Dowling, A., Sharma, S., Daborn, P. J., Potter, U., Ffrench-Constant, R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oral+toxicity+of+Photorhabdus+luminescens+W14+toxin+complexes+in+Escherichia+coli%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Environ.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Oral toxicity of Photorhabdus luminescens W14 toxin complexes in Escherichia coli.</a> Appl. Environ. Microbiol. 67, 5017-5024 (2001).</li>
<li>Park, Y., Herbert, E. E., Cowles, C. E., Cowles, K. N., Menard, M. L., Orchard, S. S., Goodrich-Blair, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clonal+variation+in+Xenorhabdus+nematophila+virulence+and+suppression+of+Manduca+sexta+immunity%5BTitle%5D)+AND+%22Cell.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Clonal variation in Xenorhabdus nematophila virulence and suppression of Manduca sexta immunity.</a> Cell. Microbiol. 9, 645-656 (2007).</li>
<li>Park, Y., Kim, Y., Putnam, S. M., Stanley, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+bacterium+Xenorhabdus+nematophilus+depresses+nodulation+reactions+to+infection+by+inhibiting+eicosanoid+biosynthesis+in+tobacco+hornworms%2C+Manduca+sexta%5BTitle%5D)+AND+%22Arch.+Insect+Biochem.+Physiol%22%5BJournal%5D)">The bacterium Xenorhabdus nematophilus depresses nodulation reactions to infection by inhibiting eicosanoid biosynthesis in tobacco hornworms, Manduca sexta.</a> Arch. Insect Biochem. Physiol. 52, 71-80 (2003).</li>
<li>Cowles, K. N., Cowles, C. E., Richards, G. R., Martens, E. C., Goodrich-Blair, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+global+regulator+Lrp+contributes+to+mutualism%2C+pathogenesis+and+phenotypic+variation+in+the+bacterium+Xenorhabdus+nematophila%5BTitle%5D)+AND+%22Cell.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">The global regulator Lrp contributes to mutualism, pathogenesis and phenotypic variation in the bacterium Xenorhabdus nematophila.</a> Cell. Microbiol. 9, 1311-1323 (2007).</li>
<li>Cowles, K. N., Goodrich-Blair, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expression+and+activity+of+a+Xenorhabdus+nematophila+haemolysin+required+for+full+virulence+towards+Manduca+sexta+insects%5BTitle%5D)+AND+%22Cell.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Expression and activity of a Xenorhabdus nematophila haemolysin required for full virulence towards Manduca sexta insects.</a> Cell. Microbiol. 7, 209-219 (2005).</li>
<li>Goodrich-Blair, H., Clarke, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mutualism+and+pathogenesis+in+Xenorhabdus+and+Photorhabdus%3A+two+roads+to+the+same+destination%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Mutualism and pathogenesis in Xenorhabdus and Photorhabdus: two roads to the same destination.</a> Mol. Microbiol. 64, 260-268 (2007).</li>
<li>Eleftherianos, I., Baldwin, H., ffrench-Constant, R. H., Reynolds, S. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Developmental+modulation+of+immunity%3A+changes+within+the+feeding+period+of+the+fifth+larval+stage+in+the+defence+reactions+of+Manduca+sexta+to+infection+by+Photorhabdus%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Insect+Physiol%22%5BJournal%5D)">Developmental modulation of immunity: changes within the feeding period of the fifth larval stage in the defence reactions of Manduca sexta to infection by Photorhabdus.</a> J. Insect Physiol. 54, 309-318 (2008).</li>
<li>Kavanagh, K., Reeves, E. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exploiting+the+potential+of+insects+for+in+vivo+pathogenicity+testing+of+microbial+pathogens%5BTitle%5D)+AND+%22FEMS+Microbiol.+Rev%22%5BJournal%5D)">Exploiting the potential of insects for in vivo pathogenicity testing of microbial pathogens.</a> FEMS Microbiol. Rev. 28, 101-112 (2004).</li>
</ol>

Keine Interessenskonflikte erklärt.

Die direkte Injektion von M. sexta Larven mit entomopathogene Bakterien, wie hier beschrieben, dient als einfaches und wirksames Mittel, um bakteriellen Virulenz analysieren. Das Verfahren ist auch sehr anpassungsfähig an unterschiedliche Versuchspersonen und / oder Bedingungen anzupassen. Bakterien können auf verschiedene Weise vor der Injektion hergestellt werden. Im Fall von X. nematophila sind Wildtyp-Zellen in nährstoffreichen Luria-Bertani (LB)-Medium bis zur mittleren logarithmischen Phase gezüc...

<table border="1"><tbody><tr><td> Reagens </td><td> Firma </td><td> Katalog-Nummer </td><td> Kommentare </td></tr><tr><td> 90 mm Filterpapier </td><td> Whatman </td><td> 1001 090 </td><td></td></tr><tr><td> Glass Filterhalter </td><td> Millipore </td><td> XX1004700 </td><td></td></tr><tr><td> Motteneier </td><td> Carolina Biological Supply </td><td> 143880 </td><td></td></tr><tr><td> Gypsy Moth Diet + Agar </td><td> MP Biomedicals </td><td> 0296029301 </td><td></td></tr><tr><td> 5,5 Unzen Kunststoff-Behälter und Deckel </td><td> Solo Cup Company </td><td> URC55-0090 PL4-0090 </td><td></td></tr><tr><td> 1 Unze Kunststoff-Behälter und Deckel </td><td> DART Container Corporation </td><td> 100PC 100PCL25 </td><td></td></tr><tr><td> 1x PBS </td><td></td&gt; <td></td><td> 137 mm NaCl, 2,7 mM KCl, 8 mM Na 2 HPO 4, 1,46 mM KH 2 PO 4, pH 7,4 </td></tr><tr><td> Spritze </td><td> Hamilton </td><td> 80208 </td><td> 30 Gauge, 0,375 &quot;Länge, zeigen style 2 </td></tr></tbody></table>

aufzucht und injektion von<em&gt; manduca sexta</em&gt; larven zu bakteriellen virulenz beurteilen

Rearing and Injection of Manduca sexta Larvae to Assess Bacterial Virulence

Manduca sexta, die gemeinhin als Tabakschwärmer bekannt ist, wird als wichtiger landwirtschaftlicher Schädling, Fütterung auf Solanaceen einschließlich Tabak und Tomaten. Die Anfälligkeit von M. sexta-Larven zu einer Vielzahl von entomopathogenen Bakterienarten 1-5, sowie die Fülle von Informationen über das Insekt, das Immunsystem 6-8, und die anstehende Genomsequenz 9 machen es zu einem guten Modell für den Einsatz in Studium Host-Mikroben-Interaktionen während der Pathogenese. Außerdem M. sexta-Larven sind relativ groß und leicht zu manipulieren und im Labor im Vergleich zu anderen anfälligen Insektenarten halten. Ihre Größe erleichtert auch effizient Gewebe / Hämolymphe Extraktion zur Analyse des Wirts auf eine Infektion. Die hier vorgestellte Methode beschreibt die direkte Injektion von Bakterien in die Hämocoel (Blut Hohlraum) M. sexta Larven. Dieser Ansatzkann verwendet werden, um zu analysieren und vergleichen die Virulenz Eigenschaften verschiedener Bakterienarten, Stämme oder Mutanten durch einfaches Überwachen der Zeit, um Insekten Tod nach der Injektion werden. Dieses Verfahren wurde entwickelt, um die Pathogenität von Xenorhabdus und Photorhabdus Spezies, denen in der Regel mit Nematoden-Vektoren als Mittel zum Eintrag in das Insekt gewinnen studieren. Entomopathogene Nematoden Regel infizieren Larven über natürliche Verdauungs-oder Atemöffnungen, und lassen ihre symbiotische Bakterien Inhalte in das Insekt Hämolymphe (Blut) kurz danach 10. Die Injektion hier beschriebene Verfahren umgeht den Bedarf an einem Nematoden-Vektor, wodurch Entkopplung der Wirkungen der Bakterien und Nematoden auf das Insekt. Dieses Verfahren ermöglicht eine genaue Zählung von infektiösem Material (Zellen oder Protein) innerhalb des Inokulums, was nicht möglich ist mit anderen bestehenden Methoden zur Analyse entomopathogenesis einschließlich Nicking 11 und 12 orale Toxizität Assays <em&gt;. Auch adressieren orale Toxizität Assays die Virulenz von sekretiertem Toxine in das Verdauungssystem der Larven eingeführt, während die direkte Injektion Verfahren behandelt die Virulenz von Ganzzell-Inokula. Die Nützlichkeit der Direkteinspritzung Verfahren wie hier beschrieben ist, um bakterielle Pathogenese durch Überwachen Insektenmortalität analysieren. Jedoch kann dieses Verfahren leicht für die Verwendung bei der Untersuchung der Auswirkungen der Infektion auf der M. erweiterbar sexta Immunsystems. Das Insekt reagiert auf eine Infektion über beide humorale und zelluläre Reaktionen. Die humorale Antwort enthält Erkennung von bakterieller-assoziiertes Muster und die anschließende Herstellung von verschiedenen antimikrobiellen Peptiden 7; die Expression von Genen, die diese Peptide können überwacht anschließende direkte Infektion durch RNA-Extraktion und quantitative PCR 13 werden. Die zelluläre Reaktion auf eine Infektion beinhaltet Nodulation, Kapselung und Phagozytose von Erregern durch Hämocyten 6 </sup&gt;. Um diese Reaktionen zu analysieren, können injiziert Insekten seziert und visualisiert werden durch Mikroskopie 13, 14.

Ein repräsentatives Beispiel eines Insektenmortalität Assay ist in Abbildung 3 dargestellt. In diesem Experiment wurden die Insekten mit etwa 50 Kolonie-bildenden Einheiten (CFU) von entweder Wildtyp (ATCC19061) oder eines abgeschwächten Mutantenstamm (lrp 13) von Xenorhabdus nematophila gezüchtet bis zur mittleren logarithmischen Phase (n = 6 Tieren pro Stamm) injiziert. Insekten wurden für ungefähr 72 h beobachtet und die Prozent der injizierten Insekten noch am Leben zu j...

Die hier beschriebene Methode nutzt Direkteinspritzung entomopathogener Bakterien in die Hämocoel der<em&gt; Manduca sexta</em&gt; Insektenlarven.<em&gt; M. sexta</em&gt; Ist ein im Handel erhältlich und gut untersuchten Insekten. Somit stellt diese Methode einen einfachen Ansatz zur Analyse Host-bakterielle Wechselwirkungen aus der Perspektive eines oder beider Partner.

Aufzucht und Injektion von<em&gt; Manduca sexta</em&gt; Larven zu bakteriellen Virulenz beurteilen

Manduca sexta, allgemein bekannt als Tabakschwärmer, gilt als bedeutender landwirtschaftlicher Schädling, der sich von Nachtschattengewächsen ernährt, darunter Tabak und ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, die bakterielle Pathogenität gegenüber Insektenlarven unter Verwendung von Manduka seca als Modellorganismus zu bewerten. Dies wird erreicht, indem zunächst die Insektenlarven aus sterilisierten Eiern bis zur vierten Entwicklungsstufe (Instar) aufgezogen werden. Im zweiten Schritt werden die bakteriellen Proben für die Injektion vorbereitet.Anschließend werden die Bakterien in die Larven des vierten Instars von Manduka seca injiziert. Im letzten Schritt wird der Tod der Insekten im Zeitverlauf nach der Injektion überwacht. Letztendlich wird die Zeit bis zum Tod der Insekten erfasst und zur Beurteilung der bakteriellen Virulenz herangezogen.Diese Methode kann dazu beitragen, zentrale Aspekte im Bereich der Symbiose zu klären, einschließlich der Entdeckung neuartiger Insektenpathogene und der Bestimmung von Unterschieden in der Virulenz zwischen bakteriellen Arten oder Stämmen. Beginnen Sie damit, zunächst 15 Gramm Auger in 900 bis 1000 Milliliter Wasser im Autoklaven zu sterilisieren. Unmittelbar nach der Autoklavierung.Mischen Sie die Maden mit 166 Gramm Weizenkeimdiät. Geben Sie die gemischte Insektennahrung in einem Labor-Mi

rearing-injection-manduca-sexta-larvae-to-assess-bacterial

Research

Forschung

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologie und Infektion

Transparente Zebrafischembryonen haben nützliches Modell Gastgeber zu visualisieren und funktionell Studie Wechselwirkungen zwischen Zellen des angeborenen Immunsystems und intrazelluläre bakterielle Erreger wie...

Die Infektion von Zebrafisch-Embryos mit Intrazelluläre bakterielle Krankheitserreger

Mündliche und intra haemocolic Infektion der Larven der größeren...

Das Insekt<em&gt; Galleria mellonella</em&gt; Als leistungsfähiges Infektion Modell zur bakterielle Pathogenität Untersuchen

Quelle: Bernut, A., et al., Entschlüsselung und Bildgebung der Pathogenese und Cording von Mycobacterium abscessus in Zebrafisch-Embryonen. J. Vis. Exp. (2015).Dieses Video demonstriert ein Protokoll zur Isolierung und Quantifizierung des Mycobacterium abszescessus aus einem infizierten Zebrafischembryo. Das Verfahren umfasst Embryonen-Euthanasie, Gewebelyse und Homogenisierung zur Freisetzung der Bakterien, gefolgt von Zentrifugation und Resuspension in einem Tensidpuffer. Abschließend wird...

Isolierung und Kultivierung von Bakterien aus Zebrafisch-Embryonen zur Einschätzung der Infektionslast

Dieses Video zeigt eine Methode zur Etablierung eines Mycobacterium bovis-Infektionsmodells in den Larven der Großen Wachsmotte, Galleria mellonella. Ein biolumineszierender Stamm von Mycobacterium bovis BCG wird in die Hämolymphe der Larve injiziert, um eine Infektion zu etablieren, und die Biolumineszenz wird in vordefinierten Intervallen gemessen, um den Fortschritt der Infektion zu untersuchen.

Eine Technik zur Etablierung eines bakteriellen Infektionsmodells in Insektenlarven

Dieses Video zeigt die in vivo Messung der bakteriellen Belastung mit Bacillus Calmette-Guérin, BCG, lux-infizierten Insektenlarven. Der Prozess umfasst die Homogenisierung der Larven, die Behandlung mit einem Luciferase-Substrat und die Biolumineszenzmessung, um die relativen Lichteinheiten zu bestimmen, die mit der bakteriellen Belastung korrelieren.

Messung der in vivo Belastung durch Bakterien, die Luziferase exprimieren, in einer Insektenlarve

Hier bieten wir ein detailliertes Protokoll für eine orale Verabreichung Modell mit Galleria Mellonella Larven und wie prägen angeborene Immunantwort induziert. Unter Verwendung dieses Protokolls, werden Forscher ohne praktische Erfahrung der G. Mellonella Zwangsfütterung Methode verwenden können.

Ein Galleria Mellonella mündliche Administrationsmodell zu Study Commensal-Induced angeborene Immunantwort

Hier stellen wir ein Protokoll zur Injektion von Cricket-Eiern vor, eine Technik, die als grundlegende Methode in vielen Experimenten im Cricket dient, einschließlich, aber nicht beschränkt auf, RNA-Interferenz und genomische Manipulation.

Injektion von Gryllus bimaculatus Eiern

Dieser Artikel stellt ein Protokoll vor, um die Wirkung einzelner Mückendarmbakterien zu untersuchen, einschließlich Isolierung und Identifizierung von Mücken-Mittelgut-anbaufähigen Mikroben, Antibiotika-Erschöpfung von Mückendarmbakterien und Wiedereinführung einer bestimmten Bakterienart.

Ein bakterieller oraler Fütterungstest mit antibiotikabehandelten Moskitos

Dieses Protokoll beschreibt Mikroinjektionsverfahren für Culex quinquefasciatus-Embryonen, die für die Arbeit mit CRISPR/Cas9-Genbearbeitungswerkzeugen optimiert sind. Diese Technik kann effizient ortsspezifische, vererbbare Keimbahnmutationen erzeugen, die für den Aufbau genetischer Technologien in diesem wenig untersuchten Krankheitsvektor verwendet werden können.

Embryo-Mikroinjektionstechniken für eine effiziente ortsspezifische Mutagenese bei Culex quinquefasciatus

Drosophila melanogaster erwachsene Fliegen wurden ausgiebig als Modellorganismen verwendet, um die molekularen Mechanismen zu untersuchen, die antimikrobiellen angeborenen Immunantworten des Wirts und mikrobiellen Infektionsstrategien zugrunde liegen. Um das Larvenstadium von D. melanogaster als zusätzliches oder alternatives Modellsystem zu fördern, wird eine Larveninjektionstechnik beschrieben.

Drosophila melanogaster Larven-Injektionsprotokoll

Erfahren Sie die Aufzucht und Injektion von Manduca sexta Larven zur Bewertung bakterieller Virulenz. Diese Methode ermöglicht präzise Studien zu Wirt-Pathogen-Interaktionen in vivo.

Aufzucht und Injektion von

Weitere Videos entdecken